We thank Zhaohua Irene Tang in the W. M. Keck Science Department for the use of her epifluorescence microscope and the Werren lab for donating Nasonia for dissections. This work was supported in part by an NIH-NRSA fellowship (5F32GM105317-02) to AML.

1. 조직의 해부 및 고정 (60 분) <ol><li> 초파리의 뇌를 들어, 1X PBS (인산염 완충 식염수)의 드롭 3 차 령 유충을 배치합니다. 적극적으로 혼잡하지 않은 유리 병 또는 병에서 크롤링 큰 3 차 령 유충을 선택합니다. <ol><li> 입 후크를 잡고 몸 (그림 1A, B)의 길이 아래로 2/3을 잡기 위해 다른 트위터 쌍을 잡기 위해 하나의 초 미세 트위터 쌍을 사용합니다. 애벌레 소화 기관의 뇌, 복부 신경절, 침샘과 일부를 노출 입 후크를 부드럽게 잡아 당깁니다. 뇌와 복부 신경 분리 핀셋을 사용하여 (그림 1A를, B) 플라스틱 페트리 접시에 1X PBT (트윈 (Tween)와 인산염 완충 식염수)의 드롭 릿에서 다른 조직과 장소에서. </li></ol></li><li> Nasonia의 고환 해부를 들어, 남성 3 일짜리 번데기 (붉은 눈 노란색 기관)을 선택합니다. 남성 Nasonia은 F에 비해 작은 날개 패드의 길이가번데기 (그림 1C) 동안 emales. <ol><li> 한 트위터 쌍, 다른 트위터 쌍을 사용와 흉부 지역 근처 복부의 상단에있는 번데기를 잡고, 복부의 가장 말단 팁을 잡고 눈물 방울 모양의 고환을 잡아 당깁니다 (그들은 지방에 둘러싸여됩니다 부드럽게 떨어져 흔들릴 수 있습니다 몸도 1D). 플라스틱 페트리 접시에 1X PBT의 물방울에 적절한 짓눌러과 장소를 방지 할 수 고환에서 어떤 외부 신체 부위를 분리합니다. </li></ol></li><li> 각 슬라이드를 들어, 네 다섯 조직 샘플 (예., 초파리 애벌레 두뇌 또는 Nasonia의 고환)의 총을 해부하다. 참고 : 5 개 이상의 샘플 과밀 핵 및 염색체로 이어질 것입니다. </li><li> 선택적으로, 유사 분열의 염색체 영역 실 염색질 (euchromatin) 자매 염색 분체의 일부를 분리하기 저장성 용액 조직을 치료하는 (5-10 0.5 % 구연산 나트륨의 하락 1X PBT로부터 뇌를 전송할10 개 이상) 분.하지 주 : 콜히친 (유사 분열 억제제) 중기 (11) 유사 분열의 수를 증가 시키는데 도움이 될 수있다. 부정적인 염색체 해상도에 영향을 줄 수 있기 때문에 매우 큰 건강한 유충 확산 및 형태, 사용하고, 원하지 않는 경우에도 그러나, 그것의 사용은 불필요하다. </li><li> 깨끗한 Sigmacote 처리 된 커버 슬립의 표면에 정착 용액 (45 % 초산 2.5 % 파라 포름 알데히드)의 방울 (~ 20 μL)을 놓습니다. 참고 : 사용의 매일 정착 솔루션은 신선한합니다. 45 % 아세트산에 1.8-3.7 % 파라 포름 알데히드에 이르기까지 정착액 솔루션은 물고기에 대한 최상의 결과를 얻을 수 있습니다. 면역 FISH이 프로토콜을 뇌 또는 고환이 아닌 다른 조직을 사용하여, 또는 적응하는 것은 다른 고정 제 실험이 필요할 수 있습니다 (다른 고정 제의 목록, 12 참조). </li><li> 조심스럽게 초 미세 핀셋, minimi으로 정착 방울로 해부 버퍼 (1X PBT)에서 각 조직 샘플을 전송정착액 솔루션으로 버퍼를 해부의 전송을 쌩쌩. 골고루 고정액 액적 내에 서로 이격되도록 조직 샘플을 위치. 실온에서 4 분 동안 고정 제의 조직을 배양한다. </li><li> 조심스럽게 아래 조직 및 커버 슬립 위에 폴리 라이신 코팅 슬라이드 얼굴을 배치합니다. 이 시점에서 아래로 눌러 대신 커버 슬립 슬라이드의 아래쪽에 붙어 있도록 두 가볍게 접촉하지 마십시오. 커버 슬립이 상단에 위치하도록 슬라이드 전환. </li><li> 필터 종이의 접힌 부분 내부 슬라이드 / 조직 / 커버 슬립을 샌드위치. 안정된 표면에 매우 단단히 똑바로 직접 커버 슬립 위의 위치 상 엄지 손가락, 프레스를 사용하여. (이 조직의 번짐의 원인이됩니다) 커버 슬립의 슬라이딩 측면 않도록주의해야합니다. </li><li> 액체 질소에 슬라이드 / 조직 / 커버 슬립 잠수함 (그림 1E, F에 장치 참조), 그리고 질소가 끓는 멈출 때까지 세우 (이상은 F입니다오프라인). 슬라이드를 제거하고 즉시 (면도날 고정 조직 긁히지 않도록) 위쪽으로 커버 슬립의 코너를 쓸어 넘겨 신선한 면도날로 커버 슬립을 떼어냅니다. <ol><li> 드라이 아이스의 블록에 슬라이드 / 조직 / 커버 슬립을 사전 냉각 전에 커버 균열에서 슬라이드를 예방하는 데 도움이됩니다 액체 질소에 침지에 1-2 분 동안, 최대 슬립. </li></ol></li><li> 즉시 실온에서 100 % 에탄올로 가득 코 플린 항아리에 조직과 슬라이드를 배치하고 (필요한 경우이 시간이 더 길어질 수 있습니다) 적어도 5 분간 방치 할 수 있습니다. 주 : 냉간 100 % 에탄올이 또한 사용될 수있다. </li><li> 조직과 슬라이드를 분리합니다 (고정 조직을 건드리지 않고) 킴과 초과 에탄올을 멀리 심지, 1 시간 동안 공기 건조에 슬라이드를 둡니다. <ol><li> 2 단계 또는 몇 주에 하이브리드를 수행하기 전에 몇 달을 위해 습도가 낮은 공기 또는 탈수 챔버 건조 슬라이드를 유지하기 위해 직접 진행합니다. </li></ol></li></ol> 그림 1 : (A) 3 차 령 초파리 유충 (오른쪽), 입 후크를 잡아 수있는 위치에 대한 지시 위치와는 (로 표시 *)과 뇌를 해부 유충을 끝까지 2/3; (왼쪽) 유생 헤드 내의 뇌의 상대 위치를 묘사 한 동일한 발달 단계 유충의 개략도. (B) 뇌와 3 차 령 초파리 유충 (오른쪽)이 개략적 해부 복부 신경절 조직 (왼쪽). 노란색 몸에 붉은 눈 단계에서 (C) 3 일 된 Nasonia 번데기. (D) 번데기를 잡아하는 방법을 나타내는 위치와 (오른쪽) 3 일 이전 Nasonia 남성 번데기 해부 고환 쌍 복부의 뒤쪽에 (* 표시) 몸에 중간에; (왼쪽) 개략적으로 묘사 남성과 여성이었다P는 번데기; 남성 번데기는 프로파일 지나서 연장 날개가 암컷 대조적 져널 프로파일 (흑색 화살표)를지나 연장하지 않는다 날개에 의해 구별 될 수있다; 고환 쌍의 상대적 위치는 남성 번데기에 표시됩니다. 액체 질소 용기에 슬라이드를 담가 사용 클립 및 (F) 방법 (E) 장치 - 문자열. 다중 클립 문자열은 여러 슬라이드를 동시에 침수 사용할 수 있습니다. 현장 하이브리드 2. (1 일 30 분, 오랫동안 1 시간 - 2.5 시간 프로브-에 하루 2) <ol><li> 1.1 하이브리드 버퍼의 20 μL 각 프로브 1 μL (100 NG)를 추가합니다. 피펫 프로브 / 고정 조직의 표면에 하이브리드 버퍼 (조직을 건드리지 않도록). </li><li> 조심스럽게 커버 슬립이 조직을 통해 직접 중앙에 있는지 확인하고, 프로브 / 하이브리드 버퍼에 직접 커버 슬립을 배치합니다. 버퍼는 토륨으로 마이그레이션해야합니다기포를 남기지 않고, 커버 슬립의 외연 전자. 참고 : 절차에 대한 문제를 제기하지 않는 조직을 접촉하지 않는 작은 거품을. 조심스럽게 슬라이드에 다시 떨어 조심스럽게 커버 슬립의 모서리를 들어 올려으로 큰 거품을 제거합니다. </li><li> 블록 (커버 쪽지를) 95 ° C로 예열의 표면에 슬라이드 / 조직 / 커버 슬립을 놓습니다. 노광을 방지하기 위해 알루미늄 포일의 큰 조각으로 덮을. 슬라이드를 5 분 동안 95 ° C에서 배양한다하자. 참고 : 튜브 구멍 전형적인 열 블록은 슬라이드 / 조직 / 커버 슬립을 배치 할 평면을 제공하기 위해 뒤집어 수 있습니다. </li><li> 이 터치에 따뜻한 때까지 약간 냉각시키는, 슬라이드를 제거합니다. 조심스럽게 그 아래에 액체를 밀봉하는 커버 슬립 씌워진 파라 필름 조각을 포장. </li><li> 습도 챔버 내부의 밀봉 된 슬라이드를 삽입하고 30 ° C로 예열 인큐베이터에 실을 배치합니다. 4 시간 하룻밤에 30 ° C에서 품어.<ol><li> 맨 아래에 배치 젖은 Kimwipes이나 종이 타월로 빈 팁 상자에서 습도 챔버 또는 리드 형 유리 섬유 복합 재질의 컨테이너를 만듭니다. 주 : DNA 단일 가닥 올리고 프로브는 45-47 ℃의 이론적 용융 온도 (Tm) 28-33 염기 달성 할 수 있도록 설계되었다. 선택된 길이와 T m 범위는 우리가 공부 반복적 인 시퀀스들이 AT 풍부하며, 따라서 매우 낮은 GC 함량을 갖는다는 사실을 반영한다. 긴 프로브 가능성이 높은 T의 m 값을 가질 것이다; 이 30 ° C의 표준 하이브리드 온도에서 높은 배경 하이브리드의 원인이 될 수 있습니다. 따라서, 혼성화 온도가 몇몇 문제가 최상의 결과를 달성하기 위해 요구 될 수있다. 점진적으로, 최고의 하이브리드 온도 증가 (또는 감소) 5 ° C로 온도를 찾을 수 있습니다. </li></ol></li><li> 조심스럽게 슬라이드에서 파라 필름을 제거하고 조심스럽게 천천히 한쪽 모서리를 들어 올려 커버 슬립을 제거합니다. 워싱턴15 분 0.1X SSC 버퍼의 각 세척 3 회 밀어 쉬. 빛의 노출을 최소화하기 위해 세척시 알루미늄 호일로 코 플린 항아리를 커버. </li><li> 긴 비오틴 프로브를 사용하지 않는 경우, 2.8 단계로 진행합니다. <ol><li> 긴 바이오틴 프로브를 사용하는 경우, 조직 자체를 만지지 않도록 조심하면서, 킴과 조직 주변을 건조. 조직을 통해 차단 솔루션의 100 μl를 놓고 트래핑 거품을 피하기 위해주의하면서 커버 슬립으로 조심스럽게 다룹니다. 30 분 동안 37 ° C에서 파​​라 필름과 커버 슬립과 장소를 통해 슬라이드를 감 쌉니다. </li><li> 조심스럽게 커버 슬립을 제거하고 킴과 조직 주위시킨다. 피펫은 로다 민 - 아비딘 1 희석 100 ㎕ : 조직을 통해 SBT 1,000 부드럽게 커버 슬립 커버, 돌보는 거품을 트래핑 방지 할 수 있습니다. 30 분 동안 37 ° C에서 파​​라 필름과 커버 슬립과 장소를 통해 슬라이드를 감 쌉니다. </li><li> 조심스럽게 커버 슬립을 제거하고 배 SSCT과 5 분 동안 슬라이드를 각각 3 회 세척0.1X의 SSC에서 5 분 각 3 회. 참고 : 슬라이드가 오랜 시간 세척 할 수있다. </li></ol></li><li> 슬라이드를 제거하고 (조직에 닿지 않도록)를 초과하는 버퍼를 제거하는 건조 킴과 조직 주위시킨다. 10-15 분 동안 또는 수분이 완전히 소산까지 어두운 곳에 슬라이드 조직 쪽을 놓는다. </li><li> Vectashield 장착 매체의 피펫 11 μL ( &#39;4, 6 diamidino -2- 페닐 인돌 - DAPI) 조직 상. 조심스럽게 직접 장착 매체 및 조직의 중심을 통해 (안 Sigmacote 처리) 깨끗한 커버 슬립을 배치합니다. 장착 매체 커버 슬립의 가장자리를 향해 외측으로 천천히 이동한다. 주 : 장착 매체 사방 커버 슬립의 가장자리에 도달하지 못한 경우, 실장 매체의 추가적인 1-2 μL가 필요한 볼륨 채울 커버 슬립의 가장자리에 하나 위치에 적용될 수있다. 이 경우, 이전 슬라이드 표면에서 초과 매체를 닦아주십시오밀봉. </li><li> 매니큐어와 커버 슬립의 가장자리를 밀봉합니다. 조직 샘플을 통해 매니큐어를 칠 마십시오. </li><li> 어두운 곳에서 수직 슬라이드를 삽입하고 완전히 하드 (일반적으로 30 분 이상)까지 매니큐어 건조를 할 수 있습니다. 이 시점에서, 이미지 나중에 이미징을위한 최대 1 주일 -20 ° C에서 조직 또는 저장. </li></ol> 버퍼 / 솔루션 조리법 10 배 PBS <ul><li> 80g의 NaCl </li><li> 2.0 g의 KCl </li><li> 14.4 g 나 2 HPO 4 </li><li> 2.4 g의 KH 2 PO 4 </li><li> pH 7.4까지, H 2 O 1 L </li></ul> 1X PBT <ul><li> 5 ml의 10 배 PBS </li><li> 45 ML의 H 2 O </li><li> 0.1 % 트윈 20 </li></ul> 20 배 SSC <ul><li> 175.3 g의 NaCl </li><li> 88.2 g 나 구연산 </li><li> 800 ML의 H 2 O에 </li><li> pH7로, H 2 O 1 L </li></ul> 배 SSCT <ul><li> 200 ml의 20 배 SSC </li><li> 799 ML의 H 2 </서브&gt; O </li><li> 0.1 % 트윈 20 </li></ul> 0.1X SSC <ul><li> 5 ml의 20 배 SSC </li><li> 995 ML의 H 2 O </li></ul> 하이브리드 믹스 (20 μl의 11에서 수정) <ul><li> 10 μL 포름 아미드 </li><li> 4 ㎕의 50 % 덱스 트란 설페이트 </li><li> 2 μL 20 배 SSC </li><li> 4 μL의 H 2 O </li></ul> SBT 8 (10 mL) 중 <ul><li> 2 ml의 20 배 SSC </li><li> 0.01 g 소 혈청 알부민 (BSA) </li><li> 10 μL 트윈 20 </li><li> 7.9 ML의 H 2 O </li></ul> 블로킹 용액 (8) (10 mL) 중 <ul><li> 0.3 g의 BSA </li><li> 10 μL 트윈 20 </li><li> 2 ml의 20 배 SSC </li><li> 8 ML의 H 2 O </li></ul> 파라 포름 알데히드 고정액 용액 (1 mL) 중 <ul><li> 2 O (시 물을 추가) 393.75 μL의 H </li><li> 450 μL의 빙초산 </li><li> 156.25 μL 16 % 파라 포름 알데히드 </li></ul>

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</ol>

The authors declare that they have no competing financial or any other conflict of interest.

DNA ISH 자주 염색체 특정 시퀀스를 매핑하는 데 사용된다. 우리는 높은 사본 번호, 염색질 시퀀스에 최적화 된 DNA ISH을위한 간단한 방법을 설명 하였다. 오히려 기존의 DNA의 ISH 프로토콜의 요구 사항 인 포름 아미드 용액에 세척을 사용하는 것보다, 우리는 DNA를 변성 직접 미리 가열 블록에 조직에 장착 된 슬라이드를 배치합니다. 이 방법은 많은 양의 포름 아미드의 사용을 회피. 선명 혼성화 신호?...

현장 하이브리드 (DNA ISH)에서 DNA는 특정 염색체 영역에 매핑 시퀀스 일반적으로 사용되는 방법이다. euchromatin 내에서 단일 복사본 지역으로 프로브의 다양한 통해 닉 번역 또는 긴 DNA 제품 1, 2의 최종 라벨링 및 deoxygenin (DIG)의 통합을 포함하여 접근, -attached 뉴클레오티드과 인식의 소수를 생성 할 수 있습니다 그룹 결합 항체 1-3. 몇 또는 단일 복사본 수의 실 염색질 (euchromatin) 시퀀스의 시각화가 높은 특정 활동 또는 집합 신호를 향상 작은 여러 개의 프로브의 칵테일 하나의 큰 프로브 중 하나를 사용해야합니다. 그들은 일반적으로 수십 블록으로 알려진 단일 염색체 영역에서 클러스터 반복 수천로서 존재하기 때문에 대조적으로, 위성과 같은 이질 염색질의 DNA에서 발견되는 높은 서열이 반복은, DNA ISH 쉬워 표적이다. 전이 될 또한이 될 수 있습니다별개의 염색체 유전자좌 2에서 높은 사본 번호로 발견했다. 이 경우, 낮은 특정 활동과 단일 프로브 효과적으로 인해 여러 사이트에서 자신의 하이브리드에 염색질 시퀀스에 레이블을 지정할 수 있습니다. 반복적 서열 프로브 상업적 짧은 올리고 뉴클레오티드 (30-50 BP)을 화학적으로 합성하여 여러 가지 형광 그룹 중 하나와 결합 될 수있다. 게놈 시퀀싱 기술을 사용하여 이질 염색질 내에서 반복적 인 시퀀스를 매핑 인해 매우 반복적 인 위성 블록 4-6,7 내 건물 비계에서 발생하는 문제로 어렵다. 현재, ISH는 서브 염색체 수준에서 이러한 시퀀스를 맵핑하는 가장 효과적인 방법으로 서있다. 이 전략은 지속적인 유전체 및 전 사체 염기 서열 연구에 의해 발견되는 반복적 인 시퀀스의 큰 숫자를 매핑하는 것이 중요하다. 슬라이드에 장착 된 염색체에 매핑 반복적 인 시퀀스의 효율성과 편의성은 GRE 될 것이다atly DNA ISH에 대한 단순화 된 프로토콜에 의해 강화. 예를 들어, DNA ISH 기존 프로토콜 따라서 매핑 시퀀스에 필요한 시간을 실질적으로 첨가하고이 비싼 시약 화학 폐기물의 대량 생산, 2,8- 포름 아미드 용액에서 하이브리드 화의 다수의 조직 세척을 포함한다. 여기에서 우리는 포름 아미드 세척의 필요성을 우회하고 기본적인 실험실 장비 및 시약을 이용하여 수정 된 DNA ISH 방법을 설명합니다. 이 방법은 원래의 형광 염료와 접합 된 상업적으로 합성 된 올리고를 사용하여 초파리 유충 neuroblasts 염색질의 영역에서 고도로 반복적 인 DNA 서열의 빠른 매핑을 위해 설계되었다. 그러나,이 방법은 또한, 다른 수단을 통해 복수 9,10 상이한 조직 유형 염색체 및 합성 걸쳐 큰 프로브를 사용하여 반복적 인 시퀀스를 매핑하기 위해 작동한다. 또한,이 방법은 더 길거나 multip 사용하여 실 염색질 (euchromatin) 시퀀스를 매핑하는데 사용될 수있다르 관심 실 염색질 (euchromatin) 시퀀스 내 짧은 프로브.

<table><tbody><tr><td>Poly-L-lysine coated slides (regular slides also can be used)</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ultrafine tweezers (5 gauge)</td><td>Dumont</td><td></td><td></td></tr><tr><td>22 x 22 mm cover slips</td><td>Fisher</td><td></td><td>Sigmacote-treated by immersion for 15 sec, blotting dry, and wiping away all traces of Sigmacote so that cover slip is clear</td></tr><tr><td>Sigmacote</td><td>Sigma</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Filter paper</td><td></td><td></td><td>75 - 150 mm</td></tr><tr><td>Paraffin wax paper</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Heat block with thermometer</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Dry incubator</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Razor blades</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Humidity chamber</td><td></td><td></td><td>empty pipette tip box or Tupperware, lined with moistened paper towels or Kimwipes</td></tr><tr><td>Coplin jars</td><td></td><td></td><td>with slide grooves</td></tr><tr><td>Aluminum foil</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pasteur pipettes</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>1.5 ml microfuge tubes</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Nail polish</td><td></td><td></td><td>clear or colored</td></tr><tr><td>P20 micropipette and plastic tips</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Paperclips</td><td></td><td></td><td>20 - 25 standard metal paperclips linked to form a chain</td></tr><tr><td colspan="4">Reagents</td></tr><tr><td>16% EM grade paraformaldehyde</td><td>Electron Microscopy Reagents</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Acetic acid</td><td>Sigma</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Liquid nitrogen</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>100% Ethanol, chemical grade</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td colspan="4">Commercially synthesized, fluorescently labeled oligos</td></tr><tr><td>Long biotinylated probe</td><td>Invitrogen; Alternative steps 2.7.1-2.7.3</td><td></td><td>&lt;em&gt;e.g.,&lt;/em&gt; nick translated and biotinylated with BioNick from Invitrogen</td></tr><tr><td>Rhodamine-Avidin</td><td>Roche; Alternative steps 2.7.1-2.7.3</td><td></td><td>for detection of long biotinylated probe</td></tr><tr><td>Hybridization buffer</td><td>Recipe above</td><td></td><td></td></tr><tr><td>4x SSCT</td><td>Recipe above</td><td></td><td>saline-sodium citrate + Tween</td></tr><tr><td>0.1x SSC</td><td>Recipe above</td><td></td><td>saline-sodium citrate</td></tr><tr><td>Blocking solution</td><td>Recipe above</td><td></td><td></td></tr><tr><td>SBT</td><td>Recipe above</td><td></td><td>SSC, bovine serum albumin, Tween</td></tr><tr><td>1x PBT</td><td>Recipe above</td><td></td><td>phosphate-buffered saline + Tween</td></tr><tr><td>1x PBS</td><td></td><td></td><td>phosphate-buffered saline</td></tr><tr><td>Hypotonic solution</td><td></td><td></td><td>0.5% sodium citrate in H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O</td></tr><tr><td>Formamide</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Vectashield mounting medium with DAPI</td><td>Vector laboratories</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

simple method for fluorescence dna in situ hybridization to squashed chromosomes

현장 하이브리드 (DNA ISH)에서 DNA는 특정 염색체 영역에 매핑 시퀀스 일반적으로 사용되는 방법이다. 이 방법은 계산 방법이 엄청난 도전에 직면 염색질 영역에 매핑 매우 반복적 인 시퀀스에서 특히 효과적이다. 여기에서 우리는 다른 DNA ISH 프로토콜의 표준 단계입니다 포름 아미드 세척을 우회 DNA ISH에 대한 간소화 된 프로토콜을 설명합니다. 우리 프로토콜은 효과적으로 다른 곤충 조직 유형의 개수에 걸쳐 염색질 염색체 영역 내의 반​​복적 인 DNA 서열을 표시 형광 염료를 수행 짧은 단일 가닥 DNA 프로브와 혼성화를 위해 최적화된다. 그러나, 애플리케이션은 큰 프로브 및 단일 카피 (비 반복) DNA 서열의 시각화와 함께 사용하기 위해 확장 될 수있다. 우리는 신경 세포와 Nasonia을 melanogaster의 초파리에서 숙청 염색체에 여러 가지 반복적 인 시퀀스를 매핑하여이 방법을 보여vitripennis 정모 세포. 우리는 모두 작은, 상업적으로 합성 프로브 및 비교를위한 더 큰 프로브 하이브리드 패턴을 보여줍니다. 이 절차는 간단한 실험실 소모품 및 시약을 사용하고, DNA ISH을 수행하는 작은 경험이 연구자에 이상적입니다.

여러 조직에서 염색체, (그림 2B PCR 제품의 닉 번역을 통해 만든)이 방법을 설명하기 위해, 우리는 화학적으로 형광 복합체 (그림 2)와 이상 바이오틴 프로브 수정 된 작은 상업적으로 합성 올리고 세트를 교배 타입 (표 1 참조). 대상 시퀀스 D.에서 유사 분열 염색체의 pericentromeric (염색질) 지역에 위치한 위성 반복을 포함 번데기 N.에서 애벌레 neuro...

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Simple Method for Fluorescence DNA In Situ Hybridization to Squashed Chromosomes

Here, we present a simple method for performing fluorescence DNA in situ hybridization (DNA ISH) to visualize repetitive heterochromatic sequences on slide-mounted chromosomes. The method requires minimal reagents and it is versatile for use with short or long probes, different tissues, and detection with fluorescence or non-fluorescence-based signals.

형광 DNA를위한 간단한 방법<em&gt; 현장에서</em&gt; 숙청 염색체에 하이브리드

DNA in situ hybridization (DNA ISH) is a commonly used method for mapping sequences to specific chromosome regions. This approach is particularly ...

simple-method-for-fluorescence-dna-situ-hybridization-to-squashed

Research

JoVE Journal

Biology

Simple Method for Fluorescence DNA In Situ Hybridization to Squashed Chromosomes

18.1K 조회수.  University of Rochester. Here, we present a simple method for performing fluorescence DNA in situ hybridization (DNA ISH) to visualize repetitive heterochromatic sequences on slide-mounted chromosomes. The method requires minimal reagents and it is versatile for use with short or long probes, different tissues, and detection with fluorescence or non-fluorescence-based signals.

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Single Molecule Fluorescence In Situ Hybridization (smFISH) Analysis in Budding Yeast Vegetative Growth and Meiosis

Single molecule fluorescence in situ hybridization (smFISH) is a powerful technique to study gene expression in single cells due to its ability to detect and count individual RNA molecules. Complementary to deep sequencing-based methods, smFISH provides information about the cell-to-cell variation in transcript abundance and the subcellular localization of a given RNA. Recently, we have used smFISH to study the expression of the gene&#160;NDC80&#160;during meiosis in budding yeast, in which two transcript isoforms exist and the short transcript isoform has its entire sequence shared with the long isoform. To confidently identify each transcript isoform, we optimized known smFISH protocols and obtained high consistency and quality of smFISH data for the samples acquired during budding yeast meiosis. Here, we describe this optimized protocol, the criteria that we use to determine whether high quality of smFISH data is obtained, and some tips for implementing this protocol in&#160;other yeast strains and growth conditions.

Single Molecule Fluorescence In Situ Hybridization smFISH Analysis in Budding Yeast Vegetative Growth and Meiosis

This single molecule fluorescence in situ hybridization protocol is optimized to quantify the number of RNA molecules in budding yeast during vegetative growth and meiosis.

단일 분자 형광에서 제자리 교 잡 (smFISH) 신진 효 모 무성 한 성장 및 감수 분열 분석

Single molecule fluorescence in situ hybridization (smFISH) is a powerful technique to study gene expression in single cells due to its ability to detect ...

연구

유전학

Fluorescent in situ Hybridization on Mitotic Chromosomes of Mosquitoes

Fluorescent in situ hybridization (FISH) is a technique routinely used by many laboratories to determine the chromosomal position of DNA and RNA probes. One important application of this method is the development of high-quality physical maps useful for improving the genome assemblies for various organisms. The natural banding pattern of polytene and mitotic chromosomes provides guidance for the precise ordering and orientation of the genomic supercontigs. Among the three mosquito genera, namely Anopheles, Aedes, and Culex, a well-established chromosome-based mapping technique has been developed only for Anopheles, whose members possess readable polytene chromosomes 1. As a result of genome mapping efforts, 88% of the An. gambiae genome has been placed to precise chromosome positions 2,3 . Two other mosquito genera, Aedes and Culex, have poorly polytenized chromosomes because of significant overrepresentation of transposable elements in their genomes 4, 5, 6. Only 31 and 9% of the genomic supercontings have been assigned without order or orientation to chromosomes of Ae. aegypti 7 and Cx. quinquefasciatus 8, respectively. Mitotic chromosome preparation for these two species had previously been limited to brain ganglia and cell lines. However, chromosome slides prepared from the brain ganglia of mosquitoes usually contain low numbers of metaphase plates 9. Also, although a FISH technique has been developed for mitotic chromosomes from a cell line of Ae. aegypti 10, the accumulation of multiple chromosomal rearrangements in cell line chromosomes 11 makes them useless for genome mapping. Here we describe a simple, robust technique for obtaining high-quality mitotic chromosome preparations from imaginal discs (IDs) of 4th instar larvae which can be used for all three genera of mosquitoes. A standard FISH protocol 12 is optimized for using BAC clones of genomic DNA as a probe on mitotic chromosomes of Ae. aegypti and Cx. quinquefasciatus, and for utilizing an intergenic spacer (IGS) region of ribosomal DNA (rDNA) as a probe on An. gambiae chromosomes. In addition to physical mapping, the developed technique can be applied to population cytogenetics and chromosome taxonomy/systematics of mosquitoes and other insect groups.

Fluorescent in situ Hybridization on Mitotic Chromosomes of Mosquitoes

Among the three mosquito genera, namely Anopheles, Aedes, and Culex, physical genome mapping techniques were established only for Anopheles, whose members possess readable polytene chromosomes. For the genera of Aedes and Culex, however, cytogenetic mapping remains challenging because of the poor quality of polytene chromosomes. Here we present a universal protocol for obtaining high-quality preparations of mitotic chromosomes and an optimized FISH protocol for all three genera of mosquitoes.

형광성의<em&gt; 현장에서</em모기의 Mitotic의 염색체에&gt; 하이브리드

Fluorescent in situ hybridization (FISH) is a technique routinely used by many laboratories to determine the chromosomal position of DNA and RNA probes. ...

면역학 및 감염병학

Fluorescence in situ hybridization (FISH) Protocol in Human Sperm

Aneuploidies are the most frequent chromosomal abnormalities in humans. Most of these abnormalities result from meiotic errors during the gametogenic process in the parents. In human males, these errors can lead to the production of spermatozoa with numerical chromosome abnormalities which represent an increased risk of transmitting these anomalies to the offspring.
For this reason, the technique of fluorescence in situ hybridization (FISH) on sperm nuclei has become a protocol widely incorporated in the context of clinical diagnosis. This practice provides an estimate of the frequencies of numerical chromosome abnormalities in the gametes of the patients that seek for genetic reproductive advice.
To date, the chromosomes most frequently included in sperm FISH analysis are chromosomes X, Y, 13, 18 and 21.
This video-article describes, step by step, how to process and fix a human semen sample, how to decondense and denature the sperm chromatin, how to proceed to obtain sperm FISH preparations, and how to visualize the results at the microscope. Special remarks of the most relevant steps are given to achieve the best results.

Fluorescence in situ hybridization FISH Protocol in Human Sperm

This video-article describes, step by step, how to process a semen sample to achieve good-quality fluorescence in situ hybridization on human spermatozoa. Preparations obtained can be used for aneuploidy screening in the context of clinical diagnosis.

형광 현장에서</em인간의 정자에서> 하이브리드화 (물고기) 프로토콜

Aneuploidies are the most frequent chromosomal abnormalities in humans. Most of these abnormalities result from meiotic errors during the gametogenic ...

생물학

Preparation of Drosophila Polytene Chromosome Squashes for Antibody Labeling

Drosophila has long been a favorite model system for studying the relationship between chromatin structure and gene regulation due to the cytological advantages provided by the giant salivary gland polytene chromosomes of third instar larvae.  In this tissue the chromosomes undergo many rounds of replication in the absence of cell division giving rise to approximately 1000 copies.  The DNA remains aligned after each replicative cycle resulting in greatly enlarged chromosomes that provide a unique opportunity to correlate chromatin morphology with the localization of specific proteins.  Consequently, there has been a high level of interest in defining the epigenetic modifications present at different genes and at different stages of the transcription process. An important tool for such studies is the labeling of polytene chromosomes with antibodies to the enzyme, transcription factor, or histone modification of interest. This video protocol illustrates the squash technique used in the Johansen laboratory to prepare Drosophila polytene chromosomes for antibody labeling.

This video protocol illustrates the squash technique used in the Johansen laboratory to prepare Drosophila polytene chromosomes for antibody labeling.

항체 라벨링에 대한 Drosophila Polytene의 염색체 Squashes의 준비

Drosophila has long been a favorite model system for studying the relationship between chromatin structure and gene regulation due to the cytological ...

Fluorescent Calcium Imaging and Subsequent In Situ Hybridization for Neuronal Precursor Characterization in Xenopus laevis

Spontaneous intracellular calcium activity can be observed in a variety of cell types and is proposed to play critical roles in a variety of physiological processes. In particular, appropriate regulation of calcium activity patterns during embryogenesis is necessary for many aspects of vertebrate neural development, including proper neural tube closure, synaptogenesis, and neurotransmitter phenotype specification. While the observation that calcium activity patterns can differ in both frequency and amplitude suggests a compelling mechanism by which these fluxes might transmit encoded signals to downstream effectors and regulate gene expression, existing population-level approaches have lacked the precision necessary to further explore this possibility. Furthermore, these approaches limit studies of the role of cell-cell interactions by precluding the ability to assay the state of neuronal determination in the absence of cell-cell contact. Therefore, we have established an experimental workflow that pairs time-lapse calcium imaging of dissociated neuronal explants with a fluorescence in situ hybridization assay, allowing the unambiguous correlation of calcium activity pattern with molecular phenotype on a single-cell level. We were successfully able to use this approach to distinguish and characterize specific calcium activity patterns associated with differentiating neural cells and neural progenitor cells, respectively; beyond this, however, the experimental framework described in this article could be readily adapted to investigate correlations between any time-series activity profile and expression of a gene or genes of interest.

Fluorescent Calcium Imaging and Subsequent In Situ Hybridization for Neuronal Precursor Characterization in Xenopus laevis

We present a two-part protocol that combines fluorescent calcium imaging with in situ hybridization, allowing the experimenter to correlate patterns of calcium activity with gene expression profiles on a single-cell level.

제노푸스 라에비스의 신경 전구체 특성화를 위한 형광 칼슘 이미징 및 후속 시토 혼성화

Spontaneous intracellular calcium activity can be observed in a variety of cell types and is proposed to play critical roles in a variety of physiological ...

발생학

High-throughput Physical Mapping of Chromosomes using Automated in situ Hybridization

Projects to obtain whole-genome sequences for 10,000 vertebrate species1 and for 5,000 insect and related arthropod species2 are expected to take place over the next 5 years. For example, the sequencing of the genomes for 15 malaria mosquitospecies is currently being done using an Illumina platform3,4. This Anopheles species cluster includes both vectors and non-vectors of malaria. When the genome assemblies become available, researchers will have the unique opportunity to perform comparative analysis for inferring evolutionary changes relevant to vector ability. However, it has proven difficult to use next-generation sequencing reads to generate high-quality de novo genome assemblies5. Moreover, the existing genome assemblies for Anopheles gambiae, although obtained using the Sanger method, are gapped or fragmented4,6.
Success of comparative genomic analyses will be limited if researchers deal with numerous sequencing contigs, rather than with chromosome-based genome assemblies. Fragmented, unmapped sequences create problems for genomic analyses because: (i) unidentified gaps cause incorrect or incomplete annotation of genomic sequences; (ii) unmapped sequences lead to confusion between paralogous genes and genes from different haplotypes; and (iii) the lack of chromosome assignment and orientation of the sequencing contigs does not allow for reconstructing rearrangement phylogeny and studying chromosome evolution. Developing high-resolution physical maps for species with newly sequenced genomes is a timely and cost-effective investment that will facilitate genome annotation, evolutionary analysis, and re-sequencing of individual genomes from natural populations7,8.
Here, we present innovative approaches to chromosome preparation, fluorescent in situ hybridization (FISH), and imaging that facilitate rapid development of physical maps. Using An. gambiae as an example, we demonstrate that the development of physical chromosome maps can potentially improve genome assemblies and, thus, the quality of genomic analyses. First, we use a high-pressure method to prepare polytene chromosome spreads. This method, originally developed for Drosophila9, allows the user to visualize more details on chromosomes than the regular squashing technique10. Second, a fully automated, front-end system for FISH is used for high-throughput physical genome mapping. The automated slide staining system runs multiple assays simultaneously and dramatically reduces hands-on time11. Third, an automatic fluorescent imaging system, which includes a motorized slide stage, automatically scans and photographs labeled chromosomes after FISH12. This system is especially useful for identifying and visualizing multiple chromosomal plates on the same slide. In addition, the scanning process captures a more uniform FISH result. Overall, the automated high-throughput physical mapping protocol is more efficient than a standard manual protocol.

High-throughput Physical Mapping of Chromosomes using Automated in situ Hybridization

Genome assemblies based on massively parallel DNA sequencing technologies are usually highly fragmented. The development of physical chromosome maps can potentially improve genome assemblies. Here, we demonstrate innovative approaches to chromosome preparation, fluorescent in situ hybridization, and imaging that significantly increase throughput of the physical map development.

자동을 사용하여 염색체의 높은 처리량 물리적 매핑<em&gt; 현장에서</em&gt; 하이브리드화

Projects to obtain whole-genome sequences for 10,000 vertebrate species1 and for 5,000 insect and related arthropod species2 are expected to take place ...

Chromosome Replicating Timing Combined with Fluorescent In situ Hybridization

Mammalian DNA replication initiates at multiple sites along chromosomes at different times during S phase, following a temporal replication program. The specification of replication timing is thought to be a dynamic process regulated by tissue-specific and developmental cues that are responsive to epigenetic modifications. However, the mechanisms regulating where and when DNA replication initiates along chromosomes remains poorly understood. Homologous chromosomes usually replicate synchronously, however there are notable exceptions to this rule. For example, in female mammalian cells one of the two X chromosomes becomes late replicating through a process known as X inactivation1. Along with this delay in replication timing, estimated to be 2-3 hr, the majority of genes become transcriptionally silenced on one X chromosome. In addition, a discrete cis-acting locus, known as the X inactivation center, regulates this X inactivation process, including the induction of delayed replication timing on the entire inactive X chromosome. In addition, certain chromosome rearrangements found in cancer cells and in cells exposed to ionizing radiation display a significant delay in replication timing of &gt;3 hours that affects the entire chromosome2,3. Recent work from our lab indicates that disruption of discrete cis-acting autosomal loci result in an extremely late replicating phenotype that affects the entire chromosome4. Additional 'chromosome engineering' studies indicate that certain chromosome rearrangements affecting many different chromosomes result in this abnormal replication-timing phenotype, suggesting that all mammalian chromosomes contain discrete cis-acting loci that control proper replication timing of individual chromosomes5.
Here, we present a method for the quantitative analysis of chromosome replication timing combined with fluorescent in situ hybridization. This method allows for a direct comparison of replication timing between homologous chromosomes within the same cell, and was adapted from6. In addition, this method allows for the unambiguous identification of chromosomal rearrangements that correlate with changes in replication timing that affect the entire chromosome. This method has advantages over recently developed high throughput micro-array or sequencing protocols that cannot distinguish between homologous alleles present on rearranged and un-rearranged chromosomes. In addition, because the method described here evaluates single cells, it can detect changes in chromosome replication timing on chromosomal rearrangements that are present in only a fraction of the cells in a population.

Chromosome Replicating Timing Combined with Fluorescent In situ Hybridization

A quantitative method for the analysis of chromosome replication timing is described. The method utilizes BrdU incorporation in combination with fluorescent in situ hybridization (FISH) to assess replication timing of mammalian chromosomes. This technique allows for the direct comparison of rearranged and un-rearranged chromosomes within the same cell.

형광등과 결합 염색체 복제 타이밍<em&gt; 현장에서</em&gt; 하이브리드

Mammalian DNA replication initiates at multiple sites along chromosomes at different times during S phase, following a temporal replication program. The ...

Combined Immunofluorescence and DNA FISH on 3D-preserved Interphase Nuclei to Study Changes in 3D Nuclear Organization

Fluorescent in situ hybridization using DNA probes on 3-dimensionally preserved nuclei followed by 3D confocal microscopy (3D DNA FISH) represents the most direct way to visualize the location of gene loci, chromosomal sub-regions or entire territories in individual cells. This type of analysis provides insight into the global architecture of the nucleus as well as the behavior of specific genomic loci and regions within the nuclear space. Immunofluorescence, on the other hand, permits the detection of nuclear proteins (modified histones, histone variants and modifiers, transcription machinery and factors, nuclear sub-compartments, etc). The major challenge in combining immunofluorescence and 3D DNA FISH is, on the one hand to preserve the epitope detected by the antibody as well as the 3D architecture of the nucleus, and on the other hand, to allow the penetration of the DNA probe to detect gene loci or chromosome territories 1-5. Here we provide a protocol that combines visualization of chromatin modifications with genomic loci in 3D preserved nuclei.

Here we describe a protocol for simultaneous detection of histone modifications by immunofluorescence and DNA sequences by DNA FISH followed by 3D microscopy and analyses (3D immuno-DNA FISH).

3D 원자력기구의 변화를 공부하기 위해 3D 보존 된 계면 핵에 결합 Immunofluorescence와 DNA의 물고기

Fluorescent in situ hybridization using DNA probes  on 3-dimensionally preserved nuclei followed by 3D confocal microscopy (3D DNA  FISH) represents the ...

Robust 3D DNA FISH Using Directly Labeled Probes

3D DNA FISH has become a major tool for analyzing three-dimensional organization of the nucleus, and several variations of the technique have been published. In this article we describe a protocol which has been optimized for robustness, reproducibility, and ease of use. Brightly fluorescent directly labeled probes are generated by nick-translation with amino-allyldUTP followed by chemical coupling of the dye. 3D DNA FISH is performed using a freeze-thaw step for cell permeabilization and a heating step for simultaneous denaturation of probe and nuclear DNA. The protocol is applicable to a range of cell types and a variety of probes (BACs, plasmids, fosmids, or Whole Chromosome Paints) and allows for high-throughput automated imaging. With this method we routinely investigate nuclear localization of up to three chromosomal regions.

We describe a robust and versatile protocol for analyzing nuclear architecture by 3D DNA FISH using directly labeled fluorescent probes.

직접 레이블이 프로브를 사용하여 강력한 3D DNA 물고기

3D DNA FISH has become a major tool for  analyzing three-dimensional organization of the nucleus, and several variations  of the technique have been ...

Fluorescence In Situ Hybridization on DNA Halo Preparations to Reveal Whole Chromosomes, Telomeres and Gene Loci

The genome is associated with several structures inside cell nuclei, in order to regulate its activity and anchor it in specific locations. These structures are collectively known as the nucleoskeleton and include the nuclear lamina, the nucleoli, and nuclear bodies. Although many variants of fluorescence in situ hybridization (FISH) exist to study the genome and its organization, these are often limited by resolution and provide insufficient information on the genome&#39;s association with nuclear structures. The DNA halo method uses high salt concentrations and nonionic detergents to generate DNA loops that remain anchored to structures within nuclei through attachment regions within the genome. Here, soluble nuclear proteins, such as histones, lipids, and DNA not tightly bound to the nuclear matrix, are extracted. This leads to the formation of a halo of unattached DNA surrounding a residual nucleus which itself contains DNA closely associated with internal nuclear structures and extraction-resistant proteins. These extended DNA strands enable increased resolution and can facilitate physical mapping. In combination with FISH, this method has the added advantage of studying genomic interactions with all the structures that the genome is anchored by. This technique, termed HALO-FISH, is highly versatile whereby DNA halos can be coupled with nucleic acid probes to reveal gene loci, whole chromosomes, alpha satellite, telomeres and even RNA. This technique provides an insight into nuclear organization and function in normal&#160;cells and in disease progression such as with cancer.

Combining DNA halo preparations with fluorescence in situ hybridization enables high-resolution analysis of genomic interactions with the nucleoskeleton. Attached genome leads to hybridized fluorescent signals located within the residual extracted nuclei, whereas non-attached genome is in the halo of DNA surrounding the residual nuclei.

형광 DNA를위한 간단한 방법

요약

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형광성의

형광 현장에서 하이브리드화 (물고기) 프로토콜

항체 라벨링에 대한 Drosophila Polytene의 염색체 Squashes의 준비

제노푸스 라에비스의 신경 전구체 특성화를 위한 형광 칼슘 이미징 및 후속 시토 혼성화

자동을 사용하여 염색체의 높은 처리량 물리적 매핑

형광등과 결합 염색체 복제 타이밍

3D 원자력기구의 변화를 공부하기 위해 3D 보존 된 계면 핵에 결합 Immunofluorescence와 DNA의 물고기

직접 레이블이 프로브를 사용하여 강력한 3D DNA 물고기

전체 염색체, 텔로미어 및 유전자좌를 밝히기 위한 DNA Halo Preparations의 형광 In Situ 혼성화