이 작품은 폰다 치오있는 Istituto 이탈리아어 디 Tecnologia에 의해 지원되었다. 저자는이 원고의 후원에있는 Miltenyi Biotec은 GmbH의 (베르 기슈 글 라트 바흐, 독일) 인정하고 싶습니다 박사 파올로 Petrucciani 인간 버피 코트를 제공하는 (면역 혈액학 및 수혈 서비스, 병원 LOTTI 폰테 데라, 이탈리아의 피사 현)의 교수 마시모 Pasqualetti (생물학과 - 세포 단위 및 발달 생물학, 피사, 피사, 이탈리아의 대학) 주택 마우스 식민지.

윤리 선언문 인간과 동물의 샘플이 건강의 이탈리아 교육부의 지침에 따라 처리 된 법 92분의 116 및 유럽 공동체위원회 지침 86/609/EEC. 1. 단핵구 세포 배양 <ol><li> 10 % 인간 혈청, 50 U / ㎖ 페니실린 및 50 ㎎ / ㎖ 스트렙토 마이신, 5 % CO 2에서 37 ° C에서 0.05 MM의 β-머 캅토 에탄올로 보충 RPMI-1640 배지가 포함 된 T-75 플라스크 문화 인간 THP-1 세포. </li><li> 분리 배양 할 때 합류 (매 3-5 일). </li></ol> 2. 버피 코트에서 말초 혈액 단핵 세포 (PBMC를)의 분리 <ol><li> 분리 프로토콜을 시작하기 전에 인산 완충 식염수 (PBS)의 pH 7.2의 용액을 준비하고, 2 mM의 에틸렌 디아민 테트라 아세트산 (EDTA), 버퍼 (세척 1 95 ml로 5 ㎖ BSA 스톡 용액을 첨가 0.5 % 소 혈청 알부민 (BSA), : (20) 희석). 버퍼 가스를 제거하고 2-8 (차가운 곳에 보관° C). 중요 : 거품이 분리 컬럼 (단계 3.2 참조)를 차단할 수 있기 때문에 버퍼가 최적이보다 결과가 발생할 수 있습니다 가스를 제거하지 못하면. 참고 : 항응고제 시트르산 덱 스트로스 식-A (ACD-A) 또는 시트 레이트 포스페이트 덱 스트로스 (CPD)가 대안 적으로 사용될 수있다. 반대로, 다른 종의 다른 알부민 단백질이나 혈청 BSA를 대체 할 수있다. 칼슘 + 마그네슘 또는 2 +를 포함하는 버퍼를 사용하지 마십시오. </li><li> (20~60년 이전 세) 건강한 기증자 버피 코트를 얻습니다. </li><li> 밀도 기울기 원심 분리 50 ML 원뿔 튜브를 준비합니다. 혈액을 처리 (각 관 희석 혈액의 35 ML을 처리 할 수​​ 있습니다) 각각의 빈 튜브에 피콜-Paque 15 ㎖를 추가 할 필요 튜브의 수를 결정합니다. </li><li> PBS / BSA / EDTA 용액 (1:4 희석) 24 ㎖의 혈액 8 ㎖를 희석. </li><li> 조심스럽게 (밀도 = 1.077 g / ㎖) 50 ML 원뿔 튜브의 각 피콜-Paque 위에 희석 된 솔루션을 계층. 혼합하지 마십시오혈액과 피콜-Paque. 중요 : 혈액과 피콜-Paque의 혼합을 방지하기 위해 45 ° 각도로 튜브를 잡고 천천히 혈액 혼합물 층. </li><li> 4 ℃에서 30 분 400 XG에 원심 분리기 단핵 세포 (다국적 기업) 과립구 및 적혈구 침전물 반면 인해 피콜-Paque의 삼투압에 높은 밀도, 플라즈마 피콜-Paque 인터페이스에 남아있을 것입니다. </li><li> 4 ℃에서 10 분 동안 300 XG에 PBS / BSA / EDTA와 원심 분리기로 가득 찬 새로운 50 ㎖ 튜브에 계면 세포 (말초 혈액 단핵 세포, PBMC를)을 전송 </li><li> 혈소판을 제거하는 PBS / BSA / EDTA로 두 번 펠렛을 씻으십시오. 4 ℃에서 10 분 동안 200 XG에 스핀 </li><li> 10 % 인간 혈청과 항생제 또는 단핵 세포 정화를 진행 완료 RPMI-1640 문화가 세포. </li></ol> 3. PBMC를 차에서 단핵구의 정화 <ol><li> 험을 사용하여 자기 비드 분리가 된 PBMC에서 단핵 세포를 분리팬 단핵구 분리 키트 : <ol><li> 가능한 세포 덩어리를 제거하기 위해 30 μm의 나일론 메쉬 (preseparation 필터, 30 μM)을 통해 세포를 전달합니다. </li><li> 혈구를 사용하여 세포 수를 결정합니다. </li><li> 실온 (RT)에서 10 분 300 XG에 원심 분리기 세포 현탁액. 대기음이 완전히 뜨는. </li><li> 10 7 전체 세포 당 PBS / EDTA / BSA 버퍼 30 μL의를 Resuspend 세포 펠렛. </li><li> 10 7 전체 세포 당 차단 시약 10 μL의 FcR를 추가합니다. </li><li> 10 7 전체 세포 당 비오틴 항체 칵테일의 10 μl를 추가합니다. </li><li> 잘 혼합하고 2-8 ℃에서 5 분 동안 품어 </li><li> 10 7 전체 세포 당 버퍼의 30 μl를 추가합니다. </li><li> 10 7 전체 세포 당 안티 - 비오틴 마이크로 비즈의 20 μl를 추가합니다. </li><li> 잘 혼합하고 2-8 ℃에서 10 분 동안 배양 </li><li> PBS / EDTA / BSA 버퍼 500 μL에 10 8 셀을 재현 탁. </li></ol></li><li> 자기 저전압 회로 차단기ATION <ol><li> 이에 따라 총 세포 수에 적절한 MACS의 기둥 및 MACS 분리기 (MACS 열 시트를 참조하십시오)를 선택합니다. </li><li> MACS 분리기의 자기장에 열을 놓습니다. </li><li> PBS / EDTA / BSA 버퍼의 적절한 양의 세척에 의해 열을 준비 (MS 열 : 500 μL, LS 열 : 3 ㎖). 참고 : 열은 &quot;흐름 정지&quot;하고 건조 실행되지 않습니다. </li><li> 칼럼에 세포 현탁액을 적용합니다. 풍부한 단핵구 분율을 나타내는 레이블이없는 세포를 포함하는 흐름을 통해 수집합니다. </li><li> PBS / EDTA / BSA 버퍼 (MS 500 μL 및 세척 당 LS 3 ml)로 열 배를 씻으십시오. </li><li> 풍부한 단핵구 세포를 대표하는, 통과 레이블이없는 세포를 수집하고, 3.2.4 절에서 흐름을 통해 추가 할 수 있습니다. 참고 : 열 저수지가 비어있는 경우에만 PBS / EDTA / BSA 버퍼 분주을 추가하여 열을 씻으십시오. </li><li> (선택 사항)에서 열을 제거구분과 적절한 포집 관에 놓습니다. 칼럼에 버퍼를 피펫 (1 ㎖를, LS 열 : MS 열 5 ㎖). 즉시 단단히 열에 플런저를 밀어 자기 표시 nonmonocyte 세포를 세척하십시오. </li><li> 문화는 10 % 인간 혈청과 항생제로 완전한 RPMI-1640 단핵 세포를 정제. </li></ol></li></ol> 4. 전체 혈액에서 단핵구 차의 정화 <ol><li> 제조업체의 지침에 따라 전체 혈액 단핵 세포 분리 키트를 사용하여 전혈에서 단핵 세포를 정화. </li></ol> 5. 혈액 백혈구 및 정제 된 단핵 세포에 나노 입자의 국제화 <ol><li> 12 - 웰 플레이트에 고립 된 PBMC 또는 정제 된 CD14 양성 단핵 세포 접시 5 × 10 5 세포 / ㎖ (1 ㎖ / 웰). </li><li> 100 nm의 작업 농도에 완전 배지에서 소용돌이 FITC-그런가 2 나노 입자 원액과에 resuspend. </li><li> 작업 nanop의 10 μl를 추가합니다1 nm의 나노 입자의 최종 농도에 도달하는 처리 샘플 문서 서스펜션 (100 NM). 각 웰에 처리되지 않은 컨트롤에 대한 완전한 매체의 동일한 볼륨을 추가합니다. </li><li> 1 시간의 내면화는 1.5 ML의 폴리 프로필렌 튜브에 샘플을 수집하고 RT에서 6,000 XG에서 3 분을 원심 분리 한 후. </li><li> RT에서 6,000 XG에서 버퍼 3 분의 실행 1 ㎖로 펠렛을 씻으십시오. </li><li> 버퍼를 실행 200 μL에 펠렛을 Resuspend. 세포는 이제 유동 세포 계측법에 의해 읽기위한 준비가되어 있습니다. </li></ol> 6. 주 혼합 된 아교 문화의 절연 (Bertero보기 등. 7) 7. 혼합 된 아교 플루 세포 배양을 Replating <ol><li> 다음 센과 10 ㎖를 추가하고 5-7 분 동안 37 ° C에서 알을 품다, (W / CA 2 + / 마그네슘 2 + O) PBS 10 ㎖로 한 번 T-75 플라스크를 씻으십시오. </li><li> T-75의 표면에서 세포를 분리하고 해산하기 위해 위아래로 여러 번 뜨는을 피펫세포 집합체. </li><li> 15 ML의 폴리 프로필렌 튜브에 세포 현탁액을 전송합니다. 혈구와 세포를 세는 세포 현탁액의 소량을 모은다. </li><li> RT에서 300 XG에서 5 분 동안 세포 현탁액을 원심 분리기. </li><li> 상등액을 제거하고 신경교 완전 배지에서 5 × 105 세포 / ml의 최종 농도로 펠렛을 재현 탁. </li><li> 24 웰 플레이트에 0.5 ㎖ / 잘 플레이트 및 세포 나노 입자 치료 전 2-4 시간 동안 정착하자. </li></ol> 8. 소교 세포에 나노 입자 국제화 <ol><li> 각 웰 (치료 컨트롤에 대한) 완전한 아교 세포 배양 배지 500 μL 또는 (처리 샘플에 대한) 완전한 아교 배지에서 2 배 로다 민 - 그런가 2 나노 입자 현탁액 500 μl를 추가합니다. </li><li> 선택한 시점에서 nonrapid 고착 세포의 분리를 허용하고 2 ㎖의 폴리 프로필렌 튜브를 수집하는 세포를 피펫. </li><li> 500 μl를 추가합니다센과의 각 웰에 5 분 동안 37 ° C에서 접시를 품어 다음 나머지 세포 분획을 분리하고 이전 단계의 해당 nonadhering 세포를 각각의 샘플을 수집합니다. </li><li> RT에서 300 XG에서 3 분 동안 원심 분리. </li><li> 버퍼를 실행 AutoMACS 100 μL에 펠렛을 Resuspend. </li></ol> 9. 는 CD11b-VioBlue로 염색 <ol><li> 버퍼를 실행에 세포 현탁액 (1시 11분 비율) 100 μL에 VioBlue-CD11b를 인간 / 마우스 항체의 10 μl를 추가하고 4 ℃에서 10 분 알을 품다 </li><li> 버퍼를 실행의 1 ML을 추가하고 세포 현탁액을 섞는다. </li><li> 300 X g에서 3 분 동안 원심 분리기 각 샘플. </li><li> 뜨는을 취소하고 버퍼를 실행하는 100 ~ 150 μL에 펠렛을 재현 탁. </li><li> 사이토에 샘플을보기 (마지막 두 단계 사이에 4 ° C에서 샘플을 저장). 중요 : 샘플을 분석하기 전에, 중복 신호의 보상을 진행 난N 방출 스펙트럼은 서로 다른 형광 색소 (fluorochrome가 공역 나노 입자 또는 항체) 사이에서 관찰. </li></ol> 10. 보상 이상의 스펙트럼 유출 <ol><li> &quot;기기 설정&quot;상자 (모든 기기의 소프트웨어 프로그램에 존재)를 엽니 다. 주 : 자료 표에보고 된 것과 다른 악기를 사용하는 경우, 수집 정보의 악기 별 설명서를 참조하십시오. </li><li> 낮은 유체 속도 (기기에 의해 허용 된 경우)에서 (나노 입자없이) 처리되지 않은 샘플을 획득. 획득 동안, 수동으로 채널 전압을 조절함으로써 조절 전방 및 측면 산란 (각각 FSC와 SSC,). 참고 : 최상의 음모에 전체 세포 인구를 시각화하기 위해 SSC와 FSC 축 스케일을 수정합니다. 그 각각의 세포 유형에 대한 템플릿을 설정하는 계기가 만들어 저장하고 미래의 인수를 사용할 수 있습니다. </li><li> 특정를 엽니 다소프트웨어의 &quot;지역&quot;탭을 선택합니다. 원하는 인구의 주위에 적절한 큰 지역 ( &quot;문&quot;)을 그립니다. 참고 : 나노 입자의 국제화가 세포의 SSC 변화를 유도한다. 게이트가 너무 밀접 그 세포 집단의 주위에 제한되는 경우에, 취득 된 데이터가 아마도 검출 될 셀 부분을 놓칠 것이다. </li><li> 두 흠 샘플, 빈 샘플로 사용하기 위해 하나 PI 염색 (선택 사양)에 대한 보상을위한 하나, 보상 될 각 형광 채널에 적합한 형광 색소와 하나의 스테인드 샘플을 사용합니다. 참고 : 실험 라벨에 사용되는 각 형광 색소 - 공액 항체 다른 1.5ml의 샘플 튜브를 사용한다. </li><li> &quot;기기 설정&quot;상자에서 &quot;보상 탭&quot;을 엽니 다. 증가 또는 유출 채널에서 형광 강도는 형광 색소 POS 대해 대략 동일 할 때까지 수집하는 동안 보상 계수를 감소을 직관적이고 부정적인 인구. </li><li> 보상이 조정 된 후 나노 입자 처리 된 샘플을 획득. </li></ol>

<ol>
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저자는있는 Miltenyi 생명 공학 GmbH의이 원고의 제출을​​ 후원하는 것을 선언합니다. HIQ 나노 회사 ( <a href="http://www.hiq-nano.com/index.html">http://www.hiq-nano.com/index.html</a> )는 나노 기술 IIT에서 생겨 회사를 분사합니다.

실험 프로토콜을 고려해야하는 매우 중요한 점을 제시한다. 그것은 높은 온도와 조명에 부정적인 염색 수율에 영향을 미칠 수 있기 때문에, 모든 염색 단계에서 (얼음) 4 ° C에서 아마도 어둠 속에서 작업을 정말 중요합니다. 나노 입자는 더 나은 사용 직전에 재현 탁 할 초음파 처리 할 수​​ 있습니다. 세포 계측법 분석 정확한 흐름은 서로 다른 채널의 정확한 교정이 필요합니다. 장비의 교정은 모든 실험 세션 전에 수행해야합니다. 장비와 기술적 인 문제 외에, 또한 항체 라벨에 문제가있을 수 있습니다. 그것은 적절한 농도로 항체를 사용하는 것이 필수적이다. 농도가 너무 높거나 너무 낮은 경우, 불만족 신호 강도가 결과 될 수있다. 이 기술 우려의 단점 단 분산 샘플 작업의 필요, 무능력 집중하는신호 (즉, 다른 세포 구획)의 기원의 사이트. 병용하는 형광 색소의 선택에 어떤 제한도있다 : 여기 및 방출 파장 대역은 충분히 그들의 적절한 측정을 허용하도록 구분되어야한다. 사용 된 항체 스펙트럼이 겹치는 경우, 정확한 보정이 필요합니다. 유동 세포 계측법은 존재 또는 나노 입자의 부재에서 세포 분석을위한 강력한 방법입니다. 이 기술은 세포의 multiparametric 연구, 조사 이벤트의 높은 숫자를 허용, 분석 (1000 개 이상의 셀 / 초), 재현성 및 통계 수치의 신속성. 샘플은 세포 생존 능력을 상실하지 않고 처리 될 수있다. 형광 표지 된 나노 입자를 사용하여이 세포막에 노출되는 특정 마커에 의해 식별되는 셀 모집단, 그들의 내재화를 한정하고 정량화 할 수있다. 세포 매개 변수의 존재에 변경할 수 있습니다<html> pecific 나노 입자. 연구의 목적에 따라 이러한 변화는 비례 적으로 증가하는 나노 입자 내재화 율 증가 셀의 측면 산란으로서, 특정 현상을 식별하기 위해 사용될 수있다. 세포 표면의 나노 입자 - 유도 변형은 기술의 한계를 나타낼 수있다. 이러한 이유로, 세포막 수용체 회전율 항상 고려하여주의해야하고 아마도 정확하게 그 세포 집단의 특성을 사전에 알. 나노 입자의 오버로드 된 샘플에서 막 삼투의 극단적 인 손상은 세포의 죽음으로 이어질 수 있습니다. 나노 물질의 용량 의존적 독성은 경험적으로 각 세포 인구에 대한 검사를해야한다. 명확하게 정의 된 죽은 세포는 형광 정량에서 제외해야합니다. 예를 들어, 아 넥신 V / PI 염색은 일반적으로 괴사 및 사멸 두 세포를 감지하는 데 사용되는 여러 가지 방법 중 하나입니다. &quot;&gt; GFP - 표현 일차 전지는 또한 특정 세포 모집단을 선택하고 prelabeling없이 데이터를 수집 할 수있는 강력한 도구입니다. 보완 형광 나노 입자와 결합은 세포 나노 입자의 상호 작용의 매우 빠르고 정확한 정량화. 약물이나 유전자 전달이 생각됩니다 수 있습니다 선택된 조직으로 특정 약물 부하를 해제 할 수 나노 입자의 응용 프로그램에 의해 미래에 개선 될 수있다. 나노 입자 조제 용으로 납품 사업자 별 및 / 또는 면역 조절제의 고용 세포 나노 입자의 상호 작용을 연구하는 생물 환경의 지식 (즉, 유동 세포 계측법을 통해)가 필요합니다.

나노 물질은 요즘 생물 의약 1 잠재적 인 응용 프로그램을위한 생명 과학자의 관심을 고취하고 있습니다. 무기 및 유기 물질의 다양한 물리적 상이한 형상 및 화학적 특징으로 나노 구조체를 제조하는데 사용될 수있다. 이러한 구조 중, 구형의 설계 나노 입자 진단 및 번역 상 약 2 큰 잠재력을 보여 주었다. 핵심 표면 디자인 가능한 애플리케이션에 의해 구동되고 있으며 나노 접촉과 상호 작용을 다음 표적 세포 반응의 심오한 연구를 의미한다. 의도적으로 인체에 투여 될 것으로 생각되고 나노 입자는 면역 세포의 여러 종류가 직접 닿지 것이다. 몸의 무결성을 유지하기 위해 자신의 책임은 그 나노 의학 3 조사의 중요한 주제 있습니다. 타고난 면역 시스템의 세포 부분은 주로 phago로 표현된다cytes. 그 중에서도, 단핵구 / 대 식세포 계통은 중추 신경계 상주 미세 아교 등 유래 세포는 면역 방어 4,5에서 중요한 역할을한다. 그들은 외국기구와 발생 후 몇 시간 이내에 보호 반응을 트리거 할 수 있습니다. 또한, 단핵 세포는 좌표와 사이토 카인의 방출을 통해 적응 면역 반응을 지시합니다. 이러한 모든 이벤트도 크게 면역 시스템 (6)에 의해 &quot;비 자기&quot;로 인식되는 설계 자료의 존재에 발생합니다. 역사적으로 세포 분석을위한 면역학에서 사용되는 방법 중, 가장 강력한 도구 중 하나를 나타내는 유동 세포 계측법. 또한, (종종 배제 또는 하나의 세포막 단백질의 존재를 악용) 특정 면역 모집단의 확인 또는 정제를위한 기술들은 허용 가능한 특정 일차 CE에 특정 나노 입자의 효과를 정밀 조사LL 형 7. 그러나 세포는 나노 입자에 노출 된 후 생리 및 형태 학적 변화를 제시 할 수있다. 뿐만 아니라, 나노 입자는 얻어진 결과 8에 영향을 미치는 정의 파장에서 같은 빛의 흡수 또는 방출과 같은 특정 광학 매개 변수를 방해 할 수 있습니다. 그래서, 사용 및 새로운 재료의 연구에 고전 면역 학적 분석의 궁극적 인 적응의 한계는 고려되어야한다. 이 작품은 유동 세포 계측법에 의해 기본 면역 세포와 나노 입자의 상호 작용의 검출에 관한 것이다. 이 문제를 해결하기 위해, 50 nm의 FITC-SiO2로 나노 입자는 방법을 설명하기위한 모델 나노 재료로서 사용 하였다. 실리카 입자는 나노 미터 스케일에서 매우 정확한 방식으로 제조 할 수있다. 이러한 전하 또는 소수성과 같은 크기, 모양 및 표면 특성은 미세하게 자신의 생체 적합성 9를 증가하도록 조정 할 수 있습니다. 이 나노 입자들을 사용할 수 있도록 많은 기능의 SiO약물 전달을위한 모델은 10 입자. 또한, 형광 염료 또는 양자점 포획 또는 영상을 목적으로 11 유용한 나노 도구를 제공하는이 입자에 연결 할 수 있습니다.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="753">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:272px;">HBSS</td>
			<td style="width:107px;">Gibco</td>
			<td style="width:119px;">14170-088</td>
			<td style="width:256px;">Warm in 37 &#176;C water bath before use</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">RPMI-1640 (ATCC Modified)</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>A10491-01</td>
			<td>Warm in 37 &#176;C water bath before use</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">DMEM, High Glucose, phenol red</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>41966-029</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Penicillin-Streptomycin, Liquid</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>15140-122</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Gentamycin</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>15710-049</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Horse Serum (lot n&#176; 1131917)</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>16050-122</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Beta-mercaptoethanol</td>
			<td style="width:107px;">Gibco</td>
			<td>21985-023</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Trypsin 2.5%</td>
			<td style="width:107px;">Gibco</td>
			<td>15090-046</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Human Pooled Serum</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>34005100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Versene</td>
			<td style="width:107px;">Invitrogen</td>
			<td>15040-033</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">DNAse I</td>
			<td style="width:107px;">Sigma Aldrich</td>
			<td>D5025-150KU</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">CD11b-VioBlue human &#38; mouse</td>
			<td style="width:107px;">Miltenyi Biotec</td>
			<td>130-097-336</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:272px;">MACS BSA Stock Solution&#160;</td>
			<td style="width:107px;">Miltenyi Biotec</td>
			<td style="width:119px;">130-091-376</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:272px;">autoMACS Rinsing Solution&#160;</td>
			<td style="width:107px;">Miltenyi Biotec</td>
			<td style="width:119px;">130-091-222</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:272px;">Running buffer</td>
			<td style="width:107px;">Miltenyi Biotec</td>
			<td style="width:119px;">130-092-747</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:272px;">autoMACS Running Buffer</td>
			<td style="width:107px;">Miltenyi Biotec</td>
			<td>130-091-221</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:272px;">Human Pan monocyte isolation kit&#160;</td>
			<td style="width:107px;">Miltenyi Biotec</td>
			<td>130-096-537</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:272px;">Whole Blood Column Kit</td>
			<td style="width:107px;">Miltenyi Biotec</td>
			<td style="width:119px;">130-093-545</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:272px;">Whole Blood CD14 MicroBeads, human</td>
			<td style="width:107px;">Miltenyi Biotec</td>
			<td style="width:119px;">130-090-879</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:272px;">MS Column</td>
			<td style="width:107px;">Miltenyi Biotec</td>
			<td style="width:119px;">130-042-201</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:272px;">LS Column</td>
			<td style="width:107px;">Miltenyi Biotec</td>
			<td style="width:119px;">130-042-401</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:272px;">MidiMACS Separator</td>
			<td style="width:107px;">Miltenyi Biotec</td>
			<td style="width:119px;">130-042-302</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:272px;">MiniMACS Separator</td>
			<td style="width:107px;">Miltenyi Biotec</td>
			<td style="width:119px;">130-042-102</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:272px;">Red Blood Cell Lysis Solution&#160;</td>
			<td style="width:107px;">Miltenyi Biotec</td>
			<td style="width:119px;">130-094-183</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:272px;">Pre-Separation Filters 30 &#181;m</td>
			<td style="width:107px;">Miltenyi Biotec</td>
			<td>130-041-407</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:272px;">MACSQuant Analyzer flow cytometer</td>
			<td style="width:107px;">Miltenyi Biotec</td>
			<td style="width:119px;">130-092-197</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:272px;">MACSQuant Calibration Beads</td>
			<td style="width:107px;">Miltenyi Biotec</td>
			<td style="width:119px;">130-093-607</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Ficoll-Paque Premium</td>
			<td style="width:107px;">GE Healthcare</td>
			<td style="width:119px;">GEH17544202</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="44">
			<td height="44" style="height:44px;width:272px;">FITC-SiO2 nanoparticles (50nm, +45mV)</td>
			<td style="width:107px;">HiQ-Nano Company</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="46">
			<td height="46" style="height:46px;width:272px;">Rhodamine-SiO2 nanoparticles (50nm, +45mV)</td>
			<td style="width:107px;">HiQ-Nano Company</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:272px;">12-well plate Falcon</td>
			<td style="width:107px;">Becton Dickinson</td>
			<td style="width:119px;">353043</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

detection of fluorescent nanoparticle interactions with primary immune cell subpopulations by flow cytometry

설계 나노 입자는 치료 및 진단 목적을 위해 매우 유망한 속성이 부여됩니다. 이 작품은 면역 세포와 나노 입자의 상호 작용을 연구하는 유동 세포 계측법에 의한 분석의 신속하고 신뢰할 수있는 방법에 대해 설명합니다. 주요 면역 세포는 쉽게 항체 매개 자기 분리에 의해 인간 또는 마우스 조직으로부터 정제 할 수있다. 첫번째 예에서, 플로우 사이토 미터로 실행 다른 세포 집단 내부 복잡도 셀과 관련된 셀의 크기에 비례 전방 산란 광 (FSC), 및 측면 산란 광 (SSC)에 의해 구별 될 수있다. 더욱이, 특정 세포 표면 수용체에 대한 형광 표지 된 항체는 동일한 샘플 내의 여러 모집단의 식별을 허용한다. 세포가 자신의 생리 및 형태 학적 상태를 변경 외부 자극에 의​​해 증폭 될 때 종종 이러한 모든 기능은 다양합니다. 여기서, 50 nm의 FITC-SiO2로 나노 입자 번째를 식별하는 모델로서 이용된다인간의 혈액 면역 세포에 나노 재료의 전자의 국제화. 세포의 형광 및 측면 산란 빛의 증가는 나노 입자와 배양 후 우리는 시간과 나노 입자의 세포 상호 작용의 농도 의존성을 정의 할 수. 또한, 이러한 프로토콜은 기본 미세 아교 세포, 중추 신경계 거주 면역 세포, 특히 단핵구 / 대 식세포 계통의 녹색 형광 단백질 (GFP)을 발현 돌연변이 생쥐에서 분리와 로다 민 - 그런가 2 나노 입자의 상호 작용을 조사하기 위해 확장 할 수 있습니다. 세포에 나노 입자의 국제화와 관련된 데이터를 공 초점 현미경으로 확인 된 세포 계측법 마지막으로 흐른다.

계측법 다른 셀을 식별하고 특성화하는 유용한 도구이고 그런 단핵구, 과립구, T 세포, B 세포, 자연 살해 (NK) 세포, 수지상 세포와 같은 특정 면역 세포를 식별하는 선택의 기술이다 ​​흘러 백혈구의 다른 모집단. 더 나은 나노 입자에 대한 응답으로 백혈구 동작을 특성화하기위한 노력의 일환으로, 우리는 (THP-1 세포, 그림 3) 건강한 기증자의 혈액 (그림 1, 2)에서 인간 단핵구 세포주에 고립 된 차 백혈구와 국제화 분석을 수행 . 도 1a에보고 된 바와 같이, 세 가지 주요 혈액 백혈구 모집단 명확 PBMC를 분리 한 후에 전방 및 측면 산란에 의해 확인되었다. 또한, FITC-SiO2를 처리 한 후, 림프구 (회색), 단핵 세포 (파란색)와 과립구 (적색) 다른 N이같은 녹색 형광 강도 (그림 1B)로 표시 anoparticle의 국제화 속도. 설명 프로토콜 된 PBMC에서 기본 CD14 양성 단핵 세포의 정화. 그림 2A는 FITC-그런가 2의 존재 CD14 + 단핵 세포의 도트 플롯 유동 세포 계측법을보고 할 수 있습니다. 그림 2b는 표시 같은 세포에서 계량 및 표현 FITC-SiO2를 내면화 로그 스케일 히스토그램. 유사 내재화 실험은 FITC-SiO2로 나노 입자의 농도 증가로 처리 THP-1 단핵 세포에서 수행 하였다. 처리되지 않은 세포는 대조군으로 사용 하였다. 그림 3a는 THP-1 세포주에서 산란 변경 전방과 측면 산란 용량 의존적 증가를 보여줍니다. 그림 3b에 함께 각 시험 FITC-그런가 2 나노 입자의 농도 SSC와 FSC의 히스토그램, 형광 강도를 의미 (MFI) 정량화가 표시됩니다. 이 데이터는 FITC-그런가 2 나노 입자 치료는 세포 단위의 향상 (측면 산란)과 형광 (녹색 채널)에 의해 강조 단핵 세포에서 농도 의존적 내면화를 유도하는 것이 좋습니다. 면역 세포와 나노 입자 사이의 상호 작용의 타입으로 추가 통찰력을 얻기 위해, 주 혼합 신경교 배양 격리시키고, 미세 아교 세포는 중추 신경계 상주 면역 세포를 정제 하였다. 녹색 형광 미세 아교 세포를 발현하는 형질 전환 마우스 모델의 사용은 다른 신경 염증 기전의 시각화를 허용한다. 이 작품에 사용 된 형질 전환 마우스 B6.129P-CX3CR1 tm1Litt / J는 CX3CR1 프로모터 (12)의 제어하에 녹색 형광 단백질 (GFP)을 표현한다. 시험 관내 (DIV) 7 일 후, 형광 현미경은 성상 세포의 큰 숫자 (GFP 부정적인 자기편 세포와 혼합 차 아교 문화를 보여줍니다들) 및 일부 녹색 세포 (GFP 양성,도 5a). GFP - - (성상 교세포 및 다른 신경 교세포), 미세 아교 세포는 CD11b + GFP + 세포의 제 별개 기 및 제 CD11b를이 마우스 모델에서, 세 가지 폐해 모집단은 단일는 CD11b 항체 염색하여 유동 세포 계측법에 의해 구별 될 수있다 세 번째는 CD11b +의 GFP - 모집단 (그림 4A). 분석 (그림 4B) 유동 세포 계측법에 의해 도시 된 바와 같이이 두 후자의 모집단은 모두 (CX3CR1 프로모터의 전사에 의한 순찰 미숙 미세 아교 세포를 나타내는) GFP + 인구에 의해 약간의 효율성 향상과 나노 입자를 내면화 할 수 있습니다. 발생한 내재화 더욱도 5b에 도시 된 바와 같이 로다의 SiO2 나노 입자의 동일한 최종 농도를 사용하는 공 초점 현미경에 의해 확인 될 수있다. <p class="jove_content" fo:keep-together.within-page= &quot;항상&quot;&gt; <img alt="그림 1" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51345/51345fig1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51345/51345fig1.jpg" /> 그림 1. 세 가지 주요 혈액 백혈구의 고립 된 혈액 백혈구 측면 산란 대 (FSC)을 산란.) 대표 앞으로의 FITC-그런가 2 나노 입자의 내면화 (SSC)는 피콜-Paque 격리 혈액 백혈구의 도트 플롯 유동 세포 계측법. B) 녹색 형광 오버레이 히스토그램 플롯 1 시간 동안 1 nM의 FITC-그런가 2 나노 입자 (+45 MV)의 존재 세포 모집단은. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51345/51345fig1highres.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 2" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51345/51345fig2highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51345/51345fig2.jpg" /> <stronG&gt; 그림 2. 의 존재 정제 된 단핵 세포 모집단의 측면 산란 대 (FSC)를 산란 FITC-그런가 2 나노 입자 CD14의 내면화 + 정제 단핵구.) 대표 전진 (SSC)로 정제하여 CD14 양성 단핵 세포의 도트 플롯 유동 세포 계측법. B) 녹색 형광 히스토그램 플롯 1nM 중에 FITC-그런가 1 시간 동안 2 나노 입자 (+45 MV는). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51345/51345fig2highres.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 3" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51345/51345fig3highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51345/51345fig3.jpg" /> 그림 3. THP-1 세포 측 scatterin 대 (FSC)을 산란.) 대표 포워드에 FITC - 그런가 2 나노 입자의 내면화에 미치는 영향G는 (SSC) 앞으로 (FSC)와 녹색 산란, 측면 산란의 농도. B) 농도 의존적 변화 (SSC)를 증가 FITC-그런가 2 나노 입자의 1 시간 노출 다음, THP-1 단핵구 세포 라인의 도트 플롯 유동 세포 계측법 FITC-그런가 1 시간 동안 2 나노 입자 (+45 MV)의 존재 형광. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51345/51345fig3highres.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 4" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51345/51345fig4highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51345/51345fig4.jpg" /> 그림 4. 홍보의 도트 플롯 세포 계측법는 CD11b-VioBlue 흐름 대 로다 민 - 그런가 B6.129P-CX3CR1 tm1Litt / J 생쥐에서 분리 된 주요 미세 아교 세포에 2 나노 입자의 국제화.) 녹색 형광 단백질 (GFP)B6.129P-CX3CR1 tm1Litt / J 생쥐에서 분리 imary 혼합 된 아교. 는 CD11b + GFP +와는 CD11b + GFP -. 인구 (30)에 대해 각각 오른쪽 상단과 오른쪽 하단 사분면, B) 1 nM의 로다 민 - 그런가 2 나노 입자 (+45 MV)의 존재에있는 미세 아교 세포의 모집단의 적색 형광 오버레이 히스토그램 플롯에 표시됩니다 분 제어 (회색 막대 그래프) 대 (빨강 막대 그래프). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51345/51345fig4highres.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 5" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51345/51345fig5highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51345/51345fig5.jpg" /> 그림 5. 7 DIV와 (B) 공 초점 현미경에 GFP + - 미세 아교 세포의 시각화. (A) 형광 현미경로다 민 - 그런가 2 나노 입자의 내면화 GFP + - 미세 아교 세포 (빨간색 화살표). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51345/51345fig5highres.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>

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Detection of Fluorescent Nanoparticle Interactions with Primary Immune Cell Subpopulations by Flow Cytometry

유동 세포 계측법에 의해 면역 세포의 정의 모집단을 가진 나노 입자의 상호 작용의 분석.

유동 세포 계측법에 의해 주요 면역 세포 모집단과 형광 나노 입자의 상호 작용의 검출

Engineered nanoparticles are endowed with very promising properties for therapeutic and diagnostic purposes. This work describes a fast and reliable ...

detection-fluorescent-nanoparticle-interactions-with-primary-immune

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

17.4K 조회수.  Istituto Italiano di Tecnologia.  유동 세포 계측법에 의해 면역 세포의 정의 모집단을 가진 나노 입자의 상호 작용의 분석. 

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Measuring Calpain Activity in Fixed and Living Cells by Flow Cytometry

Calpains are ubiquitous intracellular, calcium-sensitive, neutral cysteine proteases 1. Calpains play crucial roles in many physiological processes, including signaling, cytoskeletal remodeling, regulation of gene expression, apoptosis and cell cycle progression 1. Calpains have been implicated in many pathologies including muscular dystrophies, cancer, diabetes, Alzheimer's disease and multiple sclerosis 1. Calpain regulation is complex and incompletely understood. mRNA and protein levels correlate poorly with activity, limiting the use of gene or protein expression techniques to measure calpain activity. This video protocol details a flow cytometric assay developed in our laboratory for measuring calpain activity in fixed and living cells. This method uses the fluorescent substrate BOC-LM-CMAC, which is cleaved specifically by calpain, to measure calpain activity. 2 In this video, calpain activity in fixed and living murine 32Dkit leukemia cells, alone or as part of a splenocyte population is measured using an LSRII (BD Bioscience). 32Dkit cells are shown to have elevated activity compared to normal splenocytes.

This article will detail the protocol for measuring calpain activity in fixed and living cells using flow cytometry.

유동세포계측법로 고정하고 살아있는 세포에서 Calpain 활동을 측정

Calpains are ubiquitous intracellular, calcium-sensitive, neutral cysteine proteases 1. Calpains play crucial roles in many physiological processes, ...

연구

면역학 및 감염병학

Quantitative Assessment of Immune Cells in the Injured Spinal Cord Tissue by Flow Cytometry:  a Novel Use for a Cell Purification Method

Detection of immune cells in the injured central nervous system (CNS) using morphological or histological techniques has not always provided true quantitative analysis of cellular inflammation. Flow cytometry is a quick alternative method to quantify immune cells in the injured brain or spinal cord tissue. Historically, flow cytometry has been used to quantify immune cells collected from blood or dissociated spleen or thymus, and only a few studies have attempted to quantify immune cells in the injured spinal cord by flow cytometry using fresh dissociated cord tissue. However, the dissociated spinal cord tissue is concentrated with myelin debris that can be mistaken for cells and reduce cell count reliability obtained by the flow cytometer. We have advanced a cell preparation method using the OptiPrep gradient system to effectively separate lipid/myelin debris from cells, providing sensitive and reliable quantifications of cellular inflammation in the injured spinal cord by flow cytometry. As described in our recent study (Beck &amp; Nguyen et al., Brain. 2010 Feb; 133 (Pt 2): 433-47), the OptiPrep cell preparation had increased sensitivity to detect cellular inflammation in the injured spinal cord, with counts of specific cell types correlating with injury severity. Critically, novel usage of this method provided the first characterization of acute and chronic cellular inflammation after SCI to include a complete time course for polymorphonuclear leukocytes (PMNs, neutrophils), macrophages/microglia, and T-cells over a period ranging from 2 hours to 180 days post-injury (dpi), identifying a surprising novel second phase of cellular inflammation. Thorough characterization of cellular inflammation using this method may provide a better understanding of neuroinflammation in the injured CNS, and reveal an important multiphasic component of neuroinflammation that may be critical for the design and implementation of rational therapeutic treatment strategies, including both cell-based and pharmacological interventions for SCI.

Quantification of cellular inflammation in the injured/pathological CNS by flow cytometry is complicated by lipid/myelin debris that can have similar size and granulation to cells, decreasing sensitivity/accuracy. We have advanced a cell preparation method to remove myelin debris and improve cell detection by flow cytometry in the injured spinal cord.

유동세포계측법에 의해 피해를 입은 척수 조직에서 면역 세포의 양적 평가 : 세포 정제 방법에 대한 소설을 사용

Detection of immune cells in the injured central nervous system (CNS) using morphological or histological techniques has not always provided true ...

Non-surgical Intratracheal Instillation of Mice with Analysis of Lungs and Lung Draining Lymph Nodes by Flow Cytometry

Phagocytic cells such as alveolar macrophages and lung dendritic cells (LDCs) continuously sample antigens from the alveolar spaces in the 
lungs. LDCs, in particular, are known to migrate to the lung draining lymph nodes (LDLNs) where they present inhaled antigens to T cells initiating an 
appropriate immune response to a variety of immunogens1,2. To model interactions between the lungs and airborne antigens in mice, antigens can be 
administered intranasally1,3,4, intratracheally5 or as aerosols6. Delivery by each route involves distinct technical skills and limitations that need to be 
considered before designing an experiment. For example, intranasal and aerosolized exposure delivers antigens to both the lungs and the upper respiratory 
tract. Hence antigens can access the nasal associated lymphoid tissue (NALT)7, potentially complicating interpretation of the results. In addition, swallowing, 
sneezing and the breathing rate of the mouse may also lead to inconsistencies in the doses delivered. Although the involvement of the upper respiratory tract may 
be preferred for some studies, it can complicate experiments focusing on events specifically initiated in the lungs. In this setting, the intratracheal (i.t) 
route is preferable as it delivers test materials directly into the lungs and bypasses the NALT. Many i.t injection protocols involve either blind intubation of the 
trachea through the oral cavity or surgical exposure of the trachea to access the lungs. Herein, we describe a simple, consistent, non-surgical method for i.t 
instillation. The opening of the trachea is visualized using a laryngoscope and a bent gavage needle is then inserted directly into the trachea to deliver the 
innoculum. We also describe procedures for harvesting and processing of LDLNs and lungs for analysis of antigen trafficking by flow cytometry.

We illustrate non-surgical delivery of test materials into the lungs of anesthetized mice via the trachea. This method permits lung exposure to bacterial and viral pathogens, cytokines, antibodies, beads, chemicals, or dyes. We further describe harvesting and processing of lungs and lung draining lymph nodes (LDLNs) for flow cytometry.

유동세포계측법에 의해 폐, 폐 배수 림프절의 분석과 마우스의 비 수술 Intratracheal 떨어뜨림

Phagocytic cells such as alveolar macrophages and lung dendritic cells (LDCs) continuously sample antigens from the alveolar spaces in the 
lungs. LDCs, ...

Flow Cytometry Analysis of Immune Cells Within Murine Aortas

Atherosclerosis is a chronic inflammatory process of medium and large size vessels that is characterized by the formation of plaques consisting of foam cells, immune cells, vascular endothelial and smooth muscle cells, platelets, extracellular matrix, and a lipid-rich core with extensive necrosis and fibrosis of surrounding tissues.1 The innate and adaptive arms of the immune response are involved in the initiation, development and persistence of atherosclerosis.2, 3 There is a significant body of evidence that different subsets of the immune cells, such as macrophages, dendritic cells, T and B lymphocytes, are present within the aortas of healthy and atherosclerosis-prone mice4. Additionally, immune cells are found in the surrounding aortic adventitia which suggests an important role of this tissue in atherogenesis.2
For some time, the quantitative detection of different types of immune cells, their activation status, and the cellular composition within the aortic wall was limited by RT-PCR and immunohistochemical methods for the study of atherosclerosis. Few attempts were made to perform flow cytometry using human aortas, and a number of problems, such as a high autofluorescence, have been reported5,6. Human atherosclerotic plaques were digested with collagenase 1, and free cells were collected and stained for CD14+/CD11c+ to highlight macrophage-derived foam cells. In this study, a "mock" channel was used to avoid false-positive staining.6 Necrotic materials accumulating during the digestion process give rise in a large amount of debris that generates a high autofluorescence in aortic samples. To resolve this problem, a panel of negative and positive controls has been proposed, but only double staining could be applied in these samples. We have developed a new flow cytometry-based method7 to analyze the immune cell composition and characterize the activation, proliferation, differentiation of immune cells in healthy and atherosclerosis-prone aorta. This method allows the investigation of the immune cell composition of the aortic wall and opens possibilities to use a broad spectrum of immunological methods for investigations of immune aspects of this disease.

This paper presents a flow cytometry-based method to investigate the immune composition of aortas. The paper also illustrates an additional technique that allows examining surrounding adventitia and vessel wall separately. This method opens possibilities to perform phenotypical analyses of aortic leukocytes and apply several immunological assays for atherosclerosis studies.

Murine Aortas 이내에 면역 세포의 흐름 Cytometry 분석

Atherosclerosis is a chronic inflammatory process of medium and large size vessels that is characterized by the formation of plaques consisting of foam ...

Human In Vitro Suppression as Screening Tool for the Recognition of an Early State of Immune Imbalance

Regulatory T cells (Tregs) are critical mediators of immune tolerance to self-antigens. In addition, they are crucial regulators of the immune response following an infection. Despite efforts to identify unique surface marker on Tregs, the only unique feature is their ability to suppress the proliferation and function of effector T cells. While it is clear that only in vitro assays can be used in assessing human Treg function, this becomes problematic when assessing the results from cross-sectional studies where healthy cells and cells isolated from subjects with autoimmune diseases (like Type 1 Diabetes-T1D) need to be compared. There is a great variability among laboratories in the number and type of responder T cells, nature and strength of stimulation, Treg:responder ratios and the number and type of antigen-presenting cells (APC) used in human in vitro suppression assays. This variability makes comparison between studies measuring Treg function difficult. The Treg field needs a standardized suppression assay that will work well with both healthy subjects and those with autoimmune diseases. We have developed an in vitro suppression assay that shows very little intra-assay variability in the stimulation of T cells isolated from healthy volunteers compared to subjects with underlying autoimmune destruction of pancreatic &beta;-cells. The main goal of this piece is to describe an in vitro human suppression assay that allows comparison between different subject groups. Additionally, this assay has the potential to delineate a small loss in nTreg function and anticipate further loss in the future, thus identifying subjects who could benefit from preventive immunomodulatory therapy1. Below, we provide thorough description of the steps involved in this procedure. We hope to contribute to the standardization of the in vitro suppression assay used to measure Treg function. In addition, we offer this assay as a tool to recognize an early state of immune imbalance and a potential functional biomarker for T1D.

Human In Vitro Suppression as Screening Tool for the Recognition of an Early State of Immune Imbalance

Tregs are potent suppressors of the immune system. There is a lack of unique surface markers to define them, hence, definitions of Tregs are primarily functional. Here we describe an optimized in vitro assay capable of identifying immune imbalance in subjects at risk to develop T1D.

사람의 체외에서</em면역 불균형의 초기 국가의 인정을위한 심사 도구를> 억제

Regulatory T cells (Tregs) are critical mediators of immune tolerance to self-antigens. In addition, they are crucial regulators of the immune response ...

Studying Interactions of Staphylococcus aureus with Neutrophils by Flow Cytometry and Time Lapse Microscopy

We present methods to study the effect of phenol soluble modulins (PSMs) and other toxins produced and secreted by Staphylococcus aureus on neutrophils. To study the effects of the PSMs on neutrophils we isolate fresh neutrophils using density gradient centrifugation. These neutrophils are loaded with a dye that fluoresces upon calcium mobilization. The activation of neutrophils by PSMs initiates a rapid and transient increase in the free intracellular calcium concentration. In a flow cytometry experiment this rapid mobilization can be measured by monitoring the fluorescence of a pre-loaded dye that reacts to the increased concentration of free Ca2+. Using this method we can determine the PSM concentration necessary to activate the neutrophil, and measure the effects of specific and general inhibitors of the neutrophil activation.	
	To investigate the expression of the PSMs in the intracellular space, we have constructed reporter fusions of the promoter of the PSM&alpha; operon to GFP. When these reporter strains of S. aureus are phagocytosed by neutrophils, the induction of expression can be observed using fluorescence microscopy.

Studying Interactions of Staphylococcus aureus with Neutrophils by Flow Cytometry and Time Lapse Microscopy

We present methods to study the effect of PSMs and other toxins secreted by Staphylococcus aureus on neutrophils using flow cytometry and fluorescence microscopy.

의 상호 작용을 연구<em&gt; 황색 포도상 구균</em&gt; 유동 세포 계측법 및 시간 경과 현미경에 의한 호중구와

We present methods to study the effect of phenol soluble modulins (PSMs)  and other toxins produced and secreted by Staphylococcus  aureus on neutrophils. ...

Fluorescence-activated Cell Sorting for Purification of Plasmacytoid Dendritic Cells from the Mouse Bone Marrow

Fluorescence-activated cell sorting (FACS) is a technique to purify specific cell populations based on phenotypes detected by flow cytometry. This method enables researchers to better understand the characteristics of a single cell population without the influence of other cells. Compared to other methods of cell enrichment, such as magnetic-activated cell sorting (MCS), FACS is more flexible and accurate for cell separation due to the ability of phenotype detection by flow cytometry. In addition, FACS is usually capable of separating multiple cell populations simultaneously, which improves the efficiency and diversity of experiments. Although FACS has some limitations, it has been broadly used to purify cells for functional studies in both in vitro and in vivo settings. Here we report a protocol using fluorescence-activated cell sorting to isolate a very rare population of immune cells, plasmacytoid dendritic cells (pDC), with high purity from the bone marrow of lupus-prone mice for in vitro functional studies of pDC.

We report a protocol using fluorescence-activated cell sorting to isolate plasmacytoid dendritic cells (pDC) with high purity from the bone marrow of lupus-prone mice for functional studies of pDC.

마우스 골수에서 형질 수지상 세포의 정화를위한 형광 활성화 셀 정렬

Fluorescence-activated cell sorting (FACS) is a technique to purify specific cell populations based on phenotypes detected by flow cytometry. This method ...

Detection of Trypanosoma brucei Variant Surface Glycoprotein Switching by Magnetic Activated Cell Sorting and Flow Cytometry

Trypanosoma brucei, a protozoan parasite that causes both Human and Animal African Trypanosomiasis (known as sleeping sickness and nagana, respectively) cycles between a tsetse vector and a mammalian host. It evades the mammalian host immune system by periodically switching the dense, variant surface glycoprotein (VSG) that covers its surface. The detection of antigenic variation in Trypanosoma brucei can be both cumbersome and labor intensive. Here, we present a method for quantifying the number of parasites that have 'switched' to express a new VSG in a given population. The parasites are first stained with an antibody against the starting VSG, and then stained with a secondary antibody attached to a magnetic bead. Parasites expressing the starting VSG are then separated from the rest of the population by running the parasites over a column attached to a magnet. Parasites expressing the dominant, starting VSG are retained on the column, while the flow-through contains parasites that express a new VSG as well as some contaminants expressing the starting VSG. This flow-through population is stained again with a fluorescently labeled antibody against the starting VSG to label contaminants, and propidium iodide (PI), which labels dead cells. A known number of absolute counting beads that are visible by flow cytometry are added to the flow-through population. The ratio of beads to number of cells collected can then be used to extrapolate the number of cells in the entire sample. Flow cytometry is used to quantify the population of switchers by counting the number of PI negative cells that do not stain positively for the starting, dominant VSG. The proportion of switchers in the population can then be calculated using the flow cytometry data.

Detection of Trypanosoma brucei Variant Surface Glycoprotein Switching by Magnetic Activated Cell Sorting and Flow Cytometry

African trypanosomes grown in vitro undergo antigenic variation at a low rate, such that populations are made up of parasites expressing a dominant variant surface glycoprotein (VSG) type and a small population of "switched" variants. This protocol describes a fast method for detecting and quantifying these populations.

검출<em&gt; 트리파노소마 (Trypanosoma) brucei</em자기 활성 셀 정렬 및 유동 세포 계측법에 의해&gt; 변형 표면 당 단백질 전환

Trypanosoma brucei, a protozoan parasite that causes both Human and Animal African Trypanosomiasis (known as sleeping sickness and nagana, respectively) ...

Isolation and In Vitro Culture of Murine and Human Alveolar Macrophages

Alveolar macrophages are terminally differentiated, lung-resident macrophages of prenatal origin. Alveolar macrophages are unique in their long life and their important role in lung development and function, as well as their lung-localized responses to infection and inflammation. To date, no unified method for identification, isolation, and handling of alveolar macrophages from humans and mice exists. Such a method is needed for studies on these important innate immune cells in various experimental settings. The method described here, which can be easily adopted by any laboratory, is a simplified approach to harvesting alveolar macrophages from bronchoalveolar lavage fluid or from lung tissue and maintaining them in vitro. Because alveolar macrophages primarily occur as adherent cells in the alveoli, the focus of this method is on dislodging them prior to harvest and identification. The lung is a highly vascularized organ, and various cell types of myeloid and lymphoid origin inhabit, interact, and are influenced by the lung microenvironment. By using the set of surface markers described here, researchers can easily and unambiguously distinguish alveolar macrophages from other leukocytes, and purify them for downstream applications. The culture method developed herein supports both human and mouse alveolar macrophages for in vitro growth, and is compatible with cellular and molecular studies.

Isolation and In Vitro Culture of Murine and Human Alveolar Macrophages

This communication describes methodologies for isolation and culture of alveolar macrophages from humans and murine models for experimental purposes.

고립과 Murine 인간과 치경 대 식 세포의 생체 외에서 문화

Alveolar macrophages are terminally differentiated, lung-resident macrophages of prenatal origin. Alveolar macrophages are unique in their long life and ...

Discrimination of Seven Immune Cell Subsets by Two-fluorochrome Flow Cytometry

Immune cell characterization heavily relies on multicolor flow cytometry to identify subpopulations based on differential expression of surface markers. Setup of a classic multicolor panel requires high-end instruments, custom labeled antibodies, and careful study design to minimize spectral overlap. We developed a multiparametric analysis to identify major human immune populations (CD4+ and CD8+ T cells, &#947;&#948; T cells, B cells, NK cells and monocytes) in peripheral blood by combining seven lineage markers using only two fluorochromes. Our strategy is based on the observation that lineage markers are constantly expressed in a unique combination by each cell population. Combining this information with a careful titration of the antibodies allows investigators to record five additional markers, expanding the optical limit of most flow cytometers. Head-to-head comparison demonstrated that the vast majority of immune cell populations in peripheral blood can be characterized with comparable accuracy between our method and the classic &#34;one fluorochrome-one marker approach&#34;, although the latter is still more precise for identifying populations such as NKT cells and &#947;&#948; T cells. Combining seven markers using two fluorochromes allows for the analysis of complex immune cell populations and clinical samples on affordable 6-10 fluorochrome flow cytometers, and even on 2-3 fluorochrome field instruments in areas with limited resources. High-end instruments can also benefit from this approach by using extra fluorochromes to accomplish deeper flow cytometry analysis. This approach is also very well suited for screening several cell populations in the case of clinical samples with limited number of cells.

Here, we present a flow cytometric protocol to identify CD4+ and CD8+ T cells, &#947;&#948; T cells, B cells, NK cells and monocytes in human peripheral blood by using only two fluorochromes instead of seven. With this approach, five additional markers can be recorded on most flow cytometers.

2 형광 색소에 의해 7 개의 면역 세포 하위 집합의 차별 Cytometry 흐름

Immune cell characterization heavily relies on multicolor flow cytometry to identify subpopulations based on differential expression of surface markers. ...