이 연구는 국립 보건 연구소 1K22AI097291-01을 부여하여 지원 대상 수 UL1TR000433에서 국립 보건원 (National Institutes of Health)의 번역 상 과학을 전진을위한 국가 센터로했다. 우리는 또한 백신 나노 입자 및 OT-I / 뤽 형질 전환 마우스의 초기 작업에 기여하기위한 프레드 허친슨 암 센터에서 MIT 교수 마티아스 스테판에서 교수 대럴 어바인을 인정합니다.

이 프로토콜에 설명 된 모든 실험은 기존의 정책과 지침에 따라 사용 및 미시간 대학에서 동물 케어 (UCUCA)에 대학위원회의 승인을 수행 하였다. 1. 합성 및 ICMVs의 특성 단백질 항원과 보조제 분자와 공동로드 <ol><li> 믹스 1 : 1,2- dioleoyl- SN -glycero -3- 포스 포 콜린 (DOPC) 및 1,2- dioleoyl- SN -glycero -3- phosphoethanolamine- N의 1 몰비 - [4- (p의 -maleimidophenyl) 부 티르 아미드] 클로로포름 (MPB), 배치 당 1.26 μmol으로 총 지질 양을 유지하는 (즉, DOPC 500 μg의과 MPB 630 μg의) 20 ㎖의 유리 바이알 (직경 = 28mm, 높이 = 61mm)이다. </li><li> 원하는 농도에서 지질 용액에 같은 모노 포스 포릴 지질 A (MPLA) 또는 친 유성 염료 (예를 들어, DID)와 같은 지용성 약물을 추가합니다. 철저하게 추가 건조 nitroge으로 정화하여 유기 용매를 제거N 가스 및 진공 O / N에 따라 샘플을 배치. </li><li> 수용성 약물 (예, 단백질 항원)을 함유 된 10 mM 비스 - 트리스 프로판 (BTP, pH를 7.0) 200 μL를 첨가하여 지질 막을 수화. 10 초 RT에서 1 시간 동안 매 10 분 소용돌이. </li><li> 유리에서 내용, 1.5 ml의 마이크로 원심 튜브에 바이알 도시 샘플 빙수 욕에서 및 125 W / 20kHz의 프로브 팁 초음파기에 설정 40 %의 강도를 사용하여 5 분 동안 연속적으로 초음파 처리 옮긴다. </li><li> 각 배치 (작업 농도 2.4 mM)을, 소용돌이, 그리고 탁상 마이크로 원심을 사용하여 간단히 원심 분리기에 150 mM 디티 오 트레이 톨 (DTT)의 4 μl를 추가합니다. </li><li> 200 mM의 염화칼슘 (2) 40 μl를 추가하고 피펫 (작업 농도 33 mM)을 혼합. DTT와 지질 층 MPB가 함유 가교 할 수 있도록, 1 시간 동안 37 ° C에서 샘플을 인큐베이션. </li><li> 원심 분리 샘플을 15 분 동안 20,000 XG에서 ddiH 2 O. 200 μL의 상등액을 제거하고 재현 탁 </li><li> 단계를 반복 1.7 원심 분리기 다시 두 번째 ddiH 2 O를 세척 한 후 상층 액에서 염화칼슘 2, 미 반응 DTT 및 캡슐화화물 물질을 제거합니다. </li><li> ddiH 2 O 2 kDa의 폴리에틸렌 글리콜 - 티올 (PEG-SH)의 10 ㎎ / ㎖를 준비 PEG-SH 용액 100 ㎕의 각 샘플을 ICMV 재현 탁하고, 30 분 동안 37 ° C에서 배양한다. </li><li> 두 ddiH 2 O 세척 (1.7 단계)을 수행하고, 4 ° C에서 최종 ICMV의 PBS의 펠렛 및 저장을 재현 탁. 입자가 장기간 보관 후 바닥에 침전 수 있으므로 앞서, ICMV 현탁액을 혼합, 사용할 수 있습니다. </li><li> 입자의 특성 분석을 위해, 각 배치에서 ICMVs의 작은 분취 량 (~ 10 %)를 제거하고 2 ddiH O. 1 ml의 총 부피로 희석 개별적 제타 세포 측정 및 입경 분산도 지수, 및 DLS 및 (제조사의 프로토콜에 따라) 제타 전위 측정 장치를 이용하여 시료의 제타 전위의 단일 샘플을 놓는다. </li></ol> 의 림프절 배수 2. 시험 공 초점 현미경으로 ICMVs을 형광 - 태그 <ol><li> ICMVs의 준비 형광 표지 된 항원과 친 유성 형광 염료와 함께로드 <ol><li> 제조자의 지시에 따라, 난 알부민 알렉사 형석 555 숙신 에스테르와 반응과 같은 형광 표지 된 단백질을 준비한다. </li><li> 지질 껍질에 형광 태그 ICMVs를 준비하려면, 친 유성 형광 염료 (예를 들면, 1,1&#39;- 디 옥타 데실 3,3,3- &#39;, 3&#39;-Tetramethylindodicarbocyanine, () DID) (지질 필름의 제조시 단계를 추가 1.2) 0.05 % 몰 지질의 양에. 지질 필름 수화 (단계 1.3), 형광 표지 된 항원을 포함하는 사용 버퍼, 완벽한 ICMV 합성 단계 1.4-1.11에 설명 된대로. </li></ol></li><li> 꼬리 기지에서 나노 입자의 피하 투여 <ol><li> 유도 챔버 U 구비 제어 흐름 증발기를 사용하여 마우스를 마취IACUC에 따라 3 % 이소 플루 란과 산소 유량 1.5 L / 분 tilizing 동물 프로토콜을 승인 하였다. 마우스가 무의식되면, 주사 부위에 최적의 액세스를 허용하고 동물에게 불편 함을 최소화하기 위해 오프 입고 마취 신속 전에 다음 단계를 수행한다. 대안 적 마취를 유지하도록 적절한 피팅 노즈콘을 사용한다. 생쥐 이상 5 분 동안 마취 경우, 시술 후 자극을 최소화해야 눈 윤활유를 적용. </li><li> 살균 및 피하 바늘을 가시화하는 데 사용될 수 보이는 피부의 작은 패치를 노출 모피 부품을 젖은 머리카락을 습윤 70 % 에탄올로 꼬리의 기부를 스프레이. </li><li> 목적하는 항원의 양과 PBS에 접종 용량 100 ㎕ 당 보조제를 함유하는 입자 분사 현탁액을 제조 (예를 들어, 10 μg의 OVA 및 사출 량 100 ㎕ 당 0.3 μg의 MPLA는 과거 6,9 사용되고있다). </li><li> 입자 서스펜션 INT 그리기OA의 27 ~ 29 G 바늘과 주사기와 꼬리의 기지에서 바늘을 삽입 (~ 헤어 라인에서 5mm) 경사와 함께 위로 향하게 입자 서스펜션 (22)의 50 μl를 주입. </li><li> 과도한 역류를 방지하고 바늘을 뽑아 동점 압력 몇 초 동안 기다립니다. 모두 배수 서혜부 림프절을 대상으로 꼬리베이스의 반대편에 주사를 반복합니다. </li></ol></li><li> 공 초점 현미경으로 림프절 저온부의 준비 및 시험. <ol><li> IACUC 동물 프로토콜을 승인에 따라 유도 기흉 다음 이산화탄소 질식으로 마우스를 안락사. Bedoya 23에서 입증 된 프로토콜에 따라 서혜부 림프절을 추출하고 4 ℃의 PBS 1 ml의 조직을 배치하여 피를 씻어. </li><li> 조직과 조직에서 PBS를 흡수하여 조직 cryomolds에 조직을 배치 (10 × 10 × 5mm 3) OCT를 매체 (24)를 동결 정상에 미리 채워진. 스냅 TIS 동결30 초 동안 액체 질소에 블록을 고소. 또한, 30 분 동안 드라이 아이스에 조직 블록을 배치합니다. ° C의 냉동고에서 -80 냉동 조직을 저장합니다. </li><li> -20 ° C (24)로 설정 저온 유지 장치에 5 ~ 10 μm의 두께 조직 절편을 잘라. </li><li> 필요한 경우, 면역 형광 라벨을 수행하고, 이전에 24 증명으로 공 초점 현미경으로 조직을 검사합니다. </li></ol></li></ol> 항원 특이 3. 모니터링 확장은, 동물 전체 이미징 나노 입자 백신 후 CD8 + T 세포는 루시퍼 라제 발현 <ol><li> OT-I / 인 Luc 형질 전환 마우스에서 OVA 특이 257-264, 루시퍼 라제를 발현하는 CD8 + T 세포의 분리 <ol><li> 이산화탄소 질식과 OT-I / 뤽 형질 전환 마우스를 안락사와 IACUC에 따라 기흉 동물 프로토콜을 승인 유도한다. 췌장 (23)에서 조직을 떼어 조심스럽게 복강에 접근에 의해 멸균 방식으로 비장을 수확하고,조직 문화 후드에 전송을위한 4 ℃의 PBS + 2 % FBS 5 ml의 장소. </li><li> (한 번에 3 비장까지) 50 ML 원뿔 원심 분리 관을 통해 70 μm의 나일론 스트레이너에 비장를 놓습니다. 3 ㎖ 주사기로부터 플런저를 사용하여 여과기를 통해 세포를 분쇄. </li><li> 플런저 및 PBS + 2 % FBS와 스트레이너를 씻어 버린다. 300 x g에서 10 분간, 10 ㎖ / 50 ㎖ 튜브에서 비장에 전량 가져와 혈구 계산 세포 현탁액의 작은 샘플을 채취하고, 원심 분리기. </li><li> 시판 자기 음성 선별 키트를 사용하여 제조사의 지침에 따라 CD8 + T 세포 집단을 분리. </li><li> PBS로 세포를 세척 한 후, 절연 CD8 + T 세포의 수를 계산. 단리 된 CD8 + T 세포의 순도를 평가하기 위해, 다음 αCD8-APC 항체 20 μL를 추가하고, 10 분 동안 마우스 CD16 / 32 항체 (0.025 ㎎ / ㎖) 20 μL에 ~ 20,000-30,000 세포를 배양 (0.005 ㎎ / ㎖) 30 분 동안 품어. PEBSA V / w PBS에서 4 ° C에서 + 1 % 모든 배양을 rform. 유세포 분석 (25)을 수행합니다. </li></ol></li><li> 자신의 확장 후 예방 접종의 입양 격리 CD8 + T 세포의 전송 및 시각화 <ol><li> 정맥 꼬리 정맥 주입 (22) (일 -1)를 통해 PBS의 200 μL 부피 1-10 × 105 세포를 투여함으로써 순진한 C57BL / 6 마우스에 절연 OT-I / 루크 CD8 + T 세포의 대체 전송을 수행. C57BL / 6 마​​우스에 그 모피와 검은 피부 패치를 감안하면 생물 발광 신호를 방해 할 수 있습니다, 면도 흰둥이 C57BL / 6 마​​우스는 이러한 연구에 이상적입니다. </li><li> 이전 (2.2 절)을​​ 설명 어느 날 (0 일) 후, 백신을 관리 할 수​​ 있습니다. </li><li> 복강 PBS의 300 μL 부피 kg 마우스의 체중 당 150 mg의 루시페린를 관리. 10 분 후 (단계 2.2.1 에서처럼) 이소 플루 란 마취 생쥐 5-10 분 w위한 생물 발광 신호를 취득하여 OT-I / 루크 CD8 + T 세포를 시각화전체 동물 이미징 시스템 i 번째 (IVIS는, 자세한 지침에 대한 윌슨 (26) 참조). 종 연구에 필요한만큼 반복합니다. </li></ol></li></ol> 분석 용 PBMCs를 항 MHC 펩타이드 테트라 머 염색 항원 특이 적 CD8 + T 세포 주 : 다음 프로토콜 절차 적응 적 대체하지 않고 전사 OT-I / 루크 CD8 + T 세포 또는 C57BL / 6 마​​우스로 전송 C57BL / 6 마​​우스를 이용하여 수행 될 수있다. <ol><li> 접종 후, 원하는 시점에서, K 2 EDTA로 피복 튜브 턱밑 출혈 기법 27 통해 마우스에서 혈액의 약 100 μL (4-6 방울)을 수집하고 응고를 방지하기 위해 여러 번 반전. </li><li> , 마이크로 원심 튜브에 혈액 100 ㎕를 이동시켜 용해 완충액 1 ㎖를 추가하고, 적혈구 (적혈구)를 제거하기 위하여 2 ~ 3 분 동안 배양. 원심 분리기 샘플 1,500 XG에 5 분 상층 액을 제거합니다. 여전히 펠렛 경우(적혈구의 불완전한 제거를 나타내는) 적색 ppears는, 용해 완충액의 짧은 인큐베이션 (&lt;1 분)으로 분해하는 단계를 반복한다. </li><li> 5 분 동안 1,500 XG에서 1 (/ BSA V W PBS + 1 %) 외과 버퍼 ㎖의 원심 분리기와 나머지 PBMC를 씻으십시오. </li><li> 기음 뜨는 및 바인딩 비특이적과 FcRγ 쇄 매개 항체를 차단하는 마우스 CD16 / 32 항체의 20 μL의 샘플 (0.025 ㎎ / ㎖)을 재현 탁. 실온에서 10 분 동안 품어. </li><li> 4 ml의 둥근 바닥 외과 튜브에의 microcentrifuge 튜브에서 세포를 전송합니다. 각 샘플에 대한 제조업체의 사양에 따라 OVA 테트라 머 - SIINFEKL-PE의 용액 B H-2K의 20 μl를 추가하고 얼음에 30 분 동안 품어. </li><li> 항체 칵테일을 준비합니다 (예를 들어, αCD8-APC, αCD44-FITC 및 αCD62L-PECy7 항체 (각각 0.005, 0.005, 0.002 ㎎ / ㎖ 농도)). 각 실험 시료 20 μl를 추가하고 얼음에 20 분 동안 품어. 라하여 하나의 형광 컨트롤을 준비위에 표시된 농도에서 각각의 형광 표지 된 사량 또는 항체와 세포를 beling. </li><li> FACS 완충액으로 2 회 세척하고 DAPI의 2 μg의 / ㎖를 포함하는 외과 버퍼의 마지막 펠렛을 재현 탁. 분석 (자세한 내용과 예제는 Scheffold (25)에서 찾을 수있다) 세포 계측법 셀은 흐름에 대한 준비가되어 있습니다. </li></ol>

퍼킨 엘머는이 문서의 발행시 발생하는 생산 비용을 제공했다.

본 문서에서 제공된 프로토콜 ICMVs 불리는 합성과 새로운 지질 계 나노 입자 시스템의 특성을 설명하고, 항원 특이 적 CD8 + T 세포 반응을 유도하는 나노 입자 기반 백신 제형의 유효성을 검증하는 방법을 제공한다. ICMV 합성은 종종 손실의 결과로 일반적으로 제조하기위한 유기 용매를 필요로하는 다른 일반적으로 사용되는 고분자 나노 입자 시스템 (예를 들면, 폴리 (락 티드 - 코 - 글리콜 ?...

전통적인 백신 개발은 주로 시행 착오의 실험 방법을 이용 하였다. 그러나, 생체 재료 및 면역 활성화의 분자 결정의 발견의 다양한 배열의 최근 발전과 함께, 그것은 합리적으로 병원균 1, 2에서 파생 된 생물 물리학 및 생화학 적 단서와 백신 제제를 설계 할 수있게되었습니다. 특히, 다양한 입자 약물 전달 플랫폼은 림프절에 상주 열화 백신 성분을 보호하고, 제시 세포를 항원 (장갑차)에 그들의 공동 전달을 향상 그들이 소단위 항원과 면역 자극 에이전트와 공동으로로드 될 수있는 백신 캐리어로서 검토되어왔다 노드 (림프절)은, 따라서 면역 자극 및 활성화 3-5을 극대화. 이전에 강력한 백신 플랫폼,로 입증 된이 보고서에서 우리는, &quot;병원균 모방&quot;나노 입자 시스템의 합성을 설명이라고 interbilayer 가교 다중 층 소포 (ICMVs)강력한 세포 독성 T 림프구 (CTL) 및 전신과 점막 조직 구획 6-9 모두에서 체액 성 면역 반응의 도출을위한 M. 특히, ICMVs 접종 실질적으로 종래의 보조제 (예를 들면, 명반과 몬타나 이드) (7)와 함께 백신에 비해, 말라리아 항원에 대해 혈청 IgG의 수준이 향상되고 또한 종양 세포 및 쥐 9 바이러스 챌린지 모델에 대해 강력한 CTL 반응을 유도 달성했다. 여기에, 모델 백신 나노 입자 시스템으로 ICMVs를 사용하여, 우리는 입자 크기와 제타 전위 측정 및 배수 림프절에 입자 인신 매매의 추적 저온 절단 된 조직 (7)의 공 초점 영상을 활용 (dLNs)를 포함한 백신 나노 제형의 특성에 대한 방법을 설명합니다. 또, 루시퍼 라제 발현 항원 특이 적 CD8 + T 세포의 대체 9,10- 전송 후에 마우스에서 CTL 반응의 팽창을 분석 전체 동물 이미징 기반 방법을 제시한다. 마지막으로, 우리 드나노 입자 6,9 접종 마우스에서 내인성 T 세포 반응의 길이 정량 말초 혈액 단핵 세포 (PBMC)의 스크라이브 테트라 머 염색. ICMVs는 화학적 가교제 디티 6 지질 층 내에 가교 말레이 미드 기능화 인지질 헤드 그룹에 의해 안정화되는 다중 층 구조로 간단한 제어 리포좀 융합에 의해 합성 지질 나노 입자 기반 제형이다. ICMVs 합성되면, 나노 입자의 작은 분율은 입자의 크기 및 제타 전위 동적 광산란 (DLS) 시스템 및 제타 전위 분석기 (즉, 입자의 표면 전하)를 결정하는데 사용될 수있다. 확산 계수의 결정 입자 (11)의 유체 역학적 크기를 허용 입자 현탁액에 빛의 산란에 DLS는 변화를 측정. 일괄 합성 배치에서 일관된 입자 크기를 달성하는 것은 중요입자 크기 때문에 장갑차 (12, 13)에 의해 dLNs 이후의 세포 흡수에 백신 입자의 림프 배출에 영향을 미치는 주요 요소 중 하나입니다. 또한, 제타 전위는 입자와 입자 표면 전하 (11)의 전기 영동 이동도의 측정을 허용 전류가인가되는 입자 속도를 측정함으로써 얻어 질 수있다. 입자의 표면 전하가 저장 중 및 생체 내 투여 후 14, 15 입자 분산에 직접적인 영향을 콜로이드 안정성을 결정하기 때문에 입자의 일관된 제타 전위 값을 보장하는 것은 중요하다. dLNs에 입자 현지화를 추적하기 위해, ICMVs은 친 유성 염료 및 공유 태그가 항원을 포함하여 원하는 형광으로 표시 할 수 있습니다. 접종 후, 마우스를, 절제 dLNs는, 다양한 시점에서 안락사 저온 절단하고, 공 초점 현미경으로 분석 될 수있다. 이 기술은 림프 드레 이즈의 시각화 할 수 있습니다나노 입자 백신 사업자와 dLNs에 항원 모두 닝. 우리는 이전에 7 도시 한 바와 같이 조직 섹션들은 부가 적 항원과 배 중심의 형성과 관련된 셀 유형과 같은 형광 표지 된 항체 및 더 많은 정보를 획득하기 위해 이용, 물들 일 수있다. 입자 합성이 최적화되고 dLNs에 매매가 확인되면, 생체의 CTL 확대 추출의 유효성을 확인하는 것이 중요하다. 나노 백신에 응답하여 항원 특이 적 CD8 + T 세포의 추출을 분석하기 위해, 우리는 상세한 면역 학적 분석을 허용 OVA 257-264 펩티드 (SIINFEKL) 면역 CD8 + T 세포 에피토프와, 모델 항원, 난백 알부민 (OVA)을 이용했다 초기 백신 개발 16,17 대한 항원 특이 적 T 세포 반응. 특히, 팽창 및 항원 특이 적 CD8 + T 세포의 이동의 역학을 심문, 우리가 생성 한T 세포 수용체 (H-2K의 B와 관련) SIINFEKL 특정 (TCR)와 CD8 + T 세포를 가지고 OT-I 유전자 변형 쥐와 유전자 변형 마우스 (배낭)을 루시 페라 제 - 표현 반딧불 건너 이중 형질 전환 마우스 모델. 이러한 OT-I / 루크 생쥐에서 루시퍼 라제 발현, OT-I CD8 + T 세포를 단리 할 수​​ 있고, 나이브 C57BL / 6 마​​우스에 대체 전송 제조. 씨를 뿌린 후에 OVA 함유 나노 입자가 성공적으로 면역화 동물 전체 촬상 시스템 9,10와 생물 발광 신호를 모니터링함으로써 추적 될 수 전사 T 세포의 확장을 초래할 것이다. 이러한 비 침습적 전신 영상 법은 길이 방식으로 말초 조직에 T 세포 림프 조직에서의 보급 확대와 관련된 프로세스를 드러내는 과거 18-20에 다른 바이러스 또는 종양 항원으로 사용되어왔다. 적응 적 전송 항원 특이 적 CD8 + T 세포의 분석에 상보, endogeno우리 T 세포 반응이 채용되어, 접종 네 형광 표지 된 MHC 클래스 I 분자로 이루어진 펩타이드 MHC 량체 착물, 펩티드 에피토프와 함께로드하는 펩티드 - 주요 조직 적합성 복합체 (MHC) 테트라 분석법 (21)으로 관찰 할 수 남기 항원 - 특이 적으로 TCR 및 레이블 CD8 + T 세포에 결합한다. 펩티드 - MHC 테트라 분석은 림프 및 말초 조직에서 항원 특이 적 CD8 + T 세포를 식별하기위한 단말기 부검 연구에서 또는 일련의 혈액 무로부터 얻은 말초 혈 단핵 세포 (PBMC)를 가진 길이 방향 연구 중 수행 될 수있다. 펩티드와 MHC 테트라 림프구 묻힌 후, 유동 세포 계측법 분석하는 CD8 + T 세포의 빈도 사이의 CTL의 표현형 또는 정량 분석​​에 대한 상세에 대해 수행된다.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>1. Synthesis and characterization of ICMVs co-loaded with protein antigen and adjuvant molecules</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1,2-dioleoyl-sn-glycero-3-phosphoethanolamine-N-[4-(p-maleimidophenyl)butyramide] (sodium salt) (MPB)</td>
			<td>Avanti Polar Lipids, INC.</td>
			<td>870012</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1,2-dioleoyl-sn-glycero-3-phosphocholine (DOPC)</td>
			<td>Avanti Polar Lipids, INC.</td>
			<td>850375</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Monophosphoryl Lipid A (Synthetic) (PHAD&#8482;) (MPLA)</td>
			<td>Avanti Polar Lipids, INC.</td>
			<td>699800</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>20 mL glass vials</td>
			<td>Wheaton</td>
			<td>0334125D</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Symphny Vacuum Oven</td>
			<td>VWR</td>
			<td>414004-580</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ovalbumin (OVA)</td>
			<td>Worthington</td>
			<td>3054</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bis-Tris Propane (BTP)</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>BP2943</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Q125 Sonicator (125W/20kHz)</td>
			<td>Qsonica</td>
			<td>Q125-110</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dithiothreitol (DTT)</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>BP172</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2 kDa Thiolated Polyethylene Glycol (PEG-SH)</td>
			<td>Laysan Bio</td>
			<td>MPEG-SH-2000-1g</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Malvern ZetaSizer Nano ZSP&#160;</td>
			<td>Malvern</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ZetaSizer Cuvettes</td>
			<td>Malvern</td>
			<td>DTS1070</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2. Examination of lymph node draining of fluorescence-tagged ICMVs with confocal microscopy</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1,1&#39;-Dioctadecyl-3,3,3&#39;,3&#39;-Tetramethylindodicarbocyanine, 4-Chlorobenzenesulfonate Salt (DID)</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>D-7757</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alexa Fluor 555-succinimidyl ester (AF555-NHS)</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>A37571</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tissue-Tek OCT freezing medium&#160;</td>
			<td>VWR</td>
			<td>25608-930</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tissue Cryomolds</td>
			<td>VWR</td>
			<td>25608-922</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3. Monitoring expansion of antigen-specific, luciferase-expressing CD8+ T cells after nanoparticle vaccination with whole animal imaging</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>C57BL/6 mice</td>
			<td>Jackson</td>
			<td>000664</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Albino C57BL/6 mice</td>
			<td>Jackson</td>
			<td>000058</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>OT-1 C57BL/6 mice</td>
			<td>Jackson</td>
			<td>003831</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>70 &#956;m nylon strainer</td>
			<td>BD</td>
			<td>352350</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EasySep&#8482; Mouse CD8+ T Cell Isolation Kit</td>
			<td>StemCell</td>
			<td>19853</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IVIS&#174; whole animal imaging system</td>
			<td>Perkin Elmer</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4. Peptide-MHC tetramer staining of peripheral blood mononuclear cells (PBMCs) for flow cytometric analysis of antigen-specific CD8+ T cells</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>K2EDTA tubes</td>
			<td>BD</td>
			<td>365974</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ACK lysis buffer</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>A10492-01&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-CD16/32 Fc Block</td>
			<td>Ebioscience</td>
			<td>14-0161-86</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>H-2Kb OVA Tetramer</td>
			<td>MBL</td>
			<td>TS-5001-1C</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-CD8-APC</td>
			<td>BD</td>
			<td>553031</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-CD44-FITC</td>
			<td>BD</td>
			<td>553133</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-CD62L-PECy7</td>
			<td>Ebioscience</td>
			<td>25-0621-82</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4&#8242;,6-Diamidino-2-phenylindole dihydrochloride (DAPI)</td>
			<td>SIGMA</td>
			<td>D8417-10MG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CyAn Flow Cytometer</td>
			<td>Beckman Coulter</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FlowJo Software</td>
			<td>FlowJo</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

whole-animal imaging and flow cytometric techniques for analysis of antigen-specific cd8+ t cell responses after nanoparticle vaccination

Traditional vaccine adjuvants, such as alum, elicit suboptimal CD8+ T cell responses. To address this major challenge in vaccine development, various nanoparticle systems have been engineered to mimic features of pathogens to improve antigen delivery to draining lymph nodes and increase antigen uptake by antigen-presenting cells, leading to new vaccine formulations optimized for induction of antigen-specific CD8+ T cell responses. In this article, we describe the synthesis of a &#8220;pathogen-mimicking&#8221; nanoparticle system, termed interbilayer-crosslinked multilamellar vesicles (ICMVs) that can serve as an effective vaccine carrier for co-delivery of subunit antigens and immunostimulatory agents and elicitation of potent cytotoxic CD8+ T lymphocyte (CTL) responses. We describe methods for characterizing hydrodynamic size and surface charge of vaccine nanoparticles with dynamic light scattering and zeta potential analyzer and present a confocal microscopy-based procedure to analyze nanoparticle-mediated antigen delivery to draining lymph nodes. Furthermore, we show a new bioluminescence whole-animal imaging technique utilizing adoptive transfer of luciferase-expressing, antigen-specific CD8+ T cells into recipient mice, followed by nanoparticle vaccination, which permits non-invasive interrogation of expansion and trafficking patterns of CTLs in real time. We also describe tetramer staining and flow cytometric analysis of peripheral blood mononuclear cells for longitudinal quantification of endogenous T cell responses in mice vaccinated with nanoparticles.

ICMVs의 합성에 관련된 단계는도 1 내지 6에 도시된다. 간략하게, 모든 친 유성 약물 또는 형광 염료를 함유하는 지질 막이 친수성 약물의 존재 하에서 수화된다. 이러한 칼슘과 같은 가의 양이온은, 다중 층 소포에 음이온 성 리포좀의 융합을 드라이브에 추가됩니다. DTT 등, 지질 층 apposing, 마지막 외부 말레이 미드 그룹을 나머지의 &quot;스테이플&quot;말레이 미드 기능?...

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Whole-animal Imaging and Flow Cytometric Techniques for Analysis of Antigen-specific CD8+ T Cell Responses after Nanoparticle Vaccination

We describe whole-animal imaging and flow cytometry-based techniques for monitoring expansion of antigen-specific CD8+ T cells in response to immunization with nanoparticles in a murine model of vaccination.

나노 입자 백신 접종 후 분석 항원 특이 CD8 + T 세포 반응에 대한 전체 동물 이미징 및 유세포 기술

Traditional vaccine adjuvants, such as alum, elicit suboptimal CD8+ T cell responses. To address this major challenge in vaccine development, various ...

whole-animal-imaging-flow-cytometric-techniques-for-analysis-antigen

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

13.1K 조회수.  University of Michigan. We describe whole-animal imaging and flow cytometry-based techniques for monitoring expansion of antigen-specific CD8+ T cells in response to immunization with nanoparticles in a murine model of vaccination.

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Isolation and Flow Cytometric Analysis of Immune Cells from the Ischemic Mouse Brain

Ischemic stroke initiates a robust inflammatory response that starts in the intravascular compartment and involves rapid activation of brain resident cells. A key mechanism of this inflammatory response is the migration of circulating immune cells to the ischemic brain facilitated by chemokine release and increased endothelial adhesion molecule expression. Brain-invading leukocytes are well-known contributing to early-stage secondary ischemic injury, but their significance for the termination of inflammation and later brain repair has only recently been noticed.
Here, a simple protocol for the efficient isolation of immune cells from the ischemic mouse brain is provided. After transcardial perfusion, brain hemispheres are dissected and mechanically dissociated. Enzymatic digestion with Liberase&#160;is followed by density gradient (such as Percoll) centrifugation to remove myelin and cell debris. One major advantage of this protocol is the single-layer density gradient procedure which does not require time-consuming preparation of gradients and can be reliably performed. The approach yields highly reproducible cell counts per brain hemisphere and allows for measuring several flow cytometry panels in one biological replicate. Phenotypic characterization and quantification of brain-invading leukocytes after experimental stroke may contribute to a better understanding of their multifaceted roles in ischemic injury and repair.

Inflammation plays a central role in the pathogenesis of ischemic stroke. Increasing evidence suggests that it acts as a double-edged sword which exacerbates early brain injury, but also contributes to later repair. This protocol describes the isolation of immune cells from the ischemic brain and their subsequent flow cytometric phenotyping.

허혈성 마우스 뇌에서 면역 세포의 분리 및 유세포 분석

Ischemic stroke initiates a robust inflammatory response that starts in the intravascular compartment and involves rapid activation of brain resident ...

연구

면역학 및 감염병학

Flow Cytometric Analysis of Natural Killer Cell Lytic Activity in Human Whole Blood

NK cell cytotoxicity is a widely used measure to determine the effect of outside intervention on NK cell function. However, the accuracy and reproducibility of this assay can be considered unstable, either because of user&#39;s errors or because of the sensitivity of NK cells to experimental manipulation. To eliminate these issues, a workflow that reduces them to a minimum was established and is presented here. To illustrate, we obtained blood samples, at various time points, from runners (n = 4) that were submitted to an intense bout of exercise. First, NK cells are simultaneously identified and isolated through CD56 tagging and magnetic-based sorting, directly from whole blood and from as little as one milliliter. The sorted NK cells are removed of any reagent or capping antibodies. They can be counted in order to establish an accurate NK cell count per milliliter of blood. Secondly, the sorted NK cells (effectors cells or E) can be mixed with 3,3&#39;-Diotadecyloxacarbocyanine Perchlorate (DiO) tagged K562 cells (target cells or T) at an assay-optimal 1:5 T:E ratio, and analyzed using an imaging flow-cytometer that allows for the visualization of each event and the elimination of any false positive or false negatives (such as doublets or effector cells). This workflow can be completed in about 4 h, and allows for very stable results even when working with human samples. When available, research teams can test several experimental interventions in human subjects, and compare measurements across several time points without compromising the data&#39;s integrity.

This work describes an advanced workflow for the accurate and fast determination of NK (Natural Killer) cell count and NK cell cytotoxicity in human blood samples.

인간의 전체 혈액 자연 살해 세포 용 균성 활동의 유세포 분석

NK cell cytotoxicity is a widely used measure to determine the effect of outside intervention on NK cell function. However, the accuracy and ...

Isolation and Flow Cytometric Analysis of Human Endocervical Gamma Delta T Cells

The female reproductive tract (FRT) mucosal immune system serves as the first line of defense. Better knowledge of the genital mucosa is therefore essential for understanding pathogenicity of different pathogens including HIV. Gamma delta (GD) T cells are the prototype of &#39;unconventional&#39; T cells and represent a relatively small subset of T cells defined by their expression of heterodimeric T-cell receptors (TCRs) composed of gamma and delta chains. This sets them apart from the classical and much better known CD4+ helper T cells and CD8+ cytotoxic T cells that are defined by alpha-beta TCRs. GD T cells often show tissue-specific localization and are enriched in epithelium. GD T cells orchestrate immune responses in inflammation, tumor surveillance, infectious disease, and autoimmunity.
Here, we present a method to reproducibly isolate and analyze human endocervical intraepithelial GD T lymphocytes. We have used endocervical cytobrush samples from women participating in the Women&#39;s Interagency HIV Infection Study (WIHS). Knowledge about GD T cells interactions during conditions in which there is an insult to the vaginal mucosal could be applied to any clinical study in which mucosal vulnerability is addressed, including the development of vaginal microbicides.In addition, knowledge about mucosal GD T cell responses has potential for application of GD T cell-based immune therapy in treating infectious diseases.

We describe here an isolation method to obtain human endocervical intraepithelial lymphocytes for the analysis of intraepithelial gamma delta T cells. This protocol can be extended for the purification of endocervical gamma delta T cells by magnetic beads or by cell sorting.

인간의 자궁 경부 감마 델타 T 세포의 분리 및 유세포 분석

The female reproductive tract (FRT) mucosal immune system serves as the first line of defense. Better knowledge of the genital mucosa is therefore ...

In Situ MHC-tetramer Staining and Quantitative Analysis to Determine the Location, Abundance, and Phenotype of Antigen-specific CD8 T Cells in Tissues

T cells are critical to many immunological processes, including detecting and eliminating virus-infected cells, preventing autoimmunity, assisting in B-cell and plasma-cell production of antibodies, and detecting and eliminating cancer cells. The development of MHC-tetramer staining of antigen-specific T cells analyzed by flow cytometry has revolutionized our ability to study and understand the immunobiology of T cells. While extremely useful for determining the quantity and phenotype of antigen-specific T cells, flow cytometry cannot determine the spatial localization of antigen-specific T cells to other cells and structures in tissues, and current disaggregation techniques to extract the T cells needed for flow cytometry have limited effectiveness in non-lymphoid tissues. In situ MHC-tetramer staining (IST) is a technique to visualize T cells that are specific for antigens of interest in tissues. In combination with immunohistochemistry (IHC), IST can determine the abundance, location, and phenotype of antigen-specific CD8 and CD4 T cells in tissues. Here, we describe a protocol to stain and enumerate antigen-specific CD8 T cells, with specific phenotypes located within specific tissue compartments. These procedures are the same that we used in our recent publication by Li et al., entitled &#34;Simian Immunodeficiency Virus-Producing Cells in Follicles Are Partially Suppressed by CD8+ Cells In Vivo.&#34; The methods described are broadly applicable because they can be used to localize, phenotype, and quantify essentially any antigen-specific CD8 T cell for which MHC tetramers are available, in any tissue.

In Situ MHC-tetramer Staining and Quantitative Analysis to Determine the Location, Abundance, and Phenotype of Antigen-specific CD8 T Cells in Tissues

Here, we describe a method that combines in situ MHC-tetramer staining with immunohistochemistry to determine localization, phenotype, and quantity of antigen-specific T cells in tissues. This protocol is used to determine the spatial and phenotypic characteristics of antigen-specific CD8 T cells relative to other cell type and structures in tissues.

제자리에서 MHC tetramer 얼룩 및 정량 분석 위치, 풍부, 및 조직에서 항 원 특정 CD8 T 세포의 표현 형을

T cells are critical to many immunological processes, including detecting and eliminating virus-infected cells, preventing autoimmunity, assisting in ...

In Vivo Assay for Detection of Antigen-specific T-cell Cytolytic Function Using a Vaccination Model

Current methodologies for antigen-specific killing are limited to in vitro use or utilized in infectious disease models. However, there is not a protocol specifically intended to measure antigen-specific killing without an infection. This protocol is designed and describes methods to overcome these limitations by allowing for the detection of antigen-specific killing of a target cell by CD8+ T cells in vivo. This is accomplished by merging a vaccination model with a traditional CFSE-labeled target killing assay. This combination allows the researcher to assess the antigen-specific CTL potential directly and quickly as the assay is not dependent upon tumor growth or infection. In addition, the readout is based on flow cytometry and so should be readily accessible to most researchers. The major limitation of the study is identifying the timeline in vivo that is appropriate to the hypothesis being tested. Variations in antigen strength and mutations in the T cells that may result in differential cytolytic function need to be carefully assessed to determine the optimal time for cell harvest and assessment. The appropriate concentration of peptide for vaccination has been optimized for hgp10025-33 and OVA257-264, but further validation would be needed for other peptides that may be more appropriate to a given study. Overall, this protocol allows a quick assessment of killing function in vivo and can be adapted to any given antigen.

In Vivo Assay for Detection of Antigen-specific T-cell Cytolytic Function Using a Vaccination Model

The goal of this protocol is to allow for detection of in vivo antigen-specific killing of a target cell in a murine model.

Vivo에서 예방 접종 모델을 사용 하는 항 원 특정 T-셀 Cytolytic 함수의 검색에 대 한 분석 결과

Current methodologies for antigen-specific killing are limited to in vitro use or utilized in infectious disease models. However, there is not a protocol ...

Optimized Interferon-gamma ELISpot Assay to Measure T Cell Responses in the Guinea Pig Model after Vaccination

The guinea pig has played a pivotal role as a relevant small animal model in the development of vaccines for infectious diseases such as tuberculosis, influenza, diphtheria, and viral hemorrhagic fevers. We have demonstrated that plasmid-DNA (pDNA) vaccine delivery into the skin elicits robust humoral responses in the guinea pig. However, the use of this animal to model immune responses was somewhat limited in the past due to the lack of available reagents and protocols to study T cell responses. T cells play a pivotal role in both immunoprophylactic and immunotherapeutic mechanisms. Understanding T cell responses is crucial for the development of infectious disease and oncology vaccines and accommodating delivery devices. Here we describe an interferon-gamma (IFN-&#947;) enzyme-linked immunospot (ELISpot) assay for guinea pig peripheral blood mononuclear cells (PBMCs). The assay enables researchers to characterize vaccine-specific T-cell responses in this important rodent model. The ability to assay cells isolated from the peripheral blood provides the opportunity to track immunogenicity in individual animals.

The development of the interferon-gamma ELISpot assay for guinea pig PBMCs allows the characterization of T-cell responses in this highly relevant model for studying infectious diseases. We have applied the assay to measure T cell responses associated with intradermal delivery of DNA vaccines.

예방 접종 후 기니 돼지 모델에서 측정 T 세포 응답에 최적화 된 인터페론-감마 ELISpot 분석 결과

The guinea pig has played a pivotal role as a relevant small animal model in the development of vaccines for infectious diseases such as tuberculosis, ...

Simultaneous Quantification of Anti-vector and Anti-transgene-Specific CD8+ T Cells Via MHC I Tetramer Staining After Vaccination with a Viral Vector

Upon viral infection, antigen-specific CD8+ cytotoxic T cells (CTLs) arise and contribute to the elimination of infected cells to prevent the spread of pathogens. Therefore, the frequency of antigen-specific CTLs is indicative of the strength of the T cell response against a specific antigen. Such analysis is important in basic immunology, vaccine development, cancer immunobiology and the adaptive immunology. In the vaccine field, the CTL response directed against components of a viral vector co-determines how effective the generation of antigen-specific cells against the antigen of interest (i.e., transgene) is. Antigen-specific CTLs can either be detected by stimulation with specific peptides followed by intracellular cytokine staining or by the direct staining of antigen-specific T cell receptors (TCRs) and analysis by flow cytometry. The first method is rather time-consuming since it requires sacrificing of animals to isolate cells from organs. Also, it requires isolation of blood from small animals which is difficult to perform. The latter method is rather fast, can be easily done with small amounts of blood and is not dependent on specific effector functions, such as cytolytic activity. MHC tetramers are an ideal tool to detect antigen-specific TCRs.
Here, we describe a protocol to simultaneously detect antigen-specific CTLs for the immunodominant peptides of the viral vector VSV-GP (LCMV-GP, VSV-NP) and transgenes (OVA, HPV 16 E7, eGFP) by MHC I tetramer staining and flow cytometry. Staining is possible either directly from blood or from single cell suspensions of organs, such as spleen. Blood or single cell suspensions of organs are incubated with tetramers. After staining with antibodies against CD3 and CD8, antigen-specific CTLs are quantified by flow cytometry. Optionally, antibodies against CD43, CD44, CD62L or others can be included to determine the activation status of antigen-specific CD8+T cells and to discriminate between na&#239;ve and effector cells.

Simultaneous Quantification of Anti-vector and Anti-transgene-Specific CD8+ T Cells Via MHC I Tetramer Staining After Vaccination with a Viral Vector

Here, we present a protocol for the ex vivo qualitative detection of antigen-specific CD8+ T cells. Analysis is possible with single cell suspensions from organs or from small amounts of blood. A broad range of studies require the analysis of cytotoxic T cell responses (vaccination and cancer immunotherapy studies).

반대로 벡터 및 안티 transgene 특정 CD8의 동시 정량화+ T 세포가 MHC를 통해 내가 Tetramer 바이러스 성 벡터와 예방 접종 후 얼룩

Upon viral infection, antigen-specific CD8+ cytotoxic T cells (CTLs) arise and contribute to the elimination of infected cells to prevent the spread of ...

Tailoring In Vivo Cytotoxicity Assays to Study Immunodominance in Tumor-specific CD8+ T Cell Responses

Carboxyfluorescein succinimidyl ester (CFSE)-based in vivo cytotoxicity assays enable sensitive and accurate quantitation of CD8+ cytolytic T lymphocyte (CTL) responses elicited against tumor- and pathogen-derived peptides. They offer several advantages over traditional killing assays. First, they permit the monitoring of CTL-mediated cytotoxicity within architecturally intact secondary lymphoid organs, typically in the spleen. Second, they allow for mechanistic studies during the priming, effector and recall phases of CTL responses. Third, they provide useful platforms for vaccine/drug efficacy testing in a truly in vivo setting. Here, we provide an optimized protocol for the examination of concomitant CTL responses against more than one peptide epitope of a model tumor antigen (Ag), namely, simian virus 40 (SV40)-encoded large T Ag (T Ag). Like most other clinically relevant tumor proteins, T Ag harbors many potentially immunogenic peptides. However, only four such peptides induce detectable CTL responses in C57BL/6 mice. These responses are consistently arranged in a hierarchical order based on their magnitude, which forms the basis for TCD8 &#8220;immunodominance&#8221; in this powerful system. Accordingly, the bulk of the T Ag-specific TCD8 response is focused against a single immunodominant epitope while the other three epitopes are recognized and responded to only weakly. Immunodominance compromises the breadth of antitumor TCD8 responses and is, as such, considered by many as an impediment to successful vaccination against cancer. Therefore, it is important to understand the cellular and molecular factors and mechanisms that dictate or shape TCD8 immunodominance. The protocol we describe here is tailored to the investigation of this phenomenon in the T Ag immunization model, but can be readily modified and extended to similar studies in other tumor models. We provide examples of how the impact of experimental immunotherapeutic interventions can be measured using in vivo cytotoxicity assays.

Tailoring In Vivo Cytotoxicity Assays to Study Immunodominance in Tumor-specific CD8+ T Cell Responses

We describe here a flow cytometry-based in vivo killing assay that enables examination of immunodominance in cytotoxic T lymphocyte (CTL) responses to a model tumor antigen. We provide examples of how this elegant assay may be employed for mechanistic studies and for drug efficacy testing.

종양 특이 CD8+ T 세포 반응에서 면역 우세를 연구 하기 위한 생체 내 세포 독성 분석 법

Carboxyfluorescein succinimidyl ester (CFSE)-based in vivo cytotoxicity assays enable sensitive and accurate quantitation of CD8+ cytolytic T lymphocyte ...

Isolation of Mouse Kidney-Resident CD8+ T cells for Flow Cytometry Analysis

Tissue-resident memory T cell (TRM) is a rapidly expanding field of immunology research. Isolating T cells from various non-lymphoid tissues is one of the key steps to investigate TRMs. There are slight variations in lymphocyte isolation protocols for different organs. Kidney is an essential non-lymphoid organ with numerous immune cell infiltration especially after pathogen exposure or autoimmune activation. In recent years, multiple labs including our own have started characterizing kidney resident CD8+ T cells in various physiological and pathological settings in both mouse and human. Due to the abundance of T lymphocytes, kidney represents an attractive model organ to study TRMs in non-mucosal or non-barrier tissues. Here, we will describe a protocol commonly used in TRM-focused labs to isolate CD8+ T cells from mouse kidneys following systemic viral infection. Briefly, using an acute lymphocytic choriomeningitis virus (LCMV) infection model in C57BL/6 mice, we demonstrate intravascular CD8+ T cell labeling, enzymatic digestion, and density gradient centrifugation to isolate and enrich lymphocytes from mouse kidneys to make samples ready for the subsequent flow cytometry analysis.

Isolation of Mouse Kidney-Resident CD8+ T cells for Flow Cytometry Analysis

Following viral infection, kidney harbors a relatively large number of CD8+ T cells and offers an opportunity to study non-mucosal TRM cells. Here, we describe a protocol to isolate mouse kidney lymphocytes for flow cytometry analysis.

유동 세포 분석용 마우스 신장 거주자 CD8+ T 세포의 격리

Tissue-resident memory T cell (TRM) is a rapidly expanding field of immunology research. Isolating T cells from various non-lymphoid tissues is one of the ...

A DNA/Ki67-Based Flow Cytometry Assay for Cell Cycle Analysis of Antigen-Specific CD8 T Cells in Vaccinated Mice

The cell cycle of antigen-specific T cells in vivo has been examined by using a few methods, all of which possess some limitations. Bromodeoxyuridine (BrdU) marks cells that are in or recently completed S-phase, and carboxyfluorescein succinimidyl ester (CFSE) detects daughter cells after division. However, these dyes do not allow identification of the cell cycle phase at the time of analysis. An alternative approach is to exploit Ki67, a marker that is highly expressed by cells in all phases of the cell cycle except the quiescent phase G0. Unfortunately, Ki67 does not allow further differentiation as it does not separate cells in S-phase that are committed to mitosis from those in G1 that can remain in this phase, proceed into cycling, or move into G0.
Here, we describe a flow cytometric method for capturing a &#34;snapshot&#34; of T cells in different cell cycle phases in mouse secondary lymphoid organs. The method combines Ki67 and DNA staining with major histocompatibility complex (MHC)-peptide-multimer staining and an innovative gating strategy, allowing us to successfully differentiate between antigen-specific CD8 T cells in G0, in G1 and in S-G2/M phases of the cell cycle in the spleen&#160;and draining lymph nodes of mice after vaccination with viral vectors carrying the model antigen gag of human immunodeficiency virus (HIV)-1.
Critical steps of the method were the choice of the DNA dye and the gating strategy to increase the assay sensitivity and to include highly activated/proliferating antigen-specific T cells that would have been missed by current criteria of analysis. The DNA dye, Hoechst 33342, enabled us to obtain a high-quality discrimination&#160;of the G0/G1 and G2/M DNA peaks, while preserving membrane and intracellular staining. The method has great potential to increase knowledge about T cell response in vivo and to improve immuno-monitoring analysis.

Clonal expansion is a key feature of antigen-specific T cell response. However, the cell cycle of antigen-responding T cells has been poorly investigated, partly because of technical limitations. We describe a flow cytometric method to analyze clonally expanding antigen-specific CD8 T cells in spleen and lymph nodes of vaccinated mice.

예방 접종 된 마우스에서 항원 특정 CD8 T 세포의 세포 주기 분석을위한 DNA / Ki67 기반 유동 세포 분석

The cell cycle of antigen-specific T cells in vivo has been examined by using a few methods, all of which possess some limitations. Bromodeoxyuridine ...