この研究は、欧州研究会議ERCスターティンググラントアーティスト(#757593 S.V.W.)によって資金提供されました。DDIは、ポスドクフェローシップを提供してくれたアレクサンダー・フォン・フンボルト財団に感謝します。

1. 実験の準備
<ol><li>ビオチン化ジシリド(b-disiLID)およびmOrange-Nano(材料表を参照)を、以前に報告された手順7,8に従って発現および精製します。</li>
	<li>選択した脂質組成と濃度のガラスバイアルに脂質混合物を調製します。まず、脂質をクロロホルムに溶解して、1 mg/mL 濃度の最終脂質溶液を得ます。<ol><li>脂質を混合して、94.9 mol% 2-ジオレオイル-sn-グリセロ-3-ホスホコリン(DOPC)、5 mol% 1,2-ジオレオイル-sn-グリセロ-3-ホスホエタノールアミンN-(キャップビオチニル)ナトリウム塩(DOPE-ビオチン)、0.1 mol% 1,1'-ジオクタデシル-3,3,3',3'-テトラメチルインドジカルボシアニン(DiD)の組成を得ます( 材料の表を参照)。 注:脂質混合物は、さまざまな比率、DOPE-ビオチン濃度、および/または異なる膜染料で調整できます。推奨されるDOPE-ビオチン濃度(5 mol%)により、次のステップで高密度ストレプトアビジン(SAv)層を形成できます。</li>
	</ol></li>
	<li>以前に報告された方法7,8,12に従って、小さな単層小胞(SUV)を調製します。このステップでは、直径≤100nmのSUVを準備することをお勧めします。</li>
	<li>この研究では、超音波処理法が採用されています。まず、ガラスバイアル内のクロロホルム溶液を窒素流で蒸発させながらバイアルを回転させ、薄い脂質膜を形成します。次に、真空下で少なくとも1時間残留クロロホルムを除去します。<ol><li>乾燥フィルムを超純水で最終濃度1 mg/mLの脂質にボルテックスして再水和します。最後に、不透明な溶液が透明になるまで、得られた溶液を10分間超音波処理します。 注:脂質混合物は、冷蔵庫の微量遠心チューブに最大2週間保管してください。最終的なSUVのサイズが100nm≤限り、さまざまなSUV調製方法(押出法など)も使用できます。</li>
	</ol></li>
</ol>2. mOrange-Nanoによる機能化SLBの分散へのリクルートメント
<ol><li>μスライド式18ウェルガラスボトムチャンバー( 材料表を参照)の各ウェルに2 M NaOHを150 μL加え、室温で1時間インキュベートします。続いて、NaOHを除去し、ウェルを最初に150μLの超純水で3〜5回洗浄し、次に10 mM CaCl2を含む150 μLのバッファー(10 mM Tris pH 7.4、100 mM NaCl)で3回洗浄します。</li>
	<li>調製したばかりの 15 μL の SUV (水にストック濃度 1 mg/mL) を 150 μL のバッファーと 10 mM CaCl2 のウェルに加えると、バッファー中の SUV が約 10 倍に希釈されます。SUVを室温で30分間インキュベートします。インキュベーション時間後、ビオチン化SLBが形成されます。</li>
	<li>最初に溶液を除去し、その後各ステップで新しいバッファーを添加することにより、CaCl2 を含まないバッファー(10 mM Tris pH 7.4、100 mM NaCl)でSLBを少なくとも7回洗浄します。各洗浄ステップに80μLのバッファーを使用することをお勧めします。 注:SLBの最適な洗浄は、表面に触れずに新鮮な溶液を数回上下にピペッティングすることで得られます。新たに形成されたSLBを含むウェル内の溶液のピペッティングは、形成されたSLBを損傷する小さな気泡の形成を減らすために穏やかに行う必要があります。この瞬間から、SLBが乾燥するのを防ぐために、ウェルには十分な量のバッファーが含まれている必要があります。</li>
	<li>ビオチン化SLBをSAvでさらに官能基化するためには、SAv溶液を最終濃度250 nMまで添加し、室温で30分間インキュベートします。その後、バッファー(10 mM Tris pH 7.4、100 mM NaCl)で少なくとも5回洗浄することにより、余分なSAvを除去します。</li>
	<li>この瞬間から、光スイッチングタンパク質の望ましくない光活性化を避けるために、サンプルを保護赤色光の下に保管してください。b-disiILD( 材料表参照)をウェル中の最終濃度1 μMまで添加します。室温で30分間インキュベートした後、バッファーで少なくとも5回洗浄して余分なタンパク質を除去します。</li>
	<li>mOrange-Nano( 材料表参照)を最終濃度200 nMまで添加し、サンプルをアルミホイルで覆って暗所に保ちます。</li>
	<li>μスライドを蛍光顕微鏡の下に置き、イメージング設定を調整します。mOrange-Nanoの励起用に552nmレーザーをセットします。mOrange信号を最適化するために放出範囲を調整します。disiLIDの光活性化は、2.58秒間隔の光パルスを使用して、488nmレーザーで達成されます。</li>
</ol>3. GUVの準備
<ol><li>ポリビニルアルコール(PVA、 材料表を参照)の5%(w/v)溶液(MW:145,000 g/mol)と100 mMのスクロースを超純水に調製し、80°C、400 rpmで一晩混合します。</li>
	<li>クロロホルムで目的の組成(最終濃度10 mg/mL)の脂質溶液を調製します。この分析法では、10 mg/mL POPC、10 mol% 1-パルミトイル-2-オレオイル-sn-グリセロ-3-ホスホ-(1'-rac-グリセロール)(POPG)、2 mol% DOPE-ビオチン、1 mol% DiDからなる組成物を推奨します( 材料の表を参照)。</li>
	<li>ハイドレーションテクニック7,8でGUVを準備します。まず、調製したPVA溶液40μLを均質な薄層として、60 mm x 24 mmのスライドガラスの上に、できればピペットチップで広げます。次に、薄層を50°Cで30分間乾燥させます。</li>
	<li>脂質溶液5μLを針でPVA層に広げ、30°Cで1時間乾燥させます。</li>
	<li>スペーサー(~40 mm ×24 mm × 2 mm、 材料表を参照)と 2 枚目のスライドガラスを使用して、機能化されたスライドガラス上にチャンバーを組み立てます。</li>
	<li>1 mLの再水和バッファー(10 mM Tris pH 7.4、100 mM NaCl)をチャンバーに室温で1時間加え、GUVを形成。1時間後、チャンバーを反転させ、ピペットチップでガラス面を軽くたたきます。</li>
	<li>片側のスライドガラスを慎重に取り外して、構築されたチャンバーを開き、ピペットでGUVを回収します。</li>
	<li>溶液をプラスチックチューブに入れ、GUVを2時間沈殿させます。</li>
</ol>4. mOrange-Nanoの官能基化GUVへのリクルートメント
<ol><li>収穫したばかりのGUVにSAvの溶液を加え、室温で30分間放置します。 注意: 次の手順は、disiLIDの光活性化を避けるために、保護赤色光で実行する必要があります。</li>
	<li>GUVs溶液に1 μMのb-disiLIDを加え、サンプルを暗所に30分間置き、アルミホイルで覆います。</li>
	<li>スライドμ式18ウェルガラスボトムチャンバーを150 μL BSA溶液(3% w/v水溶液)で10分間前処理します。次に、BSA溶液を取り出し、ウェルを150μLの超純水で3回洗浄します。</li>
	<li>145 μL の 200 nM mOrange-Nano バッファー (10 mM Tris pH 7.4、100 mM NaCl) をウェルに加えます。</li>
	<li>次に、b-disiLIDで装飾したGUVを5 μL溶液に加え、GUVが沈殿するまで~15分待ちます。</li>
	<li>μスライドを共焦点顕微鏡の下に置きます。サンプルを552 nmで励起してmOrange(λex = 557 nm; λem = 576 nm)蛍光を可視化し、638 nmでサンプルを励起してGUV膜のDiD(λex = 644 nm; λem = 665 nm)を可視化します。mOrange-Nanoの動員は、望ましくない光退色の影響を最小限に抑えるために、5.3秒ごとに青色光パルス(488 nm、強度1%)でトリガーされます。 注:励起波長は、使用する顕微鏡の種類に基づいて調整できます。顕微鏡で使用できる他の一般的な励起波長も、532 nmまたは561 nm、および633 nm、647 nm、639 nm、または640 nmのレーザーです。</li>
</ol>

脂質膜上の光制御可逆的タンパク質パターニング

<ol>
	<li>Kretschmer, S., Schwille, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pattern+formation+on+membranes+and+its+role+in+bacterial+cell+division.">Pattern formation on membranes and its role in bacterial cell division.</a> Curr Opin Cell Biol. 38, 52-59 (2016).</li><li>Yang, H. W., Collins, S. R., Meyer, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Locally+excitable+Cdc42+signals+steer+cells+during+chemotaxis.">Locally excitable Cdc42 signals steer cells during chemotaxis.</a> Nat Cell Biol. 18 (2), 191-201 (2016).</li><li>Caldwell, R. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optochemical+control+of+protein+localization+and+activity+within+cell-like+compartments.">Optochemical control of protein localization and activity within cell-like compartments.</a> Biochem. 57 (18), 2590-2596 (2018).</li><li>Kennedy, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+blue-light-mediated+induction+of+protein+interactions+in+living+cells.">Rapid blue-light-mediated induction of protein interactions in living cells.</a> Nat Methods. 7 (12), 973-975 (2010).</li><li>Guntas, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Engineering+an+improved+light-induced+dimer+(iLID)+for+controlling+the+localization+and+activity+of+signaling+proteins.">Engineering an improved light-induced dimer (iLID) for controlling the localization and activity of signaling proteins.</a> Proc Natl Acad Sci. 112 (1), 112-117 (2015).</li><li>Levskaya, A., Weiner, O. D., Lim, W. A., Voigt, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spatiotemporal+control+of+cell+signalling+using+a+light-switchable+protein+interaction.">Spatiotemporal control of cell signalling using a light-switchable protein interaction.</a> Nature. 461 (7266), 997-1001 (2009).</li><li>Bartelt, S. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamic+blue+light-switchable+protein+patterns+on+giant+unilamellar+vesicles.">Dynamic blue light-switchable protein patterns on giant unilamellar vesicles.</a> Chem Commun. 54 (8), 948-951 (2018).</li><li>Di Iorio, D., Bergmann, J., Higashi, S. L., Hoffmann, A., Wegner, S. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+disordered+tether+to+iLID+improves+photoswitchable+protein+patterning+on+model+membranes.">A disordered tether to iLID improves photoswitchable protein patterning on model membranes.</a> Chem. Commun. 59 (29), 4380-4383 (2023).</li><li>Hartzell, E. J., Terr, J., Chen, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Engineering+a+blue+light+inducible+Spytag+system+(BLISS).">Engineering a blue light inducible Spytag system (BLISS).</a> J Am Chem Soc. 143 (23), 8572-8577 (2021).</li><li>Xu, D., Bartelt, S. M., Rasoulinejad, S., Chen, F., Wegner, S. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Green+light+lithography:+a+general+strategy+to+create+active+protein+and+cell+micropatterns.">Green light lithography: a general strategy to create active protein and cell micropatterns.</a> Mater Horiz. 6 (6), 1222-1229 (2019).</li><li>Jia, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Light-induced+printing+of+protein+structures+on+membranes+in+vitro.">Light-induced printing of protein structures on membranes in vitro.</a> Nano Lett. 18 (11), 7133-7140 (2018).</li><li>Di Iorio, D., Verheijden, M. L., vander Vries, E., Jonkheijm, P., Huskens, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Weak+Multivalent+Binding+of+influenza+hemagglutinin+nanoparticles+at+a+sialoglycan-functionalized+supported+lipid+bilayer.">Weak Multivalent Binding of influenza hemagglutinin nanoparticles at a sialoglycan-functionalized supported lipid bilayer.</a> ACS Nano. 13 (3), 3413-3423 (2019).</li><li>Kasahara, M., Torii, M., Fujita, A., Tainaka, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=FMN+binding+and+photochemical+properties+of+plant+putative+photoreceptors+containing+two+LOV+domains,+LOV/LOV+proteins.">FMN binding and photochemical properties of plant putative photoreceptors containing two LOV domains, LOV/LOV proteins.</a> J Biol Chem. 285 (45), 34765-34772 (2010).</li></ol>

著者は何も開示していません。

我々は、光スイッチング可能なタンパク質disiLID8を用いて、支持脂質二重膜や巨大単層小胞などのモデル膜上のmOrange-Nanoタンパク質を局所的に動員する方法について説明しました。パターンの品質に寄与する側面には、タンパク質の品質だけでなく、SLBとGUVの良好な品質も含まれます。
発現および精製後に良好なタンパク質品質を確保するためには、まずdisiLIDの光スイッチング特性を評価することが重要です。この目的のために、FMN補因子の吸収は、暗闇および青色光照射後に測定する必要があります。disiLIDのUV-Visスペクトルは、暗所では補因子FMNの特徴的なトリプルピークを示すことが期待され、これは青色光の照射時に有意に減少し、暗所で回復する13。この光切り替え可能な挙動は、次のステップで再現性と可逆性のリクルートを得るために重要です。保護赤色光を使用し、サンプル調製中にdisiLIDを最小限の外部照明にさらすことで、実験の性能が向上します。
膜の欠陥および/または不均一なSLBの形成(すなわち、多層またはパッチSLBの存在)は、タンパク質パターニングの品質に影響を与える。したがって、経験の浅いユーザーは、蛍光標識SLBを形成するために、SUVをDiDやDiOなどの一部の膜染料で標識することにより、プロトコルを再現することをお勧めします。このように、SLBの特性と品質は、蛍光顕微鏡法で十分に特徴付けることができます。FRAP測定は、メンブレンの流動性を評価することにより、SLBの品質を評価するための一般的なアプローチです。あるいは、このプロトコルに記載されているようなビオチン化SLBの場合、蛍光標識されたSAv(例: Atto 488-SAv)を使用して、SLBの品質を視覚化および評価することができます。
プロトコルの最初の部分では、SLBのパターンの形成について説明します。最適な結果を得るためには、SLBにmOrange-Nanoを添加し、サンプルを暗所で15分間インキュベートすることが重要です。光活性化中、ROIの選択は特定のサイズに制限されません。しかし、蛍光タンパク質の望ましくない光退色を低減するためには、レーザー強度と露光時間を調整する必要があります。
この方法はビオチン化タンパク質に限定されず、他のアプローチを使用してdisiLIDをSLBに固定することができます。例えば、Hisタグ付きdisiLIDを発現させ、Ni-NTA含有SLBにアンカーすることができます。しかし、SLB上のタンパク質の置換を避けるためには、NanoとdisiLIDを異なるタグで発現させることが重要です。この方法では、タンパク質の順序を逆転させることも可能になり、NanoでSLBを官能基化し、青色光照射時にdisiLID(またはdisiLID融合タンパク質)をリクルートします。
タンパク質の局在を動的に制御するためには、選択した領域へのタンパク質の可逆的な局在を繰り返し可能にする必要があります。これを達成するために、溶液中のナノ(200 nM)の濃度は、高い可逆性を得るための重要なパラメータです。
もう一つの懸念事項は、disiLIDで機能化されたGUV表面へのNanoの動員です。SLB上のタンパク質パターニングの場合と同様に、この方法はさまざまな膜機能化戦略に拡張できます。このプロトコルでは、GUV全体を青色光で照らし、GUV表面全体にmOrange-Nanoをリクルートしました。しかし、GUVメンブレンに局在する小さなROIを選択することで、より制限された領域にタンパク質を正確に局在化させることができるはずです。
この方法は、SUVまたはGUVのメンブレンでのNanoリクルートメントのイメージングに使用される蛍光色素の選択に関連する制限のみを示します。特に、青色光領域の励起スペクトルを持つ蛍光色素は、その使用がiLIDの光活性化を妨げるため、避ける必要があります。したがって、このタイプの実験には、緑色または赤色光の範囲の蛍光色素(mOrangeやCy5など)を選択することをお勧めします。
disiLID設計は、膜への局所的なタンパク質動員を改善するためのシンプルで適応性の高い方法を提供し、オプトジェネティクス4からiLIDおよびNanoのダイナミックレンジを広げます。これらの方法は、脂質二重膜やGUVなどの模倣膜へのナノの動員に焦点を当てています。それにもかかわらず、このアプローチは、(dis)iLIDまたはNanoが膜に結合している細胞内の多数の光遺伝学的ツールに拡張可能です。

細胞内領域内の細胞膜上にタンパク質パターンが形成されると、移動、分裂、局所的な細胞間コミュニケーションなど、数多くの生物学的プロセスが引き起こされます1,2。これらのタンパク質パターンは、空間と時間で制御されており、非常に動的です。このようなタンパク質パターンを合成細胞で複製することは、それらから生じる細胞プロセスを模倣し、そのような調節が分子レベルでどのように機能するかをよりよく理解するために不可欠です。生細胞の膜で観察されるのと同様に、人工膜上にタンパク質パターンを生成する方法は、そのダイナミクスを捉え、正確な時空間制御を提供する必要があります。
さまざまな刺激の中で、光は最高の時空間制御といくつかの追加の利点を提供することで際立っています3。光による調整により、いつでも必要な領域を比類のない精度で照らすのは簡単です。さらに、光の強度とパルス幅の両方を調整できるため、光は高い調整性を提供します。また、可視光はタンパク質などの生体分子に対して無害であり、波長の異なる複数の機能にも対応することが可能です。したがって、可視光に基づく光応答型アプローチは、空間と時間におけるタンパク質パターンの制御された双直交的な調節のための有望な手段として浮上しています4,5,6。光誘導性二量体として作用する光遺伝学の光切り替え可能なタンパク質ペアを利用することで、特定のタンパク質を膜にリクルートする簡単な方法が得られます。特に、iLID(Avena sativa由来の光スイッチング可能なLOV2ドメインに基づく改良型光誘導性ダイマー)とNano(野生型SspB)7,8、青色光誘導性SpyTagシステム(BLISS)9、緑色光応答性タンパク質四量体CarH10、およびPhyBとPIF6との間の赤色光誘導性相互作用との間の青色光トリガー相互作用を用いて、人工膜上にタンパク質パターンを形成することに成功しています11。
iLIDとNano5 との間の光切り替え可能な相互作用は、青色光7を用いてモデル膜上のタンパク質をフォトパレートするために利用できることが実証されている。iLID/Nano相互作用は、暗闇でも可逆的で、非常に特異的で、生理学的条件下で機能します。巨大単層小胞(GUV)や担持脂質二重膜(SLB)などの脂質膜モデルにiLIDを固定すると、これらの膜へのNanoの光制御動員が可能になり、暗闇でも可逆的になります。特に、モデル脂質膜へのテザーとしてiLIDのN末端に無秩序なドメインを導入する(disiLIDと名付けられたタンパク質をもたらす)と、Nanoの動員効率と復帰ダイナミクスが向上することが観察された8。
disiLID/Nano相互作用を用いることで、SLBやGUVの外膜上にNano-fused Protein of Interest(POI)の高コントラストパターンを生成する方法を開発しました。この方法により、優れた空間的および時間的分解能と高い可逆性を数分以内に実現するタンパク質パターンを作成できます。詳細なプロトコルは、人工膜にタンパク質を局所的にリクルートするプロセスの概要を示しています。具体的には、ビオチン-ストレプトアビジン(SAv)相互作用を通じて、SLBおよびGUV上にビオチン化バージョンのdisiLIDを固定化することによって達成されます。続いて、蛍光標識されたナノ(mOrange-Nano)を、青色光照射下でこれらのdisiLID官能化膜に動員します。私たちの実験プロトコルは、メンブレンへの局所的なタンパク質動員を達成するための簡単で適応性の高いアプローチを提供します。重要なことに、この方法論は、報告されているSLBおよびGUVインターフェースまたはmOrange-Nanoに限定されません。他のdisiLID官能化材料やNanoに融合したタンパク質に拡張することができます。

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>&#181;-Slide 18 Well</td>
			<td>Ibidi</td>
			<td>81817</td>
			<td>For SLB preparation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>25 &#181;L Microliter Syringe&#160;</td>
			<td>Hamilton</td>
			<td>Model 702 N</td>
			<td>For the preparation of lipid mixture and spreading the lipid solution on the PVA layer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Biotinyl Cap PE (1,2-dioleoyl-sn-glycero-3-phosphoethanolamine-N-(cap biotinyl)) (sodium salt)</td>
			<td>Avanti Polar Lipids</td>
			<td>870273C</td>
			<td>For SUVs preparation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CaCl2 (Calcium chloride)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>C5670</td>
			<td>For SLB formation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cover Slips 24 mm x 60 mm</td>
			<td>Engelbrecht</td>
			<td>K12460</td>
			<td>For GUVs formation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DiD (1,1&#39;-Dioctadecyl-3,3,3&#39;,3&#39;- 
			Tetramethylindodicarbocyanine)</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific&#160;</td>
			<td>D7757</td>
			<td>Membrane dye</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>disiLID</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Sequence: MGGSGLNDIFEAQKIEWHEGGSH 
			HHHHHGSMAATELRGVVGPGPAA 
			IAALGGGGAGPPVGGGGGRGDA 
			GPGSGAASGTVVAAAAGGPGPG 
			AGGVAAAGPPAPPTGGSGGSGA 
			GGSGSAGEFLATTLERIEKNFVIT 
			DPRLPDNPIIFASDSFLQLTEYSR 
			EEILGRNCRFLQGPETDRATVRK 
			IRDAIDNQTEVTVQLINYTKSGKK 
			FWNVFHLQPMRDYKGDVQYFIG 
			VQLDGTERLHGAAEREAVMLIKK 
			TAFQIAEAANDENYF</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DOPC (1,2-di-(9Z-octadecenoyl)-sn-glycero-3-phosphocholine)</td>
			<td>Avanti Polar Lipids</td>
			<td>850375P</td>
			<td>For SUVs lipid composition</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eppendorf Protein LoBind 
			microcentrifuge tubes</td>
			<td>Merk</td>
			<td>EP0030108116-100EA</td>
			<td>For collecting freshly made GUVs</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>mOrange-Nano</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Sequence: MRGSHHHHHHGSKIEEGKLVI 
			WINGDKGYNGLAEVGKKFEKDT 
			GIKVTVEHPDKLEEKFPQVAATG 
			DGPDIIFWAHDRFGGYAQSGLLA 
			EITPDKAFQDKLYPFTWDAVRYN 
			GKLIAYPIAVEALSLIYNKDLLPNP 
			PKTWEEIPALDKELKAKGKSALM 
			FNLQEPYFTWPLIAADGGYAFKY 
			ENGKYDIKDVGVDNAGAKAGLTF 
			LVDLIKNKHMNADTDYSIAEAAFN 
			KGETAMTINGPWAWSNIDTSKVN 
			YGVTVLPTFKGQPSKPFVGVLSA 
			GINAASPNKELAKEFLENYLLTDE 
			GLEAVNKDKPLGAVALKSYEEELA 
			KDPRIAATMENAQKGEIMPNIPQM 
			SAFWYAVRTAVINAASGRQTVDEA 
			LKDAQTNSSSNNNNNNNNNNLGI 
			EGTTENLYFQGSVSKGEENNMAI 
			IKEFMRFKVRMEGSVNGHEFEIE 
			GEGEGRPYEGFQTAKLKVTKGG 
			PLPFAWDILSPQFTYGSKAYVKH 
			PADIPDYFKLSFPEGFKWERVMN 
			FEDGGVVTVTQDSSLQDGEFIYK 
			VKLRGTNFPSDGPVMQKKTMG 
			WEASSERMYPEDGALKGEIKMR 
			LKLKDGGHYTSEVKTTYKAKKPV 
			QLPGAYIVGIKLDITSHNEDYTIVE 
			QYERAEGRHSTGGMDELYKGG 
			SGTSSPKRPKLLREYYDWLVDN 
			SFTPYLVVDATYLGVNVPVEYVK 
			DGQIVLNLSASATGNLQLTNDFIQ 
			FNARFKGVSRELYIPMGAALAIYA 
			RENGDGVMFEPEEIYDELNIG</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaCl (Sodium chloride)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S9888</td>
			<td>For buffer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaOH (Sodium hydroxide)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>1064980500</td>
			<td>For surface activation in SLB formation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>POPC (1-Palmitoyl-2- 
			oleoylphosphatidylcholine)</td>
			<td>Avanti Polar Lipids</td>
			<td>850457C</td>
			<td>For GUVs lipid composition</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>POPG (1-palmitoyl-2-oleoyl-sn-glycero-3-phospho-(1&#39;-racglycerol))</td>
			<td>Avanti Polar Lipids</td>
			<td>840457C</td>
			<td>For GUVs lipid composition</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PVA (Polyvinyl alcohol) fully hydrolyzed</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>8148940101</td>
			<td>For GUVs formation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SP8 confocal laser scanning microscope</td>
			<td>Leica</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Streptavidin</td>
			<td>TermoFisher</td>
			<td>434301</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sucrose&#160;</td>
			<td>Sigma-Aldrich&#160;</td>
			<td>84097</td>
			<td>For GUVs formation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tris hydrochloride</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>10812846001</td>
			<td>For buffer</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

dynamic light-induced protein patterns at model membranes

特定の時間に細胞膜でタンパク質が正確に局在化および活性化されることで、細胞の分極、移動、分裂など、多くの細胞プロセスが引き起こされます。したがって、人工細胞でそのようなプロセスを複製および制御するためには、細胞内分解能と高い時間制御でモデル膜にタンパク質をリクルートする方法が不可欠です。ここでは、光制御された可逆的なタンパク質パターンを脂質膜に高い時空間精度で作製する方法について説明する。この目的のために、光スイッチングタンパク質iLID(改良型光誘導性ダイマー)を担持脂質二重膜(SLB)および巨大単層小胞(GUV)の外膜に固定化します。局所的なブルーライト照射により、iLIDはパートナーのNano(野生型SspB)に結合し、Nanoに融合した任意の目的タンパク質(POI)を溶液からメンブレン上の照射領域まで動員することができます。このバインディングは暗闇でも可逆的であり、POIの動的なバインディングと解放を提供します。全体として、これは、青色光を使用して空間と時間でタンパク質の局在を高精度に制御するための柔軟で汎用性の高い方法です。

The formation of protein patterns on cell membranes within subcellular regions gives rise to numerous biological processes, including migration, division, and localized cell-to-cell communication1,2. These protein patterns are regulated in space and time, and are highly dynamic. Replicating such protein patterns in synthetic cells is essential for mimicking cellular processes that arise from them and for gaining a better understanding of how such regulation works at a molecular level. Analogous to what is observed for membranes in living cells, methods for generating protein patterns on artificial membranes must capture their dynamics and provide precise spatiotemporal control.
Among various stimuli, light stands out for providing the highest spatiotemporal control and several additional advantages3. Through regulation with light, it is straightforward to illuminate a desired area at any desired time with unmatched precision. In addition, light provides high tunability as both the light intensity and the pulse durations can be adjusted. Furthermore, visible light is harmless to biomolecules, including proteins, and it is possible to even address multiple functionalities with different wavelengths. Hence, light-responsive approaches based on visible light emerge as promising avenues for the controlled and biorthogonal regulation of protein patterns in space and time4,5,6. Utilizing photoswitchable protein pairs from optogenetics, acting as light-inducible dimerizers, provides a straightforward method for recruiting&#160;specific proteins to membranes. In particular, protein patterns have successfully been formed on artificial membranes using the blue light-triggered interaction between iLID (improved light-inducible dimer, based on the photoswitchable LOV2 domain from&#160;Avena sativa) and Nano (wild-type SspB)7,8, the blue light-inducible SpyTag system (BLISS)9, the green light-responsive&#160;protein tetramer CarH10 and the red light-inducible interaction between PhyB and PIF611.
It has been demonstrated that the photoswitchable interaction between iLID&#160;and Nano5 can be used to photo-pattern proteins on model membranes using blue light7. The iLID/Nano interaction is reversible in the dark, highly specific, and operates under physiological conditions. Anchoring iLID onto lipid membrane models, such as giant unilamellar vesicles (GUVs) or supported lipid bilayers (SLBs), enables light-regulated recruitment of Nano to these membranes, which is reversible in the dark. Notably, we observed that introducing a disordered domain to the N-terminus of iLID (resulting in a protein named disiLID) as a tether to a model lipid membrane enhances Nano recruitment efficiency and reversion dynamics8.
By employing the disiLID/Nano interaction, we have developed a method for generating high contrast patterns of Nano-fused proteins of interest (POI) on SLBs and the external membranes of GUVs. This method allows for the creation of protein patterns with remarkable spatial and temporal resolution and high reversibility within minutes. The detailed protocol outlines the process for locally recruiting proteins onto artificial membranes. Specifically, this is achieved by immobilizing a biotinylated version of disiLID on SLBs and GUVs through the biotin-streptavidin (SAv) interaction. Subsequently, fluorescently labeled Nano (mOrange-Nano) is recruited to these disiLID functionalized membranes under blue light illumination. Our experimental protocol offers a straightforward and adaptable approach for achieving localized protein recruitment to membranes. Importantly, this methodology is not confined to the reported SLB and GUV interfaces or mOrange-Nano; it can be extended to other disiLID-functionalized materials and proteins fused to Nano.

著者スポットライト:人工細胞システムにおける可逆的パターニングのための写真切り替え可能なタンパク質リクルートメント

モデルメンブレンにおける動的光誘起タンパク質パターン

In our work, we aim to reproduce cellular processes in artificial cell-like models that require the precise localization of proteins in a given spot at a certain time. Here, as an example, we demonstrate the formation of dynamic protein patterns on model lipid membranes with high precision and high spatial temporal control using photoswitchable proteins and visible light. One of the current experimental challenge consists of reproducing dynamic protein patterns on model lipid membranes.Here, we need to manipulate these protein patterns fast and reversably with high precision in a biocompatible and non-invasive way. We use photoswitchable proteins to recruit and pattern proteins of interest on supported lipid bilayers and giant unilamellar vesicles. We achieve rapid and localized protein recruitment, and the protein patterning is fully reversible in the dark and can be repeated multiple times.In our protocol, we employ visible light to form protein patterns. Light is an attractive triggers to control interactions with high spatiotemporal resolution and tunability. Light is also not invasive and doesn't damage biomolecules.

記載された手順により、SLBの形成により、合成膜上にmOrange-Nanoをリクルートすることができます。b-disiLIDで官能化されたSLB上にパターン化された既定のmOrange-Nanoの形成を 図1Aに示します。SLB 上の 24 μm × 24 μm の関心領域 (ROI) を 488 nm の青色光で照らすと、ROI の mOrange チャネル (赤で表示) で 200 秒以内に蛍光シグナルの急速な増加が観察されます。このパターンは、非常に明確で鋭いエッジを示し(図1B)、光活性化領域に対する高い空間制御を示しています。相互作用は速く、青色光による照明が中断されるため、完全に可逆的です。この方法では、数回の照明サイクルにわたってパターンを形成することもできます(図2)。~200秒の青色光と200秒の暗光の交互サイクルにより、選択した領域でのmOrange-Nanoの可逆的な動員が複数回行われ、パターン内の蛍光強度のΔ強度が同等の値になります。
図3 は、GUVの準備の概略図を示しています。mOrange-Nanoの動員は、GUVでも観察されます。暗所に置かれたGUVはmOrange蛍光を示さないことが示されています(図4A)。GUVは全球的に青色光で照らされているため、mOrange蛍光が観察され、GUV膜色素(DiD)と共局在します。照明が終了すると、相互作用は非常に可逆的です。GUVメンブレンでのmOrange強度の経時的な定量化は、タンパク質の迅速かつ効果的な動員と完全な可逆性を示しています(図4B)。
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66531/66531fig01.jpg"> 図1:b-disiLIDで官能基化されたSLBの蛍光顕微鏡画像。 ROIにおける局所青色光(488nm)照射前(A)および(B)照射中におけるmOrange-Nanoの存在下での蛍光画像。(C) b-disiLIDで官能基化されたSLBのROIで測定されたmOrangeの蛍光強度(= 200 s)。この図は、Di Iorio et al.8 から引用されています。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66531/66531fig01large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66531/66531fig02v3.jpg"> 図2:3回のリクルートサイクルでb-disiLIDで装飾されたSLBのROIでリクルートされたmOrangeの蛍光強度。 各光活性化ステップの後、mOrange-Nano蛍光はROI内で増加しました。パターンは120秒以内に飽和に達し、蛍光は120秒以内に減少し、ほぼバックグラウンドレベルに達します。異なるブルーライト/ダークサイクルでパターン品質の低下は観察されません。この図は、Di Iorio et al.8 から引用されています。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66531/66531fig02large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66531/66531fig03v2.jpg"> 図3:穏やかな水和法を使用したGUV調製の概略図。 このスキームは、いくつかのステップと、2つのスライドガラスとスペーサーを使用して構築されたチャンバーを視覚的に表現しています。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66531/66531fig03large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66531/66531fig04.jpg"> 図4:GUV膜上のmOrange-Nanoの光依存性動員の蛍光顕微鏡測定。 (A)mOrange-Nanoの存在下でのdisiLID機能化GUVの蛍光画像。緑はGUVの膜色素、赤は青色光照射前、照射中、照射後のmOrange蛍光です。スケールバー = 10 μm. (B) 経時的にGUVに局在するmOrangeの蛍光強度。照明を受けると、脂質膜上のmOrange蛍光(赤で表示)は60秒以内に最大強度に達し、蛍光強度は5.9倍に増加します。照明を停止すると、mOrange蛍光は60秒以内にほぼ照明前の値まで減少します(90%の回復)。この図は、Di Iorio et al.8 から引用されています。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66531/66531fig04large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。</a>

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ここでは、人工脂質膜において、光制御された可逆的なタンパク質パターンを高い時空間精度で生成するためのプロトコールについて説明する。この方法は、モデル膜に固定化されたタンパク質iLID(改良型光誘導ダイマー)の局所的な光活性化で構成され、青色光の下では、そのパートナータンパク質Nano(野生型SspB)に結合します。

The precise localization and activation of proteins at the cell membrane at a certain time gives rise to many cellular processes, including cell ...

私たちの研究では、特定の時間に特定の場所でタンパク質を正確に局在化する必要がある人工細胞様モデルで細胞プロセスを再現することを目指しています。ここでは、その一例として、光スイッチング可能なタンパク質と可視光を用いて、モデル脂質膜上に動的タンパク質パターンを高精度かつ高空間的な時間制御で形成する方法を示します。現在の実験課題の1つは、モデル脂質膜上で動的なタンパク質パターンを再現することです。ここでは、これらのタンパク質パターンを、生体適合性のある非侵襲的な方法で、高精度かつ迅速かつ可逆的に操作する必要があります。私たちは、光スイッチング可能なタンパク質を使用して、支持された脂質二重層および巨大な単層小胞上の目的のタンパク質をリクルートし、パターン化します。私たちは迅速かつ局所的なタンパク質リクルートを達成し、タンパク質のパターニングは暗闇でも完全に可逆的であり、複数回繰り返すことができます。私たちのプロトコルでは、可視光を使用してタンパク質パターンを形成します。光は、高い時空間分解能と調整可能性で相互作用を制御する魅力的なトリガーです。また、光は侵襲性がなく、生体分子に損傷を与えません。

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Bioengineering

Dynamic Light-Induced Protein Patterns at Model Membranes

528 ビュー.  University of Münster. 私たちの研究では、特定の時間に特定の場所でタンパク質を正確に局在化する必要がある人工細胞様モデルで細胞プロセスを再現することを目指しています。ここでは、その一例として、光スイッチング可能なタンパク質と可視光を用いて、モデル脂質膜上に動的タンパク質パターンを高精度かつ高空間的な時間制御で形成する方法を示します。現在の実験課題の1つは?...

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The precise localization and activation of proteins at the cell membrane at a certain time gives rise to many cellular processes, including cell polarization, migration, and division. Thus, methods to recruit proteins to model membranes with subcellular resolution and high temporal control are essential when reproducing and controlling such processes in synthetic cells. Here, a method is described for fabricating light-regulated reversible protein patterns at lipid membranes with high spatiotemporal precision. For this purpose, we immobilize the photoswitchable protein iLID (improved light-inducible dimer) on supported lipid bilayers (SLBs) and on the outer membrane of giant unilamellar vesicles (GUVs). Upon local blue light illumination, iLID binds to its partner Nano (wild-type SspB) and allows the recruitment of any protein of interest (POI) fused to Nano from the solution to the illuminated area on the membrane. This binding is reversible in the dark, which provides dynamic binding and release of the POI. Overall, this is a flexible and versatile method for regulating the localization of proteins with high precision in space and time using blue light.

Here, a protocol is described for generating light-regulated and reversible protein patterns with high spatiotemporal precision at artificial lipid membranes. The method consists of the localized photoactivation of the protein iLID (improved light-inducible dimer) immobilized on model membranes that, under blue light, binds to its partner protein Nano (wild-type SspB).