이 작품은 건강 (AR-49419, DD), 근육질 영양 장애 협회 (DD), 그리고 NIH 훈련 보조금 T90DK70105 (CH)의 국립 연구소에서 보조금에 의해 지원되었다.

1. 편집 판단리스트 근육 예를 생체의 수축성과 수동 등록 정보의 평가 편집 판단리스트 근육의 수축성 및 수동 속성은 체외 근육 테스트 시스템에 오로라 과학을 사용하여 예 생체을 측정하고 있습니다. 자료 및 장비 표 1을 참조하십시오. 1.1 장비 준비 <ol><li> 물 재킷 조직 목욕탕에 oxytube을 확보하여 조직 - 장기 욕조를 조립. 근육 장착 장치에 조립 목욕탕을 연결합니다. oxytube에 가스 라인을 연결합니다. 물 재킷 조직 목욕탕에 물 순환 라인을 고정하고 목욕 배수에 바늘 밸브를 배치합니다. </li><li> 순환 물 목욕의 전원을 켜고 30 ° C 7 온도를 조정합니다. 95 %의 5 PSI (평방 인치당 파운드) O 2 -5 %의 CO 2 oxytube을 통해 흐를 수 있도록 허용합니다. 벨소리의 버퍼와 목욕을 입력합니다. 최소한의 버퍼를 평형oxytube 밸브를 조정하여 지속적으로 가스의 흐름과 10 분. </li><li> (stimulator, 듀얼 모드 레버 시스템 및 신호 인터페이스) 악기를 켭니다. 제조업체의 지시에 따라 동적 근육 제어 (DMC) 소프트웨어를로드합니다. </li></ol> 1.2 편집 판단리스트 근육 해부 모든 동물 연구 기관 동물 케어 및 사용위원회의 승인을 받아야합니다. <ol><li> 2.5 μl / 마취 칵테일 (자료 섹션을 참조)의 g 몸무게의 intraperitoneal 주사로 마우스를 마취. 수술 동안, 진정 작용의 깊이는 발가락 핀치를 수행하여 확인되었다. 마취에서 동물을 유지하기 위해 필요한 경우 초기 마취 선량의 10 %의 추가 요금이 부과가 administrated입니다. 뒷다리 다리를 면도. 가열 패드에 마우스를 배치하여 분해 절차 ° C 전에 37 번 몸 코어 온도를 유지하고 있습니다. 몸의 온도는 지속적으로 직장 temperat를 측정하여 감시하고 있습니다열 프로브를 사용하여 우레. </li><li> 해부 보드 (그림 1)에서 마우스 부정사를 배치합니다. 다리 피부 보지 뒷다리의 근육을 노출합니다. 이 양장점 핀, gracilis 근육의 발에 하나 다른을 사용하여 sylgard 블록에 다리를 고정합니다. 37 핵심 체온을 유지하기 위해 마우스 본체 위에 열 램프를 배치 ° C. 지속적으로 벨소리의 버퍼와 모든 노출 된 근육을 superfuse. 진공 라인을 통해 과도한 버퍼를 배수한다. </li><li> 말초 TA의 힘줄과 발을 향해 피부를 박리하여 stereomicroscope 아래의 신근 인대를 쉽게받을 수 있습니다. 부드럽게 TA 근육을 덮고있는 근막을 제거합니다. 말초 TA의 힘줄을 공개 할 수있는 신근 인대를 잘라. </li><li> 말초 TA의 힘줄을 잘라과 TA 근육 해제 껍질로 사용합니다. 조심스럽게 그 근위 첨부 파일에있는 TA 근육을 제거합니다. TA의 근육 vasculature의 파열로 인한 출혈이 흡수 할 수있는 편집 판단리스트 근육 옆에 벨소리의 버퍼 불린면의 얇은 조각을 놓으십시오. 초과 버퍼와 피를 제거하는 진공 라인을 사용합니다. </li><li> 말초 편집 판단리스트 근육의 근육 힘줄의 접합 (MTJ) (그림 2)에서 빵 실크 봉합사를 사용하여 루프 매듭에 이어 두 사각형 매듭 묶는. 근위 편집 판단리스트 근육을 노출 할 수있는 팔뚝 femoris 근육의 말초 부분에 절개를합니다. 근위 편집 판단리스트 힘줄의 MTJ에 노트의 동일한 세트 (그림 2)를 반복합니다. 같은 봉합 라인을 사용하여 두 사각형 매듭과 근위 나 원위 노트 하나에 레버 팔 후크를 연결합니다. 나머지 봉합 라인을 잘라. </li><li> 근위 봉합 매듭에 뛰어난 근위 편집 판단리스트 힘줄을 잘라. 후크와 편집 판단리스트 근육를 들어서 근육 아래에있는 vasculature을 잘라. 뒷다리에서 편집 판단리스트 근육을 제거하는 말초 봉합 매듭에 열등 말초 편집 판단리스트 힘줄을 잘라. 벨소리의 버퍼 불린면의 한 부분으로 노출 뒷다리을 다룹니다. </li><li> 레버 암에 후크를 연결합니다. 수직으로 근육을 정렬2 개의 전극 사이에 있습니다. 고정 포스트에 말초 봉합 라인을 고정합니다. 잠수함 벨소리의 버퍼에있는 근육에 조직 목욕을 올려요. 이중 고급 / 굵은 번역 단계를 사용하여 1.0 g에 휴식 긴장을 조절하고 근육은 적어도 10 분 동안 평형을 할 수 있습니다. </li></ol> 1.3 편집 판단리스트 근육의 수축성 및 수동 속성을 측정 다음 측정의 각각에 대한 DMC 소프트웨어의 매개 변수를 설정 표 2를 사용하십시오. 동적 근육 분석 (DMA) 소프트웨어를 사용하여 데이터를 분석 할 수 있습니다. 1.3.1은 편집 판단리스트 근육의 수축 특성을 측정 <ol><li> 근육 8 안정화 떨어져 60 초와 150 Hz에서 편집 판단리스트 근육을 세 번을 자극한다. </li><li> 최적의 길이 (소호)를 결정하기 위해 다른 휴식 긴장에서 편집 판단리스트 근육을 자극한다. 최적의 길이는 근육이 최대 트 장력을 개발되는 길이입니다. 로 근육을 허용2 분에 휴식을 취하실 수 있습니다. </li><li> Lo라고 할 수있는 휴식 긴장을 조정합니다. 단일 트의 자극에 근육 힘을 측정합니다. 절대 트 포스 (PT), 최대 인장 (TPT)와 PT의 반 휴식 시간 (½ RT)에 시간을 확인합니다. 근육은 2 분 동안 휴식을 취 할 수 있습니다. </li><li> Lo라고 할 수있는 휴식 긴장을 조정합니다. 다른 자극 주파수 (50, 80, 100, 120, 150 및 200 Hz에서)에서 생성 파상풍의 근육 힘을 측정합니다. 근육 힘이 최대에 도달 절대 최대 파상풍의 근육 힘 (PO)를 확인합니다. TPT와 ½ 포 9 RT를 측정합니다. </li><li> 근육이 5 분을 위해 휴식을 취 할 수 있습니다. Lo라고 할 수있는 휴식 긴장을 조정합니다. 사이클 사이의 2 분 나머지 편심 수축의 10 사이클을 적용합니다. 편심 수축의 각 사이클 후 포의 상대적인 힘의 손실을 계산합니다. </li><li> 장치에서 편집 판단리스트 근육을 분리하고 봉합 사이트에서 힘줄을 잘라. 근육 서부 유럽 표준시 무게를 결정하고 근육 단면적 (CSA)를 계산6,10. </li></ol> 1.3.2은 편집 판단리스트 근육의 수동적 인 속성을 측정 <ol><li> contralateral 편집 판단리스트 근육을 해부하고 1.2 항에 설명 된대로 장치에 첨부​​ 2 ~ 7 단계를 반복합니다. </li><li> 근육은 10 % 로페즈의 증가 160 %의 소호에 긴장하는 여섯 단계 스트레칭 프로토콜에 따라 편집 판단리스트 근육합니다. 응력 - 변형의 프로필 6 분석합니다. </li><li> 10% 소호에서 스트레칭과 근육을 들고 한 후 다음 시간 프레임에서 응력 완화 속도 (SRR)를 측정하여 편집 판단리스트 근육의 점성 재산을 평가 : 정상에서 0.1s 후 피크 (PP)에, 0.1에서 0.2s로 0.2 0.5s PP에서 0.5에서 1 초 PP와 1 1.5s pp.에 PP, </li><li> 마우스가 마취에서있는 동안 연구의 끝에서 자궁 경부 전위 및 / 또는 목 베기 마우스를 안락사시켜야. 장치에서 편집 판단리스트 근육을 분리하고 봉합 사이트에서 힘줄을 잘라. 근육 서부 유럽 표준시 무게를 결정하고 근육 간 SE를 계산ctional 지역 (CSA) 6, 10. </li></ol> 2. 현장에서는 TA 근육의 수축성 등록 정보의 평가 TA 근육의 수축 특성 시츄 근육 테스트 시스템에 오로라 과학을 사용하여 측정하고 있습니다. 자료 및 장비 표 1을 참조하십시오. 2.1 장비 준비 <ol><li> 37 열 제어 동물 단계를 가열 ° C 순환 물 목욕을 사용합니다. </li><li> (stimulator, 듀얼 모드 레버 시스템 및 신호 인터페이스) 악기를 켭니다. 제조업체의 지시에 따라 DMC 소프트웨어를로드합니다. </li></ol> 현장 힘 측정에 대한 TA 근육의 2.2 준비 <ol><li> 마우스를 마취, 뒷다리 다리를 면도하고 1.2 항에서 3 단계에서 설명 된대로 TA 근육을 쉽게받을 수 있습니다. </li><li> 슬개골 인대 usi 주위에 두 사각형 매듭을 묶게NG 빵 실크 봉합사. 말초 TA 근육의 MTJ (그림 2)에서 루프 매듭에 이어 두 사각형 매듭을 묶게되는 순간, 같은 봉합 라인을 사용하여 말초 TA의 힘줄의 중심에서 ~ 10mm 루프를두고 또 다른 이중 사각형 매듭을 묶게. 루프의 측면에 두 번째 더블 광장 매듭를 놓습니다. </li><li> 뒷다리에서 핀을 제거하고 동물이 발생하기 쉬운 위치. 팔뚝 femoris 근육을 쉽게받을 수 있습니다. 좌골 신경을 표시하는 방법으로 중간 선에 절개를합니다. 좌골 신경의 근위 끝 주위에 두 사각형 매듭을 묶게. 봉합 라인의 한쪽 트림과 매듭에 뛰어난 신경을 잘라. 부드럽게, 봉합 라인을 사용하여 무릎쪽으로 좌골 신경을 뽑아 무료로 주변 결합 조직 ~의 길이의 5mm 선택을 취소합니다. 이 절차를 수행하는 동안 신경을 확장하고 지속적으로 벨소리 버퍼로 신경을 superfuse하지 마십시오. </li><li> 등의 3 단계 1에서 설명하는 contralateral TA 근육을 준비합니다. 리의 한 부분으로 노출 된 뒷다리 중 하나를 커버nger의 버퍼면을 흡수 했죠. 지속적으로 사전 예열 (37 ° C) 벨소리의 버퍼와 함께 두 다리를 모두 superfuse. 진공 라인을 통해 과도한 버퍼를 제거합니다. </li><li> 동물 플랫폼에서 발생하기 쉬운 동물을 배치합니다. 동물 플랫폼에 무릎 클램프 홀더를 첨부하여 슬개골 인대 봉합 라인을 사용하여 두 사각형 매듭과 금속 핀에 두 무릎을 확보. 양장점 핀을 사용하여 sylgard 블록에 모두 발을 핀. 열 제어 단계에 동물 플랫폼을 고정합니다. 37 ° C.에있는 동물 코어 체온을 유지하기 위해 열 램프를 배치 </li><li> 동물 플랫폼에 전극 홀더를 고정하고 봉합 라인을 사용하여 전극의 좌골 신경을 마련. 거리에 뒷다리 근육의 전극세요. MTJ의 봉합 사이트에서 발견 뒷다리의 말초 TA의 힘줄을 잘라. 레버 팔 후크에 말초 TA의 힘줄의 봉합 루프를 연결합니다. 따뜻한 벨소리의 버퍼 불린면에 노출 된 뒷다리의 근육을 다룹니다. </li></ol><ol><li> DMC 소프트웨어의 매개 변수를 설정하기 위해 표 2를 사용하십시오. TA 근육의 수축성 속성을 결정하는 섹션 1.3.1에 ​​설명 된 동일한 프로토콜을 따르십시오. DMA 소프트웨어를 사용하여 데이터를 분석 할 수 있습니다. </li><li> 수축성 재산 측정 후, 레벨러 암 후크에서 말초 TA의 힘줄의 봉합 루프를 분리합니다. TA 근육을 제거합니다. 근육 서부 유럽 표준시 무게를 결정하고 CSA 10 계산합니다. </li><li> 1-3 위에서 설명한 단계에 따라 contralateral TA 근육의 수축 특성을 측정합니다. 연구의 끝에서 제도적 지침에 따라 마우스를 안락사시켜야. </li></ol>

<ol>
	<li>Huijing, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Muscle+as+a+collagen+fiber+reinforced+composite:+a+review+of+force+transmission+in+muscle+and+whole+limb.">Muscle as a collagen fiber reinforced composite: a review of force transmission in muscle and whole limb.</a> J. Biomech. 32, 329-345 (1999).</li><li>Moss, R. L., Halpern, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Elastic+and+viscous+properties+of+resting+frog+skeletal+muscle.">Elastic and viscous properties of resting frog skeletal muscle.</a> Biophys. J. 17, 213-228 (1977).</li><li>Hoffman, E. P., Brown, R. H., Kunkel, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dystrophin:+the+protein+product+of+the+Duchenne+muscular+dystrophy+locus.">Dystrophin: the protein product of the Duchenne muscular dystrophy locus.</a> Cell. 51, 919-928 (1987).</li><li>Petrof, B. J., Shrager, J. B., Stedman, H. H., Kelly, A. M., Sweeney, H. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dystrophin+protects+the+sarcolemma+from+stresses+developed+during+muscle+contraction.">Dystrophin protects the sarcolemma from stresses developed during muscle contraction.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 90, 3710-3714 (1993).</li><li>Pastoret, C., Sebille, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=mdx+mice+show+progressive+weakness+and+muscle+deterioration+with+age.">mdx mice show progressive weakness and muscle deterioration with age.</a> J. Neurol. Sci. 129, 97-105 (1995).</li><li>Hakim, C. H., Grange, R. W., Duan, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+passive+mechanical+properties+of+the+extensor+digitorum+longus+muscle+are+compromised+in+2-+to+20-mo-old+mdx+mice.">The passive mechanical properties of the extensor digitorum longus muscle are compromised in 2- to 20-mo-old mdx mice.</a> J. Appl. Physiol. 110, 1656-1663 (2011).</li><li>Segal, S. S., Faulkner, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temperature-dependent+physiological+stability+of+rat+skeletal+muscle+in+vitro.">Temperature-dependent physiological stability of rat skeletal muscle in vitro.</a> Am. J. Physiol. 248, 265-270 (1985).</li><li>Grange, R. W., Gainer, T. G., Marschner, K. M., Talmadge, R. J., Stull, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fast-twitch+skeletal+muscles+of+dystrophic+mouse+pups+are+resistant+to+injury+from+acute+mechanical+stress.">Fast-twitch skeletal muscles of dystrophic mouse pups are resistant to injury from acute mechanical stress.</a> Am. J. Physiol. Cell Physiol. 283, 1090-1101 (2002).</li><li>Hakim, C. H., Duan, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gender+differences+in+contractile+and+passive+properties+of+mdx+extensor+digitorum+longus+muscle.">Gender differences in contractile and passive properties of mdx extensor digitorum longus muscle.</a> Muscle Nerve. 45, 250-256 (2012).</li><li>Hakim, C. H., Li, D., Duan, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Monitoring+murine+skeletal+muscle+function+for+muscle+gene+therapy.">Monitoring murine skeletal muscle function for muscle gene therapy.</a> Methods Mol. Biol. 709, 75-89 (2011).</li></ol>

관심 없음 충돌이 선언 없습니다.

이 프로토콜에서는, 우리는 수축성 및 수동 등록에게 편집 판단리스트 근육과 TA 근육의 수축 특성을 측정하기위한 생리 assays을 설명했습니다. 근육 생리학 연구의 주요 관심사는 대상 근육의 산소입니다. 벨소리의 버퍼에서 산소 확산이 시험 관내 분석에서의 근육의 중심에 도달 할 수 있기 때문에 큰 근육 (예 : TA 근육 등)의 경우, 현장 접근을 사용하는 것이 좋습니다. 현장 접근에 정상적인 혈액 공급 및 hypoxia - 관련을 방해하지 않도록 인공 효과는 피할 수 있습니다. 편집 판단리스트 근육 생리학 연구에서 가장 일반적으로 사용되는 근육 중 하나입니다. 전체 근육의 적절한 산소로 인해 근육의 작은 크기 체외 시스템에 달성 할 수 있습니다. 또한, 체외 시스템에서이 동봉 된 이온의 농도 (CA 2 +, NA +와 K +)을 조작하는 환경과 chemi을 제공합니다최적의 근육 힘 생성에 필요한 CAL을 (ATP과 포도당). 이 힘 생산에서 이러한 변수의 영향을 연구 할 수있는 좋은 기회를 제공합니다. 사지 근육의 수축성 및 수동 속성의 정확한 측정은 골격근 기능을 연구하는 것이 중요합니다. 이러한 속성 중 특성 변화는 종종 다양한 근육 질병의 특징으로 간주됩니다. 이러한 매개 변수의 변화는 실험 치료가 효과적인지 여부를 결정하는 중요한 지표입니다.

<table border="1"><tbody><tr><td> 자료 </td><td> 제조업 자 </td><td></td><td> 사양 및 의견 </td></tr><tr><td> 조직 - 장기 목욕 </td><td> Radnoti LLC, CA, USA </td><td></td><td> 물 재킷 조직 목욕탕 (고양이 # 158351-LL), 산소 disperser 관 (고양이 # 160192), Luer 밸브 (고양이 # 120722) </td></tr><tr><td> 물 목욕을 순환 </td><td> 피셔 과학, Waltham, MA, USA </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 가스 혼합 </td><td> Airgas 국가, 샬롯, NC, USA </td><td></td><td> 95% O 2 5 % CO 2 </td></tr><tr><td> 체외 근육 기능 분석 장치에 </td><td> 오로라 과학, 오로라, ON, 캐나다 </td><td></td><td> 이 시스템은 stimulator (모델 # 701A), 듀얼 모드 레버 시스템 (모델 # 300C 또는 305C), 신호 인터페이스 (모델 # 604B) 및 시험 AP의 구성paratus (모델 # 800A)은 수직 조직 장기 목욕을 마운트 할 수 </td></tr><tr><td> 체외 근육 기능 분석 소프트웨어 </td><td></td><td></td><td> 동적 근육 제어 (DMC) 소프트웨어 및 동적 힘이 데이터 분석 (DMA)는 소프트웨어 </td></tr><tr><td> 0.9 % NaCl에 혼합 마우스 마취 칵테일 </td><td> 기관 가이드 라인을 참조 </td><td></td><td> 케타민 (25 MG / ML), xylazine (2.5 MG / ML)와 acepromazine (0.5 MG / ML). 수술 동안, 초기 용량의 10 %의 추가 요금이 부과가 마취에서 동물을 유지하는 데 필요한 될 수 있습니다. </td></tr><tr><td> Sylgard </td><td> 세계 정밀 악기 </td><td> 고양이 # SYLG184 </td><td></td></tr><tr><td> 맞춤 제작 Plexiglas의 분해 보드 </td><td> 디자인 하우스에서 </td><td></td><td> 1 그림 참조 </td></tr><tr><td> 가열 램프 </td><td> 텐서 조명 회사,보스턴, MA, USA </td><td></td><td> 해부하는 동안 마우스 따뜻하게 유지하는 15 와트 램프 </td></tr><tr><td> 벨소리의 버퍼 </td><td> 화학 물질은 피셔 과학, Waltham, MA, USA에서 구입 </td><td></td><td> MM의 구성 : 1.2 아뇨 2 PO 4 (고양이 # S369), 1 MgSO 4 (고양이 # M63), 4.83 KCl (CAT # P217), 137 NaCl (CAT # 217), 24 NaHCO 3 (고양이 # S233), 2 CaCl 2 (고양이 # C79)와 10 포도당 (CAT # D16). 개별적으로 화학 물질을 분해하고 위에서 열거 한 순서로 섞는다. 4 ° C.에 저장 </td></tr><tr><td> 스테레오 해부 현미경 </td><td> 니콘, 멜빌, NY, USA </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 해부 도구 </td><td> 정밀 과학 도구, 포스터 시티, CA, USA </td><td></td><td> 거친 포셉, 굵은 가위, 고급 집게 (직선 및 45 ° 각도) </td></tr><tr><td> # 4-0 합 사형의 실크 봉합 </td><td> SofSilk USSC 쓰tures, 노르 워크, CT, USA </td><td> 고양이 # SP116 </td><td></td></tr><tr><td> 맞춤 제작 스테인리스 스틸 훅 </td><td> 작은 부품 주식회사 </td><td></td><td> 이 &#39;힘 변환기 305C 또는 2.5 오래 S / S 304V (0.18 &#39;&#39; 직경)&#39;변환기 300C 오래 S / S 304V (0.012 &#39;&#39; 직경) (고양이 # ASTM A313) </td></tr><tr><td> 현장 근육 기능 분석 시스템 </td><td> 오로라 과학, 오로라, ON, 캐나다 </td><td></td><td> 시스템 (809B, 현장 마우스 장치에서)는 stimulator (모델 # 701B), 듀얼 모드 레버 시스템 (모델 # 305C), 신호 인터페이스 (모델 # 604A) 및 온도 제어 footplate 장치 (모델 # 809A로 구성 ) </td></tr><tr><td> 체외 근육 기능 분석 소프트웨어 </td><td> 오로라 과학, 오로라, ON, 캐나다 </td><td></td><td> 동적 근육 제어 (DMC) 소프트웨어 및 동적 힘이 데이터 분석 (DMA)는 소프트웨어 </td></tr><tr><td> 맞춤 제작 TA 분석 동물 플랫폼 </td><td> 디자인 하우스에서 </td><td></td><td> 2 그림 참조 </td></tr><tr><td> 맞춤 제작 스테인리스 스틸 훅 </td><td> 작은 부품 주식회사 </td><td> 고양이 # ASTM A313 </td><td> 0.5 &#39;긴 S / S 304V (0.18 &#39;&#39; 직경) </td></tr><tr><td> 맞춤 제작 25g까지 백금 전극 </td><td> Chalgren 기업, 길로이, CA </td><td></td><td> 이 24G 전기 전선에 납땜이 0.016 &#39;두꺼운 백금 와이어 </td></tr></tbody></table> 표 1. 재료 및 장비.

evaluation of muscle function of the extensor digitorum longus muscle ex vivo and tibialis anterior muscle in situ in mice

몸의 움직임은 주로 골격근의 기계적 기능에 의해 제공됩니다. 골격근은 근육 결합 조직에 의해 끼 우고 아르 myofibers 수많은 번들로 구성되어 있습니다. 각 myofiber는 myofiber의 길이를 따라 길이 방향으로 실행 많은 myofibrils이 포함되어 있습니다. Myofibrils 근육의 수축성 장치이며, 그들은 sarcomeres으로 알려진 반복적으로 수축 단위로 구성되어 있습니다. sarcomere 단위는 Z 디스크와 titin 단백질에 의해 이격된다 고를와 마이 오신 필라멘트가 포함되어 있습니다. 골격근의 기계적 기능은 근육의 수축 및 수동 특성에 의해 정의됩니다. 수축성 속성은 근육 수축, 근육 휴식의 힘 생성 및 시간의 기간 동안 생성 된 힘의 양을 특징하는 데 사용됩니다. 근육 수축 (예 고를와 마이 오신 필라멘트의, 칼슘의 항상성, ATP / ADP 비율 등 간의 상호 작용 등)에 영향을 미치는 요인은 수축성 prope에 영향을 미칩니다rties. 수동적 인 속성이 수축의 부재에있는 근육의 탄성과 점성 특성 (강성 및 점도)을 참조하십시오. 이 속성이 1-2 (주로 콜라겐) 세포와 세포 구조 구성 요소 (예 : titin 등)와 결합 조직에 의해 결정됩니다. 수축성 및 수동 속성은 근육 기능의 두 분리 측면입니다. 예를 들어, 팔꿈치 굴곡은 팔 위쪽의 뒤쪽 칸의 상부 팔과 근육의 수동적 스트레칭의 앞 칸에 근육의 수축에 의해 달성된다. 진정한 근육 기능을 이해하려면 두 수축성 및 수동 속성은 공부를해야합니다. 근육의 수축 및 / 또는 수동적 인 기계적 성질은 종종 근육 질환에 손상됩니다. 좋은 예 Duchenne 근육질 영양 장애 (DMD), dystrophin 결핍증 세에 의해 발생 질병을 낭비 심한 근육입니다. Dystrophin은 cytoskeletal prote입니다그런 근육 수축 (4) 동안 근육 세포막 (sarcolemma)가 안정화. dystrophin의 부재에서 sarcolemma는 힘 전송 중에 발생하는 전단 힘에 의해 손상되었습니다. 찢어이 막 근육 세포의 죽음과 수축성 기계의 손실로 연결 연쇄 반응을 시작합니다. 결과적으로, 근육의 힘이 감소되어 죽은 myofibers는 fibrotic 조직 (5)에 의해 대체됩니다. 이 후 변경 사항은 근육 강성 6 증가시킵니다. 이러한 변화의 정확한 측정은 질병의 진행을 평가하고 새로운 유전자 / 세포 / 약리 개입의 치료 효능을 결정하는 것이 중요 가이드를 제공합니다. 여기, 우리는 신근 digitorum longus의 (편집 판단리스트) 근육과 tibialis 앞쪽 (TA) 근육의 수축 특성의 두 수축성 및 수동 기계적 특성을 평가하는 두 가지 방법을 제시한다.

다음 결과는 이전 보고서 6,9에서 표현됩니다. 데이터가 평균의 평균 ± 표준 오차로 표시됩니다. 표 3은 정상 BL10, 연령 4 ~ 6 개월 dystrophin - 결함 (MDX) 마우스의 편집 판단리스트 근육의 morphometric 속성을 보여줍니다. 그림 4는 대표 수축성 및 수동 속성을 보여줍니다 BL10과 MDX 마우스에서 편집 판단리스트 근육. 편집 판단리스트 근육의 수축성 속성은 특정 (절대 CSA로 나누어 힘) 트 포스 (그림 4A), 특정 최대 파상풍의 힘 (그림 4B), TPT와 ½ 절대 최대 파상풍의 힘 RT를 포함하여 다음과 같은 조건이 설명되어 있습니다 (그림 4C와 D). TPT과 ½ RT도 절대 트 포스에서 계산 할 수 있습니다. 응력 - 변형 프로파일 (그림 4E)과 SRR (그림 4 층)편집 판단리스트 근육의 수동적 인 속성을 설명하는 데 사용되는 재. dystrophin의 부재는 편집 판단리스트 근육 6,9의 수축성 및 수동 특성에 큰 영향을 미치고 있습니다. 특정 트와 파상풍의 힘이 크게 MDX 편집 판단리스트 근육에 감소된다. ½ RT는 MDX 편집 판단리스트 근육에 상당히 느린 반면 TPT는 상당히 빨라집니다. 응력 - 변형 프로파일은 강성이 크게 MDX 편집 판단리스트 근육에 증가 제안합니다. 포스트 피크 응력이 더 빠르게 감소하면서 MDX 편집 판단리스트 근육도 정상 응력에 도달하기 전에 훨씬 훨씬 더 높은 저항 힘 (수동 스트레스)를 산출. 또한, SRR은 BL10 편집 판단리스트 근육의 비교 MDX 편집 판단리스트 근육에 상당히 높은했습니다. 통계 분석 두 그룹 사이에 통계적 유의미성은 학생 t-테스트에 의해 분석된다. s에 대한여러 그룹 간의 tatistical 중요성, 편도 또는 Bonferroni 게시물 임시 분석에 이어 양방향 ANOVA 분석은 SAS 소프트웨어 (SAS 연구소 주식회사 캐리, NC)를 사용하여 권장합니다. 차이는 때 P는 &lt;0.05 중요한 간주됩니다. 표 1. 재료 및 장비. <table border="1"><tbody><tr><td class="jove_content_small"> 실험 </td><td class="jove_content_small"> 휴식 긴장 (g) </td><td class="jove_content_small"> 펄스 주파수 (Hz) </td><td class="jove_content_small"> 펄스 폭 (밀리 초) </td><td class="jove_content_small"> 자극 기간 (밀리 초) </td><td class="jove_content_small"> 스트레치 길이 </td><td class="jove_content_small"> 스트레치 기간 (밀리 초) </td><td class="jove_content_small"> 스트레치 속도 </td><td class="jove_content_small"> 코멘트 </td></tr><tr><td colspan="9"> 1. 편집 판단리스트 근육 예를 생체의 수축성 및 수동 특성 평가 </td></tr><tr><td colspan="9"> 1.3.1은 편집 판단리스트 근육의 수축 특성을 측정 </td></tr><tr><td> 1. 데우다 </td><td> 1.0 </td><td> 150 </td><td> 0.2 </td><td> 300 </td><td></td><td></td><td></td><td> 각 자극 사이에 60 초 동안 근육을​​ 휴식. 이 예비 파상풍의 수축이 이후의 측정을 위해 근육을 안정. </td></tr><tr><td> 2. 최적 근육 길이 (소호) </td><td> 0.5, 1.0, 1.5 및 2.0 </td><td> 1 </td><td> 0.2 </td><td> 300 </td><td></td><td></td><td></td><td> 근육은 각 자극 사이에 30 초에 휴식을 할 수 있습니다. 디지털 캘리퍼스를 사용하여 근육 최적의 길이를 측정합니다. </td></tr><tr><td> 3. 싱글 트위어tch 힘 (PT) </td><td> Lo라고하는 휴식 긴장을 조정 </td><td> 1 </td><td> 0.2 </td><td> 300 </td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> 4. 파상풍의 근육 힘 </td><td> Lo라고하는 휴식 긴장을 조정 </td><td> 50, 80, 100, 120, 150 및 200 </td><td> 0.2 </td><td> 300 </td><td></td><td></td><td></td><td> 근육이 각각의 자극 사이에 1 분을 위해 휴식을 취 할 수 있습니다. 최대 절대 파상풍의 힘 (PO)를 생성 빈도를 결정합니다. </td></tr><tr><td> 5. 편심 수축 </td><td> Lo라고하는 휴식 긴장을 조정 </td><td> 최대 파상풍의 힘 (PO)를 생성 주파수를 사용 </td><td> 0.2 </td><td> 700 </td><td> 10 % 로페즈 </td><td> 자극 기간의 마지막 200 밀리 초 </td><td> 0.5 소호 / 초 </td><td> 사이클 사이의 2 분 나머지 10 개 사이클에 대한 편심 수축을 반복합니다. </td></tr><tr><td> 6. 편집 판단리스트 근육의 CSA </TD&gt; <td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td> CSA = (근육 질량 (g) / [1.06 g / cm 3 개 (소호 X 0.44)]. 1.06 g / cm 3 근육 밀도이며, 0.44는 비율을 Lo라고 할 수있는 편집 판단리스트 근육 섬유의 길이입니다. </td></tr><tr><td colspan="9"> 1.3.2은 편집 판단리스트 근육의 수동적 인 속성을 측정 </td></tr><tr><td> 1. 여섯 단계는 프로토콜을 스트레칭 </td><td> Lo라고하는 휴식 긴장을 조정 </td><td></td><td></td><td></td><td> 10 % 로페즈 </td><td></td><td> 2cm / 초 </td><td> 160%의 소호에 도달 때까지 Lo라고 10 %의 증가와 스트레칭 프로토콜을 반복합니다. 신축성주기 사이의 Alow 1.5 초. </td></tr><tr><td> 2. SRR </td><td> Lo라고하는 휴식 긴장을 조정 </td><td></td><td></td><td></td><td> 10 % 로페즈 </td><td></td><td> 2cm / 초 </td><td> SSR은 t과 스트레스의 차이를 나누어 계산합니다IME는 한 번 프레임에 두 개의 시간 사이에 경과 된 점. </td></tr><tr><td colspan="9"> 2.3 TA 근육의 수축 특성을 측정 </td></tr><tr><td> 1. 데우다 </td><td> 4.0 </td><td> 150 </td><td> 0.2 </td><td> 300 </td><td></td><td></td><td></td><td> 각 자극 사이에 60 초 동안 근육을​​ 휴식. </td></tr><tr><td> 2. 최적 근육 길이 (소호) </td><td> 3.0, 4.0, 5.0, 6.0 및 7.0 </td><td> 1 </td><td> 0.2 </td><td> 300 </td><td></td><td></td><td></td><td> 근육은 각 자극 사이에 30 초에 휴식을 할 수 있습니다. 디지털 캘리퍼스를 사용하여 근육 최적의 길이를 측정합니다. </td></tr><tr><td> 3. TA 근육의 CSA </td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td> CSA = (근육 질량 (g) / [1.06 g / cm 3 개 (소호 X 0.6)]. 0.6은 소호 RA에 TA 근육 섬유 길이티오. </td></tr></tbody></table> 표 2. 편집 판단리스트와 TA 근육의 기계적 성질의 평가에 대한 매개 변수. <table border="1"><tbody><tr><td> 변형 </td><td> 연령 (월) </td><td> 바디 무게 (g) </td><td> 편집 판단리스트 중량 (MG) </td><td> 편집 판단리스트 소호 (mm) </td><td> 편집 판단리스트 CSA (mm 2) </td></tr><tr><td> BL10 </td><td> 6 </td><td> 32.03 ± 0.57 </td><td> 13.90 ± 0.77 </td><td> 14.09 ± 0.04 </td><td> 2.12 ± 0.12 </td></tr><tr><td> MDX </td><td> 6 </td><td> 35.44 ± 0.42 * </td><td> 16.73 ± 0.42 * </td><td> 13.93 ± 0.05 * </td><td> 2.57 ± 0.07 * </td></tr></tbody></table> 표 3. MD의 편집 판단리스트 근육의 Morphometric 속성. * 값X 마우스는 그런 BL10 쥐를 나이에 일치에서 크게 다릅니다. <img src="/files/ftp_upload/50183/50183fig1.jpg" alt="그림 1" fo:src="/files/ftp_upload/50183/50183fig1highres.jpg" fo:content-width="5.5in"/> 1 그림. 맞춤 제작 마우스 분해 보드의 개략도. 분해 보드가 ½ 인치 두께의 플렉시 글라스로 만든되며, 기관 가게에서 가짜가. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50183/50183fig1large.jpg" target="_blank">큰 그림을 보려면 여기를 클릭하십시오</a> . <img src="/files/ftp_upload/50183/50183fig2.jpg" alt="그림 2" fo:src="/files/ftp_upload/50183/50183fig2highres.jpg" fo:content-width="4in"/> /&gt; 그림 2. MTJ의 루프 매듭에 이어 두 사각형 매듭을 묶는 단계를 보여주는 디지털 이미지의 시리즈. 리스크,편집 판단리스트 근육, 화살표, 편집 판단리스트 근육의 말초 힘줄. <img src="/files/ftp_upload/50183/50183fig3.jpg" alt="그림 3" fo:src="/files/ftp_upload/50183/50183fig3highres.jpg" fo:content-width="6in"/> /&gt; 그림 3. 현장 TA 근육 기능 분석에 대한 맞춤 제작 플랫폼의 개략도. 플렉시 글라스 동물 플랫폼 및 스테인레스 스틸 무릎 홀더는 현장 마우스 장치의 809B에 탑재되도록 설계되었다. * 스테인리스 막대는 (CAT # MPR-2.0 , Siskiyou, 보조금 패스, OR), #, 유니버설 전극 홀더 (고양이 # MXB, Siskiyou, 보조금 패스, OR), §, 전극 부착로드 (고양이 # MPR-3.0, Siskiyou, 보조금 패스, OR) ** Sylgard 블록. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50183/50183fig3large.jpg" target="_blank">큰 그림을 보려면 여기를 클릭하십시오</a> . <p class="jove_content" fo:keep-together.within-paGE = &quot;항상&quot;&gt; <img src="/files/ftp_upload/50183/50183fig4.jpg" alt="그림 4" fo:src="/files/ftp_upload/50183/50183fig4highres.jpg" fo:content-width="4in"/> /&gt; 4 그림. 편집 판단리스트 근육의 수축성 및 수동 속성에 대한 대표 결과입니다. 편집 판단리스트 근육의 수축 특성 특정 트 포스 (A), 특정 파상풍의 힘 (B), 최대 인장 (C)와 반 휴식 시간 (D)에 시간을 특징으로하고 있습니다. 편집 판단리스트 근육의 수동적 인 속성은 스트레스 변형 프로파일 (E) 및 SSR에 의해 평가됩니다. * MDX 마우스는 BL10에서 쥐를 나이와 일치 크게 다릅니다.

Watch this Scientific Journal Video about Evaluation of Muscle Function of the Extensor Digitorum Longus Muscle Ex vivo and Tibialis Anterior Muscle In situ in Mice at JoVE.com

Evaluation of Muscle Function of the Extensor Digitorum Longus Muscle Ex vivo and Tibialis Anterior Muscle In situ in Mice

사지 근육 수축성 및 수동 기계적 성질의 변화는 근육 질환에 중요한 생체 있습니다. 이 원고는 손쥐 신근의 digitorum longus의와 tibialis 앞쪽에 근육에서 이러한 속성을 측정하는 생리 assays에 대해 설명합니다.

신근 Digitorum의 Longus 근육의 근육 기능의 평가<em&gt; 예 생체</em&gt;와 Tibialis 앞쪽에 근육<em&gt; 현장에서</em&gt; 마우스에

Body  movements are mainly provided by mechanical function of skeletal muscle. Skeletal  muscle is composed of numerous bundles of myofibers that are ...

evaluation-muscle-function-extensor-digitorum-longus-muscle-ex-vivo

Research

JoVE Journal

Biology

Evaluation of Muscle Function of the Extensor Digitorum Longus Muscle Ex vivo and Tibialis Anterior Muscle In situ in Mice

42.1K 조회수.  University of Missouri. 사지 근육 수축성 및 수동 기계적 성질의 변화는 근육 질환에 중요한 생체 있습니다. 이 원고는 손쥐 신근의 digitorum longus의와 tibialis 앞쪽에 근육에서 이러한 속성을 측정하는 생리 assays에 대해 설명합니다.

비디오: Evaluation of Muscle Function of the Extensor Digitorum Longus Muscle Ex vivo and Tibialis Anterior Muscle In situ in Mice

Myo-mechanical Analysis of Isolated Skeletal Muscle

To assess the in vivo effects of therapeutic interventions for the treatment of muscle disease 1,2,3, quantitative methods are needed that measure force generation and fatigability in treated muscle. We describe a detailed approach to evaluating myo-mechanical properties in freshly explanted hindlimb muscle from the mouse. We describe the atraumatic harvest of mouse extensor digitorum longus muscle, mounting the muscle in a muscle strip myograph (Model 820MS; Danish Myo Technology), and the measurement of maximal twitch and tetanic tension, contraction time, and half-relaxation time, using a square pulse stimulator (Model S48; Grass Technologies). Using these measurements, we demonstrate the calculation of specific twitch and tetanic tension normalized to muscle cross-sectional area, the twitch-to-tetanic tension ratio, the force-frequency relationship curve and the low frequency fatigue curve 4. This analysis provides a method for quantitative comparison between therapeutic interventions in mouse models of muscle disease 1,2,3,5, as well as comparison of the effects of genetic modification on muscle function 6,7,8,9.

To assess the in vivo effects of therapeutic interventions for muscle disease, methods are needed to quantitate force generation and fatigability in treated muscle. We detail an approach to evaluating myo-mechanical properties in explanted mouse hindlimb muscle. This analysis provides a robust approach to quantitating the effects of genetic modification on muscle function, as well as comparison of therapies in mouse models of muscle disease.

절연 골격근의 묘 - 기계 분석

To assess the in vivo effects of therapeutic interventions for the treatment of muscle disease 1,2,3, quantitative methods are needed that measure force ...

연구

의학

Applications of In Vivo Functional Testing of the Rat Tibialis Anterior for Evaluating Tissue Engineered Skeletal Muscle Repair

Despite the regenerative capacity of skeletal muscle, permanent functional and/or cosmetic deficits (e.g., volumetric muscle loss (VML) resulting from traumatic injury, disease and various congenital, genetic and acquired conditions are quite common. Tissue engineering and regenerative medicine technologies have enormous potential to provide a therapeutic solution. However, utilization of biologically relevant animal models in combination with longitudinal assessments of pertinent functional measures are critical to the development of improved regenerative therapeutics for treatment of VML-like injuries. In that regard, a commercial muscle lever system can be used to measure length, tension, force and velocity parameters in skeletal muscle. We used this system, in conjunction with a high power, bi-phase stimulator, to measure in vivo force production in response to activation of the anterior crural compartment of the rat hindlimb. We have previously used this equipment to assess the functional impact of VML injury on the tibialis anterior (TA) muscle, as well as the extent of functional recovery following treatment of the injured TA muscle with our tissue engineered muscle repair (TEMR) technology. For such studies, the left foot of an anaesthetized rat is securely anchored to a footplate linked to a servomotor, and the common peroneal nerve is stimulated by two percutaneous needle electrodes to elicit muscle contraction and dorsiflexion of the foot. The peroneal nerve stimulation-induced muscle contraction is measured over a range of stimulation frequencies (1-200 Hz), to ensure an eventual plateau in force production that allows for an accurate determination of peak tetanic force. In addition to evaluation of the extent of VML injury as well as the degree of functional recovery following treatment, this methodology can be easily applied to study diverse aspects of muscle physiology and pathophysiology. Such an approach should assist with the more rational development of improved therapeutics for muscle repair and regeneration.

Applications of In Vivo Functional Testing of the Rat Tibialis Anterior for Evaluating Tissue Engineered Skeletal Muscle Repair

We describe an in vivo protocol to measure dorsiflexion of the foot following stimulation of the peroneal nerve and contraction of the anterior crural compartment of the rat hindlimb. Such measurements are an indispensable translational tool for evaluating skeletal muscle pathology and tissue engineering approaches to muscle repair and regeneration.

의 응용 프로그램<em&gt; 생체</em&gt; 조직 평가를위한 쥐 앞정 전방의 기능 테스트는 골격근 수리 엔지니어링

Despite the regenerative capacity of skeletal muscle, permanent functional and/or cosmetic deficits (e.g., volumetric muscle loss (VML) resulting from ...

생체공학

An In Vitro Adult Mouse Muscle-nerve Preparation for Studying the Firing Properties of Muscle Afferents

Muscle sensory neurons innervating muscle spindles and Golgi tendon organs encode length and force changes essential to proprioception. Additional afferent fibers monitor other characteristics of the muscle environment, including metabolite buildup, temperature, and nociceptive stimuli. Overall, abnormal activation of sensory neurons can lead to movement disorders or chronic pain syndromes. We describe the isolation of the extensor digitorum longus (EDL) muscle and nerve for in vitro study of stretch-evoked afferent responses in the adult mouse. Sensory activity is recorded from the nerve with a suction electrode and individual afferents can be analyzed using spike sorting software. In vitro preparations allow for well controlled studies on sensory afferents without the potential confounds of anesthesia or altered muscle perfusion. Here we describe a protocol to identify and test the response of muscle spindle afferents to stretch. Importantly, this preparation also supports the study of other subtypes of muscle afferents, response properties following drug application and the incorporation of powerful genetic approaches and disease models in mice.

An In Vitro Adult Mouse Muscle-nerve Preparation for Studying the Firing Properties of Muscle Afferents

Muscle sensory neurons are involved in proprioceptor signaling and also report on metabolic state and injury related events. We describe an adult mouse in vitro muscle-nerve preparation for studies on stretch-activated muscle afferents.

<em&gt; 체외</em근육의 구 심성의 소성 특성을 연구&gt; 성인 마우스 근육 - 신경 준비

Muscle sensory neurons innervating muscle spindles and Golgi tendon organs encode length and force changes essential to proprioception. Additional ...

신경과학

Semi-automated Analysis of Mouse Skeletal Muscle Morphology and Fiber-type Composition

For years, distinctions between skeletal muscle fiber types were best visualized by myosin-ATPase staining. More recently, immunohistochemical staining of myosin heavy chain (MyHC) isoforms has emerged as a finer discriminator of fiber-type. Type I, type IIA, type IIX and type IIB fibers can now be identified with precision based on their MyHC profile; however, manual analysis of these data can be slow and down-right tedious. In this regard, rapid, accurate assessment of fiber-type composition and morphology is a very desirable tool. Here, we present a protocol for state-of-the-art immunohistochemical staining of MyHCs in frozen sections obtained from mouse hindlimb muscle in concert with a novel semi-automated algorithm that accelerates analysis of fiber-type and fiber morphology. As expected, the soleus muscle displayed staining for type I and type IIA fibers, but not for type IIX or type IIB fibers. On the other hand, the tibialis anterior muscle was composed predominantly of type IIX and type IIB fibers, a small fraction of type IIA fibers and little or no type I fibers. Several image transformations were used to generate probability maps for the purpose of measuring different aspects of fiber morphology (i.e., cross-sectional area (CSA), maximal and minimal Feret diameter). The values obtained for these parameters were then compared with manually-obtained values. No significant differences were observed between either mode of analysis with regards to CSA, maximal or minimal Feret diameter (all p &#62; 0.05), indicating the accuracy of our method. Thus, our immunostaining analysis protocol may be applied to the investigation of effects on muscle composition in many models of aging and myopathy.

Immunohistochemical staining of myosin heavy chain isoforms has emerged as the state-of-the-art discriminator of skeletal muscle fiber-type (i.e., type I, type IIA, type IIX, type IIB). Here, we present a staining protocol along with a novel semi-automated algorithm that facilitates rapid assessment of fiber-type and fiber morphology.

마우스 골격 근육 형태와 섬유 형 구성의 반 자동화 된 분석

For years, distinctions between skeletal muscle fiber types were best visualized by myosin-ATPase staining. More recently, immunohistochemical staining of ...

Ex Vivo Assessment of Contractility, Fatigability and Alternans in Isolated Skeletal Muscles

Described here is a method to measure contractility of isolated skeletal muscles. Parameters such as muscle force, muscle power, contractile kinetics, fatigability, and recovery after fatigue can be obtained to assess specific aspects of the excitation-contraction coupling (ECC) process such as excitability, contractile machinery and Ca2+ handling ability. This method removes the nerve and blood supply and focuses on the isolated skeletal muscle itself. We routinely use this method to identify genetic components that alter the contractile property of skeletal muscle though modulating Ca2+ signaling pathways. Here, we describe a newly identified skeletal muscle phenotype, i.e., mechanic alternans, as an example of the various and rich information that can be obtained using the in vitro muscle contractility assay. Combination of this assay with single cell assays, genetic approaches and biochemistry assays can provide important insights into the mechanisms of ECC in skeletal muscle.

Ex Vivo Assessment of Contractility, Fatigability and Alternans in Isolated Skeletal Muscles

We describe a method to directly measure muscle force, muscle power, contractile kinetics and fatigability of isolated skeletal muscles in an in vitro system using field stimulation. Valuable information on Ca2+ handling properties and contractile machinery of the muscle can be obtained using different stimulating protocols.

절연 골격근의 수축성, Fatigability 및 Alternans의 예 VIVO 평가

 
Described here is a method to measure contractility of isolated skeletal muscles. Parameters such as muscle force, muscle power, contractile kinetics, ...

생물학

Isometric and Eccentric Force Generation Assessment of Skeletal Muscles Isolated from Murine Models of Muscular Dystrophies

Critical to the evaluation of potential therapeutics for muscular disease are sensitive and reproducible physiological assessments of muscle function. Because many pre-clinical trials rely on mouse models for these diseases, isolated muscle function has become one of the standards for Go/NoGo decisions in moving drug candidates forward into patients. We will demonstrate the preparation of the extensor digitorum longus (EDL) and diaphragm muscles for functional testing, which are the predominant muscles utilized for these studies. The EDL muscle geometry is ideal for isolated muscle preparations, with two easily accessible tendons, and a small size that can be supported by superfusion in a bath. The diaphragm exhibits profound progressive pathology in dystrophic animals, and can serve as a platform for evaluating many potential therapies countering fibrosis, and promoting myofiber stability. Protocols for routine testing, including isometric and eccentric contractions, will be shown. Isometric force provides assessment of strength, and eccentric contractions help to evaluate sarcolemma stability, which is disrupted in many types of muscular dystrophies. Comparisons of the expected results between muscles from wildtype and dystrophic muscles will also be provided. These measures can complement morphological and biochemical measurements of tissue homeostasis, as well as whole animal assessments of muscle function.

Muscle function measurements contribute to the evaluation of potential therapeutics for muscle pathology, as well as to the determination of mechanisms underlying physiology of this tissue. We will demonstrate the preparation of the extensor digitorum longus and diaphragm muscles for functional testing. Protocols for isometric and eccentric contractions will be shown, as well as differences in results between dystrophic muscles, representing a pathological state, and wildtype muscles.

골격 근육의 Isometric 나기도하고 강제로 생성 평가는 절연 근육질 Dystrophies의 손쥐 모델에서

Critical to the evaluation of potential  therapeutics for muscular disease are sensitive and reproducible physiological  assessments of muscle function. ...

Non-invasive Assessment of Dorsiflexor Muscle Function in Mice

Assessment of skeletal muscle contractile function is an important measurement for both clinical and research purposes. Numerous conditions can negatively affect skeletal muscle. This can result in a loss of muscle mass (atrophy) and/or loss of muscle quality (reduced force per unit of muscle mass), both of which are prevalent in chronic disease, muscle-specific disease, immobilization, and aging (sarcopenia). Skeletal muscle function in animals can be evaluated by a range of different tests. All tests have limitations related to the physiological testing environment, and the selection of a specific test often depends on the nature of the experiments. Here, we describe an in vivo, non-invasive technique involving a helpful and easy assessment of force frequency-curve (FFC) in mice that can be performed on the same animal over time. This permits monitoring of disease progression and/or efficacy&#160;of a potential therapeutic treatment.

Measurement of rodent skeletal muscle contractile function is a useful tool that can be used to track disease progression as well as efficacy of therapeutic intervention. We describe here the non-invasive, in vivo assessment of the dorsiflexor muscles that can be repeated over time in the same mouse.

비-침략 적 쥐에서 Dorsiflexor 근육 기능 평가

Assessment of skeletal muscle contractile function is an important measurement for both clinical and research purposes. Numerous conditions can negatively ...

Dosage-Adjusted Resistance Training in Mice with a Reduced Risk of Muscle Damage

Progressive resistance training (PRT), which involves performing muscle contractions against progressively greater external loads, can increase muscle mass and strength in healthy individuals and in patient populations. There is a need for precision rehabilitation tools to test the safety and effectiveness of PRT to maintain and/or restore muscle mass and strength in preclinical studies on small and large animal models. The PRT methodology and device described in this article can be used to perform dosage-adjusted resistance training (DART). The DART device can be used as a standalone dynamometer to objectively assess the concentric contractile torque generated by the ankle dorsiflexors in mice or can be added to a pre-existing isokinetic dynamometry system. The DART device can be fabricated with a standard 3D printer based on the instructions and open-source 3D print files provided in this work. The article also describes the workflow for a study to compare contraction-induced muscle damage caused by a single bout of DART to muscle damage caused by a comparable bout of isometric contractions (ISOM) in a mouse model of limb-girdle muscular dystrophy type 2B/R2 (BLAJ mice). The data from eight BLAJ mice (four animals for each condition) suggest that less than 10% of the tibialis anterior (TA) muscle was damaged from a single bout of DART or ISOM, with DART being less damaging than ISOM.

The present protocol describes a unique technique called dosage-adjusted resistance training (DART), which can be incorporated into precision rehabilitation studies performed in small animals, such as mice.

근육 손상 위험이 감소한 마우스에서 복용량 조정 저항 훈련

Progressive resistance training (PRT), which involves performing muscle contractions against progressively greater external loads, can increase muscle ...

Measurement of Insulin- and Contraction-Stimulated Glucose Uptake in Isolated and Incubated Mature Skeletal Muscle from Mice

Skeletal muscle is an insulin-responsive tissue and typically takes up most of the glucose that enters the blood after a meal. Moreover, it has been reported that skeletal muscle may increase the extraction of glucose from the blood by up to 50-fold during exercise compared to resting conditions. The increase in muscle glucose uptake during exercise and insulin stimulation is dependent on the translocation of glucose transporter 4 (GLUT4) from intracellular compartments to the muscle cell surface membrane, as well as phosphorylation of glucose to glucose-6-phosphate by hexokinase II. Isolation and incubation of mouse muscles such as m. soleus and m. extensor digitorum longus (EDL) is an appropriate ex vivo model to study the effects of insulin and electrically-induced contraction (a model for exercise) on glucose uptake in mature skeletal muscle. Thus, the ex vivo model permits evaluation of muscle insulin sensitivity and makes it possible to match muscle force production during contraction ensuring uniform recruitment of muscle fibers during measurements of muscle glucose uptake. Moreover, the described model is suitable for pharmacological compound testing that may have an impact on muscle insulin sensitivity or may be of help when trying to delineate the regulatory complexity of skeletal muscle glucose uptake.
Here we describe and provide a detailed protocol on how to measure insulin- and contraction-stimulated glucose uptake in isolated and incubated soleus and EDL muscle preparations from mice using radiolabeled [3H]2-deoxy-D-glucose and [14C]mannitol as an extracellular marker. This allows accurate assessment of glucose uptake in mature skeletal muscle in the absence of confounding factors that may interfere in the intact animal model. In addition, we provide information on metabolic viability of incubated mouse skeletal muscle suggesting that the method&#160;applied possesses some caveats under certain conditions when studying muscle energy metabolism.

Intact regulation of muscle glucose uptake is important for maintaining whole body glucose homeostasis. This protocol presents assessment of insulin- and contraction-stimulated glucose uptake in isolated and incubated mature skeletal muscle when delineating the impact of various physiological interventions on whole body glucose metabolism.

마우스로부터 단리되고 배양된 성숙한 골격근에서의 인슐린- 및 수축-자극된 글루코스 흡수의 측정

Skeletal muscle is an insulin-responsive tissue and typically takes up most of the glucose that enters the blood after a meal. Moreover, it has been ...

In vivo Measurement of Knee Extensor Muscle Function in Mice

Skeletal muscle plasticity in response to countless conditions and stimuli mediates concurrent functional adaptation, both negative and positive. In the clinic and the research laboratory, maximal muscular strength is widely measured longitudinally in humans, with knee extensor musculature the most reported functional outcome. Pathology of the knee extensor muscle complex is well documented in aging, orthopedic injury, disease, and disuse; knee extensor strength is closely related to functional capacity and injury risk, underscoring the importance of reliable measurement of knee extensor strength. Repeatable, in vivo assessment of knee extensor strength in pre-clinical rodent studies offers valuable functional endpoints for studies exploring osteoarthritis or knee injury. We report an in vivo and non-invasive protocol to repeatedly measure isometric peak tetanic torque of the knee extensors in mice across time. We demonstrate consistency using this novel method to measure knee extensor strength with repeated assessment in multiple mice producing similar results.

Quantification of knee extensor maximal strength is imperative to understand functional adaptations to aging, disease, injury, and rehabilitation. We present a novel method to repeatedly measure in vivo knee extension isometric peak tetanic torque.

마우스에서 무릎 엑스텐서 근육 기능의 생체 측정

Skeletal muscle plasticity in response to countless conditions and stimuli mediates concurrent functional adaptation, both negative and positive. In the ...

신근 Digitorum의 Longus 근육의 근육 기능의 평가

요약

더 많은 비디오 탐색

이 비디오의 챕터