이 작품은 국립 보건원 (BR에 AG023088)에서 부여에 의해 지원되었다.

주 : 캔톤-S 균주 미니애폴리스 스톡 센터로부터 얻은 표준 야생형 배경 라인이다. 1. 음식 준비와 음식 1000 ㎖를위한 레시피 참고 :이 섹션은 음식 준비를위한 프로토콜을 설명합니다. 큰 금속 냄비는 한 번에 음식의 약 18 L를 준비하는 데 사용됩니다. 여기에 설명 된 프로토콜은 소형화 및 1,000 ml로의 H 2를 O를 사용합니다 음식은 두 번 멸균된다. <ol><li> 643 ㎖의 물에 113g의 자당과 28g의 양조 효모를 혼합. 15 분에 걸쳐 혼합하는 교반 막대와 25 ° C에서 핫 플레이트 세트에 재료를 둡니다. </li><li> 20 분 동안 오토 클레이브 음식 솔루션입니다. </li><li> 268 ㎖의 물에 49g의 옥수수 가루 8.1 g 한천을 혼합 단계 1.2에 설명 된 멸균 식품 혼합물에 추가 할 수 있습니다. 큰 숟가락 또는 털과 잘 섞는다. </li><li> 20 분 동안 오토 클레이브 음식을 혼합. </li><li> 접시에 음식을 넣고 교반 막대를 일정하게 혼합으로 냉각 할 수 있습니다. 나는F 추가 솔루션은 60 ° C에서 설정 뜨거운 접시에 음식을 유지하고 음식은 필요한 온도에 도달하면 솔루션을 추가, 같은 미페프리스톤 (RU486)로, 음식에 추가해야합니다. </li><li> 10.7 ㎖를 100 % EtOH를 2.4 g의 tegosept 녹여 완전히 용해하고 약 15 분 동안 혼합하는 교반 냉각 판에 계속. </li><li> 음식의 온도가 60 ° C 일 때 음식에 tegosept 솔루션을 넣고 잘 섞는다. </li><li> 넓은 유리 병에 음식의 약 10 ㎖를 부어 펌프 또는 식품 디스펜서를 사용합니다. 한 번에 100 폭, 플라스틱 병 (1 트레이)에 동시에 음식을 따를 수있는 음식 분배기를 사용하여. </li><li> 킴 와이프와 치즈 천으로 유리 병을 커버하고 냉각하는 12 ~ 24 시간 동안 상온에서 음식을 둡니다. 4 ° C에서 음식을 보관 3 ~ 4 주 이내에 사용합니다. 비행 작업에 사용하기 전에 실온에 음식을 따뜻하게. </li></ol> 유리 작은 유리 병 2. 준비 <ol><li> 1 단계에 나열된 프로토콜에 따라 음식을 준비합니다. </li&gt; <li> 인구 모니터에 맞는 크기의 각이 좁은 유리 병,에 음식을 나누어지는 5 ㎖. 식품이 금액 인구 모니터의 최저 링 아래에있을 정도로 낮아야한다. </li><li> 음식은 실온으로 냉각 한 후 스폰지 플러그와 튜브를 커버하고 최대 2 주 동안 4 ° C에 보관하십시오. 바이알 중에 음식의 양이 다소 낮은이므로, 어떤 건조를 막기 위해 두 주 안에 음식을 사용하는 것이 최선이다. </li><li> 사용하기 전에 실온에 튜브를 따뜻하게. </li></ol> 부모 파리의 3. 유지 <ol><li> 표준 실험실 음식과 넓은 플라스틱 병에 파리를 성장하고 12 시간 빛 / 어둠주기에 25 ° C에서 가습, 온도 제어 환경 챔버에 튜브를 유지. 일광 기간이 실험실 6:00 AM에 시작합니다. </li><li> 오전 맑은 성인 부모 파리가 수집 될에서 병에서 파리. </li><li> 새로 eclosed flie 수집s와 우화가 여성의 파리가 처녀임을 확인 후 8 시간 내에서 CO 2 패드의 성별을 구분합니다. 파리는 우화 후 8 시간을 짝짓기를 시작합니다. </li><li> 처녀 남성과 여성의 파리가 5 세 및 10 일 사이가되면, 표준 음식과 상단에 활성 효모의 여러 곡물 유리 병에 10 명의 남성과 10 여성의 파리를 넣어. 참고 : 파리의 동일 번호를 사용하고 이틀 동안 바이알​​에서 그들을 유지하여 유충의 밀도를 제어. 활성 효모의 첨가가 계란 생산을 촉진합니다. </li><li> 짝짓기를하고 2 일 동안 12 시간의 빛 / 어둠주기 25 ° C에서 온도 제어 환경 챔버에 알을 낳기 위해 파리를 유지합니다. 부모의 파리의 5 ~ 10 병을 설정합니다. </li><li> 매일 새로운 플라스틱 유리 병에 파리를 전달하고 25 ℃의 인큐베이터에서 계란 유리 병을 유지 </li></ol> 실험 파리의 4. 컬렉션 <ol><li> 구일 후 파리는 유리 병에서 eclose 시작합니다 어디 parentaL 파리 (단계 3.6에 설명.) 계란을 마련했다. 명확하고 첫날 eclosed 파리를 버리고 인큐베이터에 유리 병을 반환합니다. 1 일에 eclosed 파리의 대부분은 여성이다. 파리의 더 많은 동기 인구는 2 일에 eclose됩니다. </li><li> CO 2 패드에 24 시간 장소에 새로 eclosed 파리에서와 붓 또는 금속 스푼 (25) 남성과 유리 병 당 25 여성 파리를 수집합니다. CO 2의 영향을 최소화하기 위하여 짧은 시간 동안 CO 2 패드에 날아 유지. 유리 병에 우화의 일을 기록합니다. 실험과 통제 그룹에 대해 적어도 5 복제 튜브를 조립합니다. </li><li> 12 시간 조명 / 어두운주기 25 ° C에서 온도 제어 환경 챔버 튜브를 유지합니다. </li><li> 깔때기를 사용하여 매일 새로운 플라스틱 유리 병에 파리를 전달합니다. </li><li> 실험에 대해 원하는 연령에 도달 할 때까지 파리를 나이. </li></ol> 5. 모바일 모니터 설정 <ol><li> 장소인구는 온도 조절 배양기에서 모니터링합니다. </li><li> PSIU 하나의 개구부에 5 개별 모니터를 연결할 수있는 5 방향 스플리터 (멀티 라인)을 통해 전원 공급 장치 인터페이스 유닛 (PSIU)에 4 - 와이어 전화 케이블로 각각의 모니터를 연결합니다. 도 1a 및도 2b를 참조하십시오. </li><li> 라인 전원 콘센트 (100-240V)에 PSIU를 연결합니다. 2 결합 PSIU 잭 중 하나에 전원 공급 장치의 출력 커넥터를 연결합니다. 제대로 연결되면 인접한 녹색 표시등이 녹색으로 점등됩니다. </li><li> 범용 직렬 버스 (USB) 하드웨어에 PSIU를 연결합니다. 데이터 기록을위한 매킨토시 또는 Windows PC와 USB 하드웨어 사이에 USB 케이블을 연결합니다. 이 컬렉션은 한 번에 일 동안 실행되므로 데이터 만 수집을 위해 전용 컴퓨터를 가지고 가장 좋은 것입니다. </li><li> USB 소프트웨어 (PSIUdrivers.zip)를 다운로드합니다. USB 드라이버 소프트웨어는 전원 공급 인터페이스가 사용 번만 다운로드해야한다. 그것은을 합성컴퓨터 프로그램 및 PSIU / 운동 모니터 간의 데이터 링크. PC 용 COM 포트와 매킨토시에 대한 간단한 시리얼 포트를 사용합니다. </li><li> 제조 업체 메모 308.pdf에서 제공하는 지침에 따라 매킨토시 OSX (인텔) 또는 윈도우 PC (XP/Vista/7에) 프로그램을 컴퓨터 프로그램을 다운로드합니다. </li><li> 컴퓨터 프로그램을 시작하고 환경 설정, 조명 또는 모니터를 클릭하여 프로그램을 설정합니다. 사용자가 프로그램을 중지하려면 &quot;종료&quot;를 선택 할 때까지 프로그램이 실행됩니다. 컴퓨터 프로그램이나 컴퓨터를 종료하면 모니터는 빔 중단을 계산하는 것입니다 만, 프로그램이 다시 시작될 때까지 수는 기록되지 않습니다. 이 경우 첫 번째 읽기는 PSIU 컴퓨터에 데이터를 전송 마지막으로 이후의 모든 수를 포함 할 것이다. </li><li> 기본 설정 탭을 선택하고 시리얼 포트, PC에 대한 Macintosh 및 COM에 대한 PSIU을 선택합니다. </li><li> 읽기 초 범위 간격, 분 또는 시간을 선택합니다. </li> &lt;리&gt; 모니터를 선택 : 각 모니터 제조업체가 주어진 고유 번호가 있습니다. 제조업체가 모니터에 부여 된 번호에 해당하는 모니터 범위를 선택합니다. </li><li> 조명 상자 : 소프트웨어의 모니터 번호 옆에 녹색 등으로 표시되는 모든 모니터가 제대로 연결되어 있는지 확인합니다. 붉은 빛은 연결이 손실되어 있음을 나타냅니다, 그리고 블랙 박스는 시스템이 꺼져 있거나 잘못 설정되어 있음을 나타냅니다. </li></ol> 6. 실험 설정하기 <ol><li> 4 ° C에서 음식을 포함하는 유리 튜브를 제거하고 실내 온도로 따뜻하게 할 수 있습니다. </li><li> CO 2 패드에 같은 나이의 별도의 남성과 여성의 파리. 노화 연구의 경우는 같은 어린 나이의 3 일 등의 이동 연구를 시작하는 것이 가능하다. </li><li> 음식을 포함하는 각 유리 병에 10 남성 10 여성의 파리를 넣습니다. 파리의 각 실험 및 제어 라인에 대해 각 성별 적어도 세 튜브를 사용합니다. </li><li> VI를 유지파리가 파리를 보장하기 위해 CO 2를 복구 할 때까지 그들의 편에서 루게릭 병은 음식에 집착하지 않습니다. 약 오전 8시와 CO 2에서 회복하기 위해 실온에서 약 2 시간 동안 그들을두고 별도의 파리. </li><li> 인큐베이터에 보관 인구 모니터 내부의 튜브를 놓습니다. </li><li> 파리는 그들이 새로운 환경에 적응하도록 인큐베이터에 넣고 후 첫 24 시간 내에 수집 된 데이터를 폐기하십시오. </li><li> 식품의 건조를 방지하기 위해 새로운 유리 병에 3 ~ 4 일 후에 파리를 전달합니다. 파리가 사망하는 경향이 있습니다 또는 40 세 일에 또는 이전하는 경우, 하루 2 수집 2 일의 데이터를 사용 후 파리를 전달합니다. 또한, 적절한 반복 실험을 위해 그룹 당 세 개 이상의 작은 유리 병을 사용합니다. 죽은 파리와 유리 병의 데이터는 무시하고 분석에 포함되지해야합니다. </li></ol> 7. 활동 모니터를 실행하고 전체 자발적인 활동을 계산 <ol><li> 환경 설정을 선택 - 데이터 수집 간격을 &lt;.BR /&gt; 참고 : 컴퓨터 프로그램은 수 일초에서 60 분까지 간격으로 데이터의 수집. 10 및 30 분 기간이 시점의 절대적인 수가 않고도 이동성에 대한 충분한 정보를 제공하는 것으로 밝혀졌다. 선택된 기간에, 프로그램은 컴퓨터 모니터마다 현재의 전체 개수를 보내고 제로부터 다시 카운팅을 시작한다. 컴퓨터 프로그램은 컴퓨터 데이터 시스템에 의해 생성 된 새로운 폴더에 데이터를 저장한다. 각 모니터에 수집 된 데이터는 별도로 저장하고, 개별 텍스트 문서는 각각의 병에 대해 생성됩니다. 데이터는 지속적으로 한 프로그램이 작동으로 수집됩니다. </li><li> 실험의 끝에, 윈도우 PC (XP/Vista/7에) 프로그램 매킨토시 OSX위한 FileScan110X (인텔) 또는 SystemMB108를 사용하여 데이터를 검사한다. 참고 : 스캔 프로그램은 중복 측정 값을 제거하고 녹화가 완료되었는지 확인합니다. </li><li> 특정 시간과 P 내에서 수집 된 데이터를 저장일 eriod. 실험 이름을 선택하고 분석을위한 컴퓨터 데이터 폴더에서 파일을 복사합니다. 주 :이 때, 활동 간격은 변경 될 수 있고, 다른 사람으로 변환. 원래의 데이터는 컴퓨터 데이터 폴더에 저장 유지되며, 한 파일이 삭제되지 않는 한 취득 할 수있다. </li></ol> 8. 데이터 분석 <ol><li> 데이터 분석을 위해 Excel 스프레드 시트의 열로 텍스트 파일에서 수집 된 데이터를 복사합니다. 이 소프트웨어에 의해 수집 된 데이터는 연구자가 선택한 일정 기간 동안 하나의 모니터에서 전체 활동을 나타내는 숫자가 포함 된 열,에 있습니다. 주 : 각 모니터에 대해 수집 된 데이터는 별도의 텍스트 파일에 있습니다. 각 모니터의 32 열이 있습니다. 처음 여섯 열은 비어 있습니다 만 0을 포함; 다음 세 중간에 하부 링에서 수집 된 데이터를 포함하고, 톱 링으로. 그들은 임의의 데이터를 포함하지 않기 때문에 채널의 나머지 부분이 삭제 될 수있다. 각 링을 출력시간 당 하나의 값. 그림 2의 원 데이터의 스크린 샷을 참조하십시오. </li><li> 적외선 광선 중에서 세 개의 서로 다른 높이에서 수집 활동의 합을 나타내는 각 모니터의 소망의 시간 이내에 전체 활성을 계산한다. 주 : 시간이 몇 시간이 24 시간 또는 몇 일에 이르기까지 다양 할 수 있습니다. </li><li> 평균 운동 활성 및 3 생물은 복제를 나타내는 3 감시자 사이의 표준 편차를 결정합니다. 주 : 데이터는 테스트의 개수를 이용하여 통계적인 유의성을 분석 할 수있다. 양측 학생의 t-시험, 분산의 일방 분석 (ANOVA) 및 Tukey에 HSD 사후 시험 자발적인 운동 활성 (16)은 24 시간에 여러 환경 적 또는 유전자 조작의 효과를 결정하기 위하여 사용될 수있다. 사용될 수 있고, 이전에 17을 발행 한 다른 프로그램의 수가있다. </li></ol>

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우리는 공개 아무것도 없어.

파리의 자발적인 운동 활성은 연령, 유전 적 배경, 성별 2,13,18,19와 같은 많은 요인에 의해 영향을 받는다. 또, 식품, 환경의 온도, 다른 약물의 첨가, 및 주 / 야간 라이트 사이클의 칼로리 함량 등의 환경 요인 플라이 활동에 영향을 미칠 수있다. 예를 들어, 같은 연령의 남성 파리는 여성 (그림 1)에 비해 더 높은 자발적인 신체 활동이있다. 따라서, 같은 나이와 성별의 파리는 ?...

초파리는 초파리는 이러한 학습과 기억, 사회적 상호 작용, 공격성, 약물 남용, 수면, 감각 기능, 구애, 1,2 짝짓기와 같은 복잡한 동작을 기본 메커니즘을 연구 할 수있는 중요한 모델 생물로 사용되었습니다. 여러 프로토콜을 통해 연구되어 하나의 문제는 자연 전위의 활동이다. 부정적 geotaxis는 초파리 활성을 측정하기 위해 개발 된 첫번째 방법 중 하나이며,이 프로토콜은 초파리는 1,3 용기의 바닥에 진탕 후에 바이알의 소정 높이에 도달 파리의 비율을 측정하는 것을 포함한다. 이 방법은 간단 저렴 있다는 장점을 가지고 있으며, 그것은 임의의 실험실에서 수행 할 수있는 특수 장비를 필요로하지 않기 때문이다. 그것은 비행 이동에 대한 서로 다른 유전자 조작의 효과를 연구 할 수있는 중요한 검사 도구로 사용되어왔다. 그러나, 시간과 노동 집약적이다ND 인해 튜브 및 인간 기록의 변수 흔들림에 바이어스의 가능성이 있습니다. 부정적인 geotaxis 방법은 바닥에 파리의 흔들림 다음 비행 튜브의 사진을 소요 신속한 반복 부정적인 Geotaxis (RING) 방법 4,5의 개발에 따라 향상되었다. 이 프로토콜의 장점은 감도와 동시에 비행 튜브의 다수의 테스트 가능성이다. 그러나,이 프로토콜은 여전히​​ 인간의 오류의 가능성을 가지고 있으며, 단지 부정적인 geotaxis을 측정합니다. 다른 실험실 운동 활성 (6)을 결정하기 위해 문화 유리 병에 간단한 관찰을 사용했습니다. 최근 플라이 운동 활성을 측정하기위한 몇개의 비디오 레코딩 시스템이 개발되었다. 하나의 비디오 감시 프로토콜 (7)를 기록하기 전에 조정을위한 시간을 제공한다. Slawson 등에 의해 기술 된 방법은. 또한 movemen을 중지 공기 펄스를 사용잠재적으로 동물 7 스트레스 요인이 될 수있는 기록의 시작 때까지 t. 이 방법은 평균 속도, 최고 속도, 운동 시간 소비 등 다른 입체 추적 시스템은 자유 비행 이륙 8 ~ 0.2 초 동안 개인 비행의 최대 속도를 측정에 대한 정보를 제공합니다. 입체 영상 감시 프로토콜은 GFP와 플라이 9 이동성을 결정하는 형광의 검출을 허용하는 필터가 장착되어 여러 개의 카메라를 발현 파리를 이용한다. 이 프로토콜에 파리 인해 초파리 문화의 형태에 잠재적으로 원통형의 비행 패턴을 나타내는 경향은 10 유리 병. 이 방법은 두 파리 11의 자발적인 움직임을 측정 할 수있는 돔을 사용하여 향상되었다. 자동으로 모니터링하고 초파리의 개인 및 사회적 행동을 정량화하기 위해 카메라를 사용하는 높은 처리량 방법은 (12)을 설명하고있다. ZOU 등알은. 마시고, 먹고, 비행, 이동, 수명 행동과 같은 휴식 등의 움직임을 기록하는 두 개의 컴퓨터를 이용한 카메라를 사용, 또는 개별 tephritid 과일의 죽음은 13 비행 행동 모니터 시스템 (BMS)을 개발했다. 몇 가지 다른 비디오 시스템은 플라이 행동 활동을 모니터링 14,15 개발되었다. 여기에서 우리는 인구의 모니터를 이용하여 초파리의 활동을 정량화하는 방법을 설명합니다. 이 모니터는 12 시간 매일 밤 빛주기에 25 ° C에서 온도 및 습도 제어 인큐베이터에 보관되어 있습니다. 각 인구 모니터는 세 가지 서로 다른 높이에 위치 반지에 배치 적외선 빔을 가지고 있습니다. 비행 고리 간 이동을 할 때마다 그것이 독립적 레코드 마이크로 프로세서에 의해 기록 및 바이알 내에 파리의 활성을 계산한다 적외선 빔을 방해. 마이크로 프로세서는 사용자 정의 interva의 컴퓨터에 유리 병에서 전체 활동을 업로드저 사람은 1 초에서 60 분 다를 수 있습니다. 여기에서 설명하는 방법은 파리가 새로운 환경에 적응하기위한 충분한 시간을 제공하고 파리의 120 개의 인구의 자발적인 운동 활성을 동시에 측정 할 수 있습니다. 또한, 우리는 음식의 준비를 설명하는 유지 비행, 이동 인구 온도 조절 인큐베이터에서 모니터 및 결과에 영향을 미칠 수있는 잠재적 요인을 설정. 이 방법은 서로 다른 환경 적 또는 유전 적 변형이 파리의 자발적인 운동 활성에 미치는 영향을 연구하기 위해 이용 될 수있다.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Sucrose FCC Food Grade 100 LB,</td>
			<td>Fisher Scientific MP Biomedicals</td>
			<td>ICN90471380</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Brewer&#8217;s Yeast</td>
			<td>Fisher Scientific MP Biomedicals</td>
			<td>ICN90331280</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drosophila Agar Fine</td>
			<td>SciMart</td>
			<td>DR-820-25F</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cornmeal</td>
			<td>Fisher Scientific MP Biomedicals</td>
			<td>ICN90141125</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Methyl4-hydroxybenzoate, tegosept</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>H5501-5KG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EtOH</td>
			<td>Pharmco-AAPER</td>
			<td>111000200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Active Dry Yeast</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>ICN10140001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fly CO2 pad</td>
			<td>LabScientific</td>
			<td>BGSU-7</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereo Microscope</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>SZ40</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drosophila carbon dioxide (CO2) tank</td>
			<td>Airgas</td>
			<td>UN1013</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small paint brush for pushing the flies</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Shell vial wide</td>
			<td>Fischer Scientific</td>
			<td>AS519</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buzzplugs for wide plastic vials</td>
			<td>Fischer Scientific</td>
			<td>AS275</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass vials (25x95mm)</td>
			<td>Fischer Scientific Kimble 60931-8</td>
			<td>AS-574</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sponge plugs for glass vials</td>
			<td>SciMart</td>
			<td>DR-750</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drosophila Food Dispenser</td>
			<td>Applied Scientific (Fischer Scientific)</td>
			<td>AS780Q</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DPM Drosophila Population Monitor</td>
			<td>Trikinetics Inc.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DC Power Supply with line cord</td>
			<td>Trikinetics Inc.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PSIU9 The Power Supply Interface Unit</td>
			<td>Trikinetics Inc.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Telephone cables and 5 way splitters</td>
			<td>Trikinetics Inc.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Universal Serial Bus (USB) hardware</td>
			<td>Trikinetics Inc.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Macintosh or Windows PC with UCB port</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAMSystem308X Data Acquisition Software for Macintoch OSX (Intel)</td>
			<td>www.trikinetics.com</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAMSystem308 Data Acquisition Software for Windows PC (XP/Vista/7)</td>
			<td>www.trikinetics.com</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAMFileScan108X software for Macintosh</td>
			<td>www.trikinetics.com</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAMFileScan108X software for Windows PC (XP/Vista/7)</td>
			<td>www.trikinetics.com</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>USB software (PSIUdrivers.zip)</td>
			<td>www.trikinetics.com</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAMSystem Notes 308</td>
			<td><a href="http://www.trikinetics.com/Downloads/DAMSystem%20Notes%20308.pdf">(http://www.trikinetics.com/Downloads/DAMSystem%20Notes%20308.pdf</a></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

determination of the spontaneous locomotor activity in drosophila melanogaster

초파리는 동작에 영향을 미치는 환경 적, 유전 적 조작을 연구하는 훌륭한 모델 생물로 사용되어왔다. 하나의 문제는 자연 전위의 활동이다. 여기에서 우리는 초파리 인구 모니터를 한 번에 몇 일 동안 파리의 자발적인 운동 활성의 지속적인 모니터링을 할 수있는 추적 시스템을 이용하여 우리의 프로토콜을 설명합니다. 이 방법은, 간단하고 안정적​​이며 목표이며 노화, 성별, 음식의 칼로리 함량의 변화, 약물의 첨가, 또는 인간의 질병을 모방 유전자 조작의 영향을 조사하는데 사용될 수있다.

<html> 초파리의 자발적인 운동 활성 플라이 성 (그림 3A), 식품 (그림 3B)의 칼로리 내용과 빛 / 어둠주기에 따라 달라집니다. 빛이 꺼져되면 즉시 활동이 극적으로 감소한다. 그림 3a는 남성과 여성의 파리의 전위의 활동 기록 24 시간을 보여줍니다. x 축에 별표는 빛이 꺼져 된 시간을 표시하고 어두운주기에 전환. 그림 3b는 옥수수 음식에 3 일 ...

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Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

초파리 melanogaster의는 자발적인 운동 활성 등의 행동에 영향을 미치는 유전 적 또는 환경 적 조작을 공부에 유용하다. 여기에서 우리는 적외선 빔과 자발적인 운동 활성을 정량화하는 데이터 분석 소프트웨어와 함께 모니터를 활용하는 프로토콜을 설명합니다.

의 자발적인 운동 활성의 결정<em&gt; 초파리</em

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such ...

determination-spontaneous-locomotor-activity-drosophila

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

12.6K 조회수.  University of Connecticut Health Center.  초파리 melanogaster의는 자발적인 운동 활성 등의 행동에 영향을 미치는 유전 적 또는 환경 적 조작을 공부에 유용하다. 여기에서 우리는 적외선 빔과 자발적인 운동 활성을 정량화하는 데이터 분석 소프트웨어와 함께 모니터를 활용하는 프로토콜을 설명합니다. 

비디오: Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

곤충의 단일 Sensillum 레코딩 Drosophila melanogaster과 아노 펠 레스 gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

연구

신경과학

Assaying Locomotor Activity to Study Circadian Rhythms and Sleep Parameters in Drosophila

Most life forms exhibit daily rhythms in cellular, physiological and behavioral phenomena that are driven by endogenous circadian (&equiv;24 hr) pacemakers or clocks. Malfunctions in the human circadian system are associated with numerous diseases or disorders. Much progress towards our understanding of the mechanisms underlying circadian rhythms has emerged from genetic screens whereby an easily measured behavioral rhythm is used as a read-out of clock function. Studies using Drosophila have made seminal contributions to our understanding of the cellular and biochemical bases underlying circadian rhythms. The standard circadian behavioral read-out measured in Drosophila is locomotor activity. In general, the monitoring system involves specially designed devices that can measure the locomotor movement of Drosophila. These devices are housed in environmentally controlled incubators located in a darkroom and are based on using the interruption of a beam of infrared light to record the locomotor activity of individual flies contained inside small tubes. When measured over many days, Drosophila exhibit daily cycles of activity and inactivity, a behavioral rhythm that is governed by the animal's endogenous circadian system. The overall procedure has been simplified with the advent of commercially available locomotor activity monitoring devices and the development of software programs for data analysis. We use the system from Trikinetics Inc., which is the procedure described here and is currently the most popular system used worldwide. More recently, the same monitoring devices have been used to study sleep behavior in Drosophila. Because the daily wake-sleep cycles of many flies can be measured simultaneously and only 1 to 2 weeks worth of continuous locomotor activity data is usually sufficient, this system is ideal for large-scale screens to identify Drosophila manifesting altered circadian or sleep properties.

Assaying Locomotor Activity to Study Circadian Rhythms and Sleep Parameters in Drosophila

We describe procedures for recording daily locomotor activity rhythms of Drosophila and subsequent data analysis. Locomotor activity rhythms are a reliable behavioral output of animal circadian clocks and are used as the standard readout of clock function when studying circadian mutants or examining how the environment regulates the circadian system.

Circadian 리듬을 연구 및 매개 변수 잠을 전위의 활동 시금 Drosophila</em

Most life forms exhibit daily rhythms in cellular, physiological and behavioral phenomena that are driven by endogenous circadian (&equiv;24 hr) ...

Assaying Locomotor, Learning, and Memory Deficits in Drosophila Models of Neurodegeneration

Advances in genetic methods have enabled the study of genes involved in human neurodegenerative diseases using Drosophila as a model system1. Most of these diseases, including Alzheimer's, Parkinson's and Huntington's disease are characterized by age-dependent deterioration in learning and memory functions and movement coordination2. Here we use behavioral assays, including the negative geotaxis assay3 and the aversive phototaxic suppression assay (APS assay)4,5, to show that some of the behavior characteristics associated with human neurodegeneration can be recapitulated in flies. In the negative geotaxis assay, the natural tendency of flies to move against gravity when agitated is utilized to study genes or conditions that may hinder locomotor capacities. In the APS assay, the learning and memory functions are tested in positively-phototactic flies trained to associate light with aversive bitter taste and hence avoid this otherwise natural tendency to move toward light. Testing these trained flies 6 hours post-training is used to assess memory functions. Using these assays, the contribution of any genetic or environmental factors toward developing neurodegeneration can be easily studied in flies.

Assaying Locomotor, Learning, and Memory Deficits in Drosophila Models of Neurodegeneration

Behavior assays for measuring locomotor functions, learning, and memory abilities in Drosophila.

에 시금 운동력이있는 사람, 학습, 및 메모리 적자 Drosophila</emNeurodegeneration의> 모델

Advances in genetic methods have enabled the study of genes involved in human neurodegenerative diseases using Drosophila as a model system1. Most of ...

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

In this article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the lipophilic fluorescent membrane marker DiI. This method allows the visualization of neuronal cell morphology in great detail. It is possible to label any cell in the CNS: cell bodies of target neurons are visualized under DIC optics or by expression of a fluorescent genetic marker such as GFP. After labeling, the DiI can be transformed into a permanent brown stain by photoconversion to allow visualization of cell morphology with transmitted light and DIC optics. Alternatively, the DiI-labeled cells can be observed directly with confocal microscopy, enabling genetically introduced fluorescent reporter proteins to be colocalised. The technique can be used in any animal, irrespective of genotype, making it possible to analyze mutant phenotypes at single cell resolution.

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

We present a technique for labeling single neurons in the central nervous system (CNS) of Drosophila embryos, which allows the analysis of neuronal morphology by either transmitted light or confocal microscopy.

의 중추 신경계에 단일 세포의 라벨<em&gt; Drosophila melanogaster</em

In this  article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the ...

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

A growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive manipulation of the neural activity of specific neurons in Drosophila melanogaster1. Chief among these are optogenetic tools, which enable the activation or silencing of specific neurons in the intact and freely moving animal using bright light. Channelrhodopsin (ChR2) is a light-activated cation channel that, when activated by blue light, causes depolarization of neurons that express it. ChR2 has been effective for identifying neurons critical for specific behaviors, such as CO2 avoidance, proboscis extension and giant-fiber mediated startle response2-4. However, as the intense light sources used to stimulate ChR2 also stimulate photoreceptors, these optogenetic techniques have not previously been used in the visual system. Here, we combine an optogenetic approach with a mutation that impairs phototransduction to demonstrate that activation of a cluster of loom-sensitive neurons in the fly's optic lobe, Foma-1 neurons, can drive an escape behavior used to avoid collision. We used a null allele of a critical component of the phototransduction cascade, phospholipase C-&beta;, encoded by the norpA gene, to render the flies blind and also use the Gal4-UAS transcriptional activator system to drive expression of ChR2 in the Foma-1 neurons. Individual flies are placed on a small platform surrounded by blue LEDs. When the LEDs are illuminated, the flies quickly take-off into flight, in a manner similar to visually driven loom-escape behavior. We believe that this technique can be easily adapted to examine other behaviors in freely moving flies.

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

Genetically encoded optogenetic tools enable noninvasive manipulation of specific neurons in the Drosophila brain. Such tools can identify neurons whose activation is sufficient to elicit or suppress particular behaviors. Here we present a method for activating Channelrhodopsin2 that is expressed in targeted neurons in freely walking flies.

의 이스케이프 문제의 Optogenetic의 자극<em&gt; Drosophila melanogaster</em

A  growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive  manipulation of the neural activity of specific neurons in ...

Optogenetic Perturbation of Neural Activity with Laser Illumination in Semi-intact Drosophila Larvae in Motion

Drosophila larval locomotion is a splendid model system in developmental and physiological neuroscience, by virtue of the genetic accessibility of the underlying neuronal components in the circuits1-6. Application of optogenetics7,8 in the larval neural circuit allows us to manipulate neuronal activity in spatially and temporally patterned ways9-13. Typically, specimens are broadly illuminated with a mercury lamp or LED, so specificity of the target neurons is controlled by binary gene expression systems such as the Gal4-UAS system14,15. In this work, to improve the spatial resolution to "sub-genetic resolution", we locally illuminated a subset of neurons in the ventral nerve cord using lasers implemented in a conventional confocal microscope. While monitoring the motion of the body wall of the semi-intact larvae, we interactively activated or inhibited neural activity with channelrhodopsin16,17 or halorhodopsin18-20, respectively. By spatially and temporally restricted illumination of the neural tissue, we can manipulate the activity of specific neurons in the circuit at a specific phase of behavior. This method is useful for studying the relationship between the activities of a local neural assembly in the ventral nerve cord and the spatiotemporal pattern of motor output.

Optogenetic Perturbation of Neural Activity with Laser Illumination in Semi-intact Drosophila Larvae in Motion

Here we describe a protocol for optogenetic manipulation of motoneuronal activity while monitoring changes in motor output (muscle contraction) in semi-intact Drosophila larvae using lasers within a conventional confocal microscope. This technique enables researchers to achieve local perturbation of neural activity in a few neuromeres to elucidate the dynamics of motor circuits.

세미 그대로의 레이저 조명과 신경 활동의 Optogenetic 섭동<em&gt; 초파리</em모션&gt; 유충

Drosophila larval locomotion is a splendid model system in developmental and physiological neuroscience, by virtue of the genetic accessibility of the ...

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by stressed conspecifics due to an odorant released during stress known as the Drosophila stress odorant (dSO). Through the use of the T-maze apparatus, one can quantify the avoidance of the dSO by responder flies in a very affordable and robust assay. Conditions necessary to obtain a strong performance are presented here. A stressful experience is necessary for the flies to emit dSO, as well as enough emitter flies to cause a robust avoidance response to the presence of dSO. Genetic background, but not their group size, strongly altered the avoidance of the dSO by the responder flies. Canton-S and Elwood display a higher performance in avoiding the dSO than Oregon and Samarkand strains. This behavioral assay will allow identification of mechanisms underlying this social behavior, and the assessment of the influence of genes and environmental conditions on both emission and avoidance of the dSO. Such an assay can be included in batteries of simple diagnostic tests used to identify social deficiencies of mutants or environmental conditions of interest.

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Here, we present a protocol to quantify the avoidance of stressed individuals. This paradigm is powerful yet user-friendly and can be used to assess the influence of genes and environment on one kind of social interaction in Drosophila melanogaster.

사회 회피의 정량화에 대한 간단한 분석<em&gt; 초파리</em

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by ...

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a straightforward manner. As we previously demonstrated 1, in a two-dimensional chamber, we first force the flies to form a tight group, subsequently allowing them to take their preferred distance from each other. After the flies have settled, we measure the distance to the closest neighbor (or social space), processing a static picture with free online software (ImageJ). The analysis of the distance to the closest neighbor allows researchers to determine the effects of genetic and environmental factors on social interaction, while controlling for potential confounding factors. Diverse factors such as climbing ability, time of day, sex, and number of flies, can modify social spacing of flies. We thus propose a series of experimental controls to mitigate these confounding effects. This assay can be used for at least two purposes. First, researchers can determine how their favorite environmental shift (such as isolation, temperature, stress or toxins) will impact social spacing 1,2. Second, researchers can dissect the genetic and neural underpinnings of this basic form of social behavior 1,3. Specifically, we used it as a diagnostic tool to study the role of orthologous genes thought to be involved in social behavior in other organisms, such as candidate genes for autism in humans 4.

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The effect of genes and environment on social space of Drosophila melanogaster can be quantified through a powerful but straightforward analytical paradigm. We show here different factors that can affect this social space, and thus need to be taken into consideration when designing experiments in this paradigm.

사회적 공간에 영향을 미치는 조건<em&gt; 초파리</em

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a ...

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To complicate matters even further, the odors detected by the insect nervous system usually are not single compounds but mixtures whose composition and concentration ratios vary. This leads to an almost infinite amount of different olfactory stimuli which have to be evaluated by the nervous system.
To understand which aspects of an odor stimulus determine its evaluation by the fly, it is therefore desirable to efficiently examine odor-guided behavior towards many odorants and odor mixtures. To directly correlate behavior to neuronal activity, behavior should be quantified in a comparable time frame and under identical stimulus conditions as in neurophysiological experiments. However, many currently used olfactory bioassays in Drosophila neuroethology are rather specialized either towards efficiency or towards resolution.
Flywalk, an automated odor delivery and tracking system, bridges the gap between efficiency and resolution. It allows the determination of exactly when an odor packet stimulated a freely walking fly, and to determine the animal&#180;s dynamic behavioral reaction.

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

The automated tracking system Flywalk is used for high-resolution quantification of odor-guided behavior in Drosophila melanogaster.

에서 냄새 유도 행동의 고해상도 정량화<em&gt; 초파리</em사용&gt;<em&gt; Flywalk</em&gt; 패러다임

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To ...

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense organs provide an excellent model system for the study of mechanosensation. This protocol describes a simple touch behavior in fruit flies which can be used to identify mutations that interfere with mechanosensation. The tactile stimulation of a macrochaete bristle on the thorax of flies elicits a grooming reflex from either the first or third leg. Mutations that interfere with mechanotransduction (such as NOMPC), or with other aspects of the reflex arc, can inhibit the grooming response. A traditional screen of adult behaviors would have missed mutants that have essential roles during development. Instead, this protocol combines the touch screen with mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) to allow for only limited regions of homozygous mutant cells to be generated and marked by the expression of green fluorescent protein (GFP). By testing MARCM clones for abnormal behavioral responses, it is possible to screen a collection of lethal p-element mutations to search for new genes involved in mechanosensation that would have been missed by more traditional methods.

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

In order to identify novel mutations affecting mechanosensation, we designed an assay that measures the behavioral response to tactile stimulation of fly bristles in mutant clones generated by the MARCM method. The combination of techniques allows for the identification of mechanosensitive mutations that would otherwise be lethal.

의 Mechanosensation에 대한 행동 분석 클론의 MARCM은 기반<em&gt; 초파리</em

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense ...