MAは行財政支援のためのオーストリア科学基金（FWF、J3086-B11）と感謝のシュレーディンガーの交わりマックスプランク協会によってサポートされていました。 GSは、ウィーン科学技術基金（WWTF、LS13-030）によってサポートされていました。 JHは、ウィーン科学技術基金（WWTF、LS14-031）によってサポートされていました。

1.生成と平面のSLBの機能化<ol><li>脂質の混合<ol><li> 10％DGS NTA-Ni系/ 90％POPC脂質組成に到達するには、250ミリリットルの丸底フラスコに、クロロホルム中のPOPCおよび6.9 mgのDGS NTA-Niを45 mgを溶解します。次のステップでそれを蒸発させ、クロロホルム低い（ちょうどいくつかのミリリットル）のボリュームを維持します。 1％DGS NTA-Ni系/ 99％POPC脂質組成は49.5ミリグラムPOPCおよび0.69 mgのDGS NTA-Ni系を使用してください。 </li><li>ゆっくりロータリーエバポレーターを用いてクロロホルムを削除 - 周囲温度を超える上昇は必要ありません。代替的に、窒素またはアルゴンなどの不活性ガス気流中で化学フード内側に吹き飛ばします。これをやっている間、常に丸底フラスコの下半分に乾燥脂質の同等の堆積を可能にするために、フラスコを回します。 </li><li>クロロホルムの大部分が蒸発されると、定量的にクロロホルムを除去するために、O / Nを真空フラスコを接続します。 注：この手順は、汚染を避けるために重要です後の段階では毒性クロロホルムでタンパク質や細胞の脂質二重層の流動性を確保します。 </li></ol></li><li>乾燥した脂質の単層小胞（SUVの）の生成 注：小型単層小胞（SUVの）直径は20nmと100nmの間であり、容易に浴超音波処理することにより製造することができます。脂質押出し、別の方法では、押出成形のために適用されるフ​​ィルターの細孔サイズに応じて、SUV車を生じさせることができ、また、大単層小胞（LUVを）、サイズが100ナノメートル〜1000ナノメートルです。しかし、SUVがのSLBを形成するのに最適です。 <ol><li>バス超音波処理を通じてのSUV（ビデオに示されています）： <ol><li> PBS Degass。 10 mlの250 mlの乾燥した脂質混合物を懸濁さ丸底フラスコに、PBSを脱気しました。 </li><li> 、窒素やアルゴンなどの不活性ガスでフラスコを記入ストッパーで、それを閉じ、オートクレーブテープでフラスコを密封します。 </li><li>バス超音波処理器に密封されたフラスコを置き、脂質懸濁液aを超音波処理トン120 170 Wにそれが透明になるまで。これは、30〜60分かかります。 </li><li>小胞形成の分光測光法の進行状況を監視します。PBSと比較して、未希釈エマルジョンの吸収が（脂質濃度のおおよその指標として）234 nmで一定のまま、まだ原因を経由して減少し、光散乱（550nmで著しく低下する必要があることを結果として起きますより大きな粒子）。 </li><li>連続したSLBの形成を妨げる重い非単層小胞を、ペレットに、25℃で1時間150,000×gで遠心分離によって小胞懸濁液をペレット化した後、288,000×gで、4℃で8時間。 </li><li>孔径0.2μmのシリンジフィルターを通して上清をフィルタリングします。 </li><li>小胞の準備の明快さと脂質の残量を監視するために、234 nmおよび550 nmでODを測定します。 </li><li>アルゴンまたは窒素下で4℃で小胞を保管してください。必要に応じて、二層の製造のための小胞懸濁液を使用数ヶ月のために。 </li></ol></li><li>脂質押し出しを通じてのSUV： <ol><li>簡潔には、孔径0.1μmのフィルターを介して脂質懸濁液を数回通過します。かかわらず、製造方法、遠心ベシクル懸濁液の二倍（1H、15万グラム、25℃、その後8時間、4℃、288000グラム）重く、非単層小胞をペレット化します。 注：不活性ガス下で4℃で保存したとき、小胞は、数ヶ月のための二層の調製のために使用することができます。 </li></ol></li></ol></li><li> SLBの形成とタンパク質と充電<ol><li>濃硫酸と30分間、30％過酸化水素水の3：1混合物で24×50mmの＃1.5ガラススライドを処理します。 注：これにより、混合物の積極的な性質のために特別な注意を払うビデオに示すように、すなわち白衣や安全ゴーグルを着用！ </li><li>噴出ボトルのうちのddH 2 Oの流れの下でガラススライドを洗浄します。テフロンスタンドにそれらを配置し、それらを乾燥させ10〜30分間。 </li><li> 、8または16ウェルチャンバーの底のガラススライドを削除するエポキシ接着剤で底を記入し、慎重に接着剤で覆われたチャンバーの底部に清潔で乾燥したスライドガラスを配置します。接着剤は、約10分間硬化してみましょう。下から余分な接着剤を除去します。 注：スライドガラスとチャンバとの間の気密シールはまた、容易に10〜30分以内に硬化する歯科用二成分シリコーンモデリングペーストを使用して達成することができます。このシールはエポキシ接着剤のようにしっかりとではなく、定期的な歪みに耐えます。実験後には容易に将来の実験において、次に再利用可能である、チャンバから除去することができます。 </li><li> 8（16）の各ウェルに10倍のPBSで希釈された脂質懸濁液のピペット120μL（60μL） - 20分とさせて二層形式（上記のように調製した）ウェルチャンバー。慎重に15ミリリットルPBSで2回二重層をすすぎます。二重層が形成されると、それは常にバッファ内に沈めなければならず、空気にさらされることはありません。 </LI&gt; <li> 330μl（8ウェルチャンバー）または165μl（16ウェルチャンバー）を脱いで、その後、PBSで各ウェルのすべての方法を入力します。ウェル内に残って（175μl）350μlのがあります。各ウェル（400または200μlの最終）にPBSで希釈したHisタグ化タンパク質を含むカクテル50μlの（25μlの）を追加し、暗所で60分間室温でインキュベートします。表面タンパク質の濃度は、このインキュベーション工程の間にタンパク質濃度を変えることによって調整することができます。 </li><li> 15ミリリットルPBSで2回各ウェルを洗浄します。 注：一般的には、SLBのは、彼らがタンパク質で充電した後、もはや6時間以上の実験で使用されるべきではありません。この期間中、光退色後の蛍光体回収率は95％まで残り、二重層関連タンパク質には損失を検出することはできません。タンパク質濃度は、（下記参照）は、実験に先立って決定されるべきです。 </li><li>オプションのステップ：SLBを含むタンパク質DGS NTA-Ni系の非特異的結合について試験するために、PBSを300mMのイミダゾールを含有する一回SLBを洗います。プロテインは完全にオフに来る必要があります。 </li></ol></li></ol> 2.顕微鏡のセットアップ<ol><li>単一蛍光色素の蛍光を検出することができる顕微鏡システムを構築するための導入に記載された勧告を参照してください。 </li></ol> 3.パワー測定注意：フルオロフォアは、容易に過剰な励起光を飽和させることができます。これは、発光の無い、さらにゲインで退色加速ので、避けるべきです。試料照明を最適化するために、励起パワー密度は、試料において直接測定されるべきです。このような測定は、将来の実験のための基準として機能することができます。光は撮像システムで失われる場合に評価する際にさらに、入力および出力のレーザパワーとの比を知ることは有用です。 <ol><li>それは90°角度で目標を残すように直立位置に励起ビームを移動します。 </li><li>トップOに電力計のヘッドを配置ビームfおよびビーム（= P）の電力を測定します。その結果を文書化します。 </li><li>潜望鏡を使用して、全反射位置とイメージそのまま均質な蛍光二重層にビームを向けます。漂白およびCCD信号飽和の場所を回避するために、中性密度（ND）励起光路内に2〜3の光学密度（OD）を用いて濾過します。 <ol><li>全体の照明視野（=私は合計 ）の統合されたカウント数を測定します。また、照明領域（= 合計 ）の大きさを測定します。最大限に照らさ中心スポットだけでなく、スポット（= 中央 ）のサイズの積算計数値（= I・センター）を測定します 。 </li></ol></li><li>ピクセルあたりの背景信号を測定する（= B）のいずれか照射領域外またはサンプル照明なし。 </li><li> 3での測定結果）からのバックグラウンド信号を減算します。背景に質問（全体照明領域または中央スポット）内の領域の画素数を乗じてこれを行いますピクセル当たりのカウント。 （=私は合計 - 総 .Bと私の中心 - 中心 .B）を。 </li><li>割り統合されており、背景には、照明のフィールド全体の統合とバックグラウンド補正された信号によって中央スポットの信号を修正しました。 注：結果は、中心スポット（=（I センター - センター .B）/（私は合計 - 総 .B））内に位置する総電力の割合を示しています。 2で測定された電力Pと、この結果の乗算）光照射の中心スポットのパワーの結果。 </li><li>スポットμm² の中央のサイズを決定します。これは、対物レンズの倍率によってμm単位でカメラの画素サイズを分割するために、ピクセルあたりμm²として結果の二乗を取ります。 <ol><li>あるいは、顕微鏡上に配置されたマイクロメータスライドを使用して、画像内のピクセルサイズを測定し、画素あたりの面積と結果の二乗を取ります。 MULTiplyセンタースポット内に位置する画素数で、この値は、照射スポットのエリアに到達します。 </li></ol></li><li>センタースポットセンターの大きさで、中心スポットを照射する電力Pを分割し、μmの2あたり照明強度を計算するμm²。一例が図6に示されています。 </li><li>非TIRF照明で測定された電力密度の値は、典型的には、レーザ光 ​​が全反射される正確な角度に依存するTIRF照明13内に存在するものよりも低いです。 TIRF照明下で現在の電力密度に到達するには、画像非TIRFとTIRFの両方では0.1μm径の蛍光ビーズをキャリブレーション。 TIRF非TIRFモードで測定されたビーズの蛍光強度の比は、TIRF照明（式1）の下で効果的なものに測定された電力密度値の変換を可能にする変換係数Cに達します。 電力密度 </eM&gt; TIRF = C•電力密度非TIRF（式1） Cと=ビーズ強度T IRF /ビーズ強度非TIRF </li></ol> 4.密度測定<ol><li>二層に位置して、個々の蛍光体の平均信号を決定します。蛍光性ペプチドを負荷した二層付MHC分子は、タンパク質ので、この目的のために理想的である：ラベルの化学量論は、1つのです。視野内の二層に必要な漂白剤は、すべてのラベルの場合、蛍光は、単一の蛍光色素分子を可視化するために回復しましょう​​。 <ol><li>立て続けに記録する画像（例えば、ストリーミング取得プロトコルを適用）と、複数のフレームの上に単一分子の移動を監視します。詳細については、図7を参照してください 。 </li></ol></li><lI&gt;マークROIとして二重層内の中央照明スポット。 ROIを測定し、（蛍光強度に比例する）照明の電力密度の分散は15％以上、理想的に小さくする必要があります。 <ol><li>これだけROI内の単一分子とバルク蛍光を決定します。単一エミッタの点広がり関数の99％以上を捕捉するのに十分な大きさのROIの信号を統合します。 （メーカーのカメラ仕様に記載された）16-20ミクロンの画素サイズを有するカメラを用いる場合、100倍の倍率に等しいまたは1.45より大きい開口数を有する対物レンズを備えた7画素で7領域を取ります広場の中央に位置する強度ピーク。 </li><li>バックグラウンド信号を決定するために、蛍光シグナルが含まれていない隣の7 7ピクセルの正方形の数を統合します。単一分子フッ素ための補正値を決定するために、単一分子のシグナルからバックグラウンドを差し引きますescence。まだ次のフレームに表示されている信号のみを選択します。 </li></ol></li><li>数百倍に手順を繰り返し4.2 50。バックグラウンド補正された信号を平均します。所望の場合、ヒストグラムとして単一分子強度値をプロットします。オプション：オープンソース・ソフトウェア・パッケージの適切なプラグイン（例えば、ImageJの）を利用するか、市販のソフトウェア（例えばをMetamorph、Molecular Devices）を使用してデータを処理します。経験豊富なユーザーは、MATLABなどのソフトウェアパッケージで、独自の解析プログラムを書き込むことができます。 </li><li>励起経路に2以上の減光フィルタを配置し、同じフルオロフォアで標識されたタンパク質を含む蛍光二重層の画像を撮影します。単一分子の強度の測定に使用されるのと同じROI内の平均ピクセル強度を記録します。バルク蛍光測定の露光時間を記録します。バックグラウンド減算のための照明なしで同じ場所を測定します。 </li><li> BI内のタンパク質濃度を決定するために、層は、平方ミクロン当たりのピクセル（例えば41.5）、100（2のODとNDフィルターを使用した場合）、または千数（場合によりステップ4で決定した背景補正されたバルク蛍光平均画素強度を掛けるND 3のODのフィルタを使用した）と露光時間がステップ2で使用し、ステップ3で決定された平均一分子信号で割り、露光時間は、ステップ2で使用され、タンパク質あたりの蛍光体の数。 </li></ol> 5.テスト二層の整合性<ol><li>蛍光二重層を準備し、上記のように顕微鏡のステージ上に置きます。 </li><li>フォーカスを調整し、全反射モードでの二重層の画像を取ります。小さな円盤状のROI内の蛍光を除去するために、非TIRFモードで短いが強烈な漂白剤パルスを適用します。 </li><li>蛍光回復の速度を監視するために、すぐに漂白し、その後、5〜10秒後に低強度のTIRFモードで二重層の画像を取ります。 </li><li>モー二層の異なる領域にVEの、ステップ2と3は、漂白剤のパルスの後に低強度TIRFモードで5分を別の画像を取るに従ってください。次のように不動の割合（IF）を計算するために（何の漂白が発生していないはずです）、実験の開始時に、I 0を漂白する前に、私は漂白剤領域に漂白剤を投稿強度を決定し、強度にそれを比較します： 不動の分画（％）=（I 0 -私は漂白剤を投稿 ）IF /（I 0 -背景）は、×100 適用されていない励起光のROI内の背景=測定された強度を持ちます IFは、10％未満（理想的には5％未満）であるべきです。 </li></ol>

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M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Plasma+membrane-associated+proteins+are+clustered+into+islands+attached+to+the+cytoskeleton.">Plasma membrane-associated proteins are clustered into islands attached to the cytoskeleton.</a> Proc Natl Acad Sci U.S.A.. 103, 18992-18997 (2006).</li><li>Natkanski, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=B+cells+use+mechanical+energy+to+discriminate+antigen+affinities.">B cells use mechanical energy to discriminate antigen affinities.</a> Science. 340, 1587-1590 (2013).</li></ol>

著者は、彼らが競合する経済的利害関係を有していないことを宣言します。

単一分子顕微鏡は、それらの天然の細胞環境内のタンパク質の挙動を研究するユニークな機会を提供します。分子イメージングは​​、広範な科学界に、したがって、ますます魅力的になり、まだ多くの生命科学者はまだ離れて技術とノウハウの初期投資を敬遠。自分のイメージングシステムの組み立てに起因する主な利点は、それが容易に誰の特定のニーズに合わせることができるということです。 本明細書に示唆されるように、非TIRF励起光が容易に既存のTIRF光路に加えて実施することができ、フルオロフォアおよびリガンドの迅速で定義された光退色（または-活性化）が望まれる場合、例えば実行FRAPまたはリガンドアンケージング実験14 。放射ビームスプリッタの導入は、少なくとも二つの、いくつかのケースでは4つの蛍光チャンネルまでの同時録音が可能になります。拡張子のリストは、本質的にのみによって制限されています自分の想像力。 例えば、放射パスに電動式発光フィルタホイールを実装する最大10個の異なる蛍光チャネル間の高速スイッチングが可能になります。直列に（それぞれ10フィルタスロットを装備した）は、2つの電動発光フィルタホイールを組み合わせる場合、最大18の蛍光チャネルを読み出すことができます。 TIRFベースのイメージングは​​、キセノンまたは水銀ランプ励起経路の統合後のカルシウム動員の測定値と干渉反射顕微鏡（IRM）で補完することができます。 IRMは、ガラス表面またはSLBに結合している細胞及びTIRFベースの撮像データを解釈するとき、従って、重要な情報を提供することができる程度を視覚化するために選択される方法です。シンプルなダイクロイックミラーを使用すると、光活性化ローカライゼーション顕微鏡（PALM）または確率的光学再構築顕微鏡（STORM）を実施できますnmで405の追加のレーザー、すなわち2 superresolutに広がった励起ビームの確立可視光15,16の回折限界以下の位置精度でイオン方法。 しかし、実験の成功だけでなく、適切なハードウェアの問題です。ノイズ低減TIRFベースのイメージングを最大限に活用するために、細胞は、細胞表面上の制約を課すか、それはその形質膜の生理機能に干渉しないやり方で表面に接触する必要があります。すべてのSLB-埋め込みリガンドは、横方向に、移動され、結合および分離ダイナミクスを受容体に応答して、二重層内での横方向の位置を調整するため、細胞接着のための適切なタンパク質で官能のSLBは、この目的によく適している超えます。 再現可能な方法でのSLBを製造するためには、高純度のSUV車でスタートするのがベストです。本明細書に記載されるように、これらのIのような2つの超遠心分離工程においても、超音波処理の間に生成された多重膜小胞を除去することが重要です高い流動性を特色に連続するのSLBの形成とnterfere。唯一のきれいなガラス表面上に高品質のフォームののSLB。一度洗浄したガラススライドは、直ちに使用または真空に格納する必要があります。これは彼らの混乱につながるとして重要なのは、SLBのは、空気にさらされてはなりません。 SLBの洗浄はこの保存はなく、時間を節約する手順だけではないように、バッファは血清学的ピペットを使用してすすぎ、示されるように、関与します。 SLB常駐タンパク質の回収および精製中に界面活性剤の使用は避けるべきです。ときに微量に存在する界面活性剤があっても有意にタンパク質の移動性が低下するからです。すべて一緒に洗剤の必要性を回避するために、分泌されたポリヒスチジンタグを搭載したリガンドの可溶性発現は、哺乳動物細胞や昆虫細胞で推奨されています。大腸菌封入体からのリフォールディングが必要な場合は、注意が彼らの不およびリフォールディングの前に封入体から効果的に界面活性剤を除去するために適用する必要があります。 具体的には、細胞活性化および細胞接着のために与えられた受容体 - リガンド相互作用の役割を分析することができ、それらのモジュール式reconstitutive自然からのSLB結果を採用する主な利点は、。これに関して、DGS NTA-NiはNTA-NI結合部位について競合するタンパク質を防止するために、SLB内の10％に存在するべきであることを言及することは重要です。わずか1％または2％のDGS NTA-Ni系、与えられたポリヒスチジンタグ融合タンパク質種は未発表（第2ポリヒスチジンタグ付きタンパク質種の量の増加を同時インキュベートする場合は特に、気づいたことができるの関連の減少を保有するSLBを使用する場合観察）。 10％DGS NTA-Ni系を搭載したのSLBで作業する場合、この現象は見られません。 我々はDGS NTA-Niを含むのSLBに試験したいずれのポリヒスチジンタグ融合タンパク質の非特異的結合を観察したことがないものの、初めてのタンパク質を導入する際に、この可能性をテストする必要があり、この目的のために、我々はDGS NTA-Ni系（タンパク質が結合してはならない）を欠いているのSLBの使用をお勧めします。 DGS NTA-Niを含むSLBを使用した場合第二に、タンパク質は、PBSを300 mMイミダゾールを含有するSLBを洗浄した後、完全にオフに来る必要があります。 SLBを採用する別の重要な利点は、一時的な相互作用およびシグナル伝達事象を高める時空間解像度17-19で監視することができるということです。三次元的な結合プロセスは、本質的に2つの撮像寸法に縮小されるので、これはノイズ弱毒TIRFモードで記録する場合は特に、少なくとも部分的にあります。 SLBを使用すると、単一分子信号検出、光活性化ローカライゼーション顕微鏡（PALM）または確率的光学再構築顕微鏡（STORM）の前提条件と、回折限界15,16以下の解像度を持つ、すなわち超解像顕微鏡と互換性があります。これらの特別なイメージングモダリティは、単一分子フェルスター共鳴エネルギートラを有効にシナプス環境20内の個々のタンパク質-タンパク質相互作用を可視化するために設計さnsfer実験。このアプローチは、21「FRETベースの顕微鏡アッセイを使用して結合TCR-のpMHCの測定」と呼ばれるJoveの出版にかなり詳細に説明されています。 SLBベースの実験を解釈すると1は常に生細胞の形質膜のないすべてのプロパティは、SLBのことで紹介されています心に留めておくべきであり、欠けている資質のいくつかは調査中の生理機能に影響を与える可能性があります。結局、SLB-埋め込 ​​まれたタンパク質は、自由に拡散し、その細胞カウンターパートのほとんどは5,6,22であるため膜マイクロドメインに組織化されていません。ある程度の生細胞の細胞膜構造を節約する接着性細胞に由来する固定化された原形質膜シートは、正常Bリンパ球23によって膜に埋め込 ​​まれた抗原の取り込みを研究するために使用されてきました。しかし、このような膜は、非常に動的な細胞骨格と相互作用し、それらは硬質ガラス面でサポートされているとして何の柔軟性を備えていません。これらの不一致を考慮して調整可能な柔軟性の面で、または局所的に適用される光パルスに応じてその剛性を変更する面でサポートされている定義された方法でタンパク質を区分するための手段を提供し、エンジニアリングのSLBの必要性が明らかに存在します。

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>#1.5 glass slides</td>
			<td>VWR</td>
			<td>631-0853</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>250ml round bottom flask</td>
			<td>VWR</td>
			<td>201-1357</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50:50 beam splitter cubes</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>BS013</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acousto-opitcal modulator C1205-2</td>
			<td>Isomet</td>
			<td>-</td>
			<td>only necessary if CW lasers, which cannot be modulated, are used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alexa Fluor 488-NHS</td>
			<td>Life technologies</td>
			<td>A-20000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alexa Fluor 555-NHS</td>
			<td>Life technologies</td>
			<td>A-20009</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alexa Fluor 647-NHS</td>
			<td>Life technologies</td>
			<td>A-20006</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>autoclave tape</td>
			<td>VWR</td>
			<td>489-1312</td>
			<td>or any other heat-stable sticky tabe</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Avanti Mini-Extruder</td>
			<td>Avanti Lipids</td>
			<td>610000</td>
			<td>alternative to the bath sonicator</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>bath sonicator QSONICA Q700</td>
			<td>QSONICA</td>
			<td>Q700</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>beam splitter</td>
			<td>Cairn</td>
			<td>P280/210/MLS</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>B&#252;chi rotary evaporator</td>
			<td>VWR</td>
			<td>531-0837</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>camera</td>
			<td>Andor</td>
			<td>iXon Ultra 897</td>
			<td>see manuscript text for alternatives</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>concentarted hydrogenperoxide</td>
			<td>Roth</td>
			<td>9683.1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>concentrated sulfuric acid</td>
			<td>Roth</td>
			<td>X944.2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>epoxy glue</td>
			<td>Uhu</td>
			<td>45705</td>
			<td>Uhu plus sofortfest 2min</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>filter wheel</td>
			<td>Sutter instruments</td>
			<td>Lambda 10-2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LabTek chambers</td>
			<td>VWR</td>
			<td>734-2062</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>laser&#160;</td>
			<td>Toptica</td>
			<td>-</td>
			<td>different variants (wavelengths 375 - 785 nm) are available</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>lens</td>
			<td>Thorlabs, Newport</td>
			<td>-</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DGS NTA-Ni (lipid)</td>
			<td>Avanti Lipids</td>
			<td>790404C</td>
			<td>already in Choroform-solved delivered version of the nicekl salt variant is recommended</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>POPC (lipid)</td>
			<td>Avanti Lipids</td>
			<td>850457C</td>
			<td>already in Choroform-solved delivered version is recommended</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>microscope Zeiss Axiovert 200</td>
			<td>Zeiss</td>
			<td>-</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>mirrors</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>BB1-E02</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>optical filters</td>
			<td>AHF, Chroma, Semrock</td>
			<td>-</td>
			<td>filter sets are available for many different combinations of dyes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>oscilloscope</td>
			<td>BK Precision&#160;</td>
			<td>2120C</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>phosphate buffered saline (PBS)</td>
			<td>Life technologies</td>
			<td>14190-136</td>
			<td>degas before usage</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>periscope</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>RS99/M</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>picodent twinsil 22</td>
			<td>Picodent</td>
			<td>13001000</td>
			<td>alternative to the epoxy glue</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>power meter Lasermate-Q</td>
			<td>Coherent</td>
			<td>-</td>
			<td>any powermeter sensitive in the used spectral range will do</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pulse generator</td>
			<td>Stanford Research Systems</td>
			<td>SRS DG535&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>spatial filter</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>KT310/M</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>syringe filter 0.2&#181;m</td>
			<td>Millipore</td>
			<td>GVWP04700</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TIRF-capable apochromat objective 100x, NA 1.46</td>
			<td>Zeiss</td>
			<td>440782-9800-000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>trichloromethane/chloroform</td>
			<td>Roth</td>
			<td>3313.1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>tubes forultracentrifugation polycarbonate 1.00 mm, 11 mm x 32 mm&#160;</td>
			<td>Thermo Fisher</td>
			<td>45237</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sorvall ultracentrifuge&#160;</td>
			<td>Thermo Fisher</td>
			<td>RC M150GX</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ultracentrifuge rotor</td>
			<td>Thermo Fisher</td>
			<td>S120-AT2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>UV spectrophotometer Nanodrop 2000c</td>
			<td>Thermo Fisher</td>
			<td>-</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>vacuum pump</td>
			<td>VWR</td>
			<td>181-0248</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

single molecule fluorescence microscopy on planar supported bilayers

In the course of a single decade single molecule microscopy has changed from being a secluded domain shared merely by physicists with a strong background in optics and laser physics to a discipline that is now enjoying vivid attention by life-scientists of all venues 1. This is because single molecule imaging has the unique potential to reveal protein behavior in situ in living cells and uncover cellular organization with unprecedented resolution below the diffraction limit of visible light 2. Glass-supported planar lipid bilayers (SLBs) are a powerful tool to bring cells otherwise growing in suspension in close enough proximity to the glass slide so that they can be readily imaged in noise-reduced Total Internal Reflection illumination mode 3,4. They are very useful to study the protein dynamics in plasma membrane-associated events as diverse as cell-cell contact formation, endocytosis, exocytosis and immune recognition. Simple procedures are presented how to generate highly mobile protein-functionalized SLBs in a reproducible manner, how to determine protein mobility within and how to measure protein densities with the use of single molecule detection. It is shown how to construct a cost-efficient single molecule microscopy system with TIRF illumination capabilities and how to operate it in the experiment.

単一分子蛍光顕微鏡システムのアーキテクチャは 、図2にかなり詳細に概説されている。このような光学部品やその他のハードウェアコンポーネントなどの個々の部品は、導入部で説明されています。 TIRFと非TIRF照明に定義された方法で生じる光学的励起ビーム経路は、示され、5〜図3で説明されています。に位置する第1のペリスコープ鏡の前で50:50のビームスプリッタの位置に注意してください。マイクロメートル翻訳可能な段階（ 図5）。このビームスプリッタは、（緑色で表示）イメージングに使用TIRFビームと（赤で示した）非TIRFビーム（ 図3で説明したように）漂白またはローカル開口定義の光媒介サンプルの活性化のために使用を重畳します。 （オレンジ色で示された図5）合成された光路が反転MICRの背面ポートに二潜望鏡のミラーを介して反射され、oscope。 図4で説明し、 図2に概説したように、2つ、または3つの凸レンズの実装では、レーザビームプロファイルを広げ、TIRFで試料を照射する2平行ビームを生じさせるために対物レンズの後焦点面にレーザ光 ​​を集光しそれぞれ、非TIRFインチ試料上の電力密度を計算するために必要な測定された強度値の一例は、図6に示されている。平均背景信号（画像化のために使用される）照明され、中央部に測定された強度から減算されるように、内の領域において決定されますレーザー光（ ここでは7089カウント）によって照明されていない視野。点灯（1684カウント）、中央エリア（4830カウント）のバックグラウンド補正後の平均強度が、その後積分強度を生じさせるために対応する領域のサイズを乗算している（1.471照射された領域のための ×10 8カウントと中央エリアの3.424×10 7カウント）。中央と照らされた領域内の積分強度の比は、中央エリア（0.23または23％）を照明する全体の電力の割合をもたらします。映画の中で示されるように、全体的なパワーは、非TIRF照明モードでパワーメータを用いて客観的に決定されなければなりません。この例では、このように中央領域内の5ミリワットのx 0.23 = 1.15ミリワットの電力を生じさせる、5ミリワットに調整されます。 1〜2μm程度の例で41.5ピクセル量は、中央領域が7089ピクセル/41.5ピクセル×μmの2 = 170.8 平方 μmの大きさを有しています。このエリア（170.8 平方 μm）により中央エリア（1.15 MW）を照射する光のパワーを分割すること、平均電力が得られ中央エリア内の0.7キロワット/ cm 2の密度。 図7は 、画像や（すなわち10ミリ秒の時間枠で、毎秒100フレーム）迅速に連続して取得し、単一の蛍光色素分子の対応する強度結果を提供しています。強度の定量化のための蛍光シグナルをカバー7（= 49）画素、7つの矩形領域の平均信号は、決定されます。また、バッ​​クグラウンドの平均シグナルは、単一分子信号に近接して7 7ピクセルの矩形領域内で決定されます。バックグラウンド補正された平均値信号（太字で示される）単一分子シグナルを生じる領域内の画素の数（= 49）が乗算されます。 SLBに関連した蛍光標識タンパク質の移動度を評価するために設計された代表的なFRAP実験は図8に示されている。 図8Aに repeti注広がった低強度のイメージングビームと0秒の時点でより狭く、迅速な蛍光色素の切除のための開口部に定義された高強度の光第二の単回使用の的を使用。前漂白剤パルスに初期の平均強度値で規格化された黄色の円内のバックグラウンドを差し引いた平均強度は、蛍光が回復した先の速度と程度を記録するための時間に対して、図8（b）にプロットされています。図に示すように、最初の二層強度の90％以上が（緑の線で示される）蛍光色素アブレーション、次の75秒以内に回復しました。結果として示さSLBに埋め込まれたタンパク質の10％未満は不動です。 <img alt="図1" src="/files/ftp_upload/53158/53158fig1.jpg" /> SLBシステムの概略1.概要図。 （A）のSLBは、POPC（百分の90から99）と合成脂質DGS NTA-Nで作られていますI（1〜10％）。きれいなガラス表面は、対応する脂質からなるSUV車で充電しているとき、彼らが自発的に形成される。（B）一旦形成されると、これらのSLBは、簡単に可溶性タンパク質で装飾することができますいずれかのCまたはのための12個のヒスチジン（12Hを含むN末端 ​​タグで拡張例共刺激分子B7-1および接着分子ICAM-1）または6個のヒスチジン各（2x6H、例えばαβMHCクラスII二量体）を含む二つのタグで拡張タンパク質二量体。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53158/53158fig1large.jpg" target="_blank">これの拡大版を表示するには、こちらをクリックしてください図。</a> <img alt="図2" src="/files/ftp_upload/53158/53158fig2.jpg" /> 励起および発光ビーム経路の図2の概要。ガスイオンレーザー（例えば、アルゴンやKr + +）は、音響光学MOを用いて高速遮断する動作させることができます<html> dulators。レーザーダイオードは、多くの波長で、今日利用可能であり、それらが電子的にマイクロ秒、怒りに変調することができるような優れた代替手段を表します。レーザビームは容易に2つ（ダイクロイック）ミラーと分割して調整し、二つ以上のビーム経路を生じさせるために、単純なビームスプリッタの使用と組み合わせることができます。この例では、TIRFイメージングビーム（イベントを監視するため）および（漂白剤フルオロフォアまたは開口部に定義された方法で、フォトアクティブケージ分子のいずれかに）漂白ビームが使用されています。両方の励起経路は、追加のシャッターを使用することによって互いに独立して動作させることができます。ペリスコープは、サンプルのTIRF照明を生成するために、対物レンズの後焦点面内で集束レーザ光を変換することができます。蛍光画像は、分光超高感度カメラ（例えば、EM-CCDまたは科学CMOSカメラ）を用いて取得する前に放射ビームスプリッタを使用して分割することができます。.COM /ファイル/ ftp_upload / 53158 / 53158fig2large.jpg「ターゲット= &quot;_空白&quot;&gt;この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。 <img alt="図3" src="/files/ftp_upload/53158/53158fig3.jpg" /> 図3の対物の後焦点面内で集束ビームを変換することによってTIRF照明を調整するレーザ光 ​​の焦点位置を示すように、ビームの移動を介して周囲の中心から対物レンズの後焦点面内でずれています（潜望鏡ミラー構成を使用して）。臨界角は、全内部反射が起こるに到達するまで、結果として平行ビームが傾いた照明で対物レンズを残します。エバネッセント場は、全反射が生じるガラス・メディア・インターフェースで生成される。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53158/53158fig3large.jpg" target="_blank">このFiのの拡大版を表示するには、こちらをクリックしてください</a><html>グレ。 <img alt="図4" src="/files/ftp_upload/53158/53158fig4.jpg" /> 図4.単純な光学系は、対物レンズの後焦点面にレーザビームを集束させる。3つまたは二つのレンズは、レーザビームを広げるとTIRF対物レンズの後焦点面上に焦点を合わせるために必要とされます。二つのレンズシステムは、三レンズ系よりも少ないレンズに関連するエラーを含むとTIRFイメージングビームを生成するために適している可能性があります。定義されたビームの広がりとシャープなエッジを持つ照明スポットを目指したときに光活性化または-bleachingを採用した研究のために必要とされるであろうように、3つのレンズは、望ましいかもしれない。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53158/53158fig4large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> /53158fig5.jpg &quot;/&gt; 図5は、蛍光顕微鏡の背面にあるビーム経路の写真を注釈付き。既に図2に 1杖を概説するように簡単に示されている（非TIRFモード（緑色で示されている）他の2つの励起光、TIRFに1を実装赤）。これらは、50：50ビームスプリッタ（B​​S）を使用して重ねなります。凸面レンズ（L1及びL2）は、対物レンズの後焦点面にそれらを集中するために、それぞれのビームに配置されている（図示せず）。二つのミラー（M1とM2）からなる潜望鏡は、顕微鏡へのエントリのポートを介して両ビームを案内します。第1のミラー（M1）は、TIRF位置にビームの一方を移動させるための（示されるようにマイクロメータねじを回すことにより）平行移動ステージ（TS）を使用して移動させることができます。 TIRFが確立されると、（ここでは赤で示される光退色または - 活性化のために使用される）第2のビームは、非TIRF対物を残す独立TIRFビームを調整することができモード。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53158/53158fig5large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> <img alt="図6" src="/files/ftp_upload/53158/53158fig6.jpg" /> 図6は、照明スポットの中央領域内の電力を測定する。示されたようなイベントは、後に記録される背景を反映して、関心の適当な領域、全体の照明領域（IA）および中央エリア（CA）を、選択しました。 IAおよびCAの記録されたものからバックグラウンド値を減算し、各領域（=積分強度）内に存在する画素数で補正平均強度を乗じて強度を統合します。 CA（：23％この例では）を照射するビームパワーの割合に到達するために、IAのそれによってCAの積分強度を分割します。 5メートル：ここで全体的なビームパワーを（乗算して、CAを照射​​する光のパワーを決定します0.23）：CA（ここでは照明割合はW）。 （：1 / 41.5μmの2ピクセル-1ここ）ピクセル・ツー・エリアサイズ変換係数で：中央領域のサイズを決定するために（7089ピクセルここ）面積を掛けます。 CAを照射励起光の平均電力密度に到達するために、電力分割：（ここで：170.8μmの2）は、CAの大きさ（ここでは1.15 MW）を。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53158/53158fig6large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> <img alt="図7" src="/files/ftp_upload/53158/53158fig7.jpg" /> 単一分子信号の図7.定量。（A）SLB上の単一のフルオロフォアの時間経過。関心領域（ROI、イエロー）の7×7画素サイズの領域を定量するための信号の周りに配置されています。バックグラウンドは、隣接する7×7画素から決定されます。ROI（緑）。（B）定量化し、平均ピクセル強度が表示されます。単一分子の信号を決定するために、バックグラウンド値（緑ROI）が1の蛍光体の単一分子強度を時間に対してプロットされた信号値（黄色ROI）から減算し、49（C）で乗算されます。フルオロフォアが漂白の過程にあるよう90ミリ秒の時点が省略されていることに注意してください。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53158/53158fig7large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> <img alt="図8" src="/files/ftp_upload/53158/53158fig8.jpg" /> SLBの完全性を決定するために（FRAP）解析を光退色後蛍光回復8.図。 （A）に示した実験の（A）は、FRAP実験の全ての10番目の画像が表示されているIEK / MCC-アレクサフルオロ647を担持する二重層について実施した。（B）FRAP定量。値は、漂白前の初期強度（I 0）で割った値（A）に示す黄色のROI内の平均強度（I）を示しています。レッドデータポイントは緑色の線は、元の強度の0.9回復を示し、（A）に表示されている。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53158/53158fig8large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a>

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Single Molecule Fluorescence Microscopy on Planar Supported Bilayers

Preparation of protein-functionalized planar glass-supported lipid bilayers, determination of protein mobility within and measurement of protein densities is shown here. A roadmap to building a noise-reduced Total Internal Reflection microscope is outlined, which allows visualizing single bilayer-resident fluorochromes with high spatiotemporal resolution.

平面支持された二分子層​​上の単一分子蛍光顕微鏡

In the course of a single decade single molecule microscopy has changed from being a secluded domain shared merely by physicists with a strong background ...

single-molecule-fluorescence-microscopy-on-planar-supported-bilayers

Research

JoVE Journal

Bioengineering

13.8K ビュー.  Vienna University of Technology. Preparation of protein-functionalized planar glass-supported lipid bilayers, determination of protein mobility within and measurement of protein densities is shown here. A roadmap to building a noise-reduced Total Internal Reflection microscope is outlined, which allows visualizing single bilayer-resident fluorochromes with high spatiotemporal resolution. 

ビデオ: Single Molecule Fluorescence Microscopy on Planar Supported Bilayers

Multiplexed Single-molecule Force Proteolysis Measurements Using Magnetic Tweezers

The generation and detection of mechanical forces is a ubiquitous aspect of cell physiology, with direct relevance to cancer metastasis1, atherogenesis2 and wound healing3. In each of these examples, cells both exert force on their surroundings and simultaneously enzymatically remodel the extracellular matrix (ECM). The effect of forces on ECM has thus become an area of considerable interest due to its likely biological and medical importance4-7.
	Single molecule techniques such as optical trapping8, atomic force microscopy9, and magnetic tweezers10,11 allow researchers to probe the function of enzymes at a molecular level by exerting forces on individual proteins. Of these techniques, magnetic tweezers (MT) are notable for their low cost and high throughput. MT exert forces in the range of ~1-100 pN and can provide millisecond temporal resolution, qualities that are well matched to the study of enzyme mechanism at the single-molecule level12. Here we report a highly parallelizable MT assay to study the effect of force on the proteolysis of single protein molecules. We present the specific example of the proteolysis of a trimeric collagen peptide by matrix metalloproteinase 1 (MMP-1); however, this assay can be easily adapted to study other substrates and proteases.

In this article we describe the use of magnetic tweezers to study the effect of force on enzymatic proteolysis at the single molecule level in a highly parallelizable manner.

磁気ピンセットを用いた多重化単分子フォースタンパク質分解測定

The  generation and detection of mechanical forces is a ubiquitous aspect of cell physiology,  with direct relevance to cancer metastasis1, atherogenesis2 ...

生物工学

High-resolution Spatiotemporal Analysis of Receptor Dynamics by Single-molecule Fluorescence Microscopy

Single-molecule microscopy is emerging as a powerful approach to analyze the behavior of signaling molecules, in particular concerning those aspect (e.g., kinetics, coexistence of different states and populations, transient interactions), which are typically hidden in ensemble measurements, such as those obtained with standard biochemical or microscopy methods. Thus, dynamic events, such as receptor-receptor interactions, can be followed in real time in a living cell with high spatiotemporal resolution. This protocol describes a method based on labeling with small and bright organic fluorophores and total internal reflection fluorescence (TIRF) microscopy to directly visualize single receptors on the surface of living cells. This approach allows one to precisely localize receptors, measure the size of receptor complexes, and capture dynamic events such as transient receptor-receptor interactions. The protocol provides a detailed description of how to perform a single-molecule experiment, including sample preparation, image acquisition and image analysis. As an example, the application of this method to analyze two G-protein-coupled receptors, i.e., &#946;2-adrenergic and &#947;-aminobutyric acid type B (GABAB) receptor, is reported. The protocol can be adapted to other membrane proteins and different cell models, transfection methods and labeling strategies.

This protocol describes how to use total internal reflection fluorescence microscopy to visualize and track single receptors on the surface of living cells and thereby analyze receptor lateral mobility, size of receptor complexes as well as to visualize transient receptor-receptor interactions. This protocol can be extended to other membrane proteins.

単一分子蛍光顕微鏡による受容体ダイナミクスの高分解能時空間解析

Single-molecule microscopy is emerging as a powerful approach to analyze the behavior of signaling molecules, in particular concerning those aspect (e.g., ...

3D Orbital Tracking in a Modified Two-photon Microscope: An Application to the Tracking of Intracellular Vesicles

The objective of this video protocol is to discuss how to perform and analyze a three-dimensional fluorescent orbital particle tracking experiment using a modified two-photon microscope1. As opposed to conventional approaches (raster scan or wide field based on a stack of frames), the 3D orbital tracking allows to localize and follow with a high spatial (10 nm accuracy) and temporal resolution (50 Hz frequency response) the 3D displacement of a moving fluorescent particle on length-scales of hundreds of microns2. The method is based on a feedback algorithm that controls the hardware of a two-photon laser scanning microscope in order to perform a circular orbit around the object to be tracked: the feedback mechanism will maintain the fluorescent object in the center by controlling the displacement of the scanning beam3-5. To demonstrate the advantages of this technique, we followed a fast moving organelle, the lysosome, within a living cell6,7. Cells were plated according to standard protocols, and stained using a commercially lysosome dye. We discuss briefly the hardware configuration and in more detail the control software, to perform a 3D orbital tracking experiment inside living cells. We discuss in detail the parameters required in order to control the scanning microscope and enable the motion of the beam in a closed orbit around the particle. We conclude by demonstrating how this method can be effectively used to track the fast motion of a labeled lysosome along microtubules in 3D within a live cell. Lysosomes can move with speeds in the range of 0.4-0.5 &#181;m/sec, typically displaying a directed motion along the microtubule network8.

In this video protocol we track - at high speed and in three dimensions - fluorescently labeled lysosomes within living cells, using the orbital tracking method in a modified two-photon microscope.

細胞内小胞の追跡への応用：変形二光子顕微鏡での3d軌道の追跡

The objective of this video protocol is to discuss how to perform and analyze a three-dimensional fluorescent orbital particle tracking experiment using a ...

From Fast Fluorescence Imaging to Molecular Diffusion Law on Live Cell Membranes in a Commercial Microscope

It has become increasingly evident that the spatial distribution and the motion of membrane components like lipids and proteins are key factors in the regulation of many cellular functions. However, due to the fast dynamics and the tiny structures involved, a very high spatio-temporal resolution is required to catch the real behavior of molecules. Here we present the experimental protocol for studying the dynamics of fluorescently-labeled plasma-membrane proteins and lipids in live cells with high spatiotemporal resolution. Notably, this approach doesn&#8217;t need to track each molecule, but it calculates population behavior using all molecules in a given region of the membrane. The starting point is a fast imaging of a given region on the membrane. Afterwards, a complete spatio-temporal autocorrelation function is calculated correlating acquired images at increasing time delays, for example each 2, 3, n repetitions. It is possible to demonstrate that the width of the peak of the spatial autocorrelation function increases at increasing time delay as a function of particle movement due to diffusion. Therefore, fitting of the series of autocorrelation functions enables to extract the actual protein mean square displacement from imaging (iMSD), here presented in the form of apparent diffusivity vs average displacement. This yields a quantitative view of the average dynamics of single molecules with nanometer accuracy. By using a GFP-tagged variant of the Transferrin Receptor (TfR) and an ATTO488 labeled 1-palmitoyl-2-hydroxy-sn-glycero-3-phosphoethanolamine (PPE) it is possible to observe the spatiotemporal regulation of protein and lipid diffusion on &#181;m-sized membrane regions in the micro-to-milli-second time range.

Spatial distribution and temporal dynamics of plasma membrane proteins and lipids is a hot topic in biology. Here this issue is addressed by a spatio-temporal image fluctuation analysis that provides conceptually the same physical quantities of single particle tracking, but it uses small molecular labels and standard microscopy setups.

商業顕微鏡でのライブ細胞膜上の分子拡散法への高速蛍光イメージングから

It has become increasingly evident that the spatial distribution and the motion of membrane components like lipids and proteins are key factors in the ...

Preparation of Mica Supported Lipid Bilayers for High Resolution Optical Microscopy Imaging

Supported lipid bilayers (SLBs) are widely used as a model for studying membrane properties (phase separation, clustering, dynamics) and its interaction with other compounds, such as drugs or peptides. However SLB characteristics differ depending on the support used. 
Commonly used techniques for SLB imaging and measurements are single molecule fluorescence microscopy, FCS and atomic force microscopy (AFM). Because most optical imaging studies are carried out on a glass support, while AFM requires an extremely flat surface (generally mica), results from these techniques cannot be compared directly, since the charge and smoothness properties of these materials strongly influence diffusion. Unfortunately, the high level of manual dexterity required for the cutting and gluing thin slices of mica to the glass slide presents a hurdle to routine use of mica for SLB preparation. Although this would be the method of choice, such prepared mica surfaces often end up being uneven (wavy) and difficult to image, especially with small working distance, high numerical aperture lenses. Here we present a simple and reproducible method for preparing thin, flat mica surfaces for lipid vesicle deposition and SLB preparation. Additionally, our custom made chamber requires only very small volumes of vesicles for SLB formation. The overall procedure results in the efficient, simple and inexpensive production of high quality lipid bilayer surfaces that are directly comparable to those used in AFM studies.

We present a method of preparing mica supported lipid bilayers for high resolution microscopy. Mica is transparent and flat on an atomic scale, but rarely used in imaging because of handling difficulties; our preparation results in even deposition of the mica sheet, and reduces the material used in bilayer preparation.

マイカの製造は、高分解能光学顕微鏡イメージングのための脂質二重層をサポート

Supported lipid bilayers (SLBs) are widely used as a model for studying membrane properties (phase separation, clustering, dynamics) and its interaction ...

Atomic Force Microscopy Imaging and Force Spectroscopy of Supported Lipid Bilayers

Atomic force microscopy (AFM) is a versatile, high-resolution imaging technique that allows visualization of biological membranes. It has sufficient magnification to examine membrane substructures and even individual molecules. AFM can act as a force probe to measure interactions and mechanical properties of membranes. Supported lipid bilayers are conventionally used as membrane models in AFM studies. In this protocol, we demonstrate how to prepare supported bilayers and characterize their structure and mechanical properties using AFM. These include bilayer thickness and breakthrough force. 
The information provided by AFM imaging and force spectroscopy help define mechanical and chemical properties of membranes. These properties play an important role in cellular processes such as maintaining cell hemostasis from environmental stress, bringing membrane proteins together, and stabilizing protein complexes.

We describe a protocol for preparation of supported lipid bilayers and its characterization using atomic force microscopy and force spectroscopy.

原子間力顕微鏡イメージングおよびサポートされている脂質二重層のフォーススペクトロスコピー

Atomic force microscopy (AFM) is a versatile, high-resolution imaging technique that allows visualization of biological membranes. It has sufficient ...

Fluorescence Biomembrane Force Probe: Concurrent Quantitation of Receptor-ligand Kinetics and Binding-induced Intracellular Signaling on a Single Cell

Membrane receptor-ligand interactions mediate many cellular functions. Binding kinetics and downstream signaling triggered by these molecular interactions are likely affected by the mechanical environment in which binding and signaling take place. A recent study demonstrated that mechanical force can regulate antigen recognition by and triggering of the T-cell receptor (TCR). This was made possible by a new technology we developed and termed fluorescence biomembrane force probe (fBFP), which combines single-molecule force spectroscopy with fluorescence microscopy. Using an ultra-soft human red blood cell as the sensitive force sensor, a high-speed camera and real-time imaging tracking techniques, the fBFP is of ~1 pN (10-12 N), ~3 nm and ~0.5 msec in force, spatial and temporal resolution. With the fBFP, one can precisely measure single receptor-ligand binding kinetics under force regulation and simultaneously image binding-triggered intracellular calcium signaling on a single live cell. This new technology can be used to study other membrane receptor-ligand interaction and signaling in other cells under mechanical regulation.

We describe a technique for concurrently measuring force-regulated single receptor-ligand binding kinetics and real-time imaging of calcium signaling in a single T lymphocyte.

蛍光生体膜フォースプローブ：単一細胞上の受容体 - リガンド速度論の同時定量との結合によって誘導される細胞内シグナル伝達

Membrane receptor-ligand interactions mediate many cellular functions. Binding kinetics and downstream signaling triggered by these molecular interactions ...

Label-free Single Molecule Detection Using Microtoroid Optical Resonators

Detecting small concentrations of molecules down to the single molecule limit has impact on areas such as early detection of disease, and fundamental studies on the behavior of molecules. Single molecule detection techniques commonly utilize labels such as fluorescent tags or quantum dots, however, labels are not always available, increase cost and complexity, and can perturb the events being studied. Optical resonators have emerged as a promising means to detect single molecules without the use of labels. Currently the smallest particle detected by a non-plasmonically-enhanced bare optical resonator system in solution is a 25 nm polystyrene sphere1. We have developed a technique known as Frequency Locking Optical Whispering Evanescent Resonator (FLOWER) that can surpass this limit and achieve label-free single molecule detection in aqueous solution2. As signal strength scales with particle volume, our work represents a &#62; 100x improvement in the signal to noise ratio (SNR) over the current state of the art. Here the procedures behind FLOWER are presented in an effort to increase its usage in the field.

We have developed a label-free biosensing system based on optical resonator technology known as Frequency Locking Optical Whispering Evanescent Resonator (FLOWER) that is capable of detecting single molecules in solution. Here the procedures behind this work are described and presented.

マイクロトロイドの光共振器を用いたラベルフリー単一分子検出

Detecting small concentrations of molecules down to the single molecule limit has impact on areas such as early detection of disease, and fundamental ...

Visualizing Adhesion Formation in Cells by Means of Advanced Spinning Disk-Total Internal Reflection Fluorescence Microscopy

In living cells, processes such as adhesion formation involve extensive structural changes in the plasma membrane and the cell interior. In order to visualize these highly dynamic events, two complementary light microscopy techniques that allow fast imaging of live samples were combined: spinning disk microscopy (SD) for fast and high-resolution volume recording and total internal reflection fluorescence (TIRF) microscopy for precise localization and visualization of the plasma membrane. A comprehensive and complete imaging protocol will be shown for guiding through sample preparation, microscope calibration, image formation and acquisition, resulting in multi-color SD-TIRF live imaging series with high spatio-temporal resolution. All necessary image post-processing steps to generate multi-dimensional live imaging datasets, i.e. registration and combination of the individual channels, are provided in a self-written macro for the open source software ImageJ. The imaging of fluorescent proteins during initiation and maturation of adhesion complexes, as well as the formation of the actin cytoskeletal network, was used as a proof of principle for this novel approach. The combination of high resolution 3D microscopy and TIRF provided a detailed description of these complex processes within the cellular environment and, at the same time, precise localization of the membrane-associated molecules detected with a high signal-to-background ratio.

An advanced microscope that permit fast and high-resolution imaging of both, the isolated plasma membrane and the surrounding intracellular volume, will be presented. The integration of spinning disk and total internal reflection fluorescence microscopy in one setup allows live imaging experiments at high acquisition rates up to 3.5 s per image stack.

回転ディスク全内部反射蛍光顕微鏡による細胞の接着の形成の可視化詳細

In living cells, processes such as adhesion formation involve extensive structural changes in the plasma membrane and the cell interior. In order to ...

A Quantitative Fluorescence Microscopy-based Single Liposome Assay for Detecting the Compositional Inhomogeneity Between Individual Liposomes

Most research employing liposomes as membrane model systems or drug delivery carriers relies on bulk read-out techniques and thus intrinsically assumes all liposomes of the ensemble to be identical. However, new experimental platforms able to observe liposomes at the single-particle level have made it possible to perform highly sophisticated and quantitative studies on protein-membrane interactions or drug carrier properties on individual liposomes, thus avoiding errors from ensemble averaging. Here we present a protocol for preparing, detecting, and analyzing single liposomes using a fluorescence-based microscopy assay, facilitating such single-particle measurements. The setup allows for imaging individual liposomes in a massive parallel manner and is employed to reveal intra-sample size and compositional inhomogeneities. Additionally, the protocol describes the advantages of studying liposomes at the single liposome level, the limitations of the assay, and the important features to be considered when modifying it to study other research questions.

This protocol describes the fabrication of liposomes and how these can be immobilized on a surface and imaged individually in a massive parallel manner using fluorescence microscopy. This allows for the quantification of the size and compositional inhomogeneity between single liposomes of the population.

個々のリポソーム間の組成不均一性を検出するための定量的蛍光顕微鏡ベースの単一リポソームアッセイ

Most research employing liposomes as membrane model systems or drug delivery carriers relies on bulk read-out techniques and thus intrinsically assumes ...

平面支持された二分子層​​上の単一分子蛍光顕微鏡

平面支持された二分子層上の単一分子蛍光顕微鏡