저자는 초기 실행, 그녀의 도움 자금, 캐서린 Pagiatikis에 대한 NSERC을 (자연 과학 및 캐나다 공학 협의회)에 감사드립니다 수라 아부 Mallouh 및 프로토콜 LaVision의 리처드 Prevost에서, 기술 지원 Inc에 의해 테스트 프레드릭 파힘 그리고 DALSA 고속 카메라의 대출 몬트리올 대학의 가이 Cloutier.

1. 마이크로 칩 제작 첫 번째 단계는 마이크로을 만들거나 구입하는 것입니다. 마이크로 칩 물자를위한 많은 옵션이 있습니다. 선택한 가장 일반적인 재료 중 하나는 (PDMS) (디메틸 실록산) 폴리. 소프트 리소그래피 16,17,18를 통해 PDMS 제작에 방향에 많은 출판물이있다. PDMS 채널이 제작되면, 여러 가지 표면 처리 자연의 소수성을 취소 할 수있다. 산소 플라즈마 처리는 일반적인 옵션입니다. 저우, 엘리스, 그리고 Voelcker (2009) 표면 처리의 검토를주고 그들이 PDMS에 영향을 미치는 방법에 대해 설명합니다. 이러한 결과는 그러나 물이며, 혈액은 서로 다른 속성이 있습니다. 그 표면 처리 혈액 무엇을 의미하는지에 대한 연구는 피츠 등. (2012A)에 의해 수행되었습니다. 결과는 여기에 제시된 내용은 마이크로 칩의 표면과 유리 슬라이드 그들이 있었다45초에 대한 산소 플라즈마에 노출 된 후 단단히 영구 채권의 결과 함께 눌렀는지 모두에 결합. 2. 혈액 준비 <ol><li> 공인 시설에서 혈액 샘플을 수집합니다. 예를 들어 돼지 혈액 항응고제로 에틸렌 디아민 테트라 아세트산 (EDTA)를 사용할 수 있습니다. 물을 4 ml의 1g EDTA (에틸렌 다이아 민 테트라 초산)를 추가하고 부드럽게 배 혼합, 전체 혈액의 1 L에 대한 솔루션을 추가합니다. </li></ol> 혈액 샘플을 채취 할 때, 그들이 RT 천천히 냉각 할 수 있습니다. 혈액 샘플은 신선하고, 이상적으로 그들은 혈액의 유변학 적 특성을 보존하기 위해 수집하는 하루 사용합니다. 샘플은 RT 한 번 냉동 될 수 있으며 항응고제없이하지만 전체 혈액은 냉장 후 사용할 수 없게됩니다. 항응고제에 따라 최대 사십이일에 대한 적혈구는 냉장 보관 할 수 있고, 전체 혈액 삼십오일에 대한 냉장 보관 할 수 있지만, 오염되지 않은 M에서 가능할 것이다edical 시설 21. 또한, 소 또는 돼지의 샘플 수집 방법에주의하고, 골수에 의한 오염을 방지. <ol start="2"><li> 10 분마다 3,000 rpm에서 3 배 혈액 샘플을 원심 분리기. 처음으로 원심 분리 한 후, 혈장과 버피 코트를 제거 버린다. 먼저 플라즈마를 제거하기 위해 일반적으로 가장 쉬운 방법입니다, 그리고 혼자 버피 코트를 제거하려면 다음 폐기 또는 향후 사용을 위해 보관하십시오. </li></ol> 혈액으로 다시 버피 코트를 혼합하지 않는만큼, 천천히 피펫을 소개합니다. 버피 코트를 제거한 후, 인산 20 mL를 넣어 (PBS) 식염수 버퍼와, 부드럽게 recentrifuge을 섞는다. 마지막 단계를 반복합니다. 세 번째 원심 분리 한 후, PBS 및 나머지 버피 코트를 제거 버린다. 그것은 당신이 혈액의 응집 특성을 유지하고자하는 경우 대신 PBS의 기본 플라즈마를 사용하는 것도 가능하다. 모든 버피 코트 또는 흰색을 혼합하지 있는지 확인플라즈마로 혈액 세포. <ol start="3"><li> 세척 적혈구 (적혈구) 가지고 원하는 농도 (hematocrits)에서 PBS 또는 플라즈마 일시 중지합니다. 의 microcentrifuge (CritSpin FisherSci, USA)와 hematocrits을 확인합니다. </li></ol> 10-20% 혈소판의 혈액이 40 75 % (생리 용적률)보다 더 쉽게 시각화 할 수 있어야한다. 미세 혈관에서 혈액은 일반적으로 매크로 순환의 절반 적혈구이므로, H = 20 15 적합합니다. <ol start="4"><li> 혈액 샘플에 원하는 농도에서 추적 입자를 형광 추가합니다. 일반적인 규칙은 미리 계산 될 수있다 상관 관계 창에서 10 입자를 가지고있다. </li></ol> 예를 들어, 입자의 30 μL는 비디오에서 묘사 셋업위한 혈액 용액 1 ㎖에 추가됩니다. 또한, 적혈구 자체는 찬란 태그 할 수 있습니다. <ol start="5"><li> 또한, 물과 독감 보정 용액을입자를 orescing. 그것은 뉴턴의 솔루션으로 시스템을 보정 할 필요가있을 것이다. </li></ol> 예를 들어, 100 μM의 규모에 채널 10X 목표를 사용하는 경우, 적절한 농도는 증류수 15 ml의 혼합 입자의 300 μL입니다. 또 다른 옵션은 혈액의 매크로 점도에 가까운 3CP의 점도 증류수로 희석 글리세롤을 사용하는 것입니다. 3. μPIV 측정 <ol><li> 레이저 안전 : 온도와 습도를 확인하십시오. 적절한 레이저 안전 안경을 착용 할 것. 레이저 커튼을 닫거나 실험실 문 노출되지 않도록 보호되지 않는 사람들을 방지하는 방법에 대한에 레이저 기호를 켭니다. </li><li> 데이비스 소프트웨어와 절차는 비디오에 표시됩니다. 특정 시스템의 사용자 설명서를 참조하십시오 자세한 내용은합니다. </li><li> 데이터를 복용하기 전에, 카메라의 스케일 마이크로 미터를 사용하여 보정해야합니다. </li><li> 시스템의 적합성을 줄이기 위해 튜브의 최단를 사용D와 같은 15 또는 50 μL 해밀턴 기밀 주사기 가능한 작은 단단한 주사기. 시스템에 혈액이나 공기 흡입구의 누출을 줄이기 위해 주사기와 칩 튜브를 밀봉하십시오. 이것은 접착제, PDMS 또는 바셀린 (혈액을 오염되지 않도록주의)을 수행 할 수 있습니다. </li></ol> 마이크로 주사기의 양이 일반적으로 채울 양보다 훨씬 작기 때문에 추적 입자로 묶여 물을 마이크로 주사기를 채우려면 역류 메서드를 사용합니다. 우리 역류 방법은 보조 플라스틱 주사기를 사용하여 채널의 출력을 통해 함께 마이크로 주사기와 채널을 채우기 위해 구성되어 있습니다. 모든 미세 기포가 마이크로 주사기, 튜브 또는 아웃 될 때까지이를 위해 우선 마이크로 주사기 플런저를 제거한 다음 채널의 출구에 부착 된 고전적인 플라스틱 주사기를 사용하여 액체를 밀어 마이크로 주사기 밖으로 액체 흐름을 보자 칩은, 결국 플런저를 다시 넣어 플라스틱 주사기를 뺍니다. 존재 O미세 기포의 R 부재는 현미경으로 확인할 수 있습니다. <ol start="5"><li> 수평 배관을 달성하기 위해 주사기 펌프 수준입니다. 원하는 유량을 주사기 펌프를 프로그램입니다. </li></ol> 견고한 시스템이나 실제 유량을 수정하는 시스템의 준수 &quot;병목 효과&quot;와 같은 가능한 일시적인 효과를 인식해야합니다. 시스템의 특성 시간은 시스템의 재료와 크기의 함수로 추정 할 수있다. (제 2 호, pp 77-81, Tabeling, 2005) <ol start="6"><li> 현미경 스테이지에 마이크로 칩을 배치하고 펌프를 시작합니다. 중간 속도 프로파일에 시스템을 보정하고 DT의를 (펄스 이미지 사이의 시간) 보정 입자로 물을 사용합니다. </li></ol> 입자는 좋은 상관 관계를 11 프레임 사이의 5 ~ 10 픽셀을 이동해야합니다. 교정 할 때, 채널의 중간에 측정에주의해야합니다. 중간에 초점 평면은 가장가속도 8. 라운드 채널을 사용하는 경우 효과를 미행주의해야합니다. 샘플 이미지는 상단 이미지가 첫 번째 펄스이며 하단 이미지가 두 번째 펄스 반면, 펄스 카메라를 사용하여 그림 2에 표시됩니다. 그것은 밝은 점 (입자를 형광) 초점에서 가장이라는 그림에서 볼 수 있습니다. <ol start="7"><li> 선택 사항 : 다른 높이로 데이터를 취함으로써 3D 속도 프로파일은 하나의 이미지에 다른 벡터를 추가하여 재구성 할 수 있습니다. 비디오 프로세스의 자동화를 위해 개발 된 루틴을 제공합니다. </li><li> 피와 데이터를 찍을 때, 물과 동일한 방법으로 혈액의 원하는 수량과 주사기를 채우십시오. 원하는 유량을 주사기 펌프를 프로그램 및 원하는 데이터를 가져 가라. 획득 RAW 이미지의 예제는 그림 2 표시됩니다. 뿐만 아니라 적혈구 침강주의하십시오. 주사기를 채우는 모든 실행하거나 모든다른 실행은 RBC의 정착을 줄일 수 있습니다. </li><li> 영상을 획득 한 후, 교차 상관 관계 이미지 사이의 속도 벡터 필드를 얻기 위해 이미지 쌍에서 수행됩니다. 그것은 좋은 상관 관계를 가지고 좋은 이미지를 가지고하는 것이 중요합니다. 연관 전에 사전 처리는 배경 잡음을 제거 할 수 있습니다. </li></ol> 교차 상관 관계의 크기와의 상관 관계에 영향을 미치는 형태로 변화 될 수있다 인접한 이미지에서 창 사이를 수행합니다. 교차 상관 관계 후 이미지 후 처리는 오류 벡터 또는 이상 값을 제거 할 수 있습니다. 사용 가능한 다른 옵션과 정확도에 대한 자세한 설명은 피츠 등에서 찾을 수 있습니다. (2012b), 혈액 최적의 처리가 창 길이 연장과 &quot;이미지 중복&quot;의 방법을 발견하고 흐름에 부합 된 곳 . 이러한 작업은 MATLAB과 같은, 또는 시스템의 소프트웨어 패키지 내 프로그램에서 수동으로 수행 할 수 있습니다.<html> 소프트웨어가 중요하지 않습니다, 작업 뒤에 수학보다 중요하며, 각 작업은 최종 속도 프로파일의 정확도에 영향을 미칠 수 있습니다. 결과 벡터는 평균, 대표 속도 프로파일을 얻기 위해 순간 속도 분포를 구하여 시간에 다시 평균 할 채널을 통해 공간을 평균 할 수 있습니다. Kloosterman 등. (2011) 피사계 심도가 큰 μPIV 측정의 오류에 대한 설명을 제공합니다. 여기에 제시된 데이터 처리의 오류에 대한 논의는 고속 측정을 위해 펄스 측정 및 Chayer 등. (2012)에 대한 피츠 하였다. (2012b)에서 찾을 수 있습니다. 속도 프로파일의 예는 그림 3과 그림 4에 제시되어있다. 그림 3은 H에서 RBC의 10 μL / 시간 흐름의 중심선에 대해 하나의 속도 프로파일 140 μm의 폭 넓은 채널 = 10을 제공합니다. 십t &quot;&gt;이 단일 프로파일이 속도 프로파일을 얻을 수있는 채널을 통해 상호 벡터를 평균하여 달성하고 대표적인 측정을 얻으려면 시간 평균입니다.이 경우에는 100 쌍의 시야에 걸쳐 시간을 평균 하였다. 30 μL / HR의 프로그램 유량 100 μm의 사각 채널에서 물 교정 흐름 찍은 3D 복원 프로필의 예는 그림 4에서 발견된다. 그림 4에서, 프로파일은 1 ㎛ 간격으로 측정됩니다. <ol start="10"><li> 선택 사항 : 셋업 묘사 고속 이미지를 전환 카메라 (및 데이터 수집 시스템)에 의해 동일한 조건에서 수행 할 수 있습니다. 이 채널의 세포가없는 층을 시각화 및 집계를 정량화하는 데 유용 할 수 있습니다. 데이터 분석 (Chayer 외., 2012) 약간 다릅니다. </li></ol> 과 및 RBC 집계없이 흰색 빛 이미지의 예는 prese입니다H = 20 그림 5 nted. 상단 이미지를 집계 RBC의 능력을 제거하는 PBS,에 H = 20 1 μL / 시간에 보여줍니다. 아래 이미지는 0.5 μL / HR에서 기본 플라즈마 H = 20입니다. 아래 그림에서 집합이 표시됩니다. <ol start="11"><li> 측정이 완료되었을 때 안전하게 시스템을 종료합니다. 레이저 전원이 완전히 종료 될 때까지 적절한 레이저 안전 절차를 사용합니다. </li></ol>

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저자는 공개 아무것도 없어.

미세 혈관의 규모 혈류 측정 μPIV를 사용하여 관련 생물 의학 기계 및 화학 공학 프로세스의 큰 숫자에 대한 통찰력을 제공 할 수 있습니다. 에 대한 계정에 핵심 요소 중 일부는 RBC 자체 형광 마이크로 입자의 RBC, 집계 또는 운동의 집계 및 변형성, 그리고 채널 RBC의 정착의 밀도이다. 이들 모두는 위에 뻗어 일반적인 지침을 준수하는 경우에 대해 설명 할 수 있습니다. 이 시스템을 사용하는 좋은 ?...

인간의 몸은 혈액과 조직 사이의 주요 교류 사이트입니다 직경이 50 μm의와 많은 혈관을 포함하고 있습니다. 이러한 혈관에서 혈액 흐름의 연구는 측정의 규모와 혈액의 유체 속성을 모두에 의해 상당한 도전을 나타냅니다. 압력 구배, 벽에서의 전단 및 소동맥과 소정맥의 속도 프로파일 등이 측정은 생리적 반응과 연결된 중요한 요소입니다. 이러한 측정 문제를 해결하기 위해 전례없는 기회를, 미세 혈관을 공부하고이 다중 스케일 문제를 해결하기 위해 마이크로 스케일에서 새로운 실험 기술 덕분에 지금있다. 마이크로 입자 영상 속도계 (μPIV)은 상호 관계를 통해 마이크로 혈액 흐름의 속도 프로파일을 평가하는 데 사용되는 입자 기반 유동 가시화 기술입니다. 첫 번째 산티아고 등.에 의해 개발 μPIV는, hemorheology와 함께 사용되었습니다Sugii 등 이후 연구. 2001 년에 100 μm의 라운드 유리 튜브 1,2 혈액 흐름을 측정하는 기법을 사용합니다. μPIV 존재하는 다양한 방법. 고속 카메라는 적혈구 (적혈구)의 움직임을 연관하는 데 사용될 수 있으며, 펄스 이미지는 추적 입자의 움직임을 연관하는 데 사용할 수 있습니다. 이러한 옵션 중 하나는 응용 프로그램에 따라 수직 또는 거꾸로 현미경과 결합 할 수 있습니다. 두 경우 모두 결과는 2D 속도 프로파일입니다. 또 다른 방법은 2D 및 3D 프로파일을 달성하기 위해 공 촛점 현미경을 사용하는 것입니다. 이 방법은 혈액 3,4,5에 적용되었습니다. 매크로 PIV와 비교할 때 마이크로 스케일 PIV는 여러 가지 합병증을 가지고 있습니다. 매크로 PIV에 데이터가 빛의 장을 통해 하나의 평면으로 제한 할 수 있지만, 마이크로 스케일 볼륨 조명에 필요합니다. 적혈구 자체가 C에 비해 큰만큼 볼륨 조명, 마이크로 혈액 흐름의 이미징을위한 더 큰 문제hannels 및 추적 입자로 적혈구를 사용하여 크게 교차 상관 관계 결과 6,7,8의 정확성을 줄일 수 상관의 깊이 (DOC)로 연결됩니다. 1 μm의 추적 입자와 DOC가 6.7 ㎛ 인 반면 추적기로 RBC와 40 μm의 높이 채널 Wereley 등. (1998) DOC에 이어, 8.8 μm의 수 있습니다. 채널 높이와 배율을 변경할 때이 차이는 더 두드러집니다. 또한, 적혈구는 불투명하고, 흐름 적혈구의 농도를 증가 시키면 영상의 어려움이 발생합니다. 가장 작은 입자를 사용하는 경우 첫 번째 산티아고 하였다. (1998)에 의해 사용되는 형광 추적 입자, 포커스 아웃 입자의 영향을 감소하는 도구로 주장되었다. 1 ㎛ 직경의 형광을 사용하여 레이저와 결합 된 미립자는 마이크로 혈류 영상 10 초점 문제의 깊이를 줄일 수있는 하나 방법입니다. μPIV 절반의 상태를 몇 가지 현재 리뷰가 있습니다혈액의 흐름 연구 11,12에 μPIV의 중요성을 강조 각각의 hnology는. 혈액 μPIV를 사용할 때 몇 가지 중요한 사항을 고려해야합니다. 마이크로 수준에서 미세 혈관의 규모는 혈액이 뉴턴 유체 (플라즈마)에 떠있는 유연한 적혈구 (적혈구), 대형 백혈구, 혈소판 및 다른 단백질의 현탁액이기 때문에, 균일 한 유체로 간주 할 수 없습니다 . 여기에서 측정 된 속도 프로파일은 마이크로 혈액 흐름의 특정 특성을 측정하는 데 사용할 수 있습니다. microhemorheology에서 중요한 요인은 혈액의 흐름 속도, 속도 프로파일의 형태, 용기의 벽 전단 응력이다. 미세 혈관은 신체의 영양 교환을위한 사이트이기 때문에이 정보는 임상 적 의미를 가지고 있으며,이 교환은 전단에 따라 다릅니다. 미세 혈관 연구의 상태에 대한 몇 가지 현재 검토 연구뿐만 아니라, 13가14,15. 여기에 제시된 것은 폴리 디메틸 실록산 (PDMS) 마이크로 혈액의 흐름 μPIV 측정을위한 프로토콜입니다. PDMS 채널 프로토콜의 제 1의 소스에 따라 자체적으로 제작 하였다. 돼지의 혈액 샘플은 공인 도살장에서 얻은 프로토콜의 2 절에 따라 정리 하였다. 모든 데이터는 프로토콜의 3 항에 명시된 LaVision MITAS μPIV 시스템을 사용하여 얻은 것입니다. YAG 레이저 (뉴 웨이브 리서치, USA)와 CCD 카메라 (이미지 강렬한, Lavision) 프로그램 트리거 유닛, 3 축에서 이동 무대와 결합 형광 현미경, 컴퓨터에 의해 제어 : 셋업 다코타의 구성 고속 카메라 (DALSA 1M150, 네덜란드) 외에 적혈구 자체의 시각화를 위해 추가되었습니다. 두 카메라 2 포트에 광 상자 (혈구에 의해 정의, 독일)에 연결되어 있습니다. 혈액 흐름의 생체 측정에서 일반적으로 직립 현미경은 적혈구에게를 추적하는 데 사용됩니다mselves, 생체 응용 프로그램에서 일반적으로 거꾸로 현미경을 추적 입자를 추적하는 데 사용하는 동안. 셋업이 독특한 이중에서, 광학 상자는 두 추적기가 거꾸로 현미경을 사용하여 이미지를 만들 수 있습니다. 혈액 정밀 주사기 펌프 (Nexus3000, Chemyx 주식, USA)를 통해 마이크로 칩에 도입되었다. 시스템의 다이어그램은 그림의 상단 부분은 PDMS의 제조 40 μm의 사각 채널에서 140 μm의를 나타냅니다 그림 1과 같이하고 아래 부분은 모두 카메라, 레이저, 주사기 펌프 등 전체 시스템을 나타냅니다 현미경. 현재 μPIV 세트 업 가능, 일반적으로 독점 소프트웨어와 함께, TSI, DANTEC 역학 및 LaVision 있습니다. 표준 상호 상관 알고리즘은 MATLAB 등 다양한 소프트웨어 옵션을 통해 달성 될 수있다. 소프트웨어는 대화 상자가 수학적으로 사용 될 것입니다에 해당 무엇을 이해하는 열쇠 없습니다R 훨씬 더. 이 프로토콜 데이비스, LaVision의 독점 소프트웨어 나 MATLAB을 활용하고 있습니다. 프로토콜은 특정 소프트웨어 아니지만, 메뉴 옵션은 다른 소프트웨어 패키지에서 다른 장소에있을 수 있습니다.

<table border="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Name of Reagent/Material</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>poly(dimethylsiloxane) (PDMS), i.e. Sylgard-184</td>
			<td>Dow-Corning</td>
			<td>3097358-1004</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ethylenediaminetetraacetic acid (EDTA)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>E9884-100G</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>poshpate buffered saline (PBS)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>P5368-10PAK</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>fluorescing micro particles</td>
			<td>Microgenics/FisherSci</td>
			<td>R900</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>glycerol (OPTIONAL)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>G6279-500 ml</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>microcentrifuge, i.e. CritSpin</td>
			<td>FisherSci</td>
			<td>22-269-291</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>syringe, i.e. 50 &mu;l Gastight</td>
			<td>Hamilton</td>
			<td>80965</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>camera, i.e. Imager Intense, high speed</td>
			<td>LaVision, Dalsa</td>
			<td>Imager Intense</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>microscope, i.e. MITAS</td>
			<td>LaVision</td>
			<td>MITAS</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nd:YAG laser</td>
			<td>New Wave Research</td>
			<td>Solo-II</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>syringe pump, i.e. Nexus3000</td>
			<td>Chemyx, Inc.</td>
			<td>Nexus-3000</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>flexible tubing, i.e. Tygon</td>
			<td>FisherSci</td>
			<td>14-169-1A</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>data processing software, i.e. DaVis</td>
			<td>LaVision</td>
			<td>DaVis</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>centrifuge, i.e. Thermo Scientific CL2</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>004260F</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

micro-particle image velocimetry for velocity profile measurements of micro blood flows

마이크로 입자 영상 속도계 (μPIV)은 혈액 흐름에 파종 마이크로 입자의 쌍 이미지를 시각화하는 데 사용됩니다. 이미지는 정확한 속도 프로파일을 제공하는 교차 상관 관계이다. 프로토콜은 마이크로 혈액의 흐름 μPIV 측정에 표시됩니다. 미세 혈관의 규모, 혈액은 혈장, 뉴턴 유체에 떠있는 유연한 입자의 현탁액이기 때문에, 균일 한 유체로 간주 할 수 없습니다. 전단 속도, 최대 속도, 속도 프로파일 형태, 유량이 측정에서 파생 될 수 있습니다. 같은 초점 깊이 입자 농도 및 시스템 적합성과 같은 몇 가지 중요한 매개 변수는 다양한 hematocrits 및 유동 조건에 대한 예제와 대표 결과와 함께 정확하고 유용한 데이터를 보장하기 위해 제공됩니다.

모든 그림에서, 흐름은 원시 이미지 및 계산 된 속도 프로파일에서 위쪽 왼쪽에서 오른쪽으로있다. 혈소판 H = 10 10 μL / 시간에서 흐르는에서 혈액으로 얻은 원시 데이터의 예는 그림 2에 표시됩니다. 원시 데이터 속도 프로파일을 달성하기 위해 모든 데이터 처리를하지 않고 상호 연관 될 수 있습니다. 사전 처리 및 데이터 처리 방법의 영향 피츠, 외., (2012b)에 의해 설명되어 있...

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Micro-particle Image Velocimetry for Velocity Profile Measurements of Micro Blood Flows

마이크로 입자 영상 속도계 (μPIV)의 정확한 속도 프로파일을주고 간 상관 관계 혈액 흐름에 파종 마이크로 입자의 쌍 이미지를 시각화하는 데 사용됩니다. 임상 응용을 가지고 각각의 전단 속도, 최대 속도, 속도 프로파일 형태, 유량, 이러한 측정에서 파생 될 수 있습니다.

마이크로 혈액 흐름의 속도 분포 측정을위한 마이크로 입자 이미지 유속계

Micro-particle image velocimetry (&mu;PIV) is used to visualize paired images of micro particles seeded in blood flows. The images are cross-correlated to ...

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17.1K 조회수.  University of Ottawa. 마이크로 입자 영상 속도계 (μPIV)의 정확한 속도 프로파일을주고 간 상관 관계 혈액 흐름에 파종 마이크로 입자의 쌍 이미지를 시각화하는 데 사용됩니다. 임상 응용을 가지고 각각의 전단 속도, 최대 속도, 속도 프로파일 형태, 유량, 이러한 측정에서 파생 될 수 있습니다.

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Quantitatively Measuring In situ Flows using a Self-Contained Underwater Velocimetry Apparatus (SCUVA)

The ability to directly measure velocity fields in a fluid environment is necessary to provide empirical data for studies in fields as diverse as oceanography, ecology, biology, and fluid mechanics. Field measurements introduce practical challenges such as environmental conditions, animal availability, and the need for field-compatible measurement techniques. To avoid these challenges, scientists typically use controlled laboratory environments to study animal-fluid interactions. However, it is reasonable to question whether one can extrapolate natural behavior (i.e., that which occurs in the field) from laboratory measurements. Therefore, in situ quantitative flow measurements are needed to accurately describe animal swimming in their natural environment.
We designed a self-contained, portable device that operates independent of any connection to the surface, and can provide quantitative measurements of the flow field surrounding an animal. This apparatus, a self-contained underwater velocimetry apparatus (SCUVA), can be operated by a single scuba diver in depths up to 40 m. Due to the added complexity inherent of field conditions, additional considerations and preparation are required when compared to laboratory measurements. These considerations include, but are not limited to, operator motion, predicting position of swimming targets, available natural suspended particulate, and orientation of SCUVA relative to the flow of interest. The following protocol is intended to address these common field challenges and to maximize measurement success.

Quantitatively Measuring In situ Flows using a Self-Contained Underwater Velocimetry Apparatus SCUVA

This protocol provides instructions on how to use a self-contained underwater velocimetry apparatus (SCUVA), which is designed for quantification of in situ animal-generated flows. In addition, this protocol addresses challenges posed by field conditions, and includes operator motion, predicting position of animals, and orientation of SCUVA.

양적 측정 현장에서</em독립적인 수중 Velocimetry 장치 (SCUVA)을 사용하여> 흐름

The ability to directly measure velocity fields in a fluid environment is necessary to provide empirical data for studies in fields as diverse as ...

연구

생체공학

Planar and Three-Dimensional Printing of Conductive Inks

Printed electronics rely on low-cost, large-area fabrication routes to create flexible or multidimensional electronic, optoelectronic, and biomedical devices1-3. In this paper, we focus on one- (1D), two- (2D), and three-dimensional (3D) printing of conductive metallic inks in the form of flexible, stretchable, and spanning microelectrodes.
Direct-write assembly4,5 is a 1-to-3D printing technique that enables the fabrication of features ranging from simple lines to complex structures by the deposition of concentrated inks through fine nozzles (~0.1 - 250 &mu;m). This printing method consists of a computer-controlled 3-axis translation stage, an ink reservoir and nozzle, and 10x telescopic lens for visualization. Unlike inkjet printing, a droplet-based process, direct-write assembly involves the extrusion of ink filaments either in- or out-of-plane. The printed filaments typically conform to the nozzle size. Hence, microscale features (&lt; 1 &mu;m) can be patterned and assembled into larger arrays and multidimensional architectures.
In this paper, we first synthesize a highly concentrated silver nanoparticle ink for planar and 3D printing via direct-write assembly. Next, a standard protocol for printing microelectrodes in multidimensional motifs is demonstrated. Finally, applications of printed microelectrodes for electrically small antennas, solar cells, and light-emitting diodes are highlighted.

Planar and three-dimensional printing of conductive metallic inks is described. Our approach provides new avenues for fabricating printed electronic, optoelectronic, and biomedical devices in unusual layouts at the microscale.

전도성 잉크의 평면 및 3 차원 인쇄

Printed electronics rely on low-cost, large-area fabrication routes to create flexible or multidimensional electronic, optoelectronic, and biomedical ...

A Versatile Automated Platform for Micro-scale Cell Stimulation Experiments

Study of cells in culture (in vitro analysis) has provided important insight into complex biological systems. Conventional methods and equipment for in vitro analysis are well suited to study of large numbers of cells (&ge;105) in milliliter-scale volumes (&ge;0.1 ml). However, there are many instances in which it is necessary or desirable to scale down culture size to reduce consumption of the cells of interest and/or reagents required for their culture, stimulation, or processing. Unfortunately, conventional approaches do not support precise and reproducible manipulation of micro-scale cultures, and the microfluidics-based automated systems currently available are too complex and specialized for routine use by most laboratories. To address this problem, we have developed a simple and versatile technology platform for automated culture, stimulation, and recovery of small populations of cells (100 - 2,000 cells) in micro-scale volumes (1 - 20 &mu;l). The platform consists of a set of fibronectin-coated microcapillaries ("cell perfusion chambers"), within which micro-scale cultures are established, maintained, and stimulated; a digital microfluidics (DMF) device outfitted with "transfer" microcapillaries ("central hub"), which routes cells and reagents to and from the perfusion chambers; a high-precision syringe pump, which powers transport of materials between the perfusion chambers and the central hub; and an electronic interface that provides control over transport of materials, which is coordinated and automated via pre-determined scripts. As an example, we used the platform to facilitate study of transcriptional responses elicited in immune cells upon challenge with bacteria. Use of the platform enabled us to reduce consumption of cells and reagents, minimize experiment-to-experiment variability, and re-direct hands-on labor. Given the advantages that it confers, as well as its accessibility and versatility, our platform should find use in a wide variety of laboratories and applications, and prove especially useful in facilitating analysis of cells and stimuli that are available in only limited quantities.

We have developed an automated cell culture and interrogation platform for micro-scale cell stimulation experiments. The platform offers simple, versatile, and precise control in cultivating and stimulating small populations of cells, and recovering lysates for molecular analyses. The platform is well suited to studies that use precious cells and/or reagents.

마이크로 스케일 세포 자극 실험을위한 다목적 자동화 플랫폼

Study of cells in culture (in vitro analysis) has provided important insight into complex biological systems. Conventional methods and equipment for in ...

Improved Method for the Preparation of a Human Cell-based, Contact Model of the Blood-Brain Barrier

The blood-brain barrier (BBB) comprises impermeable but adaptable brain capillaries which tightly control the brain environment. Failure of the BBB has been implied in the etiology of many brain pathologies, creating a need for development of human in vitro BBB models to assist in clinically-relevant research. Among the numerous BBB models thus far described, a static (without flow), contact BBB model, where astrocytes and brain endothelial cells (BECs) are cocultured on the opposite sides of a porous membrane, emerged as a simplified yet authentic system to simulate the BBB with high throughput screening capacity. Nevertheless the generation of such model presents few technical challenges. Here, we describe a protocol for preparation of a contact human BBB model utilizing a novel combination of primary human BECs and immortalized human astrocytes. Specifically, we detail an innovative method for cell-seeding on inverted inserts as well as specify insert staining techniques and exemplify how we use our model for BBB-related research.

Establishment of human models of the blood-brain barrier (BBB) can benefit research into brain conditions associated with BBB failure. We describe here an improved technique for preparation of a contact BBB model, which permits coculturing of human astrocytes and brain endothelial cells on the opposite sides of a porous membrane.

방법 혈액 - 뇌 장벽의 인간 세포 기반의 연락 모델의 준비를 위해 개선

The blood-brain barrier (BBB) comprises impermeable but adaptable brain capillaries which tightly control the brain environment. Failure of the BBB has ...

Hybrid &#181;CT-FMT imaging and image analysis

Fluorescence-mediated tomography (FMT) enables longitudinal and quantitative determination of the fluorescence distribution in vivo and can be used to assess the biodistribution of novel probes and to assess disease progression using established molecular probes or reporter genes. The combination with an anatomical modality, e.g., micro computed tomography (&#181;CT), is beneficial for image analysis and for fluorescence reconstruction. We describe a protocol for multimodal &#181;CT-FMT imaging including the image processing steps necessary to extract quantitative measurements. After preparing the mice and performing the imaging, the multimodal data sets are registered. Subsequently, an improved fluorescence reconstruction is performed, which takes into account the shape of the mouse. For quantitative analysis, organ segmentations are generated based on the anatomical data using our interactive segmentation tool. Finally, the biodistribution curves are generated using a batch-processing feature. We show the applicability of the method by assessing the biodistribution of a well-known probe that binds to bones and joints.

Hybrid  &amp;#181;CT-FMT imaging and image analysis

We describe a protocol for hybrid imaging, combining fluorescence-mediated tomography (FMT) with micro computed tomography (&#181;CT). After fusion and reconstruction, we perform interactive organ segmentation to extract quantitative measurements of the fluorescence distribution.

하이브리드 μCT-FMT 및 촬상 화상 해석

Fluorescence-mediated tomography (FMT) enables longitudinal and quantitative determination of the fluorescence distribution in vivo and can be used to ...

Microfluidic Buffer Exchange for Interference-free Micro/Nanoparticle Cell Engineering

Engineering cells with active-ingredient-loaded micro/nanoparticles (NPs) is becoming an increasingly popular method to enhance native therapeutic properties, enable bio imaging and control cell phenotype. A critical yet inadequately addressed issue is the significant number of particles that remain unbound after cell labeling which cannot be readily removed by conventional centrifugation. This leads to an increase in bio imaging background noise and can impart transformative effects onto neighboring non-target cells. In this protocol, we present an inertial microfluidics-based buffer exchange strategy termed as Dean Flow Fractionation (DFF) to efficiently separate labeled cells from free NPs in a high throughput manner. The developed spiral microdevice facilitates continuous collection (&#62;90% cell recovery) of purified cells (THP-1 and MSCs) suspended in new buffer solution, while achieving &#62;95% depletion of unbound fluorescent dye or dye-loaded NPs (silica or PLGA). This single-step, size-based cell purification strategy enables high cell processing throughput (106 cells/min) and is highly useful for large-volume cell purification of micro/nanoparticle engineered cells to achieve interference-free clinical application.

This protocol describes the use of an inertial microfluidics-based buffer exchange strategy to purify micro/nanoparticle engineered cells with efficient depletion of unbound particles.

간섭이없는 마이크로 / 나노 입자의 세포 공학을위한 미세 유체 버퍼 교환

Engineering cells with active-ingredient-loaded micro/nanoparticles (NPs) is becoming an increasingly popular method to enhance native therapeutic ...

Proper Positioning and Restraint of a Rat Hind Limb for Focused High Resolution Imaging of Bone Micro-architecture Using In Vivo Micro-computed Tomography

The use of in vivo micro-computed tomography (&#181;CT) is a powerful tool which involves the non-destructive imaging of internal structures at high resolutions in live animal models. This allows for repeated imaging of the same rodent over time. This feature not only reduces the total number of rodents required in an experimental design and thereby reduces the inter-subject variation that can arise, but also allows researchers to assess longitudinal or life-long responses to an intervention. To acquire high quality images that can be processed and analyzed to more accurately quantify outcomes of bone micro-architecture, users of in vivo &#181;CT scanners must properly anesthetize the rat, and position and restrain the hind limb. To do this, it is imperative that the rat be anesthetized to a level of complete relaxation, and that pedal reflexes are lost. These guidelines may be modified for each individual rat, as the rate of isoflurane metabolism can vary depending on strain and body size. Proper technique for in vivo &#181;CT image acquisition enables accurate and consistent measurement of bone micro-architecture within and across studies.

Proper Positioning and Restraint of a Rat Hind Limb for Focused High Resolution Imaging of Bone Micro-architecture Using In Vivo Micro-computed Tomography

This paper instructs users of in vivo micro-computed tomography (&#181;CT) scanners how to anesthetize, correctly position and restrain the hind limb of a rat for minimal movement during high-resolution imaging of the tibia. The result is high quality images that can be processed to accurately quantify bone micro-architecture.

적절 한 위치와 뼈 마이크로 아키텍처를 사용 하 여 생체 내에서 마이크로-단층의 집중된 고해상도 이미징 쥐 뒷 다리의 구속

The use of in vivo micro-computed tomography (&#181;CT) is a powerful tool which involves the non-destructive imaging of internal structures at high ...

Biological Compatibility Profile on Biomaterials for Bone Regeneration

Large non-union bone fractures are a significant challenge in orthopedic surgery. Although auto- and allogeneic bone grafts are excellent for healing such lesions, there are potential complications with their use. Thus, material scientists are developing synthetic, biocompatible biomaterials to overcome these problems. In this study, we present a multidisciplinary platform for evaluating biomaterials for bone repair. We combined expertise from bone biology and immunology to develop a platform including in vitro osteoclast (OC) and osteoblast (OB) assays and in vivo mouse models of bone repair, immunogenicity, and allergenicity. We demonstrate how to perform the experiments, summarize the results, and report on biomaterial biocompatibility. In particular, we tested OB viability, differentiation, and mineralization and OC viability and differentiation in the context of &#946;-tricalcium phosphate (&#946;-TCP) disks. We also tested a &#946;-TCP/Collagen (&#946;-TCP/C) foam which is a commercially available material used clinically for bone repair in a critical-sized calvarial bone defect mouse model to determine the effects on the early phase of bone healing. In parallel experiments, we evaluated immune and allergic responses in mice. Our approach generates a biological compatibility profile of a bone biomaterial with a range of parameters necessary for predicting the biocompatibility of biomaterials used for bone healing and repair in patients.

The number of novel biomaterials engineered for repairing large bone lesions is continuously expanding with the aim to enhance bone healing and overcome the complications associated with bone transplantation. Here, we present a multidisciplinary strategy for pre-clinical biocompatibility testing of biomaterials for bone repair.

뼈 재생을 위해 생체에서 생물학적 호환성 프로필

Large non-union bone fractures are a significant challenge in orthopedic surgery. Although auto- and allogeneic bone grafts are excellent for healing such ...

Meso-Scale Particle Image Velocimetry Studies of Neurovascular Flows In Vitro

Particle image velocimetry (PIV) is used in a wide variety of fields, due to the opportunity it provides for precisely visualizing and quantifying flows across a large spatiotemporal range. However, its implementation typically requires the use of expensive and specialized instrumentation, which limits its broader utility. Moreover, within the field of bioengineering, in vitro flow visualization studies are also often further limited by the high cost of commercially sourced tissue phantoms that recapitulate desired anatomical structures, particularly for those that span the mesoscale regime (i.e., submillimeter to millimeter length scales). Herein, we present a simplified experimental protocol developed to address these limitations, the key elements of which include 1) a relatively low-cost method for fabricating mesoscale tissue phantoms using 3-D printing and silicone casting, and 2) an open-source image analysis and processing framework that reduces the demand upon the instrumentation for measuring mesoscale flows (i.e., velocities up to tens of millimeters/second). Collectively, this lowers the barrier to entry for nonexperts, by leveraging resources already at the disposal of many bioengineering researchers. We demonstratethe applicability of this protocol within the context of neurovascular flow characterization; however, it is expected to be relevant to a broader range of mesoscale applications in bioengineering and beyond.

Meso-Scale Particle Image Velocimetry Studies of Neurovascular Flows In Vitro

Here we present simplified methods for fabricating transparent neurovascular phantoms and characterizing the flow therein. We highlight several important parameters and demonstrate their relationship to field accuracy.

Meso 스케일 입자 이미지 Velocimetry 혈관 흐름에서 체 외에서 의 연구

Particle image velocimetry (PIV) is used in a wide variety of fields, due to the opportunity it provides for precisely visualizing and quantifying flows ...

Intra-cardiac Side-Firing Light Catheter for Monitoring Cellular Metabolism using Transmural Absorbance Spectroscopy of Perfused Mammalian Hearts

Absorbance spectroscopy of cardiac muscle provides non-destructive assessment of cytosolic and mitochondrial oxygenation via myoglobin and cytochrome absorbance respectively. In addition, numerous aspects of the mitochondrial metabolic status such as membrane potential and substrate entry can also be estimated. To perform cardiac wall transmission optical spectroscopy, a commercially available side-firing optical fiber catheter is placed in the left ventricle of the isolated perfused heart as a light source. Light passing through the heart wall is collected with an external optical fiber to perform optical spectroscopy of the heart in near real- time. The transmission approach avoids numerous surface scattering interference occurring in widely used reflection approaches. Changes in transmural absorbance spectra were deconvolved using a library of chromophore reference spectra, providing quantitative measures of all the known cardiac chromophores simultaneously. This spectral deconvolution approach eliminated intrinsic errors that may result from using common dual wavelength methods applied to overlapping absorbance spectra, as well as provided a quantitative evaluation of the goodness of fit. A custom program was designed for data acquisition and analysis, which permitted the investigator to monitor the metabolic state of the preparation during the experiment. These relatively simple additions to the standard heart perfusion system provide a unique insight into the metabolic state of the heart wall in addition to conventional measures of contraction, perfusion, and substrate/oxygen extraction.

Here we introduce a method for using an intra-ventricle optical catheter in perfused hearts to perform absorbance spectroscopy across the heart wall. The data obtained provides robust information on tissue oxygen tension as well as substrate utilization and membrane potential simultaneously with cardiac performance measures in this ubiquitous preparation.

교란 성 포유류 심장의 경부 흡광도 분광학을 사용하여 세포 대사를 모니터링하기위한 심장 내 측 발사 라이트 카테터

Absorbance spectroscopy of cardiac muscle provides non-destructive assessment of cytosolic and mitochondrial oxygenation via myoglobin and cytochrome ...