NGL은 모자, 주 산기 모자 건강에 웨인 주립 대학 주 산기 이니셔티브에 의해 지원되었다. 우리는 기꺼이 원고의 비판적인 읽기 모린 McGerty 에이미 E. Furcron (웨인 주립 대학)을 인정합니다.

이 프로토콜에 언급 된 샘플 작업을 시작하기 전에, 동물의 윤리적 인 승인은 지역 연구 윤리위원회와 윤리 심의 보드에 의해 제공되어야합니다. 동물의 혈액, 세포, 또는이 프로토콜에 언급 된 유해 에이전트와 작업 할 때, 적절한 바이오 안전성 및 실험실 안전 조치가 따라야합니다. 1. 마우스의 취급 및 조직 컬렉션 <ol><li> 멸균 워크 스테이션을 준비하고 조직 수집을 위해 멸균 도구를 얻을 수 있습니다. 이러한 도구는 크고 작은 수술 가위, 집게, 미세 팁 핀셋 포함됩니다. (- 22 ° C (20))을 실온으로 평형 - (5 ㎖ 3) 1X 인산염 완충 식염수 (PBS) 용액으로 채워져 적절한 조직 이름으로 표시된 작은 페트리 접시를 포함합니다. (- 15 ml의 10) 또한 1X PBS 용액으로 가득 레이블이없는 큰 페트리 접시를 포함한다. </li><li> 임신 한 마우스를 안락사 (10.5-19.0 일 후 교미 (DPC) 또는 인도하기 전에) 이산화탄소를 사용하여 (CO 2). 마우스를 안락사되는 것을 보장하기 위해, 자궁 경부 전위 기술을 사용합니다. 주 : 10.5 DPC에 앞서 수동 자궁 조직으로부터 탈락 조직을 분리하는 것이 곤란하다. 탈락 백혈구의 분리가 필요하지 않은 경우, 자궁 비 임신 한 쥐의 조직 또는 마우스의 것과 백혈구 &lt;10.5 DPC는이 프로토콜에 따라 수행 될 수있다. </li><li> 멸균 된 수술 용 가위를 이용하여 완전히 피부 조직과 근육의 하복부 부분을 제거한다. 집게로, 자궁까지 따로 다른 모든 장기를 이동하고 난소 볼 수 있습니다. 자궁이 여전히 부착으로, 복강 (그림 1A)의 외부로 이동하는 집게를 사용합니다. </li><li> 각 자궁의 난관과 - 자궁 접합에 말단 난소를 찾습니다. 작은 수술 가위를 사용하면, - 자궁 접합에 절개를하고 자궁 혈관을 포함하는 장간막에서 자궁 뿔을 분리; 다음,자궁 경부에서 소비세는 복강 (그림 1B)에서 자궁 뿔을 분리합니다. </li><li> 작은 수술 가위, 자궁 경부와​​ 자궁 뿔의 낮은 세그먼트 사이에 절개를합니다. 휴가는 자궁 경적을 열지 않도록이 프로세스 (그림 1C) 중 자궁 경부의 일부를 부착. </li><li> 주입 사이트를 수화 - (15 ml의 10) 1X PBS 용액으로 채워진 큰 페트리 접시에 (자궁 경부 포함) 자궁 뿔을 담가. </li><li> 여전히 1X PBS 용액에 침지하는 동안, 작은 수술 가위로 자궁 뿔에서 모든 지방을 손질. 해부를 통해 1X PBS 용액에 침지 조직을 유지합니다. </li><li> 집게와 장소에 자궁 뿔을 잡고 작은 수술 가위 (그림 1D)를 사용하여, 간 이식 영역을 통해 잘라 가로와 자궁에서 착상 사이트 중 하나를 제거합니다. 이식 장소는 둘러싸인 태아를 포함융모 막과 자궁, 탈락, 태반 조직. </li><li> 집게를 사용하여, 장소에 사이트를 누른 상태에서 태반과 탈락 막 조직 (그림 1E)에 인접한 자궁 벽에 작은 절개를합니다. 이러한 자궁 벽과 태아를 포함 융모 막 (그림 1 층)에서 모두 분리 될 때까지 태반 / 탈락의 둘레 낸다. </li><li> 1X PBS 용액에 태반과 연결된 탈락 조직과 장소를 제거합니다 (3-5 ml의 단계 1.12 참조). </li><li> (- 5 ml의 3) 1X PBS 용액으로 가득 페트리 접시에 자궁 조직에 부착 된 융모 막으로 둘러싸인 태아를 놓습니다. 이들 조직의 수화 자궁벽에서 융모의 막 분리를 용이하게한다 (단계 1.14 참조). </li><li> 미세 팁 핀셋을 사용하여 부드럽게 태반 표면에서 탈락 조직 (흰색 - 회색 층) 껍질. 이 작업을 수행태반과 탈락 막 조직 (그림 1G)의 무결성을 유지하기 위해 신중하게 단계. </li><li> (- 5 mL 씩 3) 1X PBS 용액으로 가득이 별도로 표시 페트리 접시에서 태반과 탈락 막 조직을 놓습니다. </li><li> 부드럽게 잘 팁 핀셋 융모 막에서 자궁 벽을 제거합니다. 이러한 자궁 조직이다. </li><li> (- 5 ml의 3) 1X PBS 용액으로 가득 페트리 접시에 자궁 조직을 놓습니다. </li><li> 모든 주입 사이트가 처리 될 때까지 반복 1.15 통해 1.8 단계를 반복합니다. </li><li> 효소 소화시 세포의 수율을 향상시키기 위해 여러 자궁, 탈락, 및 태반 조직을 수집. 조직의 양은 쓰레기 크기에 따라 달라집니다; 그러나, 백혈구 분리는 조직의&gt; 2 개를 필요로한다. 참고 : 다른 임신 일에 주입 사이트의 해부에 대한 자세한 내용은 Investigati에 안내서의 제 2 장에서 볼 수있는 사진을 볼마우스 임신 42에. </li></ol> 2. 자궁, 탈락 및 태반 조직 해리 <ol><li> 해당 조직의 이름으로 여러 멸균 2 ml의에게 원뿔 튜브 레이블 및 얼음에 효소 솔루션의 1000 μL와 유리 병을 배치합니다. </li><li> 레이블이 2 ML 원뿔 튜브에 자궁, 탈락, 또는 태반 조직의 - (150 mg을 100) 1X PBS 용액으로 가득 페트리 접시에서 두 가지를 전송합니다. </li><li> 각 2 ML 원뿔 관에 찬 효소 용액 500 μl를 추가합니다. </li><li> 미세 멸균 가위, 잘게 다진이 될 때까지의 효소 용액에 침지하여 직물을 해리하기 시작한다. 시간이 지남에 따라 서스펜션은 우유 모양을 개발할 것입니다. 이 단계는 샘플의 오버 조작을 방지하기 위해 2 개 이상의 분을 초과하지 않아야한다. </li><li> 조직이 분해되면, 2 ML 원뿔 튜브에 감기 효소 솔루션의 추가 500 μl를 추가합니다. </li><li> 얼음에 2 ML 원뿔 튜브를 놓습니다. </li><li> 모든 조직이 처리 될 때까지 반복하여 각각의 조직과 2.6을 통해 2.2 단계를 반복합니다. </li><li> 37 ºC에서 인큐베이터에 얼음에서 균질 조직 (다진 조직 + 효소 용액) 샘플 모든 2 ml의에게 원뿔 튜브를 전송하고 부드러운 궤도 교반 (80 RPM)을 수행합니다. 35 분 - 30 품어. 인큐베이터의 온도가 배양 시간을 시작하기 전에 안정되어 있는지 확인합니다. </li><li> 배양 후, 인큐베이터에서 해리 조직에 2 ml의에게 원뿔 튜브를 제거하고 더 소화를 방지하기 위해 얼음에 배치합니다. </li><li> 조직의 종류에 따라 멸균 50 ML 원뿔 튜브 레이블. 뚜껑을 제거하고 살균 셀 스트레이너 (100 μm의 기공 크기)로 교체. </li><li> ~ 1X PBS 용액 20 ㎖를 셀 스트레이너 원추형 튜브를 통해 사용이 용액에서 해리 된 조직을 붓는다. 조직 단편을 세포 여과기에 남아 및 세포 현탁액을 통과한다. </li><li> 디 워시셀 스트레이너에 지을 조직 2 - 전달 피펫을 사용하여 1X PBS 용액 20 ㎖로 3 회. </li><li> 2ml의 빈을 1X PBS 용액 (1 mL)로 원추형 튜브 헹구고 셀 스트레이너를 통해 내용을 붓는다. </li><li> 50 ML 원뿔 튜브에서 셀 스트레이너를 제거하고 덮개를 교체합니다. 4 ºC에서 10 분 동안 1,250 XG에서 튜브를 원심 분리기. </li><li> 조심스럽게 세포 펠렛을 방해하지 않고 뜨는을 대기음. 세포 펠렛은 고립 된 백혈구와 기질 세포가 포함되어 있습니다. </li><li> 소 태아 혈청 (FBS)없이 RPMI 배지 1 ㎖의 세포 펠렛을 다시 일시. 부드럽게 섞는다. 소용돌이를 사용하지 마십시오. </li><li> 5 ml의 폴리스티렌 플라스틱 튜브에 깔끔한 FBS 500 μl를 추가하고 천천히 세포 현탁액을 오버레이. </li><li> 세포 파편이 PBS / FBS 인터페이스에서 유지되는 동안 실온에서 브레이크없이 1,100 XG에 10 분 동안 원심 분리기가 가능한 세포 펠렛합니다. </li><li> 세포 펠렛을 건드리지 않고 뜨는을 대기음. CELL 펠릿은 대부분 가능한 세포가 포함되어 있습니다. </li><li> 선택적으로, 아래에 기술 된 바와 같이 단핵 세포를 농축하기 위해, 20 % 포화 폴리 사카 라이드 용액을 사용한다. <ol><li> FBS없이 RPMI 배지 1000 μL에서 세포 펠렛을 재현 탁. </li><li> 제조업체의 지시에 따라, 5 ml의 폴리스티렌 플라스틱 튜브에 20 % 포화 된 다당류 용액 1 ㎖를 천천히 첨가하고,이 용액의 상부에 세포 현탁액을 오버레이. 시료를 적층하는 동안, 세포 현탁액으로 20 % 포화 폴리 사카 라이드 용액을 혼합 피한다. </li><li> 브레이크없이 실온에서 30 분 동안 500 XG에 스윙 아웃 로터와 원심 분리기. 그것은 세포를 혼합 그라데이션 손실을 방지하기 위해 브레이크를 해제하는 것이 매우 중요합니다. 단핵 세포를 20 % 포화 용액 및 다당류 1X PBS 용액 사이의 계면에서 발견 될 것이다. </li><li> 기음과 상층 액을 버린다. 세포 펠렛은 주로 단핵 세포가 포함되어 있습니다. 아니테가 : 수행하려면 6 단계를 참조 고립 된 백혈구의 세포 배양을 수행하려면 5 단계를 참조 생존 염색 단지 세포 염색을 수행하려면 4 단계를 참조하십시오, 모두 면역을 수행하려면 3 단계를 참조 생존 염색 및 세포 내 염색을 수행하려면 자기 세포 분류는 7 단계를 참조하십시오. </li></ol></li></ol> 고칠 수 세포 3. 생존 염색 <ol><li> 1X PBS 용액 1100 μL에서 세포 펠렛을 재현 탁. 부드럽게 마이크로 피펫을 사용하여 섞는다. </li><li> 5 ㎖ 폴리스틸렌 플라스틱 튜브에 세포 현탁액 100 ㎕를 옮긴다. 5 ML의 폴리스티렌 튜브에 1X PBS 용액 400 μl를 추가합니다. 이 튜브는 티슈 자동 형광위한 제어이다. 단계 3.5까지 4 ºC에 저장합니다. </li><li> 새로운 5 ㎖ 폴리스틸렌 플라스틱 튜브에 세포 현탁액의 나머지 1000 μL를 옮긴다. 생존 염료 1 μl를 추가하고 부드럽게 균질화. 4 ºC에서 어둠 속에서 30 분 동안 품어. </li><li> 배양 후, 1000 &amp; # 추가181; 1X PBS 용액 L. 손으로 가볍게 섞는다. </li><li> 원심 분리기 모두 5 ml의 폴리스티렌 플라스틱 튜브는 4 ºC에서 10 분 동안 1,250 XG에 (3.2 및 3.3 단계). 기음과 상층 액을 버린다. 주 : 세포 펠렛 (단계 3.3)를 티슈 자동 형광 용 제어 될 것 단계 4. 세포 펠렛 (단계 3.2)에서 사용될 것이다. </li></ol> 4. 면역 표현형 <ol><li> 항 - 마우스 CD16 / CD32 50 μL에서 세포 펠렛을 재현 탁 (1 희석 : FACS 완충액 100 [0.1 % BSA, 0.05 % 아 지드 화 나트륨, 1X PBS 용액의 pH 7.4]). 부드럽게 세포 현탁액을 섞는다. 소용돌이를 사용하지 마십시오. </li><li> 10 분 동안 4 ℃에서 어둠 속에서 5 ml의 폴리스티렌 튜브에 세포 현탁액을 부화. </li><li> 인큐베이션 후, 세포 외 세포 표면 마커 또는 이소 타입 - 매치 대조군 항체와 반응하는 항 각 백혈구 모노클로 날 항체 50 μL (희석액 항체가 확인해야 함) 추가한다. 예를 들어, 백혈구 하위 집단을 분석 안티 모 사용CD45, Ly6G, F4 / 80, 중 CD11c, CD49b, B220, CD3, CD4, CD8과 (표 1) 다음 백혈구 세포 표면 마커와 반응하는 항체를 사용합니다. </li><li> 세포 마커에 대한 항체가 5 ml의 폴리스티렌 플라스틱 튜브에 추가되면, 부드럽게 섞는다. 4 ℃에서 30 분 동안 어둠 속에서 품어. </li><li> 이 인큐베이션 동안, 준비 (탈 이온수로 희석하고, 1 : 5) 정착 완충액 미리 가온 필요한 경우 37 ºC를. 그것의 사용이 필요한 때까지 어둠 속에서 37 ºC에서 버퍼를 유지합니다. </li><li> 30 분간 인큐베이션 한 후, 5 ml의 폴리스티렌 플라스틱 튜브 FACS 완충액 500 μL를 추가하고 부드럽게 혼합한다. 이 단계는 세포를 세척하고 결합되지 않은 항체의 과잉을 제거하기 위해 필요하다. </li><li> 10 분 동안 4 ° C에서 1,250 XG에서 샘플을 원심 분리기. 기음과 상층 액을 버린다. 주 : 세포 염색이 필요하지 않은 경우, 세포 염색이 필요한 경우, 단계 5를 참조 투과성으로 수행하고 인트라울라 염색 여기에, 다음 고정 (4.8 단계)를 진행합니다. </li><li> 세포 펠렛을 예열 고정 완충 용액 500 μl를 첨가하고 37 ºC에서 10 분 동안 어둠 속에서 배양한다. </li><li> 5 ㎖ 폴리스틸렌 플라스틱 튜브로 FACS 완충액 500 μL 디스펜스. 부드럽게 섞는다. </li><li> 10 분 동안 4 ° C에서 1,250 XG에서 샘플을 원심 분리기. 기음과 상층 액을 버린다. </li><li> 각 샘플에 외과 버퍼의 500 μl를 추가합니다. 이들 샘플은 현재 유동 세포 계측법에 의해 분석 될 수있다. 최상의 결과를 즉시 샘플을 수집. </li></ol> 수정할 수없는 세포 5. 생존 염색 <ol><li> 세포 외 면역 표현형 후 FACS 완충액 500 μL에서 세포 펠렛을 재현 탁. </li><li> 단지 샘플을 취득하기 전에 4 &#39;, 6 diamidino -2- 페닐 인돌 디 히드로 클로라이드 (DAPI, 200 μg의 / ㎖)의 1 μl를 추가합니다. </li><li> 플로우 사이토 미터를 사용 DAPI를 추가 한 후 2 분 - 1 내의 샘플을 시각화. </li></ol><ol><li> 멸균 흄 후드에서 워크 스테이션을 준비합니다. 수조를 사용하여 37 ° C로 RPMI 배지를 미리 가온. </li><li> 셀 카운팅 FACS 완충액 1000 ㎕의 세포 펠렛을 resuspend. </li><li> 제조자의 지시에 따라, 자동 세포 계수기 또는 혈구 및 0.4 % 트리 판 블루 용액을 이용하여 생존 세포의 수를 카운트. 총 생균 수를 기록한다. </li><li> 원심 분리기는 4 ° C에서 1,250 XG에 세포를 10 분은 외과 버퍼를 제거하십시오. </li><li> 부드럽게 2 ~ 3 회 피펫 팅하여 예열 된 RPMI 배지 500 μL에서 세포 펠렛을 재현 탁. </li><li> 멸균 된 24- 웰 플레이트에있는 세포의 수를 플레이트 및 37 ° C에서 배양한다. 배양 시간은 연구 문제에 의해 결정될 것이다. </li></ol> 7. 자기 셀 정렬 <ol><li> MS 열, 자기 세포 분리, 15 : 다음 물질과 깨끗한 워크 스테이션을 설정ML 원뿔 튜브, 30 μm의 사전 분리 필터, 멀티 스탠드. </li><li> MACS 완충액 (0.5 % BSA, 2mM의 EDTA, 1X PBS 용액의 pH 7.2) 500 μL에서 세포 펠렛을 재현 탁. </li><li> 자동 세포 계수기 또는 혈구 및 0.4 % 트리 판 블루 용액을 사용하여, 카운트 및 총 생균 수를 기록한다. </li><li> 10 분 동안 4 ℃에서 1,250 XG에서 세포를 원심 분리기. 기음과 상층 액을 버린다. 맥 버퍼의 또 다른 500 μl를 추가합니다. </li><li> 제조업체의 권장 사항은 다음 자기 분리를 수행하기 위해 진행합니다. </li><li> 유동 세포 계측법 또는 현미경으로 순도를 결정합니다. </li></ol>

저자는 관심의 충돌을 공개하지 않습니다.

산모 - 태아 인터페이스에 침투 백혈구의 풍요 로움과 표현형 특성을 기록하고 일관된 데이터의 수집은 임신 관련 합병증의 발병 기전을 이해하는 데 필수적이다. 몇 가지 기술은 임신 31,38,39,43-46 걸쳐 모체 - 태아의 계면에서 뮤린 조직으로부터 백혈구 침투의 분리를 용이하게하는 기술되었다. 그러나, 각각의 기술은 다르고, 항상 분리 된 세포의 생존 능력을 지정하지 않고, 가장 중요한...

특징적인 변화가 어머니의 면역 시스템 내에서 발생하는 경우 임신 면역 관용은 기간입니다. 이러한 변화는 어머니가 태아, 반 동종 이식 (1)을 허용 할 수 있습니다. 태아는 아버지의 주요 조직 적합성 복합체 (MHC)는 항원이, 태아 세포가 모체 순환 3에서 발견 된 표현; 그러나 태아는 4,5를 거부하지 않습니다. 이 수수께끼는 완전히 이해되지 않습니다. 가장 최근의 가설은 산모 - 태아의 허용 오차가 성교 중에 생성 및 6,7 Fecundation는과 만삭 임신 8 ~ 10을 유지하기 위해 유지되는 것을 말한다. 이 산모 - 태아 관용의 고장은 임신 10-16의 초기와 후기 단계에서 질병의 메커니즘을 고려된다. 모체 - 태아의 공차는 T 세포 (T 조절 세포, Th1 세포, TH2 세포와 Th17 세포), MAC 등 다양한 백혈구 하위 집단의 참여를 수반rophages, 호중구, 비만 세포, NK 세포, 및 NKT 세포, 수지상 세포 및 B 세포, 임신 15,17-19 걸쳐 밀도 및 위치 파악에 그 변화. 어머니의 면역 체계가 태아 항원 (20, 21)와 상호 작용하는 해부학 사이트 - 산모 - 태아의 허용 오차는 산모 - 태아 인터페이스 (20)에서 농축된다. 태아 extravillous 영양막 세포가 자궁 점막 22-24를 침공 할 때 산모 - 태아 인터페이스는 태반 중에 작성됩니다. 이 인터페이스의 태아 측면에서, 태아를 둘러싸고있는 막은 태반 내에서 전문 상피 표면을 생성하고, 융합 세포의 세포는 산모의 혈액 (22)과의 직접 접촉을 통해 영양 교환을 제어 할 수 있습니다. 인터페이스의 모체 측에서 탈락은 모든 마우스에서 탈락 막 세포의 50 %로 30 %를 차지하고 백혈구 이종 풀을 모집. matern에 참여하는 것 외에도알 면역 관용,이 세포는 임신 기간 동안 다른 프로세스, 예., 감염, Fecundation는에서 생식 기관의 보호, 배아 이식 7,25, 탈락 혈관 신생 (26), 혈관 재 24,27, 영양막 세포 침윤 (28), 태반의 핵심 기여자입니다 개발 24, 25, 및, 궁극적으로, 노동 및 배달 15,17. 따라서, 산모 - 태아 내성에 관여하는 백혈구의 연구는 임신 관련 합병증의 발병 기전을 해명하는 것이 필수적입니다. 면역 조직 화학 염색 및 면역 형광의 사용이 직접 시각화 및 자궁, 탈락, 또는 태반 백혈구 (29, 30)의 국산화에 대한 데이터를 생성하고 있지만, 더 이러한 조직 (31, 32)의 각각에 백혈구의 특정 부분 집합을 밝혔다 분석 유동 세포 계측법. 또한 계측법 밀도 메이터의 비율을 결정하기 위해 사용되어왔다 흐름NAL-태아 인터페이스는 세포와 세포 내 단백질 8-10,34 33과 표현 수준을 백혈구. 모체 - 태아의 계면에서 백혈구 세포 계측 분석 흐름은 단일 세포 현탁액을 필요로한다. 탈락, 자궁, 태반 조직으로부터 침윤 백혈구를 분리하기 위해, 티슈 해리의 두 가지 방법이 사용되고있다 : 기계적 및 효소. 두 가지 방법이 조직의 세포 외 기질 (ECM)에서 침투 백혈구의 분리를 할 수 있습니다. 덜 전단력 - 관련 손상 (35) 백혈구의 높은 수율을 허용하는 조직 분해 효소는 조직 기계적 해리 우수하다. 따라서, 기계적 해리 티슈 샘플의 가변성 및 이질성 조직을 증가시킬 수있다 (36)를 필요로 풀링. 그러나, 기계적 해리 관심 항원 또는 효소 분해에 의해 변경 될 때 때 선택이 세포의 기능관심의 필요의 보존되는 (예., NK 세포의 세포 독성) 35. ECM을 저하 특정 단백질 분해 효소의 사용은 기계적 해리 관찰 저수율을 제거한다. 여러 연구 트립신 (32), 콜라게나 제 (37)의 DNase (31), (38) 디스 파제, 각종 효소 32,39의 상업 칵테일의 사용 신고되었습니다. 그러나, 자연 및 다른 효소의 농도 및 분해 기간 꼼꼼하게 정의 면역 표현형에 필요한 세포 표면 항원 성 에피토프의 무결성의 유지를 보장하기 위해 검증되어야한다. 다양한 표면 구조는 다수의 단일 클론 항체에 의해 인식 백혈구 표면 에피토프 스트리핑 악명되고, 트립신과 같은 일부 효소와 다른 효소에 의해 파괴 차분 쉽다. 본원에 도입 proteolyt를 사용하는 방법이다Accutase라고 IC와 collagenolytic 효소 칵테일. 이 효소 용액을 충분히 모체 - 태아의 계면에서 해리 뮤린 조직 내 여전히 효율적으로 완만하고, 해리 반응을 정지 해리 다른 시약 또는 혈청의 첨가를 필요로하지 않는다. 해리 시간을 검증 할 필요가 있지만, 또한, 그것은 전술 한 효소 40,41보다 더 강력, 공급로 사용할 준비하고. 조직 세분화 두 유형의 조합의 이용은 얻어지는 전지의 품질과 양을 향상시킨다; 따라서, 여러 연구 결과는 만족할 31,32,37와 기계적 및 효소 적 분해의 병용을 시행하고있다. 여기에 설명 된 프로토콜은 설립 우리의 실험실에서 검증되었다 이것은 강력한 효소 세분화이어서 부드러운 기계적 해리의 조합을 사용한다. 이 프로토콜은의 고립과 더 많은 연구를 할 수 있습니다산모 - 태아 인터페이스에서 쥐의 조직에 침투 백혈구 (자궁, 탈락 및 태반). 유세포 분석에 의해 입증 된 바와 같이 다음과 같은 프로토콜은 세포 표면 마커 및 하류 어플리케이션에 충분한 수율을 생세포의 무결성을 유지한다. 마지막으로,이 프로토콜은 분석 모체 - 태아의 인터페이스를 구성하는 다른 뮤린 조직의 비교 세포 제제의 일관성을 유지한다.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
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			<td></td>
			<td>Magentic Cell Separation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MS Columns</td>
			<td></td>
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			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cell Separator</td>
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			<td></td>
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		<tr>
			<td>30&#956;m pre separation filters</td>
			<td></td>
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			<td></td>
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		<tr>
			<td>Multistand</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>15mL safe lock conical tubes</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MACS Buffer</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>(0.5% bovine serum albumin, 2mM EDTA and 1X PBS)</td>
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		<tr>
			<td></td>
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			<td></td>
			<td>Reagents</td>
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		<tr>
			<td>Anti-mouse CD16/CD32</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
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			<td>Anti-mouse extracellular antibodies</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>(Table 1)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium azide</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bovine serum albumin</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>(BSA)</td>
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		<tr>
			<td>LIVE/DEAD viability dye</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fixation buffer solution</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FACS Buffer</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>(1% bovine serum albumin, 0.5% sodium azide, and 1X PBS ph 7.2)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypan Blue Solution 0.4%</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
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		<tr>
			<td>Fetal bovine serum</td>
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			<td></td>
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		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Additional Instruments</td>
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		<tr>
			<td>Incubator with shaker</td>
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			<td></td>
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		<tr>
			<td>Flow cytometer</td>
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			<td></td>
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		<tr>
			<td>Centrifuge</td>
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			<td></td>
			<td></td>
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		<tr>
			<td>Vacuum system</td>
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			<td></td>
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		<tr>
			<td>Incubator</td>
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			<td></td>
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		<tr>
			<td>Water bath</td>
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			<td></td>
			<td></td>
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		<tr>
			<td>Cell counter</td>
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			<td></td>
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		<tr>
			<td>Microscope</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

isolation of leukocytes from the murine tissues at the maternal-fetal interface

임신에서 면역 관용은 어머니의 면역 체계가 현상 태아에 동의하고 육성하기 위해 특유의 변화를 겪는 것을 요구한다. 이 허용 오차는 성교시에 시작 Fecundation는과 주입 중 설립, 임신 동안 유지된다. 산모 - 태아 관용의 활성 세포 및 분자 매개은 태반과 자궁과 탈락 막 조직을 포함하는 산모 - 태아 인터페이스로 알려진 태아와 산모의 조직 사이의 접촉의 사이트에 충실. 이 인터페이스는, 기질 세포 및 백혈구 침윤으로 구성되고, 그 표현형 풍부하고 임신에 걸쳐 변화. 모체 - 태아의 계면에 침투 백혈구 함께 임신 지탱 로컬 미세 환경을 만들 호중구, 대 식세포, 수지상 세포, 비만 세포, T 세포, B 세포, NK 세포, 및 NKT 세포를 포함한다. 이 세포 또는 inapprop 간의 불균형자신의 표현형에 riate 변경은 임신 질병의 메커니즘을 고려된다. 따라서, 산모 - 태아 인터페이스를 침투 백혈구의 연구는 임신 관련 합병증으로 이어질 면역 메커니즘을 규명하기 위해 필수적이다. 본원에 기재된 단백질 분해 및 모체 - 태아의 계면에서 뮤린 조직으로부터 침윤 백혈구를 분리 collagenolytic 효소 칵테일 강력한 효소 세분화이어서 부드러운 기계적 해리의 조합을 사용하는 프로토콜이다. 이 프로토콜은 충분히 보존 항원 및 기능적 특성을 가진 가능한 백혈구 (&gt; 70 %)의 높은 숫자의 분리 수 있습니다. 격리 백혈구이어서 면역 표현형, 세포 분류, 영상화, 면역, mRNA 발현, 세포 배양, 및 혼합 백혈구 반응, 증식 또는 세포 독성 분석 시험 관내 기능 분석 등을 포함한 몇 가지 기술에 의해 분석 될 수있다.

모체 - 태아의 인터페이스에서 뮤린 조직의 절개는도 1에 도시되어있다; 이 절차는 복강 (도 1A, B), 주입 부위 (도 1d)를 포함한 자궁 뿔 (도 1C), 및 자궁 조직의 컬렉션 (도 1E), 태반 (도 1F), 및 탈락 조직을 개방 포함 16.5에서 (그림 1G)는 DPC. 그림 2는 고립 된 대 식세포의 형태를 보여줍니다 (F4 / 80 +) ...

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Isolation of Leukocytes from the Murine Tissues at the Maternal-Fetal Interface

Described herein is a protocol to isolate and analyze the infiltrating leukocytes of tissues at the maternal-fetal interface (uterus, decidua, and placenta) of mice. This protocol maintains the integrity of most cell surface markers and yields enough viable cells for downstream applications including flow cytometry analysis.

산모 - 태아 인터페이스에서 쥐의 조직에서 백혈구의 분리

Immune tolerance in pregnancy requires that the immune system of the mother undergoes distinctive changes in order to accept and nurture the developing ...

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Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

17.1K 조회수.  Wayne State University School of Medicine. Described herein is a protocol to isolate and analyze the infiltrating leukocytes of tissues at the maternal-fetal interface (uterus, decidua, and placenta) of mice. This protocol maintains the integrity of most cell surface markers and yields enough viable cells for downstream applications including flow cytometry analysis. 

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Isolation of Brain-infiltrating Leukocytes

We describe a method for preparing brain infiltrating leukocytes (BILs) from mice. We demonstrate how to infect mice with Theiler's murine encephalomyelitis virus (TMEV) via a rapid intracranial injection technique and how to purify a leukocyte-enriched population of infiltrating cells from whole brain. Briefly, mice are anesthetized with isoflurane in a closed chamber and are free-hand injected with a Hamilton syringe into the frontal cortex. Mice are then killed at various times after infection by isoflurane overdose and whole brains are extracted and homogenized in RPMI with a Tenbroeck tissue grinder. Brain homogenates are centrifuged through a continuous 30% Percoll gradient to remove the myelin and other cell debris. The cell suspension is then strained at 40 &mu;m, washed and centrifuged on a discontinuous Ficoll-Paque Plus gradient to select and purify the leukocytes. The leukocytes are then washed and resuspended in appropriate buffers for immunophenotyping by flow cytometry. Flow cytometry reveals a population of innate immune cells at the early stages of infection in C57BL/6 mice. At 24 hours post infection, multiple subsets of immune cells are present in the BILs, with an enriched population of Gr1+, CD11b+ and F4/80+cells. Therefore, this method is useful in characterizing the immune response to acute infection in the brain.

A rapid method to obtain infiltrating leukocytes from the murine brain is described. This method utilizes a continuous Percoll gradient and discontinuous Ficoll gradient to select and purify the leukocyte-enriched layer. Isolated leukocytes may then be characterized by flow cytometric measurements.

브레인 - 침투 Leukocytes의 분리

We describe a method for preparing brain infiltrating leukocytes (BILs) from mice. We demonstrate how to infect mice with Theiler's murine ...

연구

면역학 및 감염병학

RNA Isolation of Pseudomonas aeruginosa Colonizing the Murine Gastrointestinal Tract

Pseudomonas aeruginosa (PA) infections result in significant morbidity and mortality in hosts with compromised immune systems, such as patients with leukemia, severe burn wounds, or organ transplants1. In patients at high-risk for developing PA bloodstream infections, the gastrointestinal (GI) tract is the main reservoir for colonization2, but the mechanisms by which PA transitions from an asymptomatic colonizing microbe to an invasive, and often deadly, pathogen are unclear. Previously, we performed in vivo transcription profiling experiments by recovering PA mRNA from bacterial cells residing in the cecums of colonized mice 3 in order to identify changes in bacterial gene expression during alterations to the host&#x2019;s immune status.
As with any transcription profiling experiment, the rate-limiting step is in the isolation of sufficient amounts of high quality mRNA. Given the abundance of enzymes, debris, food residues, and particulate matter in the GI tract, the challenge of RNA isolation is daunting. Here, we present a method for reliable and reproducible isolation of bacterial RNA recovered from the murine GI tract. This method utilizes a well-established murine model of PA GI colonization and neutropenia-induced dissemination4. Once GI colonization with PA is confirmed, mice are euthanized and cecal contents are recovered and flash frozen. RNA is then extracted using a combination of mechanical disruption, boiling, phenol/chloroform extractions, DNase treatment, and affinity chromatography. Quantity and purity are confirmed by spectrophotometry (Nanodrop Technologies) and bioanalyzer (Agilent Technologies) (Fig 1). This method of GI microbial RNA isolation can easily be adapted to other bacteria and fungi as well.

RNA Isolation of Pseudomonas aeruginosa Colonizing the Murine Gastrointestinal Tract

A reliable method for the RNA isolation of Pseudomonas aeruginosa recovered from murine cecums is described. The RNA recovered is of sufficient quantity and quality for subsequent qPCR, transcription profiling, and RNA Seq experiments. This technique can be adapted for RNA isolation of other intestinal microbes.

의 RNA 격리 녹농균 Murine 위장관을 Colonizing

Pseudomonas aeruginosa (PA) infections result in significant morbidity and mortality in hosts with compromised immune systems, such as patients with ...

Isolation and Analysis of Brain-sequestered Leukocytes from Plasmodium berghei ANKA-infected Mice

We describe a method for isolation and characterization of adherent inflammatory cells from brain blood vessels of P. berghei ANKA-infected mice. Infection of susceptible mouse-strains with this parasite strain results in the induction of experimental cerebral malaria, a neurologic syndrome that recapitulates certain important aspects of Plasmodium falciparum-mediated severe malaria in humans 1,2 . Mature forms of blood-stage malaria express parasitic proteins on the surface of the infected erythrocyte, which allows them to bind to vascular endothelial cells. This process induces obstructions in blood flow, resulting in hypoxia and haemorrhages 3 and also stimulates the recruitment of inflammatory leukocytes to the site of parasite sequestration.
Unlike other infections, i.e neutrotopic viruses4-6, both malaria-parasitized red blood cells (pRBC) as well as associated inflammatory leukocytes remain sequestered within blood vessels rather than infiltrating the brain parenchyma. Thus to avoid contamination of sequestered leukocytes with non-inflammatory circulating cells, extensive intracardial perfusion of infected-mice prior to organ extraction and tissue processing is required in this procedure to remove the blood compartment. After perfusion, brains are harvested and dissected in small pieces. The tissue structure is further disrupted by enzymatic treatment with Collagenase D and DNAse I. The resulting brain homogenate is then centrifuged on a Percoll gradient that allows separation of brain-sequestered leukocytes (BSL) from myelin and other tissue debris. Isolated cells are then washed, counted using a hemocytometer and stained with fluorescent antibodies for subsequent analysis by flow cytometry.
This procedure allows comprehensive phenotypic characterization of inflammatory leukocytes migrating to the brain in response to various stimuli, including stroke as well as viral or parasitic infections. The method also provides a useful tool for assessment of novel anti-inflammatory treatments in pre-clinical animal models.

Isolation and Analysis of Brain-sequestered Leukocytes from Plasmodium berghei ANKA-infected Mice

A method for isolation of adherent inflammatory leukocytes from brain blood vessels of Plasmodium berghei ANKA-infected mice is described. The method allows quantification as well as phenotypic characterization of isolated leukocytes after staining with fluorescent antibodies and subsequent analysis by flow cytometry.

에서 뇌 - 분리 된 백혈구의 분리 및 분석<em&gt; Plasmodium berghei</em&gt; ANKA에 감염된 마우스

We describe a method for isolation and  characterization of adherent inflammatory cells from brain blood vessels of P. berghei ANKA-infected mice. ...

Bioenergetics and the Oxidative Burst: Protocols for the Isolation and Evaluation of Human Leukocytes and Platelets

Mitochondrial dysfunction is known to play a significant role in a number of pathological conditions such as atherosclerosis, diabetes, septic shock, and neurodegenerative diseases but assessing changes in bioenergetic function in patients is challenging.&#160;Although diseases such as diabetes or atherosclerosis present clinically with specific organ impairment, the systemic components of the pathology, such as hyperglycemia or inflammation, can alter bioenergetic function in circulating leukocytes or platelets. This concept has been recognized for some time but its widespread application has been constrained by the large number of primary cells needed for bioenergetic analysis.&#160;This technical limitation has been overcome by combining the specificity of the magnetic bead isolation techniques, cell adhesion techniques, which allow cells to be attached without activation to microplates, and the sensitivity of new technologies designed for high throughput microplate respirometry.&#160;An example of this equipment is the extracellular flux analyzer. Such instrumentation typically uses oxygen and pH sensitive probes to measure rates of change in these parameters in adherent cells, which can then be related to metabolism. Here we detail the methods for the isolation and plating of monocytes, lymphocytes, neutrophils and platelets, without activation, from human blood and the analysis of mitochondrial bioenergetic function in these cells. In addition, we demonstrate how the oxidative burst in monocytes and neutrophils can also be measured in the same samples. Since these methods use only 8-20 ml human blood they have potential for monitoring reactive oxygen species generation and bioenergetics in a clinical setting.

Blood leukocytes and platelets can be used as a marker of overall bioenergetic health of an individual and so have the potential to monitor pathological processes and the impact of treatments. Here&#160;we describe a method to isolate and measure mitochondrial function and the oxidative burst in these cells.

인간 백혈구 및 혈소판의 분리 및 평가를위한 프로토콜 : 생물 에너지와 산화 버스트

Mitochondrial dysfunction is known to play a significant role in a number of pathological conditions such as atherosclerosis, diabetes, septic shock, and ...

Isolation of Human Monocytes by Double Gradient Centrifugation and Their Differentiation to Macrophages in Teflon-coated Cell Culture Bags

Human macrophages are involved in a plethora of pathologic processes ranging from infectious diseases to cancer. Thus they pose a valuable tool to understand the underlying mechanisms of these diseases. We therefore present a straightforward protocol for the isolation of human monocytes from buffy coats, followed by a differentiation procedure which results in high macrophage yields. The technique relies mostly on commonly available lab equipment and thus provides a cost and time effective way to obtain large quantities of human macrophages. Briefly, buffy coats from healthy blood donors are subjected to a double density gradient centrifugation to harvest monocytes from the peripheral blood. These monocytes are then cultured in fluorinated ethylene propylene (FEP) Teflon-coated cell culture bags in the presence of macrophage colony-stimulating factor (M-CSF). The differentiated macrophages can be easily harvested and used for subsequent studies and functional assays. Important methods for quality control and validation of the isolation and differentiation steps will be highlighted within the protocol. In summary, the protocol described here enables scientists to routinely and reproducibly isolate human macrophages without the need for cost intensive tools. Furthermore, disease models can be studied in a syngeneic human system circumventing the use of murine macrophages.

We present a simple and efficient protocol for the generation of human macrophages. Buffy coats are processed by double density gradient centrifugation and isolated monocytes are then differentiated to macrophages in Teflon-coated cell culture bags. This maximizes macrophage yields and facilitates cell harvesting for subsequent experiments.

인간의 두 그라데이션 원심 분리하여 단핵구와 테프론 코팅 세포 배양 가방에서 대 식세포로 분화의 분리

Human macrophages are involved in a plethora of pathologic processes ranging from infectious diseases to cancer. Thus they pose a valuable tool to ...

Analyzing the Effects of Stromal Cells on the Recruitment of Leukocytes from Flow

Stromal cells regulate the recruitment of circulating leukocytes during inflammation through cross-talk with neighboring endothelial cells. Here we describe two in vitro &#8220;vascular&#8221; models for studying the recruitment of circulating neutrophils from flow by inflamed endothelial cells. A major advantage of these models is the ability to analyze each step in the leukocyte adhesion cascade in order, as would occur in vivo. We also describe how both models can be adapted to study the role of stromal cells, in this case mesenchymal stem cells (MSC), in regulating leukocyte recruitment.
Primary endothelial cells were cultured alone or together with human MSC in direct contact on Ibidi microslides or on opposite sides of a Transwell filter for 24 hr. Cultures were stimulated with tumor necrosis factor alpha (TNF&#945;) for 4 hr and incorporated into a flow-based adhesion assay. A bolus of neutrophils was perfused over the endothelium for 4 min. The capture of flowing neutrophils and their interactions with the endothelium was visualized by phase-contrast microscopy.
In both models, cytokine-stimulation increased endothelial recruitment of flowing neutrophils in a dose-dependent manner. Analysis of the behavior of recruited neutrophils showed a dose-dependent decrease in rolling and a dose-dependent increase in transmigration through the endothelium. In co-culture, MSC suppressed neutrophil adhesion to TNF&#945;-stimulated endothelium.
Our flow based-adhesion models mimic the initial phases of leukocyte recruitment from the circulation. In addition to leukocytes, they can be used to examine the recruitment of other cell types, such as therapeutically administered MSC or circulating tumor cells. Our multi-layered co-culture models have shown that MSC communicate with endothelium to modify their response to pro-inflammatory cytokines, altering the recruitment of neutrophils. Further research using such models is required to fully understand how stromal cells from different tissues and conditions (inflammatory disorders or cancer) influence the recruitment of leukocytes during inflammation.

The ability of inflamed endothelium to recruit leukocytes from flow is regulated by mesenchymal stromal cells. We describe two in vitro models incorporating primary human cells that can be used to assess neutrophil recruitment from flow and examine the role that mesenchymal stromal cells play in regulating this process.

흐름에서 백혈구의 모집에 기질 세포의 영향 분석

Stromal cells regulate the recruitment of circulating leukocytes during inflammation through cross-talk with neighboring endothelial cells. Here we ...

Isolation and Transplantation of Different Aged Murine Thymic Grafts.

The mechanisms that regulate the efficacy of thymic selection remain ill-defined. The method presented here allows in vivo analyses of the development and selection of T cells specific for self and foreign antigens. The approach entails implantation of thymic grafts derived from various aged mice into immunodeficient scid recipients. Over a relatively short period of time the recipients are fully reconstituted with T cells derived from the implanted thymus graft. Only thymocytes seeding the thymus at the time of isolation undergo selection and develop into mature T cells. As such, changes in the nature and specificity of the engrafted T cells as a function of age-dependent thymic events can be assessed. Although technical expertise is required for successful thymic transplantation, this method provides a unique strategy to study in vivo a wide range of pathologies that are due to or a result of aberrant thymic function and/or homeostasis.

This report provides a detailed description of transplanting murine thymi from different aged donor mice under the kidney capsule of immunodeficient mouse recipients. The goal of this approach is to model T cell development and thymic selection events in vivo.

분리 및 다른 세 쥐 흉선 이식의 이식.

The mechanisms that regulate the efficacy of thymic selection remain ill-defined. The method presented here allows in vivo analyses of the development and ...

Isolation of Leukocytes from the Human Maternal-fetal Interface

Pregnancy is characterized by the infiltration of leukocytes in the reproductive tissues and at the maternal-fetal interface (decidua basalis and decidua parietalis). This interface is the anatomical site of contact between maternal and fetal tissues; therefore, it is an immunological site of action during pregnancy. Infiltrating leukocytes at the maternal-fetal interface play a central role in implantation, pregnancy maintenance, and timing of delivery. Therefore, phenotypic and functional characterizations of these leukocytes will provide insight into the mechanisms that lead to&#160;pregnancy disorders. Several protocols have been described in order to isolate infiltrating leukocytes from the decidua basalis and decidua parietalis; however, the lack of consistency in the reagents, enzymes, and times of incubation makes it difficult to compare these results. Described herein is&#160;a novel approach that combines the use of gentle mechanical and enzymatic dissociation techniques to preserve the viability and integrity of extracellular and intracellular markers in leukocytes isolated from the human tissues at the maternal-fetal interface. Aside from immunophenotyping, cell culture, and cell sorting, the future applications of this protocol are numerous and varied. Following this protocol, the isolated leukocytes can be used to determine DNA methylation, expression of target genes, in vitro leukocyte functionality (i.e., phagocytosis, cytotoxicity, T-cell proliferation, and plasticity, etc.), and the production of reactive oxygen species at the maternal-fetal interface. Additionally, using the described protocol, this laboratory has been able to describe new and rare leukocytes at the maternal-fetal interface.

Described herein is a protocol to isolate and further study the infiltrating leukocytes of the decidua basalis and decidua parietalis - the human maternal-fetal interface. This protocol maintains the integrity of cell surface markers and yields enough viable cells for downstream applications as proven by flow cytometry analysis.

인간의 산모 - 태아 인터페이스에서 백혈구의 분리

Pregnancy is characterized by the infiltration of leukocytes in the reproductive tissues and at the maternal-fetal interface (decidua basalis and decidua ...

Isolation of Infiltrating Leukocytes from Mouse Skin Using Enzymatic Digest and Gradient Separation

Dissociating murine skin into a single cell suspension is essential for downstream cellular analysis such as the characterization of infiltrating immune cells in rodent models of skin inflammation. Here, we describe a protocol for the digestion of mouse skin in a nutrient-rich solution with collagenase D, followed by separation of hematopoietic cells using a discontinuous density gradient. Cells thus obtained can be used for in vitro studies, in vivo transfer, and other downstream cellular and molecular analyses including flow cytometry. This protocol is an effective and economical alternative to expensive mechanical dissociators, specialized separation columns, and harsher trypsin- and dispase-based digestion methods, which may compromise cellular viability or density of surface proteins relevant for phenotypic characterization or cellular function. As shown here in our representative data, this protocol produced highly viable cells, contained specific immune cell subsets, and had no effect on integrity of common surface marker proteins used in flow cytometric analysis.

This protocol describes enzymatic digestion of mouse skin in nutrient-rich medium followed by gradient separation to isolate leukocytes. Cells thus derived can be used for diverse downstream applications. This is an effective, economical, and improved alternative to tissue dissociation machines and harsher trypsin and dispase-based tissue digestion protocols.

효소 다이제스트 및 그라데이션 분리를 사용하여 마우스 피부에서 침투 백혈구의 분리

Dissociating murine skin into a single cell suspension is essential for downstream cellular analysis such as the characterization of infiltrating immune ...

Human Placental and Decidual Organ Cultures to Study Infections at the Maternal-fetal Interface

The placenta shows a large degree of interspecies anatomic variability. To best understand biology and pathophysiology of the human placenta, it is imperative to design experiments using human cells and tissues. An advantage of organ culture is maintenance of three-dimensional (3D) structural organization and extracellular matrix. The goal of the method described here is successful establishment of ex vivo human gestational tissue organ cultures and their healthy culture maintenance for 72-96 hr. The protocol details the immediate processing of research-consented, placental and decidual specimens fresh from the operating suite. These are abundant specimens that would otherwise be discarded. Detailed instructions on the sterile collection of these samples, including morphologic details on how to select appropriate tissues to establish 3D organ cultures, is provided. Placental villous and decidual tissues are microdissected into 2-3 mm3 pieces and placed separately on matrix-lined transwell filters and cultured for several days. Villous and decidual organ cultures are well suited for the study of human host-pathogen interaction. As compared to other model organisms, these human cultures are particularly advantageous to examine mechanism of infection for pathogens that demonstrate variable patterns of host specificity. As an example, we demonstrate infection of placental and decidual organ cultures with the clinically relevant, facultative intracellular bacterial pathogen Listeria monocytogenes.

A simple method to establish primary human placental (villous) and decidual organ cultures is described. Villous and decidual organ cultures are invaluable tools for studying pathogenesis at the human maternal-fetal interface. Infection with the facultative intracellular bacterium Listeria monocytogenes is demonstrated.

인간의 태반과 탈락 오르간 문화는 산모 - 태아 인터페이스에서 감염을 연구하는

The placenta shows a large degree of interspecies anatomic variability. To best understand biology and pathophysiology of the human placenta, it is ...