Name: engineered vascularized muscle flap
Uploaded: 2016-01-11T09:30:00.000+00:00
Duration: 8 min 18 s
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This research was supported by the FP7 European Research Council Grant 281501, ENGVASC.

모든 동물 실험은 테크 니온의 동물 실험 윤리위원회에 의해 승인되었다. 이 절차는 무 흉선 누드 마우스는 면역 거부 반응을 방지하기 위해 사용되었다. 마우스의 다른 유형을 사용하는 경우, 마우스는 수술과 사이클로스포린의 투여 (또는 다른 항 거부 대체) 이전에 권장 면도해야한다. 1. 비계 준비 및 셀 임베딩 <ol><li> 다음과 같은 방법으로 폴리 -L- 락트산 (PLLA) 및 폴리 락트산 - 코 - 글리콜 산 (PLGA)의 혼합물을 1 : 1로 이루어진 지지체를 제조 : <ol><li> PLLA 500 mg을 10 ml의 클로로포름 PLGA 500 mg의 해산. </li><li> 테플론 금형에 모여 염화나트륨 입자 0.4 g을 중합체 용액 0.24 ml를 추가하기. 212-600 ㎛의 소금 직경을 사용합니다. 클로로포름는 O / N을 증발하도록 허용합니다. </li><li> 상호 접속 된 다공성 3 차원 지지체로 이어지는 증류수 염 침출. </li><li> 폴리머 조각을 잘라가위 사용하여, 30 분 동안 70 % 에탄올 (v / v)의에 담가 사용하기 전에 2 분 동안 PBS로 3 회 반복한다. </li></ol></li><li> (1 내피 세포 배지 (EGM-2는 10 % 소 태아 혈청의 총알 키트 및 근육 세포 배지 (둘 베코 최소 필수 배지 (DMEM)의 성분이 보충 된 FBS : 1에서 다음 셀 트라이 배양을 준비 ), 2.5 % HEPES 완충액, 100 U / ml의 페니실린, 0.1 ㎎ / ㎖ 스트렙토 마이신 (PEN-연쇄상 용액). <ol><li> 0.5 × 10 6 C2C12 근육 아세포, 0.9 × 10 (6) 인간 제대 정맥 내피 세포 (HUVEC에), 0.2 × 10 6 정상 인간 피부 섬유 아세포 (NHDF)를 사용합니다. </li></ol></li><li> 4 분 동안 200 XG에서 마이크로 원심 분리기 튜브와 함께 세포를 혼합 배지를 흡인하고 세포 매체 μL 4 μL의 차가운 얼음 외 기질 용액의 혼합물 및도 4에 펠릿을 다시 일시. </li><li> X 7mm X 1mm (세로 × 가로 × 두께) PLLA / PLG 10mm 조각 잘라지지체 및 4 mL의 세포 배지를 추가하기 전에 (30 분, 37 ° C, 5 % CO 2)를 6 웰 플레이트에 세포 현탁액을 시드 외 기질 용액을 고형화 할 수있다. </li><li> 이식 전에 십일의 발판을 품어 및 매체마다 다른 하루를 교체합니다. </li></ol> 2. 수술 절차를 시작하기 전에 <ol><li> (오토 클레이브) 다음과 같은 수술 도구를 준비하고 소독 : 작은, 좋은, 바로 가위, 스프링 가위, 직선, 뾰족한 집게, 톱니 모양의 집게와 바늘 홀더. </li><li> 425 μL의 케타민과 1 ML의 주사기에 75 μL 자일 라진을 혼합하여 microcentrifuge 관에서 자일 라진 솔루션 : 케타민의 혼합물을 준비합니다. </li><li> 멸균 식염수 (1:20)을 수행 0.3 ㎎ / ㎖의 프레 노르 핀을 희석. </li></ol> 3. 플랩 건설 (이식 주입) <ol><li> 인슐린 주사기를 사용하여, 케타민의 복강 내 주사하여 마우스를 마취 : 자일 라진 (35 μL 당체중 20 g)을 얻었다. </li><li> 피하는 부 프레 노르 핀 opperation 전 (0.05-0.1 ㎎ / ㎏의 최종 농도)를 주입. </li><li> 정상 체온을 보장하기 위해, 37 ° C로 가열 스테이지 상에 마우스를 배치하고 접착 붕대를 사용하여 마우스를 고정. </li><li> 코튼 팁을 사용하여 마우스의 눈 (탈수를 방지하기 위해)에 눈 연고를 윤활 관리 할 수​​ 있습니다. </li><li> 무균 작업 필드를 설정, 면화 팁, 요오드와 깨끗한 절개 사이트 다음 70 % 에탄올을 사용. </li><li> 작은 가위 집게를 사용하고, 대퇴 동맥과 정맥이 (AV) 혈관이 노출 될 때까지, 대퇴부 혈관으로 평행, 사타구니 인대 무릎의 수준에서, 피부를 통해 절개를. </li><li> 조직에 더 접근하기 위해, 견인기를 사용하여 피부를 누르십시오. </li><li> 봄 가위와 집게를 사용하여 조심스럽게 주위 조직에서 대퇴 동맥과 정맥 혈관을 격리 할 것. 사타구니 LIG의 수준에서 시작우수한 상복부 혈관의 분기점에 ament. 다리에 혈류를 유지하고 후속 허혈을 예방하기 위해, 본래 profunda 남기기. </li><li> profunda 아래 및 경골과 proneal AV로 분기 위에 노출 된 대퇴 AV 주위 (제 1) 이식을 접어, 그리고 8-0 실크 봉합사를 사용하여 끝을 가입 할 수 있습니다. </li><li> 만 대퇴 AV 혈관에서 돋 모세 혈관으로 이식 혈관을 보장하기 위해, 6-0 봉합과 이식 주위 멸균 라텍스의 조각 및 봉합 포장. </li><li> 4-0 실크 봉합사를 사용하여 상부의 피부를 닫습니다. </li><li> 이식이 플랩으로 전송 될 때까지, 마취 후 매일 회복 될 때까지 밀접하게 마우스를 모니터합니다. 피하는 부 프레 노르 핀 2-3 일 동안은 하루에 두 번 (0.05-0.1 ㎎ / ㎏의 최종 농도)를 주입. 참고 : 노출 된 조직의 탈수를 방지하기 위해, 어떤 단계에 식염수를 사용합니다. </li></ol> 4. 플랩 전송 <ol><li> 하나 또는2 주 postimplantation은 케타민의 복강 내 주사하여 마우스를 마취 : 자일 라진 (35 μL / 20 g)을, 인슐린 주사기를 사용. </li><li> 피하는 부 프레 노르 핀 opperation 전 (0.05-0.1 ㎎ / ㎏의 최종 농도)를 주입. </li><li> 정상 체온을 보장하기 위해, 37 ° C로 가열 스테이지 상에 마우스를 배치하고 접착 붕대를 사용하여 마우스를 고정. </li><li> 코튼 팁을 사용하여 마우스의 눈 (탈수를 방지하기 위해)에 눈 연고를 윤활 적용됩니다. </li><li> 면 정보를 사용하여, 무균 작업 필드를 설정하기 위해, 요오드 후 70 % 에탄올 (복부 무릎 영역)에서 절개 부위를 청소. </li><li> 조심스럽게 가위를 사용하여 피부의 봉합을 열고, 가위와 집게를 사용하여 복부 피부를 통해 계속 사타구니 인대에 피부 병렬을 통해 절개를합니다. </li><li> 조심스럽게 집게로 라텍스 조각을 제거하고 혈관 플랩을 노출. </li><li> sciss 사용ORS와 집게는, 주변 조직에서 조직의 플랩을 해부하다. </li><li> 집게와 바늘 홀더를 이용하여, AV 출혈을 방지하기 위해 8-0 실크 봉합사와 대퇴 AV의 선단부를 결찰. 그 후, 원심 절첩 이식 조직 및 8-0 봉합사로, 무릎의 수준 AV 소작. </li><li> 부드럽게 전층 결함이 이루어져야하는 거리를 결정하는, 동맥 손상을 피 복부 복벽 향해, ​​그래프트 의해 포위 대퇴 AV 옮긴다. 주의 : 너무 멀리 동맥을 당기는 것은 동맥을 손상시킬 수 있습니다. </li><li> 미세 가위를 사용하여 복부 복부 벽에 절개를합니다. </li><li> 스프링 가위를 사용하여, 직근 abdominus 근육의 절개를합니다. 상부의 피부 직근 abdominus 근육의 약 1cm X 0.8 CM 구간을 제거합니다. </li><li> 복부 abdom에 전체 두께 결함, 축 플랩으로, 혈관 이식에 의해 포위 대퇴 AV를 전송원고 판 벽. </li><li> 탈장을 방지하기 위해, 8-0 실크 봉합사를 이용하여 주변의 근육 조직에 플랩을 봉합. </li><li> 복부 근육에 플랩을 봉합 할 때 내부 장기를 봉합 방지하기 위해 집게로 근육을 올립니다. 전체 복벽 결손의 효과를 모방하기 위해 노출 된 복부 피부를 둡니다. </li><li> 요오드화 거즈와 노출 영역의 오염을 방지하기 위해 살균 붕대 피부에 상처를 커버. </li><li> 4-0 실크 봉합사를 이용하여 다리의 피부를 봉합. </li><li> 플랩의 검색까지, 마취 후 매일 회복 될 때까지 밀접하게 마우스를 모니터합니다. 피하는 부 프레 노르 핀 2-3 일 동안은 하루에 두 번 (0.05-0.1 ㎎ / ㎏의 최종 농도)를 주입. </li><li> 참고 : 노출 된 조직의 탈수를 방지하기 위해 어떤 단계에 식염수를 사용합니다. </li></ol> 이식의 혈관 관류 5. 초음파 결정 참고 : 전송 전에, 혈관 관류 오F 이식은 초음파로, 이식 후 1 2 주에 측정된다. <ol><li> 2 % 이소 플루 란을 이용하여 마우스를 마취. </li><li> 정상 체온을 보장하기 위해, 38 ° C로 가열 한 가동 스테이지 상에 마우스를 배치하고 접착 붕대를 사용하여 마우스를 고정. </li><li> B 모드에 설정 비선형 트랜스 듀서와 대퇴 동맥과 정맥 혈관을 찾을 수 있습니다. </li><li> 컬러 도플러 모드에 설정 트랜스 듀서를 사용하여 이식의 대퇴 혈관의 개통을 검사합니다. </li><li> 제조업체의 지침에 따라 비 대상으로 조영제를 준비합니다. </li><li> 식염수로 채워진 1 ML의 주사기에 꼬리 정맥 카테터 (27 G 바늘 12cm 튜브)를 연결합니다. 가열 단계에서 마우스 옆에 주사기를 고정 (주사기의 이동을 방지하기 위해). </li><li> 마우스의 꼬리 정맥에 카테터를 연결하고 바늘을 고정합니다. </li><li> 두 주사는 정맥에 채우기 위해 만들어지고 있는지 확인하기 위해 식염수의 일부를 주입식염수 튜브 (공기 방울을 방지하기 위해). </li><li> 조영제 70 μL와 1ml의 주사기를 채우고 조영제 주사기와 식염수 주사기를 교체한다. </li><li> 조영제의 이미지 주입 초음파를 설정합니다. 비선형 모드의 특성에 1,500 프레임의 수 및 프레임의 30 % 파괴 펄스를 설정. 주 : 파괴 펄스 후, 미세 기포는 모세관 내의 마이크로 버블의 유량에 따라 상기 미세 기포의 주입 속도와 독립적 인 속도로 용기를 다시 채운다. 프레임들의 수는 19, 20, 충전 시간에 따라 변경 될 수있다. </li><li> 천천히 꼬리 정맥에 조영제를 주입. </li><li> 고해상도 초음파 시스템의 비선형 콘트라스트 모드에서 이미지를 캡처. </li><li> 앞서 설명한 바와 같이 19, 20, 소프트웨어를 사용하여 결과를 분석한다. <ol><li> 얻어진 화상 IM에 ROI (region of interest)를 그리는mediately 대비 모드에서 중단 펄스 후. ROI은 조영제에 의해 채워진 영역을 개설한다. </li><li> 파쇄 후의 펄스 대 미세 기포 주입 후 비선형 신호의 평균 강도의 비이며, 관류 량의 측정은 피크 향상 (PE)을 계산한다. </li><li> 피크 신호​​ (P)까지의 경과 시간 (T)에서 결정되는 유량을 계산. </li></ol></li></ol> 이식 혈관 신생의 정도 6. 결정 주 : 조직 이식편 혈관 화의 정도는 하나 또는 이주 주입 후에 결정된다. <ol><li> 인슐린 주사기를 사용하여, 케타민의 복강 내 주사하여 마우스를 마취 : 자일 라진 (35 μL / 20 g)을. </li><li> 1 mL를 주사기를 사용하여 꼬리 정맥으로 정맥 10 ㎎ / ㎖ 형광 염료 공역 덱스 트란 (FITC-덱스 트란, MW = 500,000) 200 μL를 주입. &lt;/ 리&gt; <li> 십 초 분사 종료 후, 경부 탈구에 의해 마우스를 안락사. </li><li> 마우스의 다리를 열고 이식을 노출. </li><li> 인산염 완충 식염수 (PBS)으로 이식 영역을 세척하고 10 % 중성 포르말린을 적용합니다. </li><li> 이미지 공 초점 현미경을 사용하여 마우스 다리에 이식. </li><li> 기능적인 혈관 밀도 (FVD)를 정량화. <ol><li> 공 초점 현미경 이미지의 녹색 채널 (여기 = 488 nm의)를 분리합니다. </li><li> 고 대비 구조를 강조하기 위해, 하이 패스 필터를 통해 얻어진 화상을 전달한다. </li><li> 하이 패스 필터에 의해 증폭되었을 수있는 잡음을 제거하는 얼룩 제거 필터를 사용한다. </li><li> 결과적인 이미지에 임계 값을 설정; 원 화상의 특징과 구조는 이진 영상에 표시되도록 상기 임계 값을 조정한다. </li><li> 크기 임계 값을 적용되도록 정의 SIZ보다 큰 연결된 픽셀의 그룹E 임계치는 이진 이미지에 남아있다. </li><li> 장-Suen의 알고리즘 (21)를 사용하여 이식의 혈관의 골격을 설명합니다. </li><li> 각 용기의 중심선의 길이를 합산하고 ROI의 면적으로 나눈 결과 FVD을 계산한다. </li></ol></li></ol> 이식 7. 면역 조직 및 조직 학적 염색법 <ol><li> 면역 조직 염색 <ol><li> 공 초점 이미징 후, 작은 가위와 집게를 사용하여 이식을 검색 할 수 있습니다. 이식의 양단에 AV 혈관을 해부 및 이식을 검색 할 수 있습니다. </li><li> 30 분 동안 10 % 중성 포르말린에 이식을 수정 - 2 시간을. </li><li> 파라핀 삽입 될 때까지 70 % 에탄올에서 조직학 카세트에 이식하고 저장을 놓습니다. </li><li> 파라핀 표준 고정을 사용하여 프로토콜 (22)을 포함에 포함하고 마이크로톰을 사용하여 5 μm의 조각으로 파라핀 조직을 조각입니다. AV에 수직으로 전체 조직을 슬라이스선박. </li><li> 10 분 각각 두 번 100 % 크실렌 침지하여 파라핀 섹션을 Deparaffinize. </li><li> 250 ml의 플라스틱 코 플린 항아리에 슬라이드를 정렬합니다. </li><li> 3 분마다 에탄올 농도 (100 %, 96 %, 90 %, 80 %, 70 %, 50 %, 30 % 및 증류수 (DDW))의 감소에 의해 직렬 침지 재수. </li><li> DDW 250ml를 항원에 마스크 용액 2.35 mL로 희석하여 항원에 마스크 용액을 제조 하였다. 95 ° C로 설정 극초단파에서 2 분 동안 항원에 마스크 용액을 가열한다. </li><li> 95 ° C로 설정 전자 레인지에 3 분 동안 다시 예열 항원에 마스크 솔루션과 열로 슬라이드를 삽입합니다. 50 ° C에서 슬라이드를 냉각. </li><li> 2 분 동안 다시 가열하고 실온까지 냉각한다. </li><li> 내인성 퍼 옥시 다제의 활성을 종결 한 다음 PBS로 두 번 씻어 RT에서 10 분 동안 3.3 %의 메탄올에 H 2 O 2 용액을 슬라이드를 배양한다. </li><li> 배양 챔버를 준비 : 장소 젖은 abso조직학 상자 안에 rbent 시트와 섬세한 작업 와이퍼를 사용하여 슬라이드를 건조. </li><li> 원 슬라이스 당 (PBS에서 제조 2 %) 용액을 차단 염소 혈청의 약 50 μL와 소수성 펜을 사용하고 RT에서 30 분 동안 배양 슬라이드 슬라이스 영역. </li><li> 솔루션을 차단에 토끼 항 CD31 항체 1:50 희석, 조각 당 약 50 μL 항체를 적용하고 4 ℃에서 O / N을 품어. PBS로 3 회, 5 분 각 씻어. </li><li> 슬라이드 위에 장소, PBS에서 슬라이스 당 항체 약 50 μL를 400 및 RT에서 30 분 동안 배양 : 오티 닐화 염소 항 - 토끼 이차 항체에 1 희석. </li><li> PBS로 3 회, 5 분 각 씻어. </li><li> PBS 400, 실온에서 30 분 동안 슬라이드와 조각 당 약 50 μl를 적용하고 품어 : 스트렙 타비 딘 - 퍼 옥시 다제 (1) 희석. PBS로 3 회, 5 분 각 씻어. </li><li> 제조업체 &amp; #에 따라, 조각 당 약 aminoethylcarbazole의 50 μL (AEC) 기판을 적용8217;의 지시. 반응을 정지 DDW에 슬라이드를 딥. </li><li> 2 분 마이어의 헤 마톡 실린 용액의 약 50 μL에 섹션을 담금으로써 파란색 핵을 얼룩. 부드럽게 물에 헹군 다음 매체를 장착와 부분을 커버한다. </li><li> 이중 맹검 방식을 사용하여 CD31 양성 염색을 정량화. CD31 염색 갈색 얼룩으로 나타납니다. 쌍안 현미경으로 40 배 확대보기 필드에 4-5 다른 필드를 선택합니다. CD31 양성 루멘의 개수를 카운트. <ol><li> 필드의 수 및 (쌍안 데이터에 따라)으로 계산 fieldarea 루멘의 총 수를 나눔으로써 발판 당 CD31 양성 루멘의 평균 수를 계산한다. 주 :인가 시약 볼륨 전체 설명한 슬라이스를 커버하기에 충분해야한다. </li></ol></li></ol></li><li> 조직 학적 염색 <ol><li> 10 % 중성 포르말린에 이식을 수정합니다. </li><li> 파라핀 사용하여 표준에 포함 된 이식고정 및 내장 프로 시저. </li><li> 10 분 동안 두 번 100 % 크실렌 침지하여 파라핀 섹션에서 파라핀을 제거합니다. </li><li> 100 % 이소프로판올에 재수 두 배 빠른 세척. </li><li> 두 배 빠른 세척 95 % 에탄올. </li><li> 수돗물에 세 번 씻으십시오. </li><li> 10 분 동안 헤 마톡 실린에 빠져. </li><li> 수돗물에 세 번 씻으십시오. </li><li> 2 분 동안 에오신에 Immere. </li><li> 빠른 세척을 두 번 95 % 에탄올로 탈수. </li><li> 두 배 빠른 세척 100 % 이소프로판올. </li><li> 두 배 빠른 세척 100 % 크실렌. </li><li> 1.5 mm 두께의 커버 유리와 DPX 접착제로 커버. </li><li> 40X 배율의 현미경을 사용하여 이미지. </li></ol></li></ol> 8. 기계적 특성 평가 <ol><li> 작은 가위와 집게를 사용하여 이식을 검색합니다. </li><li> PBS에서 이식을 씻어. </li><li> 그래프트의 폭 및 두께를 측정하고 두께를 곱한 폭과 단면적을 계산한다. </li><li> 우리수화 이식편의 응력 - 변형 곡선을 생성하는 테스트 장비를 전자. <ol><li> 시스템 인장 그립 사이의 이식을 마운트하고 두 그립 (즉, 초기 길이) 사이의 최종 길이를 측정한다. </li><li> 실패 할 때까지, 0.01 mm / sec의 변형 속도를 적용. </li><li> 제조자의 프로토콜을 이용하여 개발 된 힘과 변위를 기록한다. </li><li> 매트랩 응력 - 변형 곡선을 생성합니다. <ol><li> 초기 길이로 나눈 변위에 따라 변형을 계산합니다. 응력 단면적으로 나눈 측정 된 힘으로서 계산된다. </li><li> 응력 - 변형 곡선의 선형 영역의 기울기와 곡선의 최대 점으로서 강성을 결정하는 최대 인장 강도이다. </li></ol></li></ol></li></ol>

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G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Revascularization+of+human+acellular+dermis+in+full-thickness+abdominal+wall+reconstruction+in+the+rabbit+model.">Revascularization of human acellular dermis in full-thickness abdominal wall reconstruction in the rabbit model.</a> Ann Plast Surg. 50 (5), 523-527 (2003).</li><li>Buinewicz, B., Rosen, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acellular+cadaveric+dermis+(AlloDerm):+a+new+alternative+for+abdominal+hernia+repair.">Acellular cadaveric dermis (AlloDerm): a new alternative for abdominal hernia repair.</a> Ann Plast Surg. 52 (2), 188-194 (2004).</li><li>Bringman, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hernia+repair:+the+search+for+ideal+meshes.">Hernia repair: the search for ideal meshes.</a> Hernia. 14 (1), 81-87 (2010).</li><li>Meintjes, J., Yan, S., Zhou, L., Zheng, S., Zheng, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Synthetic+biological+and+composite+scaffolds+for+abdominal+wall+reconstruction.">Synthetic biological and composite scaffolds for abdominal wall reconstruction.</a> Exp rev of med dev. 8 (2), 275-288 (2011).</li><li>Cheng, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Engineered+blood+vessel+networks+connect+to+host+vasculature+via+wrapping-and-tapping+anastomosis.">Engineered blood vessel networks connect to host vasculature via wrapping-and-tapping anastomosis.</a> Blood. 118 (17), 4740-4749 (2011).</li><li>Shandalov, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+engineered+muscle+flap+for+reconstruction+of+large+soft+tissue+defects.">An engineered muscle flap for reconstruction of large soft tissue defects.</a> PNAS of the USA. 111 (16), 6010-6015 (2014).</li><li>Zhang, T. 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Part A. 16 (1), 115-125 (2010).</li><li>Levenberg, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Engineering+vascularized+skeletal+muscle+tissue.">Engineering vascularized skeletal muscle tissue.</a> Nat Biotechnol. 23 (7), 879-884 (2005).</li><li>Bearzi, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=PlGF-MMP9-engineered+iPS+cells+supported+on+a+PEG-fibrinogen+hydrogel+scaffold+possess+an+enhanced+capacity+to+repair+damaged+myocardium.">PlGF-MMP9-engineered iPS cells supported on a PEG-fibrinogen hydrogel scaffold possess an enhanced capacity to repair damaged myocardium.</a> Cell death &amp; disease. 5, e1053 (2014).</li><li>Zhang, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=SDF-1+expression+by+mesenchymal+stem+cells+results+in+trophic+support+of+cardiac+myocytes+after+myocardial+infarction.">SDF-1 expression by mesenchymal stem cells results in trophic support of cardiac myocytes after myocardial infarction.</a> FASEB J : official publication of the .Fed Am Soc Exp Biol. 21 (12), 3197-3207 (2007).</li><li>Dvir, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prevascularization+of+cardiac+patch+on+the+omentum+improves+its+therapeutic+outcome.">Prevascularization of cardiac patch on the omentum improves its therapeutic outcome.</a> PNAS. 106 (35), 14990-14995 (2009).</li><li>Marsano, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effect+of+controlled+expression+of+VEGF+by+transduced+myoblasts+in+a+cardiac+patch+on+vascularization+in+a+mouse+model+of+myocardial+infarction.">The effect of controlled expression of VEGF by transduced myoblasts in a cardiac patch on vascularization in a mouse model of myocardial infarction.</a> Biomaterials. 34 (2), 393-401 (2013).</li><li>Rufaihah, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Enhanced+infarct+stabilization+and+neovascularization+mediated+by+VEGF-loaded+PEGylated+fibrinogen+hydrogel+in+a+rodent+myocardial+infarction+model.">Enhanced infarct stabilization and neovascularization mediated by VEGF-loaded PEGylated fibrinogen hydrogel in a rodent myocardial infarction model.</a> Biomaterials. 34 (33), 8195-8202 (2013).</li><li>Nillesen, S. T. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Increased+angiogenesis+in+acellular+scaffolds+by+combined+release+of+FGF2+and+VEGF.">Increased angiogenesis in acellular scaffolds by combined release of FGF2 and VEGF.</a> J of Contr Release. 116 (2), e88-e90 (2006).</li><li>Sekine, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vitro+fabrication+of+functional+three-dimensional+tissues+with+perfusable+blood+vessels.">In vitro fabrication of functional three-dimensional tissues with perfusable blood vessels.</a> Nat Commun. 4, 1399 (2013).</li><li>Tee, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transplantation+of+engineered+cardiac+muscle+flaps+in+syngeneic+rats.">Transplantation of engineered cardiac muscle flaps in syngeneic rats.</a> Tiss eng. Part A. (19-20), 1992-1999 (2012).</li><li>Morritt, A. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardiac+tissue+engineering+in+an+in+vivo+vascularized+chamber.">Cardiac tissue engineering in an in vivo vascularized chamber.</a> Circulation. 115 (3), 353-360 (2007).</li></ol>

The authors declare that they have no competing financial interests.

조직 공학의 발전은 다양한 조직 유형의 재건을위한 대체 조직에 대한 수요 증가와 함께 충족. 1,17,18 14-16 합성 및 생물학적 물질뿐만 아니라, 제조하는 다양한 방법은 이러한 요구를 해결하기 위해 그들의 능력에 대해 평가되어왔다. 그러나, 임상 치료 및 조직 공학의 발전에도 불구하고, 전체 두께 복벽 결손의 복원이 과제로 남아. 이러한 대규모 결함의 재건을위한 적절한 조직?...

복부 벽의 결함은 종종 심한 외상, 암 치료, 화상 감염된 메시의 제거 다음 발생한다. 이러한 결함은 종종 복잡한 수술을 필요로하는 플라스틱 재건 외과 1-4의 주요 과제를 제시, 상당한 조직의 손실을 포함한다. 인공 조직을위한 새로운 소스를 추구하는 조직 공학 연구자들은 다른 재료, 셀 소스와 성장 인자를 살펴 보았다. 이러한 설계 조직의 이식에 의한 기관의 5, 6, 방광 7, 8 각막, 뼈 (9)과 피부 (10), 등의 다양한 조직의 성공적인 복원은 이전에보고되었다. 그러나, 두꺼운 혈관 설계 조직의 제조는 특히 큰 결함의 재건, 조직 공학에서 중요한 과제로 남아. 살아있는 조직 구조체의 두께를 제한하는 주요 요인들 중 하나는 그것의 단점에 대한 산소의 공급 제어이다tituent 세포. 확산에 의존하는 경우, 두께가 매우 얇은 층의 구성으로 제한된다. 산소 및 생체 내에서 영양 공급 모세관 사이의 최대 거리는 11,12 산소의 확산 제한과 상관되는 약 200㎛ 인 것이다. 불충분 한 혈관이 조직 허혈 발생할 흡수 및 조직 괴사 (13)에 확대 할 수있다. 또한, 조직 재건을 위해 사용 이상적인 물질은 생체 적합성 및 비 면역 원성이어야한다. 또한 생체 재료와 숙주 세포를 추가로 통합을 촉진하는, 및 구조적 무결성을 유지할 수 있어야한다. 다양한 생물 14-16 합성 1,17,18 행렬은 이전 그러나 그들의 사용이 효과적인 혈액 공급, 감염 또는 불충분 한 조직의 힘의 부족으로 인해 제한 유지, 조직 재건을 위해 탐구하고있다. 본 연구에서는 생체 적합성, 세포 EMB식품 의약품 안전청 (FDA) -approved 폴리 L- 락트산 (PLLA) / 락트산 - 코 - 글리콜 산 (PLGA), 폴리, 구성된 edded 지지체가 누드 마우스의 대퇴 동맥과 정맥 (AV) 혈관 주위에 주입하고, 단지 AV 혈관에서 혈관 형성을 보장 주변 조직으로부터 분리된다. 일주일 후 주입, 이식이 가능한 두꺼운 잘 혈관했다. AV 혈관이 굵은 혈관 조직은, 다음 같은 마우스에서 복부 전층 결손에 유경 플랩으로 옮겨졌다. 일주일 후 전송, 플랩, 가능한 혈관이 잘 복부 내장을 지원하기 위해 충분한 강도를 베어링, 주변 조직과 통합했다. 따라서,자가 척추 경 베어링 설계 두께, 혈관 조직 플랩, 전체 두께 복부 벽의 결함을 수리하기위한 새로운 방법을 제시한다.

<table><tbody><tr><td>small fine straight scissors</td><td>Fine Science Tools (FST)</td><td>14090-09</td><td></td></tr><tr><td>spring scissors</td><td>Fine Science Tools (FST)</td><td>15003-08</td><td></td></tr><tr><td>straight forceps with fine tip</td><td>Fine Science Tools (FST)</td><td>11251-20</td><td></td></tr><tr><td>serrated forceps&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tools (FST)</td><td>11050-10</td><td></td></tr><tr><td>needle holder</td><td>Fine Science Tools (FST)</td><td>12500-12</td><td></td></tr><tr><td>Small vessel cauterizer&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tools (FST)</td><td>18000-00</td><td></td></tr><tr><td>Duratears</td><td>Alcon</td><td>5686</td><td></td></tr><tr><td>Sedaxylan</td><td>Euravet</td><td>DJ03</td><td></td></tr><tr><td>Clorketam 1000</td><td>Vetoquinol</td><td>4A0726B</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorphine</td><td>vetmarket</td><td>B15100</td><td></td></tr><tr><td>4-0 silk sutures</td><td>Assut sutures</td><td>647</td><td></td></tr><tr><td>6-0 polypropylene sutures</td><td>Assut sutures</td><td>9351F</td><td></td></tr><tr><td>8-0 silk sutures</td><td>Assut sutures</td><td>684568</td><td></td></tr><tr><td>Insulin syringe (6 mm needle)</td><td>BD</td><td>324911</td><td></td></tr><tr><td>Vevo 2100 high-resolution ultrasound system</td><td>VisualSonics inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>MS250 non-linear transducer</td><td>VisualSonics inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Micromarker non-targeted contrast agent</td><td>VisualSonics inc.</td><td>VS-11694</td><td></td></tr><tr><td>tail vein catheter</td><td>VisualSonics inc.</td><td>VS-11912</td><td></td></tr><tr><td>Vevo 2100 software</td><td>VisualSonics inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>fluorescein isothiocyanate-conjugated dextran</td><td>Sigma</td><td>FD500S</td><td></td></tr><tr><td>Matlab</td><td>Mathworks, MA, USA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kimwipes</td><td>Kimtech</td><td>34120</td><td></td></tr><tr><td>antigen unmasking solution</td><td>Vector laboratories</td><td>H-3300</td><td></td></tr><tr><td>anti-CD31 antibody</td><td>Abcam&amp;nbsp;</td><td>ab28364</td><td></td></tr><tr><td>biotinylated goat anti-rabbit (secondary) antibody</td><td>Vector laboratories</td><td>BA-1000</td><td></td></tr><tr><td>streptavidin-peroxidase</td><td>Jackson&amp;nbsp;</td><td>016-030-084</td><td></td></tr><tr><td>Mayer&#039;s hamatoxylin solution</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>MHS-16</td><td></td></tr><tr><td>aminoethylcarbazole (AEC) substrate kit</td><td>Life technologies, Invitrogen&amp;nbsp;</td><td>00-2007</td><td></td></tr><tr><td>Vectamount</td><td>Vector laboratories</td><td>H-5501</td><td></td></tr></tbody></table>

engineered vascularized muscle flap

One of the main factors limiting the thickness of a tissue construct and its consequential viability and applicability in vivo, is the control of oxygen supply to the cell microenvironment, as passive diffusion is limited to a very thin layer. Although various materials have been described to restore the integrity of full-thickness defects of the abdominal wall, no material has yet proved to be optimal, due to low graft vascularization, tissue rejection, infection, or inadequate mechanical properties. This protocol describes a means of engineering a fully vascularized flap, with a thickness relevant for muscle tissue reconstruction. Cell-embedded poly L-lactic acid/poly lactic-co-glycolic acid constructs are implanted around the mouse femoral artery and vein and maintained in vivo for a period of one or two weeks. The vascularized graft is then transferred as a flap towards a full thickness defect made in the abdomen. This technique replaces the need for autologous tissue sacrifications and may enable the use of in vitro engineered vascularized flaps in many surgical applications.

생체 내 이식 혈관과 관류 이식 전에 축 플랩 그들의 이전에 하나 또는 2 주에 이식 하였다. 한 2 주 후 이식에서 이식 영역의 총 관찰 가능한 및 혈관 조직을 이식 한 것으로 밝혀졌습니다. CD31 양성 면역 염색 (도 1A)에 의해 결정되고, 고도로 관류로서 FITC 덱스 트란 꼬리 정맥 주사와 초음파 측정에 의해 입증되는 바와 같이 이들 이식편은 매우 혈관 것을 ?...

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Engineered Vascularized Muscle Flap

To date, thick tissue defects are typically reconstructed by applying autologous tissue flaps or engineered tissues. In this protocol, we present a new method for engineering vascularized tissue flap bearing an autologous pedicle, to serve as a substitute to autologous flaps.

엔지니어링 혈관을 근육 플랩

One of the main factors limiting the thickness of a tissue construct and its consequential viability and applicability in vivo, is the control of oxygen ...

Research

JoVE Journal

Bioengineering

8.2K 조회수.  Kaplan Medical Center. To date, thick tissue defects are typically reconstructed by applying autologous tissue flaps or engineered tissues. In this protocol, we present a new method for engineering vascularized tissue flap bearing an autologous pedicle, to serve as a substitute to autologous flaps. 

비디오: Engineered Vascularized Muscle Flap

Generation and Grafting of Tissue-engineered Vessels in a Mouse Model

The construction of vascular conduits is a fundamental strategy for surgical repair of damaged and injured vessels resulting from cardiovascular diseases. The current protocol presents an efficient and reproducible strategy in which functional tissue engineered vessel grafts can be generated using partially induced pluripotent stem cell (PiPSC) from human fibroblasts. We designed a decellularized vessel scaffold bioreactor, which closely mimics the matrix protein structure and blood flow that exists within a native vessel, for seeding of PiPSC-endothelial cells or smooth muscle cells prior to grafting into mice. This approach was demonstrated to be advantageous because immune-deficient mice engrafted with the PiPSC-derived grafts presented with markedly increased survival rate 3 weeks after surgery. This protocol represents a valuable tool for regenerative medicine, tissue engineering and potentially patient-specific cell-therapy in the near future.

Here, we present a protocol to generate tissue engineered vessel grafts that are functional for grafting into mice by double seeding partially induced pluripotent stem cell (PiPSC) - derived smooth muscle cells and PiPSC - derived endothelial cells on a decellularized vessel scaffold bioreactor.

마우스 모델에서 조직 공학 혈관의 생성 및 손톱 확장

The construction of vascular conduits is a fundamental strategy for surgical repair of damaged and injured vessels resulting from cardiovascular diseases. ...

연구

생체공학

Engineered 3D Silk-collagen-based Model of Polarized Neural Tissue

Despite huge efforts to decipher the anatomy, composition and function of the brain, it remains the least understood organ of the human body. To gain a deeper comprehension of the neural system scientists aim to simplistically reconstruct the tissue by assembling it in vitro from basic building blocks using a tissue engineering approach. Our group developed a tissue-engineered silk and collagen-based 3D brain-like model resembling the white and gray matter of the cortex. The model consists of silk porous sponge, which is pre-seeded with rat brain-derived neurons, immersed in soft collagen matrix. Polarized neuronal outgrowth and network formation is observed with separate axonal and cell body localization. This compartmental architecture allows for the unique development of niches mimicking native neural tissue, thus enabling research on neuronal network assembly, axonal guidance, cell-cell and cell-matrix interactions and electrical functions.

Insight into the complex actions of the brain requires advanced research tools. Here we demonstrate a novel silk-collagen-based 3D engineered model of neural tissue resembling brain-like architecture. The model can be used to study neuronal network assembly, axonal guidance, cell-cell interactions and electrical activity.

편광 신경 조직의 엔지니어링 3D 실크 콜라겐 기반 모델

Despite huge efforts to decipher the anatomy, composition and function of the brain, it remains the least understood organ of the human body. To gain a ...

Tissue Engineering by Intrinsic Vascularization in an In Vivo Tissue Engineering Chamber

In reconstructive surgery, there is a clinical need for an alternative to the current methods of autologous reconstruction which are complex, costly and trade one defect for another. Tissue engineering holds the promise to address this increasing demand. However, most tissue engineering strategies fail to generate stable and functional tissue substitutes because of poor vascularization. This paper focuses on an in vivo tissue engineering chamber model of intrinsic vascularization where a perfused artery and a vein either as an arteriovenous loop or a flow-through pedicle configuration is directed inside a protected hollow chamber. In this chamber-based system angiogenic sprouting occurs from the arteriovenous vessels and this system attracts ischemic and inflammatory driven endogenous cell migration which gradually fills the chamber space with fibro-vascular tissue. Exogenous cell/matrix implantation at the time of chamber construction enhances cell survival and determines specificity of the engineered tissues which develop. Our studies have shown that this chamber model can successfully generate different tissues such as fat, cardiac muscle, liver and others. However, modifications and refinements are required to ensure target tissue formation is consistent and reproducible. This article describes a standardized protocol for the fabrication of two different vascularized tissue engineering chamber models in vivo.

Tissue Engineering by Intrinsic Vascularization in an In Vivo Tissue Engineering Chamber

This is a guideline for constructing in vivo vascularized tissue using a microsurgical arteriovenous loop or a flow-through pedicle configuration inside a tissue engineering chamber. The vascularized tissues generated can be employed for organ regeneration and replacement of tissue defects, as well as for drug testing and disease modeling.

에 내장 혈관 신생에 의하여 조직 공학<em&gt; 생체</em&gt; 조직 공학 상공 회의소

In reconstructive surgery, there is a clinical need for an alternative to the current methods of autologous reconstruction which are complex, costly and ...

Applications of In Vivo Functional Testing of the Rat Tibialis Anterior for Evaluating Tissue Engineered Skeletal Muscle Repair

Despite the regenerative capacity of skeletal muscle, permanent functional and/or cosmetic deficits (e.g., volumetric muscle loss (VML) resulting from traumatic injury, disease and various congenital, genetic and acquired conditions are quite common. Tissue engineering and regenerative medicine technologies have enormous potential to provide a therapeutic solution. However, utilization of biologically relevant animal models in combination with longitudinal assessments of pertinent functional measures are critical to the development of improved regenerative therapeutics for treatment of VML-like injuries. In that regard, a commercial muscle lever system can be used to measure length, tension, force and velocity parameters in skeletal muscle. We used this system, in conjunction with a high power, bi-phase stimulator, to measure in vivo force production in response to activation of the anterior crural compartment of the rat hindlimb. We have previously used this equipment to assess the functional impact of VML injury on the tibialis anterior (TA) muscle, as well as the extent of functional recovery following treatment of the injured TA muscle with our tissue engineered muscle repair (TEMR) technology. For such studies, the left foot of an anaesthetized rat is securely anchored to a footplate linked to a servomotor, and the common peroneal nerve is stimulated by two percutaneous needle electrodes to elicit muscle contraction and dorsiflexion of the foot. The peroneal nerve stimulation-induced muscle contraction is measured over a range of stimulation frequencies (1-200 Hz), to ensure an eventual plateau in force production that allows for an accurate determination of peak tetanic force. In addition to evaluation of the extent of VML injury as well as the degree of functional recovery following treatment, this methodology can be easily applied to study diverse aspects of muscle physiology and pathophysiology. Such an approach should assist with the more rational development of improved therapeutics for muscle repair and regeneration.

Applications of In Vivo Functional Testing of the Rat Tibialis Anterior for Evaluating Tissue Engineered Skeletal Muscle Repair

We describe an in vivo protocol to measure dorsiflexion of the foot following stimulation of the peroneal nerve and contraction of the anterior crural compartment of the rat hindlimb. Such measurements are an indispensable translational tool for evaluating skeletal muscle pathology and tissue engineering approaches to muscle repair and regeneration.

의 응용 프로그램<em&gt; 생체</em&gt; 조직 평가를위한 쥐 앞정 전방의 기능 테스트는 골격근 수리 엔지니어링

Despite the regenerative capacity of skeletal muscle, permanent functional and/or cosmetic deficits (e.g., volumetric muscle loss (VML) resulting from ...

A Model of Free Tissue Transfer: The Rat Epigastric Free Flap

Free tissue transfer has been increasingly used in clinical practice since the 1970s, allowing reconstruction of complex and otherwise untreatable defects resulting from tumor extirpation, trauma, infections, malformations or burns. Free flaps are particularly useful for reconstructing highly complex anatomical regions, like those of the head and neck, the hand, the foot and the perineum. Moreover, basic and translational research in the area of free tissue transfer is of great clinical potential. Notwithstanding, surgical trainees and researchers are frequently deterred from using microsurgical models of tissue transfer, due to lack of information regarding the technical aspects involved in the operative procedures. The aim of this paper is to present the steps required to transfer a fasciocutaneous epigastric free flap to the neck in the rat.
This flap is based on the superficial epigastric artery and vein, which originates from and drain into the femoral artery and vein, respectively. On average the caliber of the superficial epigastric vein is 0.6 to 0.8 mm, contrasting with the 0.3 to 0.5 mm of the superficial epigastric artery. Histologically, the flap is a composite block of tissues, containing skin (epidermis and dermis), a layer of fat tissue (panniculus adiposus), a layer of striated muscle (panniculus carnosus), and a layer of loose areolar tissue.
Succinctly, the epigastric flap is raised on its pedicle vessels that are then anastomosed to the external jugular vein and to the carotid artery on the ventral surface of the rat's neck. According to our experience, this model guarantees the complete survival of approximately 70 to 80% of epigastric flaps transferred to the neck region. The flap can be evaluated whenever needed by visual inspection. Hence, the authors believe this is a good experimental model for microsurgical research and training.

This paper describes the steps required to raise a fasciocutaneous epigastric free flap and transfer it to the neck in the rat.

무료 조직 전송의 모델 : 쥐 상복부 무료 플랩

Free tissue transfer has been increasingly used in clinical practice since the 1970s, allowing reconstruction of complex and otherwise untreatable defects ...

의학

A Reliable Porcine Fascio-Cutaneous Flap Model for Vascularized Composite Allografts Bioengineering Studies

Vascularized Composite Allografts (VCA) such as hand, face, or penile transplant represents the cutting-edge treatment for devastating skin defects, failed by the first steps of the reconstructive ladder. Despite promising aesthetic and functional outcomes, the main limiting factor remains the need for a drastically applied lifelong immunosuppression and its well-known medical risks, preventing broader indications. Therefore, lifting the immune barrier in VCA is essential to tip the ethical scale and improve patients&#39; quality of life using the most advanced surgical techniques. De novo creation of a patient-specific graft is the upcoming breakthrough in reconstructive transplantation. Using tissue engineering techniques, VCAs can be freed of donor cells and customized for the recipient through perfusion-decellularization-recellularization. To develop these new technologies, a large-scale animal VCA model is necessary. Hence, swine fascio-cutaneous flaps, composed of skin, fat, fascia, and vessels, represent an ideal model for preliminary studies in VCA. Nevertheless, most VCA models described in the literature include muscle and bone. This work reports&#160;a reliable and reproducible technique for saphenous fascio-cutaneous flap harvest in swine, a practical tool for various research fields, especially vascularized composite tissue engineering.

The present protocol describes the porcine fascio-cutaneous flap model and its potential use in vascularized composite tissue research.

혈관화된 복합 동종이식편 생명공학 연구를 위한 신뢰할 수 있는 돼지 근막-피부 피판 모델

Vascularized Composite Allografts (VCA) such as hand, face, or penile transplant represents the cutting-edge treatment for devastating skin defects, ...

Fabrication of Engineered Vascular Flaps Using 3D Printing Technologies

Engineering implantable, functional, thick tissues requires designing a hierarchical vascular network. 3D bioprinting is a technology used to create tissues by adding layer upon layer of printable biomaterials, termed bioinks, and cells in an orderly and automatic manner, which allows for creating highly intricate structures that traditional tissue engineering techniques cannot achieve. Thus, 3D bioprinting is an appealing in vitro approach to mimic the native vasculature complex structure, ranging from millimetric vessels to microvascular networks. 
Advances in 3D bioprinting in granular hydrogels enabled the high-resolution extrusion of low-viscosity extracellular matrix-based bioinks. This work presents a combined 3D bioprinting and sacrificial mold-based 3D printing approach for fabricating engineered vascularized tissue flaps. 3D bioprinting of endothelial and support cells using recombinant collagen-methacrylate bioink within a gelatin support bath is utilized for the fabrication of a self-assembled capillary network. This printed microvasculature is assembled around a mesoscale vessel-like porous scaffold, fabricated using a sacrificial 3D printed mold, and is seeded with endothelial cells. 
This assembly induces the endothelium of the mesoscale vessel to anastomose with the surrounding capillary network, establishing a hierarchical vascular network within an engineered tissue flap. The engineered flap is then directly implanted by surgical anastomosis to a rat femoral artery using a cuff technique. The described methods can be expanded for the fabrication of various vascularized tissue flaps for use in reconstruction surgery and vascularization studies.

Engineered flaps require an incorporated functional vascular network. In this protocol, we present a method of fabricating a 3D printed tissue flap containing a hierarchical vascular network and its direct microsurgical anastomoses to rat femoral artery.

3D 프린팅 기술을 이용한 혈관 플랩 제작

Engineering implantable, functional, thick tissues requires designing a hierarchical vascular network. 3D bioprinting is a technology used to create ...

Procurement and Perfusion-Decellularization of Porcine Vascularized Flaps in a Customized Perfusion Bioreactor

Large volume soft tissue defects lead to functional deficits and can greatly impact the patient&#39;s quality of life. Although surgical reconstruction can be performed using autologous free flap transfer or vascularized composite allotransplantation (VCA), such methods also have disadvantages. Issues such as donor site morbidity and tissue availability limit autologous free flap transfer, while immunosuppression is a significant limitation of VCA. Engineered tissues in reconstructive surgery using decellularization/recellularization methods represent a possible solution. Decellularized tissues are generated using methods that remove native cellular material while preserving the underlying extracellular matrix (ECM) microarchitecture. These acellular scaffolds can then be subsequently recellularized with recipient-specific cells.
This protocol details the procurement and decellularization methods used to achieve acellular scaffolds in a pig model. In addition, it also provides a description of the perfusion bioreactor design and setup. The flaps include the porcine omentum, tensor fascia lata, and the radial forearm. Decellularization is performed via ex vivo perfusion of low concentration sodium dodecyl sulfate (SDS) detergent followed by DNase enzyme treatment and peracetic acid sterilization in a customized perfusion bioreactor.
Successful tissue decellularization is characterized by a white-opaque appearance of flaps macroscopically. Acellular flaps show the absence of nuclei on histological staining and a significant reduction in DNA content. This protocol can be used efficiently to generate decellularized soft tissue scaffolds with preserved ECM and vascular microarchitecture. Such scaffolds can be used in subsequent recellularization studies and have the potential for clinical translation in reconstructive surgery.

The protocol describes the surgical procurement and subsequent decellularization of vascularized porcine flaps by the perfusion of sodium dodecyl sulfate detergent through the flap vasculature in a customized perfusion bioreactor.

맞춤형 관류 생물 반응기에서 돼지 혈관 플랩의 조달 및 관류-탈세포화

Large volume soft tissue defects lead to functional deficits and can greatly impact the patient&#39;s quality of life. Although surgical reconstruction ...

Porcine As a Training Module for Head and Neck Microvascular Reconstruction

Live models that resemble surgical conditions of humans are needed for training free-flap harvesting and anastomosis. Animal models for training purposes have been available for years in many surgical fields. We used the female (because they are easy to handle for the procedure) Yorkshire pigs for the head and neck reconstruction by harvesting the deep inferior epigastric artery perforator or the superior epigastric artery perforator flap. The anastomosis site (neck skin defect or tracheal wall defect) was prepared via the dissection of the common carotid artery and the internal jugular vein, in which 3.5&#215; loupe magnification was used for anastomosis as we use on human cases in real life. This procedure demonstrates a new training method using a reliable learning model and provides a detailed anatomy in a live scenario. We focused on the ischemia time, harvesting, vessel anastomosis, and designing the flap to fit the defect site. This model improves tissue handling and with the use of proper instruments can be repeated many times so that the surgeon is fully confident before starting the surgery on humans.

Here we present a protocol for the use of the pig superior epigastric artery perforator flap as a learning module for head and neck microvascular reconstruction.

돼지 머리와 목 Microvascular 재건을 위한 훈련 모듈

Live models that resemble surgical conditions of humans are needed for training free-flap harvesting and anastomosis. Animal models for training purposes ...

Modified Heterotopic Hindlimb Osteomyocutaneous Flap Model in the Rat for Translational Vascularized Composite Allotransplantation Research

Vascularized composite allotransplantation (VCA) is a relatively new field in the reconstructive surgery. Clinical achievements in human VCA include hand and face transplants and, more recently, abdominal wall, uterus, and urogenital transplants. Functional outcomes have exceeded initial expectations, and most recipients enjoy an improved quality of life. However, as clinical experience accumulates, chronic rejection and complications from the immunosuppression must be addressed. In many cases where grafts have failed, the causative pathology has been ischemic vasculopathy. <span style="font-size: 11pt; line-height: 115%; font-family: Arial, sans-serif; color: rgb(41, 43, 49); background-image: initial; background-position: initial; background-size: initial; background-repeat: initial; background-attachment: initial; background-origin: initial; background-clip: initial;">The biological mechanisms of the acute and chronic rejection associated with VCA, especially ischemic vasculopathy, are important areas of research. However, due to the very small number of VCA patients, the evaluation of proposed mechanisms is better addressed in an experimental model. Multiple groups have used animal models to address some of the relevant unsolved questions in VCA rejection and vasculopathy. Several model designs involving a variety of species are described in the literature. Here we present a reproducible model of VCA heterotopic hindlimb osteomyocutaneous flap in the rat that can be utilized for translational VCA research. This model allows for the serial evaluation of the graft, including biopsies and different imaging modalities, while maintaining a low level of morbidity.

Vascularized composite allograft offers life-altering benefits to transplant recipients, but the biological causes of graft rejection and vasculopathy remain poorly understood. The rodent surgical model presented here offers a reproducible, clinically relevant model of transplantation, allowing researchers to evaluate rejection events and potential therapeutic strategies to prevent their occurrence.

변형 된 이종 성 복합체 동종 요법 연구에 대 한 쥐에서 변성 이성애 자 골 진 피부 플랩 모델

Vascularized composite allotransplantation (VCA) is a relatively new field in the reconstructive surgery. Clinical achievements in human VCA include hand ...

엔지니어링 혈관을 근육 플랩

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