저자는 비디오에 사용되는 도면에 대한 박사 피터 Gerrits 감사합니다.

참고 : 살균 기술이 모든 절차를 수행하는 동안 고용해야합니다. 수술시 사용됩니다 모든 악기와 자료 (솜 밀고 면봉, 거즈 등) autoclaving 소독을해야합니다. 외과 마스크, 헤어 모자와 멸균 장갑을 착용하여야한다. 작업 공간과 stereotaxic기구는 깨끗이 청소하고, 70 % 에탄올 용액과 함께 소독해야합니다. 1. 사전 수술 절차 <ol><li> stereotaxic기구와 필요한 모든 자료를 설정합니다. 미리 따뜻한 손난로. </li><li> 의 지원에 정맥을 놓고 그것이 바로 있는지 확인하십시오. </li><li> 가스 시스템을 켜십시오 - 주변 공기와 산소 (총 흐름 30~35% 산소한다)의 혼합. </li><li> 쥐 무게와 마취를 관리할 수 있습니다. 우리는 subcutaneously 주입 케타민을 (37.5 밀리그램 / kg)과 dexmedetomidine (0.25 밀리그램 / kg)의 혼합물을 사용하고 있습니다. 다른 마취 프로토콜 들어, Flecknell 4 Hellebreker를 참조하십시오의 외. 7. </li><li> 쥐 의식을 잃은 후, 단지 전기 면도기와 눈 사이에에 귀를에서가는 머리 영역을 면도. </li><li> 공기 튜브 앞에는 코와 함께 가열 패드에 쥐 놓으십시오. 쥐가 충분한 혈액 산소 수준을 (&lt;90 %를 드롭하지 말아야)가되도록 산소 농도계를 사용합니다. 장비의 적절한 사용을 위해 제조 업체의 지침을 따르십시오. </li><li> 탈수를 피하기 위해 두 각막에 아이 크림을 (Duratears Z, Alcon) 적용됩니다. </li><li> 그것이 적절하게 anesthetized 있는지 확인하기 위해 쥐의 반사 (반사 또는 꼬리 앞꿈치 핀치 반사 등 Walantus 외. 8 증명)를 확인합니다. 쥐이 강한 반사를 보여 지속되면 마취의 보완이 필요 수 있습니다. </li><li> 동물의 앞에있는 공기 튜브를 더 발가락 - 핀치 반사가 표시되지 않은 경우, stereotaxic 장치에 쥐 장소는 양쪽에 동일한 독서를 보여줍 있도록 귀 막대를 조정하고 다시 장소코 막대로 고정하여. 쥐이 90 % 이상의 혈액 산소 수준을 보여주는 경우에 다시 확인하십시오. 그렇지 않다면, 가까이 코를에 데리고, 중 튜브를 조정하거나, 산소의 흐름을 향상시킬 수 있습니다. 수술을 통해 혈액 산소 수준과 심장 박동을 모니터링합니다. </li><li> 지속적인 직장 온도계 (우선적으로 가열 패드에 연결된)와 쥐의 온도를 모니터링하고 수술의 시작과 끝 부분에 값을 기록합니다. 가열 패드를 조정하거나 38.5-37.5의 체온을 유지하기 위해 담요를 사용 ° C. </li></ol> 2. 외과 <ol><li> 진통제를 주사. 우리는 carprofen (subcutaneously 4.0-5.0 MG / kg)의 단일 아름다운 요정 수술 관리를 사용하고 있습니다. 다른 진통제 프로토콜, Hellebrekers 외. 7을 참조하십시오. </li><li> t의 음모 지역을 청소그 중심에서 세 살균제 (예 : chlorhexidine 0.5 %)과 시간 및 지역 지역 마취 및 vasoconstriction에 대한 lidocaine (20 MG / ML)과 아드레날린 (5 밀리그램 / ML)의 혼합물을 주입이 (방지하기 위해 머리 둘레 피부 과도한 출혈). </li><li> 귀 뒤쪽까지 눈 사이에서가는 두피의 중간선에 2.5 cm의 앞쪽에 - 후부 절개를합니다. 피부를 꼬집어하고 절개 뜨고 4-6 불독 클램프를 사용하십시오. 주걱 및 / 또는 무명 면봉과 두개골 표면을 노출 영역을 깨끗하게하는 결합하는 조직을 제거합니다. </li><li> , 첫 번째 람다를 찾아 정확히이 위​​치를 통해 가이드 정맥을 배치, 두개골을 감동 : 머리가 수준 있는지 확인하십시오. dorso - 복부 좌표를 기록합니다. 다음 두개골을 감동 정확히 Bregma을 통해 안내 정맥을 배치하며, dorso - 복부 좌표를 기록합니다. 이 두 좌표는 동일해야합니다. 차이가&gt; 0.3 mm있다면, 그것을 해결하기 위해 코 막대를 조정합니다. </li><li> M멸균 핸드 드릴 (반구 ​​중 하나에있는 정맥의 위치와 contralateral 북반구에있는 정맥의 위치에 후부 다른 5mm로 앞쪽에 한 약 5mm)를 사용하여 두개골 나사를 고정을위한 착륙이 작은 구멍. 그들은 밀접하게 완전히 두개골에 삽입되지 않고, 고정되기 전까지는이 구멍 두개의 살균 나사를 삽입합니다. </li><li> 가이드 정맥이 Bregma에 정확히 배치로, 앞쪽에 - 후부와 측면 좌표를 기록합니다. 각각의 뇌 영역에 대한 가이드 정맥 배치의 정확한 위치는 stereotaxic 아틀라스 9-11의 도움과 함께, 추가 또는 Bregma 값에서 빼는 방법으로 계산하실 수 있습니다. </li><li> 약간 두개골을 감동 그 정확한 위치에 안내 정맥을 놓습니다. dorso - 복부 좌표를 기록합니다. 양자 정맥 배치를위한, 다른 북반구에있는 정맥의 위치 다음에 찾아서 다시 dorso - 복부 좌표를 기록합니다. 두 좌표 (또는 &lt;0.3 mm 차이가) 동일해야합니다. </li><li>멸균 연필로 두개골에있는 정맥 위치를 마크하고, 핸드 맹연습을하는 것으로, 크기와 가이드 정맥의 도움으로 정확한 위치를 확인, 버 구멍을합니다. 구멍이 만들어진 후, 부드럽게 정맥의 탁 트인 삽입 수 있도록 meninges을 주먹으로 멸균 바늘을 사용합니다. </li><li> 첫 번째 구멍에 정맥을 놓고 그것이 최종 복부 좌표에 도달할 때까지 신중하게 그것을 낮춥니다. 치과 시멘트를 준비하고 넉넉한 정맥 문제를 해결하기 위해 정맥과 하나 또는 둘 다 나사 주위를 적용해야합니다. 시멘트가 완전히 마른 때까지 기다리십시오. 그 후, 조심스럽게 dorso - 복부 바 위쪽으로 회전하여 정맥 지원을 제거합니다. </li><li> 지원으로 두 번째 정맥을 놓고 다른 북반구에있는 정맥의 위치로 이동합니다. 구멍에 정맥을 놓고 이전 단계를 반복합니다. 나사와 시멘트로 cannulas의 큰 표면을 커버하고, 시멘트가 건조되기 전에는 피부로부터 잉여를 제거합니다. </li><li> 주입 따뜻한 (~ 37 ° C) rehydration을 보장하기 위해 무균 식염수 (~ 10 ML / kg, SC). </li><li> 시멘트가 완전히 건조되면 정맥 지원을 제거하고 방해를 방지하기 위해 각 정맥에 살균 핀을 넣으십시오. </li><li> 무균 식염수에 상처 영역을 청소하고 전면과 상처의 뒷면을 봉합. </li><li> 의 코 앞에있는 가스 튜브를 교체, stereotaxic 장치에서 동물을 제거합니다. 산소 포화도 수준과 체온을 지속적으로 모니터. </li><li> dexmedetomidine과 주사용 마취제를 사용하는 경우, 그 길항제 atipamezole를 주입 (0.25 MG / kg, SC)와 동물 (약 5 분)가 떴습 때까지 기다리십시오. </li><li> 복구 케이지로 쥐를 놓습니다. 저체온증을 방지하려면 동식물 사육장 룸에 반환하기 전에 적어도 한 시간 동안 동물을 볼 수있는 장소에서 28 ° C에서 또는 가열 패드에 인큐베이터에 케이지를 놓습니다. </li></ol> 3. 포스트 외과 치료 <ol><li> 동안<html> 수술 후 첫 4 일간, 무게와 실험 일지 또는 &quot;동물 복지 일기&quot;에 동물의 상태에 관한 다른 관찰 일상적인 기록을 유지하여 쥐의 복구를 모니터링합니다. </li><li> 체중이나 웰빙 것은 받아야합니다 감소 특별한주의의 다른 증상의 상처, 손실의 질병, 감염의 명백한 징후를 보여 동물 : 포스트 수술 통증, 분말 식품과 물을 혼합을 최소화하기 위해 진통제의 여분 복용량을 예 표준 밥 이외에 쥐의 식욕, 및 / 또는 rehydration을 지원하기 위해 염분을 피하 주사를 자극합니다. </li><li> 쥐이 개입 이후 어떠한 개선이나 체중의 손실을 표시하지 않는 경우 희생은 마취의 과다 (인간 엔드 포인트)와 동물 (미리 수술 무게에 비해)&gt; 15 %. </li><li> 쥐은 일반적으로 행동 실험을 개시하기 전에 적어도 7 일 동안 복구해야합니다. </li></ol> 4. 대표 결과 특히 산소의 보완과 혈액 산소 수준, 심장 박동과 체온의 지속적인 모니터링과 관련하여 우리가 수술에 대한 다양한 수정이, 동물의 생존을 향상하고 수술 후 그 일반적인 조건을 개선 여부를 확인하려면 jove_content &quot;&gt;, 우리가 비교 동물 우리가 표준 프로토콜로 운영하는 24 동료 (20 쥐들이 각)의 비 생존율 이러한 수정을 실시 후 수술을 받았습니다 (20 쥐를 각각의 구성된)합니다. 20 동료가 아닌 생존 비율은 그림 1A에 나와있는 그 이외의 생존율이 크게 수정된 프로토콜 (P &lt;0.05, 맨 - 휘트니 U 테스트, 두 꼬리)로 운영되었습니다 동료의 예제에서 감소되었다. 또한, 같은 그림 1B, 사후 수술 체중 감량에게에 표시됩니다 수정된 프로토콜과 운영 쥐들이 또한 상당히으로 표준 절차 (POST 수술 일 1 운영 쥐를의에 비해 감소했습니다 : P &lt;0.05, 이후 수술 일 2 : P &lt;0.01, 이후 수술 3 일 : P = 0.17, 학생 T - 테스트). <img alt="그림 1" src="/files/ftp_upload/3528/3528fig1.jpg" /> 그림 1. 비 생존 속도와 수술 후 체중 감소에 대한 외과 변경의 효력. 표준 프로토콜로 운영 쥐를의에 비해 수정된 프로토콜과 운영 쥐를 (A.)이 아닌 생존 속도. 아닌 생존 요금은 (평균 ± interquartile 범위) 수술을 생존 아니 20 쥐의 일대 당 쥐의 비율로 계산되었다. * P &lt;0.05, 맨 - 휘트니 U 시험이 꼬리 (표준 프로토콜에 대한 수정된 프로토콜과 24 동료에 대한 n은 = 20 동료). 첫 번째 (POD1), 초 (POD2) 및 세 번째 (POD3) 포스트 수술 하루 동안 (B.) 체중 감소 (미리 수술 무게의 백분율로 ± SEM을 의미). * P &lt;0.05, ** P &lt;0.01, 학생 T - 테스트 (N 그룹당 = 60).

<ol>
	<li>Russell, W. M. S., Burch, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Principles of Humane Experimental Technique. , (1959).</li><li>Richardson, C. A., Flecknell, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anaesthesia+and+post-operative+analgesia+following+experimental+surgery+in+laboratory+rodents:+are+we+making+progress?.">Anaesthesia and post-operative analgesia following experimental surgery in laboratory rodents: are we making progress?.</a> Altern. Lab Anim. 33, 119-127 (2005).</li><li>Stokes, E. L., Flecknell, P. A., Richardson, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reported+analgesic+and+anaesthetic+administration+to+rodents+undergoing+experimental+surgical+procedures.">Reported analgesic and anaesthetic administration to rodents undergoing experimental surgical procedures.</a> Lab Anim. 43, 149-154 (2009).</li><li>Flecknell, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Laboratory Animal Anaesthesia - A Practical Introduction for Research Workers and Technicians. , (2009).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=DIRECTIVE+2010/63/EU+OF+THE+EUROPEAN+PARLIAMENT+AND+OF+THE+COUNCIL+of+22+September+2010+on+the+protection+of+animals+used+for+scientific+purposes.">DIRECTIVE 2010/63/EU OF THE EUROPEAN PARLIAMENT AND OF THE COUNCIL of 22 September 2010 on the protection of animals used for scientific purposes.</a> Official Journal of the European Union. , (2010).</li><li>Geiger, B. M., Frank, L. E., Caldera-Siu, A. D., Pothos, E. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Survivable+Stereotaxic+Surgery+in+Rodents.">Survivable Stereotaxic Surgery in Rodents.</a> J. Vis. Exp. (20), e880-e880 (2008).</li><li>Hellebrekers, L. J., Booij, L. H. D. J., Flecknell, P. A., Van Zutphen, L. F. M., Baumans, V., Beynen, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anaesthesia,+analgesia+and+euthanasia.">Anaesthesia, analgesia and euthanasia.</a> Principles of Laboratory Animal Science. , 277-311 (2001).</li><li>Walantus, W., Elias, L., Kriegstein, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+utero+intraventricular+injection+and+electroporation+of+E16+rat+embryos.">In utero intraventricular injection and electroporation of E16 rat embryos.</a> J. Vis. Exp. (6), e236-e236 (2007).</li><li>Paxinos, G., Watson, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. , (1986).</li><li>Paxinos, G., Watson, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. , (2007).</li><li>Swanson, L. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Brain Maps: Structure of the Rat Brain. , (1992).</li></ol>

저자는 공개 아무것도 없어.

이 비디오 프레 젠 테이션의 주된 목적은 stereotaxic 수술의 기본 원칙과 행동 neuroscientists에 익숙해하는 것입니다. 이미 stereotaxic 수술을 수행하는 연구자도이 동영상의 혜택을 자신의 실험실에서 사용하기 위해 절차 개선의 일부를 고려해 볼 수 있습니다. 수술 기법 1-3 최적화에 대해 계속 증가하는 지식, 인간과 동물용 의약품 4,12, 공공 인식에 관한 동물 복지 문제와 엄격한 법률 ...

<table border="1"><tbody><tr><td> 시약의 이름 </td><td> 회사 </td></tr><tr><td> 알코올 70% </td><td> VWR </td></tr><tr><td> Antisedan (atipamezole) </td><td> 오리온 </td></tr><tr><td> 황산 아트로 핀 0,5 </td><td> Pharmachemie BV </td></tr><tr><td> 불독 haemostatic 클램프 </td><td> Aesculap </td></tr><tr><td> Cannulas </td><td> 구성 요소 공급 (주) </td></tr><tr><td> Chlorhexidine 0.5 % </td><td> AppepPharma </td></tr><tr><td> 분말을 청소 </td><td> Alconox </td></tr><tr><td> 코튼 스틱 </td><td> 하트만 BV </td></tr><tr><td> Dexdomitor (dexmedetomidine) </td><td> 오리온 </td></tr><tr><td> 훈련 </td><td> Dremel 8000 </td></tr><tr><td> Duratears Z </td><td> Alcon </td></tr><tr><td> Durogrip Naaldvoerder 대화 130mm </td><td> Aesculap </td></tr><tr><td> Durotip Fijne schaar ret.sp / 일 110mm </td><td> Aesculap </td></tr><tr><td> 쇠그물 </td><td> Medicomp (5x5) </td></tr><tr><td> 생리대 </td><td> 하버드 장치 </td></tr><tr><td> 곤충 핀 (stylets) </td><td> Entosphinx (체코 Republik) </td></tr><tr><td> 케타민을 10 % (케타민을) </td><td> Alfasan </td></tr><tr><td> 마이크로 halsted 스트레이트 팁 </td><td> Aesculap - 수의사 </td></tr><tr><td> Molinea </td><td> 하트만 BV </td></tr><tr><td> NaCl 0,9 % </td><td> 벡스터 </td></tr><tr><td> 바늘 (25G) </td><td> Terumo </td></tr><tr><td> 산소 농도계 </td><td> Edan 인 스트 루먼트 주식 회사 </td></tr><tr><td> Pentobarbital </td><td> UMCG의 약국 </td></tr><tr><td> Rimadyl </td><td> 화이자 </td></tr><tr><td> 메스 블레이드 번호 23 </td><td> 스완 모튼 </td></tr><tr><td> Scalpelholder의 NR. 네 133mm </td><td> Aesculap </td></tr><tr><td> 스크류 드라이버 </td><td> 기존의 하드웨어 스토어 </td></tr><tr><td> 쾌속 심플 (치과 시멘트) </td><td> Kemdent </td></tr><tr><td> 두개골 나사 </td><td> 구성 요소 공급 (주) </td></tr><tr><td> 주걱 </td><td> VWR </td></tr><tr><td> Spongestan 특수 </td><td> 존슨 앤 존슨 </td></tr><tr><td> Stereotacts </td><td> Kopf 인 스트 루먼트 </td></tr><tr><td> 외과 포셉 100mm </td><td> Aesculap </td></tr><tr><td> 봉합 재료 Safil 5 / 0 </td><td> Aesculap </td></tr><tr><td> 주사기 10 ML </td><td> Omnifix </td></tr><tr><td> 주사기 1ml </td><td> Terumo </td></tr><tr><td> 주사기 5ml </td><td> Omnifix </td></tr><tr><td> Xylocaine (lidocaine / 아드레날린) </td><td> Astra Zeneca </td></tr></tbody></table>

rodent stereotaxic surgery and animal welfare outcome improvements for behavioral neuroscience

특정 뇌 영역에 캐뉼러의 주입을위한 Stereotaxic 수술은 많은 수십 년 동안 정신, 행동 동물 로컬 조작 신경 전달 물질과 신호 경로의 영향을 조사하기 위해 매우 성공적인 실험 기법을했습니다. 또한, electrophysiological 자극 및 기록 연구에 대한 전극의 stereotaxic 이식은 동물 행동에 neuroplasticity 및 뇌 네트워크의 현재 이해를 수단되었습니다. 설치류 동물 1-4, 대중 인식에 관한 동물 복지 문제와 엄격한 법률 (예 : 실험실 동물의 사용 5 2010 년 유럽 연합 지침)에 수술 기법을 최적화하는 방법에 대한 늘어나는 지식은 우리가 특히 존경, 이러한 수술 절차를 수정하라는 메시지가 나타납니다 수술하는 동안 산소 보완을위한 새로운 절차와 혈액 산소와 심장 박동 수준의 지속적인 모니터링을 구현뿐만 아니라수술 후 관리를위한 표준 프로토콜을 소개합니다. 우리의 관찰이 수정이 증가 생존 속도와 수술 후 동물의 일반적인 상태 (예 적은 체중 감소와보다 적극적인 동물)의 개선 결과 것으로 나타났습니다. 이 비디오 프레 젠 테이션은 우리의 몇 가지 수정에 특별한 관심과 stereotaxic 수술의 종류에 관련된 일반적인 절차를 보여줍니다. 우리는 쥐가 이러한 수술 절차를 설명되지만, 그것은 stereotaxic기구 6 특수 어댑터를 사용하여 마우스 또는 기타 작은 실험실 동물에서 수술이 유형을 수행할 수도 있습니다.

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Rodent Stereotaxic Surgery and Animal Welfare Outcome Improvements for Behavioral Neuroscience

설치류에 Stereotaxic 수술은 약물이나 동물을 행동 깨어 전기 자극과 녹음의 타겟 관리를위한 수 있습니다. 이 비디오 프레 젠 테이션에서 우리는이 오랜 절차를 성공적으로 향상되는 생존율 감소 수술 후 체중 감소 최근 절차 개선을 설명합니다.

행동 신경 과학에 대한 설치류 Stereotaxic 수술과 동물 복지 성과 향상

Stereotaxic surgery for the implantation of cannulae into specific brain regions has for many decades been a very successful experimental technique to ...

rodent-stereotaxic-surgery-animal-welfare-outcome-improvements-for

Research

JoVE Journal

Neuroscience

38.9K 조회수.  University of Groningen. 설치류에 Stereotaxic 수술은 약물이나 동물을 행동 깨어 전기 자극과 녹음의 타겟 관리를위한 수 있습니다. 이 비디오 프레 젠 테이션에서 우리는이 오랜 절차를 성공적으로 향상되는 생존율 감소 수술 후 체중 감소 최근 절차 개선을 설명합니다.

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Systemic and Local Drug Delivery for Treating Diseases of the Central Nervous System in Rodent Models

Thorough preclinical testing of central nervous system (CNS) therapeutics includes a consideration of routes of administration and agent biodistribution in assessing therapeutic efficacy. Between the two major classifications of administration, local vs. systemic, systemic delivery approaches are often preferred due to ease of administration. However, systemic delivery may result in suboptimal drug concentration being achieved in the CNS, and lead to erroneous conclusions regarding agent efficacy. Local drug delivery methods are more invasive, but may be necessary to achieve therapeutic CNS drug levels. Here, we demonstrate proper technique for three routes of systemic drug delivery: intravenous injection, intraperitoneal injection, and oral gavage. In addition, we show a method for local delivery to the brain: convection-enhanced delivery (CED). The use of fluorescently-labeled compounds is included for in vivo imaging and verification of proper drug administration. The methods are presented using murine models, but can easily be adapted for use in rats.

Thorough preclinical testing of drugs that act in the central nervous system often involves assessing and comparing drug biodistribution in association with specific routes of administration. Here, three commonly used methods of systemic delivery (intravenous, intraperitoneal, and oral) as well as a method for local delivery (convection-enhanced delivery) are demonstrated in mice.

Thorough preclinical testing of central nervous system (CNS) therapeutics includes a consideration of routes of administration and agent biodistribution ...

연구

신경과학

Whole Animal Perfusion Fixation for Rodents

The goal of fixation is to rapidly and uniformly preserve tissue in a life-like state. While placing tissue directly in fixative works well for small pieces of tissue, larger specimens like the intact brain pose a problem for immersion fixation because the fixative does not reach all regions of the tissue at the same rate 5,7. Often, changes in response to hypoxia begin before the tissue can be preserved 12. The advantage of directly perfusing fixative through the circulatory system is that the chemical can quickly reach every corner of the organism using the natural vascular network. In order to utilize the circulatory system most effectively, care must be taken to match physiological pressures 3. It is important to note that physiological pressures are dependent on the species used. Techniques for perfusion fixation vary depending on the tissue to be fixed and how the tissue will be processed following fixation. In this video, we describe a low-cost, rapid, controlled and uniform fixation procedure using 4% paraformaldehyde perfused via the vascular system: through the heart of the rat to obtain the best possible preservation of the brain for immunohistochemistry. The main advantage of this technique (vs. gravity-fed systems) is that the circulatory system is utilized most effectively.

Here we describe a low-cost, rapid, controlled and uniform fixation procedure using 4% paraformaldehyde perfused via the vascular system: through the heart of the rat to obtain the best possible preservation of the brain.

설치류에 대한 전체 동물 관류 고정

The goal of fixation is to rapidly and uniformly preserve tissue in a life-like state. While placing tissue directly in fixative works well for small ...

Stereotaxic Surgery for Excitotoxic Lesion of Specific Brain Areas in the Adult Rat

Many behavioral functions in mammals, including rodents and humans, are mediated principally by discrete brain regions. A common method for discerning the function of various brain regions for behavior or other experimental outcomes is to implement a localized ablation of function. In humans, patient populations with localized brain lesions are often studied for deficits, in hopes of revealing the underlying function of the damaged area. In rodents, one can experimentally induce lesions of specific brain regions.
Lesion can be accomplished in several ways. Electrolytic lesions can cause localized damage but will damage a variety of cell types as well as traversing fibers from other brain regions that happen to be near the lesion site. Inducible genetic techniques using cell-type specific promoters may also enable site-specific targeting. These techniques are complex and not always practical depending on the target brain area. Excitotoxic lesion using stereotaxic surgery, by contrast, is one of the most reliable and practical methods of lesioning excitatory neurons without damaging local glial cells or traversing fibers.
Here, we present a protocol for stereotaxic infusion of the excitotoxin, N-methyl-D-aspartate (NMDA), into the basolateral amygdala complex. Using anatomical indications, we apply stereotaxic coordinates to determine the location of our target brain region and lower an injection needle in place just above the target. We then infuse our excitotoxin into the brain, resulting in excitotoxic death of nearby neurons. While our experimental subject of choice is a rat, the same methods can be applied to other mammals, with the appropriate adjustments in equipment and coordinates.
This method can be used on a variety of brain regions, including the basolateral amygdala1-6, other amygdala nuclei6, 7, hippocampus8, entorhinal cortex9 and prefrontal cortex10. It can also be used to infuse biological compounds such as viral vectors1, 11. The basic stereotaxic technique could also be adapted for implantation of more permanent osmotic pumps, allowing more prolonged exposure to a compound of interest.

Targeted ablation of specific brain region(s) by infusion of an excitotoxin using stereotaxic coordinates is described. This technique could also be adapted for infusion of other chemicals into the rat brain.

성인 쥐의 특정 두뇌 영역의 Excitotoxic 병변에 대한 Stereotaxic 외과

Many behavioral functions in mammals, including rodents and humans, are mediated principally by discrete brain regions. A common method for discerning the ...

A Lightweight, Headphones-based System for Manipulating Auditory Feedback in Songbirds

Experimental manipulations of sensory feedback during complex behavior have provided valuable insights into the computations underlying motor control and sensorimotor plasticity1. Consistent sensory perturbations result in compensatory changes in motor output, reflecting changes in feedforward motor control that reduce the experienced feedback error. By quantifying how different sensory feedback errors affect human behavior, prior studies have explored how visual signals are used to recalibrate arm movements2,3 and auditory feedback is used to modify speech production4-7. The strength of this approach rests on the ability to mimic naturalistic errors in behavior, allowing the experimenter to observe how experienced errors in production are used to recalibrate motor output.
Songbirds provide an excellent animal model for investigating the neural basis of sensorimotor control and plasticity8,9. The songbird brain provides a well-defined circuit in which the areas necessary for song learning are spatially separated from those required for song production, and neural recording and lesion studies have made significant advances in understanding how different brain areas contribute to vocal behavior9-12. However, the lack of a naturalistic error-correction paradigm - in which a known acoustic parameter is perturbed by the experimenter and then corrected by the songbird - has made it difficult to understand the computations underlying vocal learning or how different elements of the neural circuit contribute to the correction of vocal errors13.
The technique described here gives the experimenter precise control over auditory feedback errors in singing birds, allowing the introduction of arbitrary sensory errors that can be used to drive vocal learning. Online sound-processing equipment is used to introduce a known perturbation to the acoustics of song, and a miniaturized headphones apparatus is used to replace a songbird's natural auditory feedback with the perturbed signal in real time. We have used this paradigm to perturb the fundamental frequency (pitch) of auditory feedback in adult songbirds, providing the first demonstration that adult birds maintain vocal performance using error correction14. The present protocol can be used to implement a wide range of sensory feedback perturbations (including but not limited to pitch shifts) to investigate the computational and neurophysiological basis of vocal learning.

We describe the design and assembly of miniaturized headphones suitable for replacing a songbird&#x2019;s natural auditory feedback with a manipulated acoustic signal. Online sound processing hardware is used to manipulate song output, introduce real-time errors in auditory feedback via the headphones, and drive vocal motor learning.

노래하는 새는에 청각 피드백을 조작하기위한 경량, 헤드폰 기반의 시스템

Experimental manipulations of sensory feedback during complex behavior have provided valuable insights into the computations underlying motor control and ...

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution has been a long sought tool for neuroscientists in the systems-level search for the neural circuitry governing complex behavioral states. Optogenetics is a cutting-edge tool that is revolutionizing the field of neuroscience and represents one of the first systematic approaches to enable causal testing regarding the relation between neural signaling events and behavior. By combining optical and genetic approaches, neural signaling can be bi-directionally controlled through expression of light-sensitive ion channels (opsins) in mammalian cells. The current protocol describes delivery of specific wavelengths of light to opsin-expressing cells in deep brain structures of awake, freely-moving rodents for neural circuit modulation. Theoretical principles of light transmission as an experimental consideration are discussed in the context of performing in vivo optogenetic stimulation. The protocol details the design and construction of both simple and complex laser configurations and describes tethering strategies to permit simultaneous stimulation of multiple animals for high-throughput behavioral testing.

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

Optogenetics has become a powerful tool for use in behavioral neuroscience experiments. This protocol offers a step-by-step guide to the design and set-up of laser systems, and provides a full protocol for carrying out multiple and simultaneous in vivo optogenetic stimulations compatible with most rodent behavioral testing paradigms.

설치류 중추 신경계의 생체 Optogenetic 자극

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution ...

Stereotaxic Infusion of Oligomeric Amyloid-beta into the Mouse Hippocampus

Alzheimer&#8217;s disease is a neurodegenerative disease affecting the aging population. A key neuropathological feature of the disease is the over-production of amyloid-beta and the deposition of amyloid-beta plaques in brain regions of the afflicted individuals. Throughout the years scientists have generated numerous Alzheimer&#8217;s disease mouse models that attempt to replicate the amyloid-beta pathology. Unfortunately, the mouse models only selectively mimic the disease features. Neuronal death, a prominent effect in the brains of Alzheimer&#8217;s disease patients, is noticeably lacking in these mice. Hence, we and others have employed a method of directly infusing soluble oligomeric species of amyloid-beta - forms of amyloid-beta that have been proven to be most toxic to neurons - stereotaxically into the brain. In this report we utilize male C57BL/6J mice to document this surgical technique of increasing amyloid-beta levels in a select brain region. The infusion target is the dentate gyrus of the hippocampus because this brain structure, along with the basal forebrain that is connected by the cholinergic circuit, represents one of the areas of degeneration in the disease. The results of elevating amyloid-beta in the dentate gyrus via stereotaxic infusion reveal increases in neuron loss in the dentate gyrus within 1 week, while there is a concomitant increase in cell death and cholinergic neuron loss in the vertical limb of the diagonal band of Broca of the basal forebrain. These effects are observed up to 2 weeks. Our data suggests that the current amyloid-beta infusion model provides an alternative mouse model to address region specific neuron death in a short-term basis. The advantage of this model is that amyloid-beta can be elevated in a spatial and temporal manner.

Here, we present a protocol for direct stereotaxic brain infusion of amyloid-beta. This methodology provides an alternative in vivo mouse model to address the short-term effects of amyloid-beta on brain neurons.

마우스 해마에 올리고머 아밀로이드 - 베타의 정위 주입

Alzheimer&#8217;s disease is a neurodegenerative disease affecting the aging population. A key neuropathological feature of the disease is the ...

Non-restraining EEG Radiotelemetry: Epidural and Deep Intracerebral Stereotaxic EEG Electrode Placement

Implantable EEG radiotelemetry is of central relevance in the neurological characterization of transgenic mouse models of neuropsychiatric and neurodegenerative diseases as well as epilepsies. This powerful technique does not only provide valuable insights into the underlying pathophysiological mechanisms, i.e., the etiopathogenesis of CNS related diseases, it also facilitates the development of new translational, i.e., therapeutic approaches. Whereas competing techniques that make use of recorder systems used in jackets or tethered systems suffer from their unphysiological restraining to semi-restraining character, radiotelemetric EEG recordings overcome these disadvantages. Technically, implantable EEG radiotelemetry allows for precise and highly sensitive measurement of epidural and deep, intracerebral EEGs under various physiological and pathophysiological conditions. First, we present a detailed protocol of a straight forward, successful, quick and efficient technique for epidural (surface) EEG recordings resulting in high-quality electrocorticograms. Second, we demonstrate how to implant deep, intracerebral EEG electrodes, e.g., in the hippocampus (electrohippocampogram). For both approaches, a computerized 3D stereotaxic electrode implantation system is used. The radiofrequency transmitter itself is implanted into a subcutaneous pouch in both mice and rats. Special attention also has to be paid to pre-, peri- and postoperative treatment of the experimental animals. Preoperative preparation of mice and rats, suitable anesthesia as well as postoperative treatment and pain management are described in detail.

Non-restraining EEG radiotelemetry is a valuable methodological approach to record in vivo long-term electroencephalograms from freely moving rodents. This detailed protocol describes stereotaxic epidural and deep intracerebral electrode placement in different brain regions in order to obtain reliable recordings of CNS rhythmicity and CNS related behavioral stages.

비 금지 EEG Radiotelemetry : 경막 외 및 깊은 뇌내 정위 EEG 전극 위치

Implantable EEG radiotelemetry is of central relevance in the neurological characterization of transgenic mouse models of neuropsychiatric and ...

Stereotaxic Surgery for Genetic Manipulation in Striatal Cells of Neonatal Mouse Brains

Many genes are expressed in embryonic brains, and some of them are continuously expressed in the brain after birth. For such persistently expressed genes, they may function to regulate the developmental process and/or physiological function in neonatal brains. To investigate neurobiological functions of specific genes in the brain, it is essential to inactivate genes in the brain. Here, we describe a simple stereotaxic method to inactivate gene expression in the striatum of transgenic mice at neonatal time windows. AAV-eGFP-Cre viruses were microinjected into the striatum of Ai14 reporter gene mice at postnatal day (P) 2 by stereotaxic brain surgery. The tdTomato reporter gene expression was detected in P14 striatum, suggesting a successful Cre-loxP mediated DNA recombination in AAV-transduced striatal cells. We further validated this technique by microinjecting AAV-eGFP-Cre viruses into P2Foxp2fl/fl mice. Double labeling of GFP and Foxp2 showed that GFP-positive cells lacked Foxp2 immunoreactivity in P9 striatum, suggesting the loss of Foxp2 protein in AAV-eGFP-Cre transduced striatal cells. Taken together, these results demonstrate an effective genetic deletion by stereotaxically microinjected AAV-eGFP-Cre viruses in specific neuronal populations in the neonatal brains of floxed transgenic mice. In conclusion, our stereotaxic technique provides an easy and simple platform for genetic manipulation in neonatal mouse brains. The technique can not only be used to delete genes in specific regions of neonatal brains, but it also can be used to inject pharmacological drugs, neuronal tracers, genetically modified optogenetics and chemogenetics proteins, neuronal activity indicators and other reagents into the striatum of neonatal mouse brains.

We describe a protocol of stereotaxic surgery with a homemade head-fixed device for microinjecting reagents into the striatum of neonatal mouse brains. This technique allows genetic manipulation in neuronal cells of specific regions of neonatal mouse brains.

신생아 마우스 두뇌의 Striatal 세포에서 유전자 조작에 대 한 stereotaxic 수술

Many genes are expressed in embryonic brains, and some of them are continuously expressed in the brain after birth. For such persistently expressed genes, ...

Identification of Dopamine D1-Alpha Receptor Within Rodent Nucleus Accumbens by an Innovative RNA In Situ Detection Technology

In the central nervous system, the D1-alpha subtype receptor (Drd1&#945;) is the most abundant dopamine (DA) receptor, which plays a vital role in regulating neuronal growth and development. However, the mechanisms underlying Drd1&#945; receptor abnormalities mediating behavioral responses and modulating working memory function are still unclear. Using a novel RNA in situ hybridization assay, the current study identified dopamine Drd1&#945; receptor and tyrosine hydroxylase (TH) RNA expression from DA-related circuitry in the nucleus accumbens (NAc) area and substantia nigra region (SNR), respectively. Drd1&#945; expression in the NAc shows a &#34;discrete dot&#34; staining pattern. Clear sex differences in Drd1&#945; expression were observed. In contrast, TH shows a &#34;clustered&#34; staining pattern. Regarding TH expression, female rats displayed a higher signal expression per cell relative to male animals. The methods presented here provide a novel in situ hybridization technique for investigating changes in dopamine system dysfunction during the progression of central nervous system diseases.

Identification of Dopamine D1-Alpha Receptor Within Rodent Nucleus Accumbens by an Innovative RNA In Situ Detection Technology

Identification of dopamine D1-alpha receptor in the nucleus accumbens is critical for clarifying D1 receptor dysfunction during a central nervous system disease. We performed a novel RNA in situ hybridization assay to visualize single RNA molecules in a specific brain area.

탐지 기술 현장에서 혁신적인 RNA에 의해 설치류 핵 Accumbens에서 도파민 D1-알파 수용 체의 식별

In the central nervous system, the D1-alpha subtype receptor (Drd1&#945;) is the most abundant dopamine (DA) receptor, which plays a vital role in ...

Noninvasive EEG Recordings from Freely Moving Piglets

The method allows the recording of high-quality electroencephalograms (EEGs) from freely moving piglets directly in the pigpen. We use a one-channel telemetric electroencephalography system in combination with standard self-adhesive hydrogel electrodes. The piglets are calmed down without the use of sedatives. After their release into the pigpen, the piglets behave normally&#8212;they drink and sleep in the same cycle as their siblings. Their sleep phases are used for the EEG recordings.

Here, we present a protocol to record telemetric electroencephalograms (EEGs) from freely moving piglets directly in the pigpen without the use of a sedative, making it possible to record typical EEG patterns during non-REM sleep, like spindle bursts.

자유롭게 이동 Piglets에서 비 침 투 적인 뇌 파 기록

The method allows the recording of high-quality electroencephalograms (EEGs) from freely moving piglets directly in the pigpen. We use a one-channel ...