우리는 중요한 검토 그녀의 지원을 위해 웬디 차오 감사합니다. 이 작품은 실명 재단 (DGV), 라이온스 안구 연구 기금 (DGV) 및 Yeatts 가족 (JWM의 관대 한 기부를 방지하기 위해 바슈롬 유리체 망막 원정대 (HM), 국립 안과 연구소의 보조금 EY014104 (JWM), 연구에 의해 지원되었다 및 DGV).

동물의 모든 실험은 비전있는 연구를위한 협회와 안과 및 비전 연구에서 동물의 사용을위한 안과 정책에 따라 수행하고, 지침과 규정은 매사추세츠 눈과 귀 부속 진료소 동물 보호위원회에 의해 규정되었다. 1. 전처리 <ol><li> MG (60)의 혼합물을 복강 내 주사로 8 주령 마우스를 마취 / 케타민과 10 ㎎ / kg 자일 라진을 kg. </li><li> 수염을 잘라. 그들은 시각화 및 기기 배치를 방해하기 때문에이 수행됩니다. </li><li> 5 % 페닐에 0.5 %의 tropicamide와 동공을 팽창. </li><li> 속눈썹을 잘라. 그들은 시각화 및 기기 배치를 방해하기 때문에이 또한 이루어집니다. </li><li> 국소 마취 (0.5 % proparacaine 염산염 눈 해결책)을 적용합니다. </li></ol> 2. 현미경 수술 <ol><li> 측면 POS에서 마우스를 설정외과 의사를 향해 코 ition. 발가락 핀치는 수술 마취를 확인하기 위해 수행되고, 멸균 장갑 전에 수술을 시작하기 입게된다. </li><li> 사후 각막 윤부에서 시간 결막을 절개하고 공막에서 결막을 분리합니다. 공막을 관통하지 마십시오. 이 단계 후, 눈을 제어하는​​ 집게와 각막 윤부에 결막을 파악. </li><li> 확인 경사와 30 G 바늘의 끝 부분을 사용하여 자체 밀봉 공막 절개는 지적했다. 공막을 공막 터널을 확인하고 맥락막에 공막 (그림 1) 침투. 망막을 관통하지 마십시오. 맥락막 출혈이 발생하고 공막 상처를 통해 제공하는 경우, 출혈이 멈출 때까지 수술 창으로 수렴를 수행합니다. 이 공막 상처가 각자 밀봉 안압과 함께있을 것입니다. </li><li> 안압을 감소시키기 위해 30 G 바늘로 찔린 각막. 전자시 조리개와 렌즈를 손상하지 않도록 아이리스 바늘 평행 사용전방에 n 다음. 안압은 각자 물개로 상처의 원인이됩니다. </li><li> 베벨 (안 눈을 향해) 아래로 향하게 한 망막 하 공간에 해밀턴 10 μL 주사기에 연결된 33 G 바늘을 삽입하고 기본 RPE에서 감각 신경 망막을 분리 부드럽게 3.5 μL의 히알루 론산 나트륨을 주입. 망막이 침투하면 히알루 론산 나트륨은 유리 같은 공간이 아니라 망막 하 공간으로 이동하기 때문에 33 G 바늘로 망막을 관통하지 마십시오. 또한,이 경구 눈물을 생성하기 때문에 빠른 주입을 피하고, 히알루 론산 나트륨은 전방으로 누출됩니다. </li><li> 수성 유머는 안압을 조절하는 집게로 각막 구멍 주위에 각막을 눌러 각막 구멍에서 흘러 보자. </li><li> 수술 창을 사용하여 공막 상처 누설의 유무를 확인합니다. </li><li> 히알루 론산 나트륨 누설의 위험을 줄이기 위해, 시아 노 아크릴 레이트 접착제 수술에 배치공막 상처. </li><li> 시아 노 아크릴 레이트 수술 접착제를 사용하여 원래의 위치로 결막을 다시 연결합니다. 이것은 상기 히알루 론산 나트륨 누설의 위험을 감소시킬 것이다. </li><li> 커버 유리를 사용하여 안저를 확인하고, 망막 하 출혈없이 수포 RD의 생성을 확인합니다. </li></ol> 3. 후 처리 <ol><li> 감염의 위험을 줄이기 위해 눈 바시 트라 신 항생제 연고를 적용한다. </li><li> 낮은 혈압 낮은 체온 이후 일으키는 마취 (케타민 (ketamine)과 자일 라진의 혼합물)을 방지하기 위해 가열 패드에 마우스를 유지합니다. </li><li> 그들이 마취에서 각성 후 다시 동물 케이지에 마우스를 놓습니다. 합병증 매일 쥐를 모니터링합니다. 어떤 합병증이 발생하는 경우, 아래에 설명 된대로 쥐를 안락사. </li></ol> 4. 희생 <ol><li> 100 mg을 복강 내 주사 후 자궁 경부 탈구로 쥐를 안락사 / 펜 토바 비탈 나트륨 및 enuclea kg을각 실험을위한 적절한 시점에서 눈 테 (미도시). 히알루 론산 나트륨이 누출 수 있기 때문에 안구 적출하는 동안 눈에 압력을 가하지 마십시오. 수 포성 RDS는 적어도 14 일 동안 지속되어야한다. </li></ol>

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매사추세츠 눈과 귀 부속 진료소는 verteporfin의 사용에 관한 세 개의 미국 특허의 소유권을 보유하고 있습니다. 또한, 매사 추세 츠 눈과 귀 의무실은 황반 변성 및 다른 질환의 치료를위한 망막 맥락막 neovasculature의 선택적인 파괴에 관한 특정 특허 출원의 지분을 보유하고 있습니다. 매사추세츠 눈과 귀 부속 진료소는 특허 및 특허 출원의 결과로 로열티를 받고 밀러 박사는 매사추세츠 눈 및 로열티 공유 조항을 포함 귀 양호​​실의 기관 특허 정책 및 절차에 따라 동일한의 몫을 받는다. 저자 박사 조앤 W. 밀러는, 과거의 이사회 멤버 및 알콘 사의 전 주주이며, 현재 알콘의 컨설턴트 역할을, 이마 젠 바이오텍, ISIS 제약, Kalvista 제약, Regeneron 제약, Inc의 및 ONL 치료학, LLC. 박사 드미트리 오스 G. Vavvas에서는 아침 식사로슈, 제넨 테크, 줄기 제약에 대한 컨설턴트로.

설치류의 눈 RD 모델을 확립하기위한 방법은 여러 가지가 3-15, 22을보고되었습니다. 그것은 일반적으로 인간의 안구 내 수술 중에 사용되는 점성 재료이며, 어떠한 공지 안구 독성 1-15와 연관되지 않기 때문에 그들의 대부분은 히알루 론산 나트륨의 망막 주입을 이용한다. 히알루 론산 나트륨은, 통상보다 오히려 식염수 또는 포스페이트 완충 식염수 (PBS)는 RD의 지속 시간을 증가시킨다. transvitreal 방식 3-6 또는 경공 방법 7-15 : 히알루 론산 나트륨의 망막 주사하는 방법으로는 두 가지 방법 중 하나를 사용합니다. 두 방법 모두 안저 관찰로 수행됩니다. transvitreal 접근 방법에서는, 망막 인젝터 retinotomy가 말초 망막에 만들어, 유리 체강 내로 도입하고, 히알루 론산 나트륨는 망막 하 공간 내로 주입된다. 이 방법에서는,이 망막 눈물은 망막의 위험을 증가시키는, 만들어진다L 출혈 즉, 망막 하 공간으로 이동 될 수 있습니다. 또, retinotomy가 만들어 렌즈 부상의 위험이있다. 경공 방법에 대한 몇 가지 수정 방법이 있습니다. 전방 천자 직접 결막, 공막, 맥락막과 망막 색소 상피를 통해 망막 하 공간에 삽입되는 히알루 론산 나트륨으로 가득 주사기에 연결된 30 G 바늘로 안압을 감소 후, 이러한 방법 7-12 대부분. 히알루 론산 나트륨이어서 망막 하 공간 내로 주입된다. 경공이 방법을 사용하여 망막 눈물 및 렌즈 부상의 위험 transvitreal 방식을 사용하여보다 작다. 그러나, 30 G 바늘로 공막 제 구멍 특히 마우스의 눈을 위해, 대형이며, 망막 하 공간 내로 주입 된 히알루 론산 나트륨은 쉽게 흠집 공막을 통해 눈 모레. 이 낮은, 덜 지속적인 RD 더 많은 변수 광 수용체 세포 죽음에 이르게한다. 더욱이, 맥락막 출혈 발생하면안압 전에 망막 히알루 론산 주입으로 감소되어 있기 때문에 공막 천공 단계는 출혈은 망막 하 공간에 확산됩니다. 몇몇 요인 망막 하 출혈 및 높이와 RD 16-21의 지속성 둘 다를 포함 분리 망막 RD의 효과에 영향을 미칠 수있다. 증가 RD (16, 17)의 높이 및 광 수용체 세포 손상과 광 수용체 세포 사멸이 증가하기 때문에 산소와 얕은 RD에 비해 높은 RD와도 경미한에서 필수 영양소의 감소 확산의 더 광범위한 수 있습니다. 망막 하 출혈은 광 수용체 세포 18 ~ 21에 대한 독성, 분리 된 망막이 독성의 가능한 메커니즘은 저산소증과 망막 하 출혈에 의한 신진 대사 중단 확산 장벽, 그리고 (철과 같은) 혈액 성분에 의해 유도 된 직접적인 신경 독성이 (가) 있습니다. RETI에 대한 보호 효과가보고되었다 렌즈 부상NAL 신경절 세포 (23)는 또한, RD의 유도 후 시각 세포 사멸에 영향을 미칠 수있다. 사입구 ​​사이트가 밀봉되어 있지 않은 경우뿐만 아니라, 나트륨, 히알루 론산은 적출 동안 눈 조작으로 새어있다. 이것은 차례로 결과의 해석에 영향을 미칠 수있는, 같은 얕은 RD의 잘못된 분류로 이어질 수 있습니다. 우리의 RD 재현성을 높이고 망막 하 출혈의 비율을 감소하는 히알루 론산 나트륨의 망막 하 주사 경공 방법 변경됨. 이 프로토콜의 핵심 단계는 주사 후 소듐 히알루로의 누설을 방지 30 G 바늘을 사용하는 자기 밀폐 공막 절개를 생성한다. 더 큰주의가 공막 상처에 지급되도록 이전의 방법과는 달리,이 프로토콜은 안저의 관찰없이 수행됩니다. 접착제의 응용 프로그램은 눈 밖으로 누출되는 히알루 론산 나트륨을 방지 할 수 있습니다. 우리의 경험에 의하면,이 프로토콜 W와 망막 하 출혈의 비율로 크게 다른 프로토콜보다 적은. 맥락막 출혈 공막 절개 단계 동안 발생하는 경우,이 단계는 안압을 감소시키기 전에 수행되기 때문에, 상기 공막의 상처를 통해서 눈을 종료한다. 맥락막 출혈 안압 및 감각 신경 망막 박리의 환원 후에 발생하면, 혈액 망막 하 공간 내로 절개한다. 우리는 다른 기술을 가진 10 ~ 20 %에 대비하여 케이스의 약 5 %에​​서 이런 일이 발견. 이 동물들은 분석에서 제외되어야한다. 이 기술은 또한, 감광체 또는 RPE 세포를 25 (24) 타겟팅 벡터 - 매개 유전자 전달의 망막 분사를 위해 사용될 수있다. 이러한 주사의 일반적인 차량 (PBS, 생리 식염수) 히알루 론산 나트륨보다 훨씬 적은 점성 때문에, 표준 기술은 더 누수에 시달리고있다. 본 명세서에 기재된 기술은, 이러한 위험을 감소시킴으로써, 벡터 전달 실험보다 재현성있게믿을 수있는.

A correction was made to <a href="http://www.jove.com/video/50660/">Retinal Detachment Model in Rodents by Subretinal Injection of Sodium Hyaluronate</a>. The footnotes were removed from the abstract due to redundancy in the introduction.

Erratum: Retinal Detachment Model in Rodents by Subretinal Injection of Sodium Hyaluronate

광 수용체는 기본 망막 색소 상피 세포에서 분리 될 때 광 수용체 세포의 죽음 이후 시각적 감소가 발생. 감광체의 물리적 분리는 연령 관련 황반 변성 (AMD), 중심 장액 맥락 망막 병증, 당뇨 망막 병증, 및 미숙아 망막증,뿐만 아니라 열공 (즉 망막 브레이크로 인한) 망막 박리 (등 각종 망막 질환에서 볼 RD). 히알루 론산 나트륨의 망막 주사 광 수용체의 변성 1-15의 병태 생리에 대한 통찰력을 제공하는 광 수용체 세포 죽음에 이르게 RD를 만들 수있는 널리 사용되는 모델입니다. 2001 년 처음 7에 도입 된 망막 히알루 론산 나트륨 주입에 의해 유도 된 광 수용체의 변성, (주 일) 적당한 시간 코스의 이점이있다. 그러나, 애니에 동물로부터 시각 세포 손실의 상당한 변동을 가질 수있다1) 높이와 RD의 기간, 망막 하 출혈의 2) 발생 : 인해 RD 후 광 수용체 세포의 죽음에 영향을 미치는 두 가지 주요 요인에 L. 두 요인에 기여하는 방법에 대한 기술 가파른 학습 곡선이있다. 시각 세포 변성 RD의 높이에 따라 증가, 망막 색소 상피 간의 거리로서 (RPE)는 층과 감광체는 16-17을 증가시킨다. 이 보고서와 일치, 우리의 이전 실험은 얕은의 RD보다 포성의 RD에 더 많은 광 수용체의 죽음을 보여 주었다. 또한, 망막 출혈 감광체 세포 독성이며 시각 세포 사멸에 영향을 미치는 18-21 것으로보고되었다. 마찬가지로, 우리는 망막 하 출혈없이 RD를보다 망막 하 출혈의 RD에 더 많은 광 수용체의 죽음을 관찰했다. 따라서, 변동성을 최소화하는 기술은 망막 하 출혈을 피하면서 RD의 일관성을 높이 달성에 초점을해야합니다. 에서의 우리의 수정 방법으로 줄 RD는 망막 하 출혈의 드문과 눈의 같은 위치에 재현 할 수 포성과 지속적인 RD을 만들 수 있습니다. 우리는 다른 사이트에 비하여 더 넓은 동작 필드를 달성하기 쉽기 때문에 시간적 방법을 이용하여 수술을 수행 하였다. 결막의 절개 후, 자기 밀봉 공막 절개 30 G 바늘을 사용하여 제조된다. 공막 터널, 생성 된 맥락막 공막에 침투옵니다. 맥락막 출혈이 단계에서 발생하는 경우, 출혈 상처 공막을 통해 눈을 종료하고, 출혈 수술 창으로 수렴에 의해 중단 될 수있다. 전방 천자는 다음 안압을 줄이기 위해 각막에서 수행됩니다. 혼자 망막 주사 결과 망막 동맥 폐쇄 및 내부 망막의 허혈과 안압 상승으로 이어질 것입니다 때문에 이것은 중요한 단계입니다. 해밀턴 10 μL 주사기에 연결된 33 G 바늘은 다음 망막 하 공간에 삽입하고, 3.5 μ된다그럼 난 히알루 론산 나트륨 부드럽게 기본 RPE에서 감각 신경 망막을 분리 주입된다. 안저 관찰 하에서 수행되는 유도 RD의 다른 방법과 대조적으로,이 기술을 직접 관찰하에 수행된다. 공막 상처가 자체 밀봉하기 때문에, 히알루 론산 나트륨 주입 후 누설하지 않습니다. 마지막으로, 접착제는 공막 상처에 넣어되고 결막이 원래의 위치로 다시 연결됩니다. 이러한 단계는 또한 히알루 론산 나트륨 누설의 위험을 감소 지속. 3.5 ㎕의 히알루 론산 나트륨의 주입은 8 주 된 생쥐의 눈에 재현 된 RD (망막의 50 %)을 만듭니다. 그것은 따라서 재현 포성 및 영구의 RD를 허용, 눈의 누출로부터 주입 된 히알루 론산 나트륨을 방지하기 때문에 자기 밀봉 상처를 만드는 것은 우리의 수정 과정에서 가장 중요한 단계입니다.

<table border="1">
<tbody>
 <tr>
 <td>Name of Reagent/Material</td>
 <td>Company</td>
 <td>Catalog Number</td>
 <td>Comments</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Ketaject</td>
 <td>Phoenix</td>
 <td>2010025</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>AnaSed</td>
 <td>LLOYD</td>
 <td>4004821</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>5% Phenylephrine / 0.5% Tropicamide</td>
 <td>Massachusetts Eye and Ear Pharmacy</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>0.5% Proparacaine Hydrochloride Ophthalmic Solution</td>
 <td>AKORN</td>
 <td>17478-263-12</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Provics</td>
 <td>Alcon</td>
 <td>8065183085</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Webglue</td>
 <td>Patterson Veterinary</td>
 <td>07-8566128</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Microscope</td>
 <td>Leica</td>
 <td>MG90</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>30G1/2 PrecisionGlide Needle</td>
 <td>BD</td>
 <td>305106</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Weck-Cel Eye Spears</td>
 <td>Beaver-Visitec</td>
 <td>0008685</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>10 Microliter Syringe</td>
 <td>Hamilton</td>
 <td>7635-01</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>33 gauge, 0.5 inch needle</td>
 <td>Hamilton</td>
 <td>7803-05</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>18x18mm Cover Glass</td>
 <td>Fisher Scientific</td>
 <td>18-548A</td>
 <td></td>
 </tr>
 </tbody>
</table>

retinal detachment model in rodents by subretinal injection of sodium hyaluronate

히알루 론산 나트륨의 망막 주사는 망막 박리 (RD)를 유도하는 널리 사용되는 방법입니다. 그러나, RD 또는 망막 하 출혈의 발생의 높이와 기간은 분리 망막 시각 세포 사멸에 영향을 미칠 수있다. 그러므로, 시각 세포 사멸을 평가하기 위해 망막 하 출혈없이 재현성의 RD를 생성하는 것이 유리하다. 우리는 망막 하 출혈의 드문와 재생 가능한 위치에 수포와 영구의 RD를 생성하기 위해 이전에보고 된 방법을 수정했습니다. 이러한 변형 방법의 중요한 단계는 망막 하 공간 내로 주입 한 후 히알루 론산 나트륨의 누설을 방지 할 수있는 자기 - 밀봉 공막 절개의 창조이다. 30 G 바늘 맥락막 공막에 침투 한 다음 자체 밀봉 공막 절개, 공막 터널이 생성을 확인합니다. 맥락막 출혈이 단계에서 발생할 수 있지만, 수술 창으로와 수렴 맥락막 단의 속도를 감소orrhage. 이 방법은 열공 RD, 조산, 당뇨병 성 망막증, 중심 장액 맥락 망막 병증, 연령 관련 황반 변성 (AMD)의 망막 병증 등의 RD를 포함 질병에 광수 죽음보다 재현성 및 신뢰성있는 모델을 할 수 있습니다.

이 프로토콜에 의해 RD의 지속성을 평가하기 위해, 저온부는 일 3, 7 일했고, RD의 유도 후 14되었다. 여섯 눈은 각 시점을 위해 사용되었다. 헤 마톡 실린과 에오신 (HE) 염색이 부분을 시각화하는 데 사용되었다. 모든 섹션은 렌즈 (그림 2)에 접근하는 수 포성 RD을 보여 주었다. 한쪽 눈은 7 일째에 망막 하 출혈을 보였다. 아니 눈 감염이나 렌즈 손상의 징후를 보여 주었다. <img src="/files/ftp_upload/50660/50660fig1.jpg" alt="그림 1" fo:content-width="4.5in" fo:src="/files/ftp_upload/50660/50660fig1highres.jpg" /> 그림 1. 자체 밀봉 공막 절개를 만들기.이 도식은 일반 마우스의 눈의 단면 이미지를 보여줍니다. 레드 라인은 자체 밀봉 공막 절개를 나타냅니다. 30 G 바늘 맥락막 공막에 침투 한 다음 공막 터널은 자동 밀봉 공막 절개를 만듭니다. 이 공막 상처각자 밀봉 망막 하 공간에 주입 한 후 히알루 론산 나트륨의 누출을 방지하고 영구적 인 수 포성 망막 박리를 달성 할 수 안압, 함께있을 것입니다. <img src="/files/ftp_upload/50660/50660fig2.jpg" alt="그림 2" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/50660/50660fig2highres.jpg" /> 그림 2. 망막 박리의 시간 코스.이 안저 사진은 즉시 수술 후 망막 하 출혈이없는 포성 망막 박리를 보여줍니다. 적어도 하루에 14를 통해 망막 하 출혈없이 헤 마톡 실린과 에오신 (HE) 염색 쇼 지속적 포성 망막 박리와 저온부.

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Retinal Detachment Model in Rodents by Subretinal Injection of Sodium Hyaluronate

, 분리의 재현성 및 유지 높이 실험 망막 박리를 작성하고, 망막 하 출혈없이하는 망막 질환의 광 수용체 세포 손실의 병태 생리를 공부하고 잠재적 인 치료 개입을 평가하는 것이 중요합니다. 여기, 우리는 세부 사항에 이러한 방법을보고한다.

나트륨 히알루 론산의 망막 주사 설치류에있는 망막 박리 모델

Subretinal injection of sodium hyaluronate is a widely accepted method of inducing retinal detachment (RD). However, the height and duration of RD or the ...

retinal-detachment-model-rodents-subretinal-injection-sodium

Research

JoVE Journal

Medicine

20.6K 조회수.  Massachusetts Eye and Ear Infirmary, Harvard Medical School.  , 분리의 재현성 및 유지 높이 실험 망막 박리를 작성하고, 망막 하 출혈없이하는 망막 질환의 광 수용체 세포 손실의 병태 생리를 공부하고 잠재적 인 치료 개입을 평가하는 것이 중요합니다. 여기, 우리는 세부 사항에 이러한 방법을보고한다. 

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Subretinal Injection of Gene Therapy Vectors and Stem Cells in the Perinatal Mouse Eye

The loss of sight affects approximately 3.4 million people in the United States and is expected to increase in the upcoming years.1 Recently, gene therapy and stem cell transplantations have become key therapeutic tools for treating blindness resulting from retinal degenerative diseases. Several forms of autologous transplantation for age-related macular degeneration (AMD), such as iris pigment epithelial cell transplantation, have generated encouraging results, and human clinical trials have begun for other forms of gene and stem cell therapies.2 These include RPE65 gene replacement therapy in patients with Leber's congenital amaurosis and an RPE cell transplantation using human embryonic stem (ES) cells in Stargardt's disease.3-4 Now that there are gene therapy vectors and stem cells available for treating patients with retinal diseases, it is important to verify these potential therapies in animal models before applying them in human studies. The mouse has become an important scientific model for testing the therapeutic efficacy of gene therapy vectors and stem cell transplantation in the eye.5-8 In this video article, we present a technique to inject gene therapy vectors or stem cells into the subretinal space of the mouse eye while minimizing damage to the surrounding tissue.

This surgical technique illustrates the injection of gene therapy vectors and stem cells into the subretinal space of the mouse eye.

마우스 눈에 유전자 치료 벡터와 줄기 세포의 Subretinal 주입

The loss of sight affects approximately 3.4 million people in the United States and is expected to increase in the upcoming years.1 Recently, gene therapy ...

연구

의학

Performing Subretinal Injections in Rodents to Deliver Retinal Pigment Epithelium Cells in Suspension

The conversion of light into electrical impulses occurs in the outer retina and is accomplished largely by rod and cone photoreceptors and retinal pigment epithelium (RPE) cells. RPE provide critical support for photoreceptors and death or dysfunction of RPE cells is characteristic of age-related macular degeneration (AMD), the leading cause of permanent vision loss in people age 55 and older. While no cure for AMD has been identified, implantation of healthy RPE in diseased eyes may prove to be an effective treatment, and large numbers of RPE cells can be readily generated from pluripotent stem cells. Several interesting questions regarding the safety and efficacy of RPE cell delivery can still be examined in animal models, and well-accepted protocols used to inject RPE have been developed. The technique described here has been used by multiple groups in various studies and involves first creating a hole in the eye with a sharp needle. Then a syringe with a blunt needle loaded with cells is inserted through the hole and passed through the vitreous until it gently touches the RPE. Using this injection method, which is relatively simple and requires minimal equipment, we achieve consistent and efficient integration of stem cell-derived RPE cells in between the host RPE that prevents significant amount of photoreceptor degeneration in animal models. While not part of the actual protocol, we also describe how to determine the extent of the trauma induced by the injection, and how to verify that the cells were injected into the subretinal space using in vivo imaging modalities. Finally, the use of this protocol is not limited to RPE cells; it may be used to inject any compound or cell into the subretinal space.

Here we present a community accepted protocol in multimedia format for subretinally injecting a bolus of RPE cells in rats and mice. This approach can be used for determining rescue potentials, safety profiles, and survival capacities of grafted RPE cells upon implantation in animal models of retinal degeneration.

서스펜션에 망막 색소 상피 세포를 제공하기 위해 설치류에서 망막 주사를 수행

The conversion of light into electrical impulses occurs in the outer retina and is accomplished largely by rod and cone photoreceptors and retinal pigment ...

A Step by Step Protocol for Subretinal Surgery in Rabbits

Age related macular degeneration (AMD), retinitis pigmentosa, and other RPE related diseases are the most common causes for irreversible loss of vision in adults in industrially developed countries. RPE transplantation appears to be a promising therapy, as it may replace dysfunctional RPE, restore its function, and thereby vision.
Here we describe a method for transplanting a cultured RPE monolayer on a scaffold into the subretinal space (SRS) of rabbits. After vitrectomy xenotransplants were delivered into the SRS using a custom made shooter consisting of a 20-gauge metallic nozzle with a polytetrafluoroethylene (PTFE) coated plunger. The current technique evolved in over 150 rabbit surgeries over 6 years. Post-operative follow-up can be obtained using non-invasive and repetitive in vivo imaging such as spectral domain optical coherence tomography (SD-OCT) followed by perfusion-fixed histology.
The method has well-defined steps for easy learning and high success rate. Rabbits are considered a large eye animal model useful in preclinical studies for clinical translation. In this context rabbits are a cost-efficient and perhaps convenient alternative to other large eye animal models.

Retinal pigment epithelium (RPE) replacement strategies and gene-based therapy are considered for several retinal degenerative conditions. For clinical translation, large eye animal models are required to study surgical techniques applicable in patients. Here we present a rabbit model for subretinal surgery geared towards RPE transplantation, which is versatile and cost-efficient.

토끼의 망막 수술에 대한 단계 프로토콜에 의해 단계

Age related macular degeneration (AMD), retinitis pigmentosa, and other RPE related diseases are the most common causes for irreversible loss of vision in ...

Isometric Contractility Measurement of the Mouse Mesenteric Artery Using Wire Myography

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and drugs. It is widely used in many studies on the physiological functions of vascular smooth muscle, the pathogenesis of vascular diseases such as hypertension, and the development of smooth muscle relaxant drugs. The mouse is a widely used model animal with a large pool of disease models and genetically modified strains. We introduced this method to measure the isometric contraction of mouse mesenteric artery in detail. A 1.4-mm segment of mouse mesenteric resistance artery was isolated and mounted on a myograph chamber by passing two steel wires through its lumen. After equilibration and normalization steps, the vessel segment was potentiated by a high-K+ solution twice prior to the contraction assay. As an example of the application of this method in drug development, we measured the relaxant effect of a novel natural substance, neoliensinine, isolated from a Chinese herb, embryos of the lotus seed (Nelumbo nucifera Gaertn.) on mouse mesenteric arteries. The vessel segments mounted on the myograph chamber were stimulated with a high-K+ solution. When the force tension reached a stable sustained phase, cumulative doses of neoliensinine were added to the chamber. We found that neoliensinine had a dose-dependent relaxant effect on smooth muscle contraction, thus suggesting that it bears potential activity against hypertension. In addition, as the vessel segment can survive at least 4 hours after mounting and maintain contractility induced by the high-K+ solution for many times, we suggest that the wire myograph system may be used for the time-consuming process of drug screening.

The wire myograph technique is used to investigate vascular smooth muscle functions and screen new drugs. We report a detailed protocol for measuring the isometric contractility of the mouse mesenteric artery and for screening new relaxants of vascular smooth muscle.

Myography 와이어를 사용 하 여 마우스 Mesenteric 동맥의 isometric 수축 측정

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and ...

Studying Left Ventricular Reverse Remodeling by Aortic Debanding in Rodents

To better understand the left ventricular (LV) reverse remodeling (RR), we describe a rodent model wherein, after aortic banding-induced LV remodeling, mice undergo RR upon removal of the aortic constriction. In this paper, we describe a step-by-step procedure to perform a minimally invasive surgical aortic debanding in mice. Echocardiography was subsequently used to assess the degree of cardiac hypertrophy and dysfunction during LV remodeling and RR and to determine the best timing for aortic debanding. At the end of the protocol, terminal hemodynamic evaluation of the cardiac function was conducted, and samples were collected for histological studies. We showed that debanding is associated with surgical survival rates of 70-80%. Moreover, two weeks after debanding, the significant reduction of ventricular afterload triggers the regression of ventricular hypertrophy (~20%) and fibrosis (~26%), recovery of diastolic dysfunction as assessed by the normalization of left ventricular filling and end-diastolic pressures (E/e&#39;&#160;and LVEDP). Aortic debanding is a useful experimental model to study LV RR in rodents. The extent of myocardial recovery is variable between subjects, therefore, mimicking the diversity of RR that occurs in the clinical context, such as aortic valve replacement. We conclude that the aortic banding/debanding model represents a valuable tool to unravel novel insights into the mechanisms of RR, namely the regression of cardiac hypertrophy and the recovery of diastolic dysfunction.

Here we describe a step-by-step protocol of surgical aorta debanding in the well-established mice model of aortic-constriction. This procedure not only allows studying the mechanisms underlying the left ventricular reverse remodeling and regression of hypertrophy but also to test novel therapeutic options that might accelerate myocardial recovery.

설치류에서 대동맥 탈밴드에 의해 왼쪽 심실 역 리모델링 공부

To better understand the left ventricular (LV) reverse remodeling (RR), we describe a rodent model wherein, after aortic banding-induced LV remodeling, ...

Osteoarthritis Pain Model Induced by Intra-Articular Injection of Mono-Iodoacetate in Rats

The current animal models of osteoarthritis (OA) can be divided into spontaneous models and induced models, both of which aim to simulate the pathophysiological changes of human OA. However, as the main symptom in the late stage of OA, pain affects the patients&#39; daily life, and there are not many available models. The mono-iodoacetate (MIA)-induced model is the most widely used OA pain model, mainly used in rodents. MIA is an inhibitor of glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase, which causes chondrocyte death, cartilage degeneration, osteophyte, and measurable changes in animal behavior. Besides, expression changes of matrix metalloproteinase (MMP) and pro-inflammatory cytokines (IL1 &#946; and TNF &#945;) can be detected in the MIA-induced model. Those changes are consistent with OA pathophysiological conditions in humans, indicating that MIA can induce a measurable and successful OA pain model. This study aims to describe the methodology of intra-articular injection of MIA in rats and discuss the resulting pain-related behaviors and histopathological changes.

This study describes the method of intra-articular injection of mono-iodoacetate in rats and discusses the resulting pain-related behaviors and histopathological changes, which provide references for future applications.

랫트에서 모노요오도아세테이트의 관절내 주사에 의해 유도된 골관절염 통증 모델

The current animal models of osteoarthritis (OA) can be divided into spontaneous models and induced models, both of which aim to simulate the ...

Oxygen-Induced Retinopathy Model for Ischemic Retinal Diseases in Rodents

One of the commonly used models for ischemic retinopathies is the oxygen-induced retinopathy (OIR) model. Here we describe detailed protocols for the OIR model induction and its readouts in both mice and rats. Retinal neovascularization is induced in OIR by exposing rodent pups either to hyperoxia (mice) or alternating levels of hyperoxia and hypoxia (rats). The primary readouts of these models are the size of neovascular (NV) and avascular (AVA) areas in the retina. This preclinical in vivo model can be used to evaluate the efficacy of potential anti-angiogenic drugs or to address the role of specific genes in the retinal angiogenesis by using genetically manipulated animals. The model has some strain and vendor specific variation in the OIR induction which should be taken into consideration when designing the experiments.

Oxygen-induced retinopathy (OIR) can be used to model ischemic retinal diseases such as retinopathy of prematurity and proliferative diabetic retinopathy and to serve as a model for proof-of-concept studies in evaluating antiangiogenic drugs for neovascular diseases. OIR induces robust and reproducible neovascularization in the retina that can be quantified.

설치류에 있는 허혈성 망막 질병을 위한 산소 유도한 망막병증 모형

One of the commonly used models for ischemic retinopathies is the oxygen-induced retinopathy (OIR) model. Here we describe detailed protocols for the OIR ...

A Murine Model of Ischemic Retinal Injury Induced by Transient Bilateral Common Carotid Artery Occlusion

Diverse vascular diseases such as diabetic retinopathy, occlusion of retinal veins or arteries and ocular ischemic syndrome can lead to retinal ischemia. To investigate pathological mechanisms of retinal ischemia, relevant experimental models need to be developed. Anatomically, a main retinal blood supplying vessel is the ophthalmic artery (OpA) and OpA originates from the internal carotid artery of the common carotid artery (CCA). Thus, disruption of CCA could effectively cause retinal ischemia. Here, we established a mouse model of retinal ischemia by transient bilateral common carotid artery occlusion (tBCCAO) to tie the right CCA with 6-0 silk sutures and to occlude the left CCA transiently for 2 seconds via a clamp, and showed that tBCCAO could induce acute retinal ischemia leading to retinal dysfunction. The current method reduces reliance on surgical instruments by only using surgical needles and a clamp, shortens occlusion time to minimize unexpected animal death, which is often seen in mouse models of middle cerebral artery occlusion, and maintains reproducibility of common retinal ischemic findings. The model can be utilized to investigate the pathophysiology of ischemic retinopathies in mice and further can be used for in vivo drug screening.

Here, we describe a mouse model of retinal ischemia by transient bilateral common carotid artery occlusion using simple sutures and a clamp. This model can be useful for understanding the pathological mechanisms of retinal ischemia caused by cardiovascular abnormalities.

과도 양측 공통 경동맥 폐색에 의해 유도된 허혈성 망막 손상의 뮤린 모델

Diverse vascular diseases such as diabetic retinopathy, occlusion of retinal veins or arteries and ocular ischemic syndrome can lead to retinal ischemia. ...

Retinal Pigment Epithelium Transplantation in a Non-human Primate Model for Degenerative Retinal Diseases

Retinal pigment epithelial (RPE) transplantation holds great promise for the treatment of inherited and acquired retinal degenerative diseases. These conditions include retinitis pigmentosa (RP) and advanced forms of age-related macular degeneration (AMD), such as geographic atrophy (GA). Together, these disorders represent a significant proportion of currently untreatable blindness globally. These unmet medical needs have generated heightened academic interest in developing methods of RPE replacement. Among the animal models commonly utilized for preclinical testing of therapeutics, the non-human primate (NHP) is the only animal model that has a macula. As it shares this anatomical similarity with the human eye, the NHP eye is an important and appropriate preclinical animal model for the development of advanced therapy medicinal products (ATMPs) such as RPE cell therapy.
This manuscript describes a method for the submacular transplantation of an RPE monolayer, cultured on a polyethylene terephthalate (PET) cell carrier, underneath the macula onto a surgically created RPE wound in immunosuppressed NHPs. The fovea-the central avascular portion of the macula-is the site of the greatest mechanical weakness during the transplantation. Foveal trauma will occur if the initial subretinal fluid injection generates an excessive force on the retina. Hence, slow injection under perfluorocarbon liquid (PFCL) vitreous tamponade is recommended with a dual-bore subretinal injection cannula at low intraocular pressure (IOP) settings to create a retinal bleb. 
Pretreatment with an intravitreal plasminogen injection to release parafoveal RPE-photoreceptor adhesions is also advised. These combined strategies can reduce the likelihood of foveal tears when compared to conventional techniques. The NHP is a key animal model in the preclinical phase of RPE cell therapy development. This protocol addresses the technical challenges associated with the delivery of RPE cellular therapy in the NHP eye.

The non-human primate (NHP) is an ideal model for studying human retinal cellular therapeutics due to the anatomical and genetic similarities. This manuscript describes a method for submacular transplantation of retinal pigment epithelial cells in the NHP eye and strategies to prevent intraoperative complications associated with macular manipulation.

퇴행성 망막 질병을 위한 비인간 영장류 모형에 있는 망막 안료 상피 이식

Retinal pigment epithelial (RPE) transplantation holds great promise for the treatment of inherited and acquired retinal degenerative diseases. These ...

A Simplified Model for Heterotopic Heart Valve Transplantation in Rodents

There is an urgent clinical need for heart valve replacements that can grow in children. Heart valve transplantation is proposed as a new type of transplant with the potential to deliver durable heart valves capable of somatic growth with no requirement for anticoagulation. However, the immunobiology of heart valve transplants remains unexplored, highlighting the need for animal models to study this new type of transplant. Previous rat models for heterotopic aortic valve transplantation into the abdominal aorta have been described, though they are technically challenging and costly. For addressing this challenge, a renal subcapsular transplant model was developed in rodents as a practical and more straightforward method for studying heart valve transplant immunobiology. In this model, a single aortic valve leaflet is harvested and inserted into the renal subcapsular space. The kidney is easily accessible, and the transplanted tissue is securely contained in a subcapsular space that is well vascularized and can accommodate a variety of tissue sizes. Furthermore, because a single rat can provide three donor aortic leaflets and a single kidney can provide multiple sites for transplanted tissue, fewer rats are required for a given study. Here, the transplantation technique is described, providing a significant step forward in studying the transplant immunology of heart valve transplantation.

This protocol describes a simple and efficient method for the transplantation of aortic valve leaflets under the renal capsule to allow for the study of alloreactivity of heart valves.