This work was supported by NIH-NIDCR IRO1DE019355 (MJ Yost, PI), and NSF-EPSCoR (EPS-0903795).

1. 콜라겐 배치에서 고체의 비율을 결정 <ol><li> 이전에 게시 된 절차 (13) 다음 콜라겐을 추출합니다. 콜라겐 20ml의 최소 해동. 형성된 하이드로 겔에서 콜라겐 농도를 조작하기 위해 배치 콜라겐 고체의 초기 비율을 결정한다. <ol><li> 알루미늄 호일 (약 6 × 6cm)의 세 가지 컷 25 ㎖ 비이커의 바닥을 사용하여 팬과 같은 각을 형성. 각 팬의 무게를 기록한다. </li><li> 각 팬에 콜라겐을 소량 첨가하고 알루미늄 팬 콜라겐의 총 중량을 기록한다. 각 알루미늄 팬에 콜라겐의 0.8 g - 0.5를 추가합니다. 주 :이 단계 후에,이 세 알루미늄 포일 팬은 각각 하나가 콜라겐의 소량을 가져야한다. 각 (총 3) 빈 알루미늄 팬의 무게와 콜라겐을 첨가 한 후 팬의 무게를 기록해야합니다. </li><li> F를 사용하여 각 팬에서 콜라겐의 중량을 계산공식을 따르게 : 콜라겐 무게 = 팬과 콜라겐 중량 - 팬 중량 </li><li> 24 시간 동안 100 ° C에서 오븐에 콜라겐을 보유하고있는 세 개의 알루미늄 팬을 놓습니다. </li><li> 24 시간 후, 각각 알루미늄 팬의 중량 및 탈수 콜라겐을 기록한다. </li><li> 다음 식을 이용하여 탈수 콜라겐의 중량을 계산한다 : 탈수 콜라겐 무게 = 팬 탈수 콜라겐 중량 - 팬 중량 </li><li> 3 개의 시료는 아래 공식을 사용하여 콜라겐 고형분 농도를 결정하기 위해 고체의 비율을 계산한다 : <img alt="식 (2)" src="/files/ftp_upload/53578/53578eq2.jpg" /></li><li> 3 개의 시료 각각 콜라겐 고형분의 비율을 이용하여 배치의 평균 콜라겐 고체 함량을 계산한다. 참고 : 사용되는 콜라겐 수화 콜라겐 남아있는 것입니다. 탈수 콜라겐 중 어느 것도 사용되지 않습니다. </li><li> 콜라겐 고체 (난의 비율을 결정한 후일괄 nitial 콜라겐 농도)을 남아있는 수화 된 콜라겐을 계속. 3 콜라겐 배치의 pH를 조정하는 보정 pH 미터를 사용한다. <ol><li> 소량 (12) N 염산 (HCL)의 (한 번에 2-5 μL)를 추가합니다. 항상 얼음에 보관하십시오. 콜라겐에 직접 염산 없어 - 튜브의 측면에 의해 산을 추가한다. 산을 첨가 한 후, 콜라겐 산 밀어 주걱을 사용하여 신속하게 혼합 교반한다. </li></ol></li><li> 이 3의 pH에​​ 도달하면, 콜라겐은 4 ℃에서 O / N을 앉아 보자. </li></ol></li></ol> BSA 고무 2. 준비 <ol><li> 아래의 절차에 따라 소 혈청 알부민 (BSA) 솔루션을 준비합니다. <ol><li> 배 인산염 완충 식염수 (PBS)를 준비한다. 0.02 M PBS 용액을 만들기 위해 물 100ml에 두 개의 PBS 정제를 추가합니다. </li><li> 아래 절차를 이용하여 30 %의 BSA 용액을 만들기 위해 2 × PBS로 BSA를 결합. <ol><li> 예를 들어, 2 × PBS 30 ㎖로 30 % BSA을 BSA 12.9 g을 사용한다. 교반 막대와 플라스크에 2 배 PBS (예를 들어, 10 ㎖)의 1/3을 추가합니다. 플라스크에 BSA (예를 들어, 6.45 g의 BSA)의 1/2을 추가하고 주걱을 사용하여 건조 용질 젖은. </li><li> 모든 용질 때까지 PBS 다음 BSA를 추가하는이 과정을 반복하고 용매 플라스크에있다. 모든 용질 젖은 주걱을 사용합니다. 그것은 몇 가지 액체 덩어리의 혼합물과 같이 표시됩니다. 이 약 30 분 동안 앉아 보자. </li><li> 그런 다음, 낮은 사이클에 교반기를 켜고 교반 막대 주위에 덩어리가 없는지 확인합니다. 이 솔루션의 모든 것을 얻기 위해 90 분 소요 또는 4 ℃에서 O / N 감동을 둘 수 있습니다. 용질 모두 용해 된 후, 20 ml의 시린지에 넣고 용액을 0.20 μm의 주사기 필터로 덮인. 필터를 통해 액체를 추방하고 새로운 튜브에 멸균 솔루션을 수집하는 플런저를 누르십시오. 4 ℃에서 보관하십시오. </li></ol></li><li> 3 % 글루 타르 알데히드의 soluti 준비멸균 여과 배 PBS와 25 % 글루 타르 알데히드 용액을 희석하여합니다. 예를 들어, 3 % 글루 타르 알데하이드 용액 10㎖를 들면, 2 내지 25 %의 글루 타르 알데히드 ㎖의 2 × 8 ml의 PBS를 사용한다. 4 ℃에서 보관하십시오. </li></ol></li></ol> 3. 금형 치료 참고 :이 문서에 설명 된 프로토 타입은 사용자 정의 만든 스테인리스 Y 금형 조각을 사용합니다. 금형 유입 각각 4, 3mm, 두 유출 채널이 포함되어 있습니다. 첫째, 깨끗한 금형, 불포화 라드로 스프레이, 그들을 소독. 아래에 설명 된 절차에 따라 금형을 준비한다. <ol><li> 35 kHz의 주파수에서 초음파기를 사용하여 면도 스테인리스 금형. 소니 케이의 금형을 놓고 물과 얼음을 잠수함. 초음파 처리기가 실행되는 동안 항상 감기 금형을 유지합니다. 90 분 2 시간 동안 초음파 처리를 실행합니다. <ol><li> 각 기간 후에, 루어에는 재료는 스테인레스 강 또는 b을 잠글 수 없습니다가 있는지 확인하기 위해 바늘을 사용의 RAS 연결합니다. 금형의 양측의 전체 표면을 청소 비누와 물을 사용합니다. 채널에 장애물이 없는지 확인합니다. </li></ol></li><li> 오토 클레이브 봉지 형, 나사, 루어 락 커넥터를 배치하고 오토 클레이브. </li><li> 시중에서 판매하는 돼지 기름 (혼합 지방산 이형제)와 공기 분무기 반 방식에 부착 병을 채 웁니다. 일반 캡 병 뚜껑을 교체합니다. 오토 클레이브 가방에 배치하고 오토 클레이브. 주 : 라드 나중에 주입 반응 될 재료 (BSA 고무)의 방출을 용이하게하기 위해 사용된다. 이 내부 씰을 손상시킬 수 있습니다 autoclave-에 분무기 병 뚜껑을 올려 놓지 마십시오. </li><li> 45 초 동안이나 전자 레인지에서의 명확하고 액체 때까지 돼지 기름을 따뜻하게. 돼지 기름 병에 공기 분무기 뚜껑을 나사. 분무기와 뚜껑을 연결합니다. 실험실 벤치에서 공기 소스에 분무기를 연결합니다. 공기 밸브를 개방하고,이 표면을 습윤 시작할 때까지 분무기의 노즐을 열고종이 수건. </li><li> 표면이 완전히 피복 될 때까지 금형 표면에 수직 라드 스프레이. 각 조각은 분무 된 후, 배양 접시에 배치하고 밀봉. 2 시간 동안 4 ° C에서 금형을 놓습니다. </li><li> 30 분 동안 UV 광에 노출시킴으로써 표면을 주형 살균 진행. 그들이 반응 주입 할 준비가 될 때까지 4 ℃에서 그들을 다시 놓습니다. </li></ol> BSA 고무 4. 반응 사출 참고 : 다음 단계에서 BSA 고무의 조기 설정을 방지하기 위해 사용할 준비가 될 때까지 모든 자료와 솔루션은 차가운 유지되어야한다. <ol><li> 다음 단계를 수행하여 금형에 BSA 고무를 전달하기위한 디스펜서를 준비합니다. <ol><li> 혼합 성분 모두 멸균 : 중합 효소 연쇄 반응 (PCR) 후드에서 30 분 동안 UV 광에 노출하여 (두 개의 O 링, 주사기 캡 이중 주사기 팁을 혼합하고, 4 일 디스펜서). 참고 : PCR 후드가 t 있기 때문에 사용그 절차는 고정 제를 포함한다. 이러한 화학 물질로 인해 세포 독성에 대한 노출의 위험을 세포 / 조직 배양 후드에서 사용될 수 없다. 자외선이 포함되어 다른 후드가 적합 할 것이다. </li><li> 솔루션 홀더에 끝 캡을 배치합니다. </li><li> BSA의 1 비율 : 4로 혼합 및 주입을 수행 글루 타르 알데히드를. 솔루션의 가장 높은 금액을 제공 할 것입니다 이중 주사기 챔버에 30 % BSA를 추가 (그것은 채우기 위해 약 4 mL를 취하여 것입니다). 인접 실의 범람과 오염을 방지하기 위해 O 링을 배치하기에 충분한 공간을 남겨해야합니다. </li><li> 다른 챔버에 3 % 글루 타르 알데히드 용액을 추가 (그것은 채우기 위해 약 1 mL를 취하여 것입니다). 인접 실의 범람과 오염을 방지하기 위해 O 링을 배치하기에 충분한 공간을 남겨해야합니다. </li><li> 디스펜서에 이중 주사기를 놓습니다. 주사기 캡 상단에 위치하도록 수직으로 어셈블리를 기울입니다. 믹싱 팁 캡을 교체합니다. </li><li> 사우스 캐롤라이나두 함께 스테인리스 금형 조각 REW. </li><li> 오토 클레이브 가방의 내부 어셈블리를 놓습니다. </li><li> 디스펜서의 모든 공기를 제거하려면 수직 위치에 고정 빠르게 핸들을 글루 타르 알데히드와 혼합 BSA의 작은 금액을 해제 한 시간을 짠다. 그런 다음 신속하게 주사기 팁에 스테인리스 Y 금형의 루어 락 커넥터를 연결합니다. </li><li> 왼쪽과 오른쪽에 BSA-글루 타르 알데히드 혼합물을 디스펜서 스테인리스 Y 금형 잡아. 다른 내부 보이드 용액으로 채워 확인 압력솥 백 측면에 배기를 누름으로써 유출 채널의 좌우의 배기를 각각 덮는. 그리고, 가로 금형을 배치 한 후 다시 주입. </li><li> 25mm 페트리 접시에 디스펜서와 장소에서 금형을 분리합니다. </li><li> 고무의 탈수를 방지하기 위해 페트리 접시 주위에 파라 필름을 배치합니다. </li><li> 4 ° C 냉장고 O / N의 금형을 놓습니다. </li></ol></li></ol> 주 : 콜라겐 과정 항상 얼음에 보관해야한다. <ol><li> 콜라겐 고형분의 비율을 사용하여 콜라겐 농도를 수정한다. <ol><li> 찬물로 초기 콜라겐 농도를 조정하여 1.75 %의 콜라겐 10 ㎖를 확인합니다. </li><li> 조정 pH 측정기를 사용하여, 12 N 염산을 사용하여 pH 3를 조정한다. 콜라겐에 직접 염산 않는다 튜브의 측면에 의해 산을 추가한다. 산을 첨가 한 후, 콜라겐에 의해 산을 밀어 주걱을 사용하여 신속하게 혼합 교반한다. </li><li> 별도의 원뿔 튜브에 콜라겐 4g의 무게를. </li><li> 4 ° C와 20 ~ 30 분 동안 9,343 XG에서 공기를 제거하기 위해 콜라겐을 원심 분리기. </li><li> 30 분 동안 세포 배양 후드 살균 및 4 ml의 콜라겐 라미닌의 14 μL를 추가 UV. 이 10 μg의 / μL의 최종 라미닌 농도가 발생합니다. 참고 : 라미닌이들 제공tructural 무결성, 접착 및 다양한 세포 반응을 촉진한다. </li><li> 이전 살균 후드를 사용하여 PCR UV는 20 ~ 30 분에 불을 켭니다. </li><li> 2 시간 동안 에탄올, 20 ML의 주사기에 부착, 루어 잠금 캡을 놓습니다. 그리고, 건조 및 자외선에 배치 할 수 있습니다. </li><li> 감마 1200 cGy의 도달하도록 8.6 분간 콜라겐을 조사. 주 : 시간 ​​세슘 소스의 감쇠에 의존 할 것이다. 동일한 투여 량에 도달하는 시간을 조정한다. </li></ol></li></ol> BSA 고무에 콜라겐을 6.Casting <ol><li> 1 : 1의 비율 (콜라겐 : HEPES : MEM) 콜라겐을 중합하려면 8을 사용합니다. 다음 절차 (단계 5.1.8)에서 산성화 콜라겐의 초기 4g에 기초한다. <ol><li> 물에 0.2 N HEPES 용액을 만들고, 1-5 M 수산화 나트륨 (NaOH) 용액을 소량의 (1-5 μL)을 첨가하여 9 pH를 조정한다. 조정 pH 측정기를 사용하여, 각각을 첨가 한 후, 용액의 pH를 모니터링한다. 4 ° C 또는 케에서 보관얼음에 EP. </li><li> 후드를 소독하기 위해 20 ~ 30 분 동안 조직 문화 후드의 자외선을 켭니다. </li><li> 오토 클레이브 집게, 주걱, 살균 용 메스. </li><li> 조직 문화 후드를 사용하여 0.2 N HEPES (pH가 9) 및 ml의 10 배 MEM 1.5의 1.5 ml의 혼합. 사용하기 전에 5 초 동안 얼음과 소용돌이를 잘 보관해야합니다. 4 ° C에서 보관 또는 얼음에 보관하십시오. </li><li> PCR 후드를 소독하기 위해 30 분 동안 자외선을 켭니다. </li><li> 10 분 동안 -20 ° C에서 12 웰 플레이트와 20 ML의 주사기를 놓고, 또는 준비가 될 때까지 계속합니다. 참고 : 사용할 준비가 될 때까지 차가운 모든 자료를 보관하십시오. 온도의 증가는 조기 콜라겐 fibrillogenesis를 유도한다. </li><li> 70 % 에탄올로 후드에 살균하기에 건조 할 예정 모든 튜브와 웰 플레이트 스프레이. 나중에 사용하기 위해 냉각 얼음에 20 ML의 주사기를 놓습니다. </li><li> PCR 후드, BSA 고무 메스를 사용 해제하는 스테인리스 금형을 열 BSA (R)의 배출 채널 컷ubber 금형. </li><li> PCR 후드에서 HEPES-MEM 용액 1 ㎖를 멸균 콜라겐 튜브를 열고 추가 (확인 그것이 잘 혼합 더 단단한 보증금은 없는지, HEPES-MEM 솔루션을 추출하기 전에). </li><li> 멸균 주걱을 사용하여, 철저하게 콜라겐과 완충 용액을 혼합한다. </li><li> 닫기과 소용돌이 신속하게 잘 혼합 된 하이드로 겔을 보장합니다. </li><li> 차가운 20 ML의 주사기에 전송합니다. </li><li> 한 손으로도 내부 BSA 고무를 누르고, 다른 쪽을 이용하여, 웰의 바닥에 콜라겐 겔 용액의 절반을 분배. </li><li> 멸균 핀셋을 사용하여, 고무 유입과 유출 끝이 아니라의 측면에 접촉되어 있는지 확인합니다. </li><li> 완전히 덮여 때까지 고무의 상단에 콜라겐 솔루션을 따르십시오. </li><li> BSA 고무가 콜라겐 내에서 정지되어 있고, 특히 고무의 끝 근처에 거품이 없는지 확인합니다. </li><li> 덮개를 놓고 주위 파라 필름 포장잘 둘레. </li><li> 37 ° C에서 1 시간 동안 인큐베이터에 넣어. 의 PCR 자외선을 유지합니다. </li></ol></li><li> 콜라겐의 중합 후, UV는하기 절차를 가교 하이드로 겔. 주 : 콜라겐 가교 에너지의 양을 제어 할 수있는 UV 가교제 장치를 사용하여 수행한다. <ol><li> UV 가교제를 켜고 63 μJ / ㎠로 빈 챔버를 조사하는 에너지 설정을 사용합니다. </li><li> 인큐베이터에서 젤을 제거합니다. </li><li> 에탄올로 손을 스프레이하고, 챔버 내에서 가능한 한 빨리 뚜껑을 제거합니다. </li><li> 챔버를 닫고 UV 에너지 설정을 선택하고 63 μJ / ㎠를 조사하여 하이드로 겔을 가교. </li><li> 가교주기 후, PCR 후드에 자외선을 해제 </li><li> 에탄올로 손 스프레이 빠르게 웰 플레이트에 다시 뚜껑을 배치, 챔버를 엽니 다. 잘 플레이트를 이동PCR의 후드. </li><li> 부드럽게 풀어 우물에서 젤을 제거, 멸균 주걱을 사용. 하이드로 겔의 바닥 가교 후드 겔 플립. 단계를 반복 6.2.3과 6.2.4. </li></ol></li></ol> BSA 고무 7. 효소 소화 <ol><li> 중공 콜라겐 지지체를 위해, 하이드로 겔에 포함 된 차원에 영향을주지 않는 방식으로 BSA 고무를 제거한다. 절차는 다음과 같다. <ol><li> 조직 문화 후드를 소독하기 위해 20 ~ 30 분 동안 자외선을 켭니다. </li><li> 0.25 % 트립신 용액의 pH 7.8을 확인합니다. 예를 들어, 물 15 mL를 들어, 50 ㎖ 원뿔형 튜브에 트립신 0.0376 g을 추가한다. 1 M NaCl을 소량 (2-5 μL)을 추가하여 7.8로 pH를 조정합니다. 20 mL의 주사기에 넣고 용액을 0.20 μm의 주사기 필터로 덮인. 필터를 통해 액체를 추방하고 새로운 튜브에 멸균 솔루션을 수집하는 플런저를 누르십시오. </li><li> 수조를 켜고 (30)의 온도를 설정기음. </li><li> 30 분 후, 자외선을 끕니다. 후드에 사용되는 모든 튜브와 재료에 에탄올을 스프레이. </li><li> 별도의 원뿔 관에서 후드와 장소에 따라 콜라겐 하이드로 겔을 전송합니다. </li><li> 각 튜브에 7.8의 pH와 0.25 % 트립신 용액 (젤을 충당하기에 충분한) 약 3 ~ 5 ML을 추가합니다. </li><li> 약 1 분 동안 가볍게 파라 필름과 소용돌이 튜브를 밀봉합니다. </li><li> 15-24 시간 동안 30 ° C의 물을 욕조에 넣어. BSA 고무 소화 또는 하이드로 겔에서 제거 될 때까지 물을 욕조에있는 동안, 가볍게 자주 젤을 소용돌이. 참고 : 위해 BSA 고무가 제거되었는지 확인하기 위해, 하나 고무 트립신 용액에 떠 또는 고장난 조각이있다. 하이드로 겔 내에서 시각적 어두운 부분이 없어야합니다. </li></ol></li><li> 아래에 설명 된대로 모든 BSA 고무 및 트립신은 하이드로 겔에서 제거되었는지 확인하기 위해, 린스. <ol><li> PCR의 ~이 켭니다20 ~ 30 분 동안 D 자외선. </li><li> Mosconas 솔루션을 준비합니다. 물에서 염화칼륨 (KCl을, 28.6 mM)을 (수 NaHCO3 11.9 mM)을 포도당 (9.4 mM)을하고 (NaH를 2 PO 4, 0.08 mm)를 결합한다. 1 M NaOH를 12 M HCl 용액으로 pH 7.4까지를 조정합니다. 20 ML의 주사기에서 솔루션을 배치하고 솔루션을 소독하기 위해 0.20 ㎛의 주사기 필터를 사용합니다. </li><li> 후드에 그들을 배치하기 전에 에탄올로 모든 스프레이 및 에탄올 건조 할 수 있습니다. </li><li> 튜브를 열고 새 50 ML 원뿔 관에 멸균 Mosconas 솔루션의 5 ~ 10 mL로 전송합니다. </li><li> 효소 용액을 포함하는 원뿔형 튜브에 콜라겐 겔을 전송. 하이드로 겔이 완전히 용액으로 덮여 있는지 확인합니다. 30 분 동안 4 ° C의 냉장고에있는 통에 튜브를 남겨주세요. </li><li> Mosconas 솔루션과 두 번 단계를 반복 7.2.5을 대기음. </li><li> 4 ℃에서 보관하십시오. </li></ol></li></ol>

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N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Theory+of+protein+solubility.">Theory of protein solubility.</a> Methods Enzymol. 114, 49-77 (1985).</li><li>Migneault, I., Dartiguenave, C., Bertrand, M. J., Waldron, K. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Glutaraldehyde:+behavior+in+aqueous+solution,+reaction+with+proteins,+and+application+to+enzyme+crosslinking.">Glutaraldehyde: behavior in aqueous solution, reaction with proteins, and application to enzyme crosslinking.</a> Biotechniques. 37, 790-796 (2004).</li><li>Burmeister, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Glutaraldehyde+cross-linked+glutamate+oxidase+coated+microelectrode+arrays:+selectivity+and+resting+levels+of+glutamate+in+the+CNS.">Glutaraldehyde cross-linked glutamate oxidase coated microelectrode arrays: selectivity and resting levels of glutamate in the CNS.</a> ACS Chem Neurosci. 4, 721-728 (2013).</li><li>Chatterji, P. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gelatin+with+hydrophilic/hydrophobic+grafts+and+glutaraldehyde+crosslinks.">Gelatin with hydrophilic/hydrophobic grafts and glutaraldehyde crosslinks.</a> J. Appl. Polym. Sci. 37, 2203-2212 (1989).</li><li>Freije, J. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chemically+modified,+immobilized+trypsin+reactor+with+improved+digestion+efficiency.">Chemically modified, immobilized trypsin reactor with improved digestion efficiency.</a> J Proteome Res. 4, 1805-1813 (2005).</li><li>Cunha-Filho, M. S., Alvarez-Lorenzo, C., Martinez-Pacheco, R., Landin, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temperature-sensitive+gels+for+intratumoral+delivery+of+beta-lapachone:+effect+of+cyclodextrins+and+ethanol.">Temperature-sensitive gels for intratumoral delivery of beta-lapachone: effect of cyclodextrins and ethanol.</a> ScientificWorldJournal. 2012, 126723 (2012).</li><li>Basak, R., Bandyopadhyay, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Encapsulation+of+hydrophobic+drugs+in+Pluronic+F127+micelles:+effects+of+drug+hydrophobicity,+solution+temperature,+and+pH.">Encapsulation of hydrophobic drugs in Pluronic F127 micelles: effects of drug hydrophobicity, solution temperature, and pH.</a> Langmuir. 29, 4350-4356 (2013).</li></ol>

저자는 공개 아무것도 없어.

Biofabrication 생물학 및 공학 원리가 기​​본 조직을 모방 복잡한 물질을 생성하기 위해 병합하는 고도의 전문 분야 필드입니다. 이를 달성하기 위해서, 생체 조직으로부터 수집 한 정보를 사용하여 시험 관내 지지체로 번역 기술을 개발할 필요가있다. 이러한 방식으로, 플랫폼이 밀접 생체 조직, 구조적 기능적, 기계적 특성과 유사한 것으로 설계 될 수있다. 최적 발판 재료, ?...

조직 공학 분야에서 조직 지지체를 제조하는 능력은 중요하다. 적합한 조직 골격이 3 차원 구조를 갖는 생체 적합성 재료로 구성되고, 생체 조직의 구조를 모방은 세포 및 조직의 성장 및 리모델링을 용이. 이 비계는 영양분의 수송 및 폐기물 1-4의 제거를 허용해야합니다. 이러한 지지체의 제조에서 주요 장애물 중 하나는 생체 적합성 물질로 특정 기하학적 특징 요점을 되풀이하는 능력이다. 몇몇 biofabrication 기술은 이러한 지지체의 기하학적 특징을 조절하는 것으로보고 된, 예로는 용매 캐스팅 9 조형 10 5-8 전기 방사되고, 그 중에서도 11 차원 인자. 이러한 기술은 제어 내부 및 외부 건축 기능을 상대적으로 쉽게 전송을 제공하는 짧은 가을, 비싼, 그들의 해상도와 인쇄 적성 (에 의해 제한되어 있습니다 <em&gt; 예를 들면, 노즐 게이지, 소재 제한), 또는 실행 가능한 지지체 (12)를 생성하기 위해 장시간을 요구 후 제조 기술을 필요로한다. 많은 상용 제조 시스템에서, 내부 보이드, 채널 및 기능 생성 모래 또는 다른 적합한 이동식 또는 희생 물질을 사용하여 달성된다. 금속 또는 플라스틱 부분 사형 주위에 형성되고, 그것이 경화되면, 모래가 제거된다. 거의 같은 방법으로, 생체 물질의 차세대 biosand 당량이 필요하다. 따라서, BSA 고무 biosand위한 대용품으로 개발되었다. BSA 고무는 글루 타르 알데히드와 가교 결합 소 혈청 알부민으로 구성된 신규 제형 재료이다. 궁극적 인 목표는 생분해 성 콜라겐 지지체에 특정 건축 기능을 다시하는 것입니다. 원 조직의 금형 치수 충실도를 유지하는 희생 biorubber의 특성을 설명한다. <p cl엉덩이 = &quot;jove_content&quot;&gt; BSA 및 글루 타르 알데히드의 농도의 몇몇 조합은 다양한 용매를 사용하여 테스트 하였다. 이 자료는 BSA와 글루 타르 알데히드의 반응에 의해 만들어졌습니다. BSA 고무 조직 형의 복잡한 형상의 반응에 주입 될 수있다. 가교 BSA는 불안정하고 쉽게 중성 pH 및 온도 조건에서 효소에 의해 분해 트립신된다. 반대로, I 콜라겐 손상 유형은 트립신 소화에 매​​우 강하다. 이러한 기능은 선택적으로 뒤에 콜라겐을 떠나 BSA 고무를 제거하기 위해 대문자로했다. 본 연구는 생체 지지체 특정 구조적 특징을 제공 할 수있는 불안정한 주형을 얻기 위해 필요한 최적 파라미터를 결정하는 단계로 구성되었다. 평가 특정 기능 혼합 성, 효소 절단, 하중 및 네가티브 몰드에 주입 반응 할 수있는 능력을 포함했다. 30 % BSA 및 3 % 글루 타르 알데히드의 조합은 이러한 요구 사항을 충족. 이 프로토콜은 necess을 제공합니다진 가이드 라인은이 세 가지 차원의 발판을 만들 수 있습니다. 프로토 타입은 하나의 유입과 각각 4- 3-mm의 직경이 유출 채널 분지 구조를 나타내는 콜라겐 지지체로 구성되어 있습니다. 이 방법은 관심있는 조직을 다량 및 미세 환경을 모방 할 수있는 잠재력을 갖는다. 이 기술은 생체 조직 탄성 관심 조직의 다른 특성을 모방하기 위해 동조 될 수있는 높은 정확도를 가진 비교적 쉽고 적시 문제에 생분해 성 물질의 특정 기하학적 유익을 제공하기 위해 실행 가능한 기술을 제공한다.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="770">
	<tbody>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:281px;">Collagen type I</td>
			<td style="width:156px;"></td>
			<td style="width:116px;"></td>
			<td style="width:217px;">Collagen extracted from calf hide</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Hydrocloric Acid (HCl)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>7647-01-0</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Phosphate Buffer Solution (PBS Tablets)</td>
			<td>MP Biomedical</td>
			<td>U5378</td>
			<td>1 tablet per 100 mL makes 1XPBS</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Albumium from bovine serum (BSA)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>A9647</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="19">
			<td height="19" style="height:19px;">Glutaraldehyde</td>
			<td>Sigma -Aldrich</td>
			<td>G5882</td>
			<td>Toxic</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Lard</td>
			<td>Fields</td>
			<td>3090</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Stainless Steel Molds</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Milled using Microlution Machine</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Air Brush Kit</td>
			<td>Central Pneumatic</td>
			<td>47791</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Mixing Tip for double syringe</td>
			<td>Medmix</td>
			<td>ML2.5-16-LLM</td>
			<td>Mixer, DN2,5X16, 4:1 brown, med</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Small O ring for double syringe</td>
			<td>Medmix</td>
			<td>PPB-X05-04-02SM</td>
			<td>Piston B, 5mL, 4:1, PE natural</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Double Syringe cap&#160;</td>
			<td>Medmix</td>
			<td>VLX002-SM</td>
			<td>Cap, 4:1/10:1, PE brown, med</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Big O ring for double syringe</td>
			<td>Medmix</td>
			<td>PPA-X05-04-02SM</td>
			<td>Piston A, 5 mL, 4:1</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Double Syringe&#160;</td>
			<td>Medmix</td>
			<td>SDL X05-04-50M</td>
			<td>Double syringe, 5 mL, 4:1</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Double Syringe Dispenser</td>
			<td>Medmix</td>
			<td>DL05-0400M</td>
			<td>Dispenser, 5 mL, 4:1, med , plain</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Laminim</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>3.6 mg/mL- extracted USC lab</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">20 mL Syringe Luer Lock Tip</td>
			<td>BD</td>
			<td>302830</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Luer Lock Caps</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>JGTCBLLX</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">HEPES</td>
			<td>Sigma -Aldrich</td>
			<td>H4034</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Gibco Minimum Essential Media 10X (MEM)</td>
			<td>&#160;Life Technologies</td>
			<td>1143-030</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Trypsin</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>27250-018</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">UV Crosslinker&#160;</td>
			<td>Spectroline UV</td>
			<td>XLE1000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Sodium Cloride (NaCl)</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>S271-10</td>
			<td>To prepare Mosconas</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Potassium chloride (KCl)</td>
			<td>Sigma -Aldrich</td>
			<td>P5405-250</td>
			<td>To prepare Mosconas</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;">Sodium Bicarbonate (NaHCO3)</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>BP328-500</td>
			<td>To prepare Mosconas</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Glucose</td>
			<td>Sigma -Aldrich</td>
			<td>G-8270</td>
			<td>To prepare Mosconas</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;">Sodium Phosphate didasic (NaH2PO4)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S-7907</td>
			<td>To prepare Mosconas</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Sterile Filter for syringes</td>
			<td>Corning</td>
			<td>431224</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

three-dimensional biomimetic technology: novel biorubber creates defined micro- and macro-scale architectures in collagen hydrogels

조직 지지체는 조직 재생 과정에서 중요한 역할을한다. 이상적인 발판는 데 적절한 구성, 대상 계수, 잘 정의 된 아키텍처 기능 같은 몇 가지 요구 사항을 충족해야합니다. 생체 조직의 고유 아키텍처를 요점을 되풀이 생체 적합 물질은 질병을 공부뿐만 아니라 손실과 잘못된 연부 조직의 재생을 촉진하기 위해 매우 중요합니다. 신규 biofabrication 기술이 연구 및 임상 적 적용을위한 생체 재료의 새로운 세대를 만들 아트 화상, 3 차원 (3D) 인쇄, 선택적 효소의 활성 상태를 결합하는 개발되었다. 개발 한 물질, 소 혈청 알부민 고무 특정 기하학적 특징을 지탱 몰드에 주입 반응이다. 이 희생 물질은 자연 골격 물질에 건축 기능의 적절한 전송을 할 수 있습니다. 프로토 타입은 4 3mm 채널에 repr로 3D 콜라겐 지지체로 구성분 지형 구조를 ESENT. 이 논문은 자연 구조의 생성이 biofabrication 기술의 사용을 강조한다. 이 프로토콜은 컴퓨터 지원 소프트웨어 (CAD) 골격 물질 내에서 구조적 특징을두고 고무의 효소 소화 하였다 BSA 고무 주입 반응 것이다 고형 금형 제조를 이용한다.

결과는이 기술이 biofabrication 생체 조직에서 본 공간 배열을 모방 할 수 3D 골격을 생성하는데 효율적임을 보여준다. 구조적 특징들은 조직의 생체 내 상호 작용 및 세포 기능에 중요한 역할을하는 조직 공학 응용을위한 중요한 파라미터이다. BSA 고무의 일관성 및 균일 혼합 성이 그 의도 된 형상을 유지할 수 BSA ?...

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Three-dimensional Biomimetic Technology: Novel Biorubber Creates Defined Micro- and Macro-scale Architectures in Collagen Hydrogels

An innovative biofabrication technique was developed to engineer three-dimensional constructs that resemble the architectural features, components, and mechanical properties of in vivo tissue. This technique features a newly developed sacrificial material, BSA rubber, which transfers detailed spatial features, reproducing the in vivo architectures of a wide variety of tissues.

세 가지 차원 생체 모방 기술 ​​: 소설 Biorubber는 콜라겐 하이드로 겔에 마이크로 및 매크로 스케일 아키텍처를 정의 작성합니다

Tissue scaffolds play a crucial role in the tissue regeneration process. The ideal scaffold must fulfill several requirements such as having proper ...

three-dimensional-biomimetic-technology-novel-biorubber-creates

Research

JoVE Journal

Bioengineering

9.1K 조회수.  Medical University of South Carolina. An innovative biofabrication technique was developed to engineer three-dimensional constructs that resemble the architectural features, components, and mechanical properties of in vivo tissue. This technique features a newly developed sacrificial material, BSA rubber, which transfers detailed spatial features, reproducing the in vivo architectures of a wide variety of tissues.

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Fabrication of Micro-tissues using Modules of Collagen Gel Containing Cells

This protocol describes the fabrication of a type of micro-tissues called modules.  The module approach generates uniform, scalable and vascularized tissues.  The modules can be made of collagen as well as other gelable or crosslinkable materials.  They are approximately 2 mm in length and 0.7 mm in diameter upon fabrication but shrink in size with embedded cells or when the modules are coated with endothelial cells.  The modules individually are small enough that the embedded cells are within the diffusion limit of oxygen and other nutrients but modules can be packed together to form larger tissues that are perfusable.  These tissues are modular in construction because different cell types can be embedded in or coated on the modules before they are packed together to form complex tissues.  There are three main steps to making the modules: (1) neutralizing the collagen and embedding cells in it, (2) gelling the collagen in the tube and cutting the modules and (3) coating the modules with endothelial cells.

Creation of micro-tissues using cylindrical collagen gels, called modules, that contain embedded cells and which surface is coated with endothelial cells.

콜라겐의 모듈을 사용하여 미세 조직의 제조가 포함 세포를 젤

This protocol describes the fabrication of a type of micro-tissues called modules.  The module approach generates uniform, scalable and vascularized ...

연구

생체공학

Three-dimensional Optical-resolution Photoacoustic Microscopy

Optical microscopy, providing valuable insights at the cellular and organelle levels, has been widely recognized as an enabling biomedical technology. As the mainstays of in vivo three-dimensional (3-D) optical microscopy, single-/multi-photon fluorescence microscopy and optical coherence tomography (OCT) have demonstrated their extraordinary sensitivities to fluorescence and optical scattering contrasts, respectively. However, the optical absorption contrast of biological tissues, which encodes essential physiological/pathological information, has not yet been assessable. 
The emergence of biomedical photoacoustics has led to a new branch of optical microscopy optical-resolution photoacoustic microscopy (OR-PAM)1, where the optical irradiation is focused to the diffraction limit to achieve cellular1 or even subcellular2 level lateral resolution. As a valuable complement to existing optical microscopy technologies, OR-PAM brings in at least two novelties. First and most importantly, OR-PAM detects optical absorption contrasts with extraordinary sensitivity (i.e., 100%). Combining OR-PAM with fluorescence microscopy3 or with optical-scattering-based OCT4 (or with both) provides comprehensive optical properties of biological tissues. Second, OR-PAM encodes optical absorption into acoustic waves, in contrast to the pure optical processes in fluorescence microscopy and OCT, and provides background-free detection. The acoustic detection in OR-PAM mitigates the impacts of optical scattering on signal degradation and naturally eliminates possible interferences (i.e., crosstalks) between excitation and detection, which is a common problem in fluorescence microscopy due to the overlap between the excitation and fluorescence spectra. 
Unique for optical absorption imaging, OR-PAM has demonstrated broad biomedical applications since its invention, including, but not limited to, neurology5, 6, ophthalmology7, 8, vascular biology9, and dermatology10. In this video, we teach the system configuration and alignment of OR-PAM as well as the experimental procedures for in vivo functional microvascular imaging.

Optical-resolution photoacoustic microscopy (OR-PAM) is an emerging technology capable of imaging optical absorption contrasts in vivo with cellular resolution and sensitivity. Here, we provide a visualized instruction on the experimental protocols of OR-PAM, including system configuration, system alignment, typical in vivo experimental procedures, and functional imaging schemes.

입체 광학 해상도 Photoacoustic 현미경

Optical microscopy, providing valuable insights at the cellular and organelle levels, has been widely recognized as an enabling biomedical technology. As ...

Alginate Hydrogels for Three-Dimensional Organ Culture of Ovaries and Oviducts

Ovarian cancer is the fifth leading cause of cancer deaths in women and has a 63% mortality rate in the United States1. The cell type of origin for ovarian cancers is still in question and might be either the ovarian surface epithelium (OSE) or the distal epithelium of the fallopian tube fimbriae2,3. Culturing the normal cells as a primary culture in vitro will enable scientists to model specific changes that might lead to ovarian cancer in the distinct epithelium, thereby definitively determining the cell type of origin. This will allow development of more accurate biomarkers, animal models with tissue-specific gene changes, and better prevention strategies targeted to this disease.
Maintaining normal cells in alginate hydrogels promotes short term in vitro culture of cells in their three-dimensional context and permits introduction of plasmid DNA, siRNA, and small molecules. By culturing organs in pieces that are derived from strategic cuts using a scalpel, several cultures from a single organ can be generated, increasing the number of experiments from a single animal. These cuts model aspects of ovulation leading to proliferation of the OSE, which is associated with ovarian cancer formation. Cell types such as the OSE that do not grow well on plastic surfaces can be cultured using this method and facilitate investigation into normal cellular processes or the earliest events in cancer formation4.
Alginate hydrogels can be used to support the growth of many types of tissues5. Alginate is a linear polysaccharide composed of repeating units of &beta;-D-mannuronic acid and &alpha;-L-guluronic acid that can be crosslinked with calcium ions, resulting in a gentle gelling action that does not damage tissues6,7. Like other three-dimensional cell culture matrices such as Matrigel, alginate provides mechanical support for tissues; however, proteins are not reactive with the alginate matrix, and therefore alginate functions as a synthetic extracellular matrix that does not initiate cell signaling5. The alginate hydrogel floats in standard cell culture medium and supports the architecture of the tissue growth in vitro.
A method is presented for the preparation, separation, and embedding of ovarian and oviductal organ pieces into alginate hydrogels, which can be maintained in culture for up to two weeks. The enzymatic release of cells for analysis of proteins and RNA samples from the organ culture is also described. Finally, the growth of primary cell types is possible without genetic immortalization from mice and permits investigators to use knockout and transgenic mice.

Culture of normal cells in their three-dimensional context represents an alternative method to study early events required for cellular transformation and tumorigenesis. This method is used to grow normal ovarian and oviductal cells to study early events in ovarian cancer formation.

난소와 Oviducts의 3 차원 조직 문화 알긴산의 Hydrogels

Ovarian cancer is the fifth leading cause of cancer deaths in women and has a 63% mortality rate in the United States1. The cell type of origin for ...

Planar and Three-Dimensional Printing of Conductive Inks

Printed electronics rely on low-cost, large-area fabrication routes to create flexible or multidimensional electronic, optoelectronic, and biomedical devices1-3. In this paper, we focus on one- (1D), two- (2D), and three-dimensional (3D) printing of conductive metallic inks in the form of flexible, stretchable, and spanning microelectrodes.
Direct-write assembly4,5 is a 1-to-3D printing technique that enables the fabrication of features ranging from simple lines to complex structures by the deposition of concentrated inks through fine nozzles (~0.1 - 250 &mu;m). This printing method consists of a computer-controlled 3-axis translation stage, an ink reservoir and nozzle, and 10x telescopic lens for visualization. Unlike inkjet printing, a droplet-based process, direct-write assembly involves the extrusion of ink filaments either in- or out-of-plane. The printed filaments typically conform to the nozzle size. Hence, microscale features (&lt; 1 &mu;m) can be patterned and assembled into larger arrays and multidimensional architectures.
In this paper, we first synthesize a highly concentrated silver nanoparticle ink for planar and 3D printing via direct-write assembly. Next, a standard protocol for printing microelectrodes in multidimensional motifs is demonstrated. Finally, applications of printed microelectrodes for electrically small antennas, solar cells, and light-emitting diodes are highlighted.

Planar and three-dimensional printing of conductive metallic inks is described. Our approach provides new avenues for fabricating printed electronic, optoelectronic, and biomedical devices in unusual layouts at the microscale.

전도성 잉크의 평면 및 3 차원 인쇄

Printed electronics rely on low-cost, large-area fabrication routes to create flexible or multidimensional electronic, optoelectronic, and biomedical ...

Cell Patterning on Photolithographically Defined 
Parylene-C: SiO2 Substrates

Cell patterning platforms support broad research goals, such as construction of predefined in vitro neuronal networks and the exploration of certain central aspects of cellular physiology. To easily combine cell patterning with Multi-Electrode Arrays (MEAs) and silicon-based &#8216;lab on a chip&#8217; technologies, a microfabrication-compatible protocol is required. We describe a method that utilizes deposition of the polymer parylene-C on SiO2&#160;wafers. Photolithography enables accurate and reliable patterning of parylene-C at micron-level resolution. Subsequent activation by immersion in fetal bovine serum (or another specific activation solution) results in a substrate in which cultured cells adhere to, or are repulsed by, parylene or SiO2 regions respectively. This technique has allowed patterning of a broad range of cell types (including primary murine hippocampal cells, HEK 293 cell line, human neuron-like teratocarcinoma cell line, primary murine cerebellar granule cells, and primary human glioma-derived stem-like cells). Interestingly, however, the platform is not universal; reflecting the importance of cell-specific adhesion molecules. This cell patterning process is cost effective, reliable, and importantly can be incorporated into standard microfabrication (chip manufacturing) protocols, paving the way for integration of microelectronic technology.

Cell Patterning on Photolithographically Defined 
Parylene-C: SiO2 Substrates

This protocol describes a microfabrication-compatible method for cell patterning on SiO2. A predefined parylene-C design is photolithographically printed on SiO2 wafers. Following incubation with serum (or other activation solution) cells adhere specifically to (and grow according to the conformity of) underlying parylene-C, whilst being repulsed by SiO2 regions.

포토 리소그래피 정의 파릴 렌-C에 대한 세포 패터닝 : 그런가<sub&gt; 2</sub&gt; 기판

Cell patterning platforms support broad research goals, such as construction of predefined in vitro neuronal networks and the exploration of certain ...

Human Cartilage Tissue Fabrication Using Three-dimensional Inkjet Printing Technology

Bioprinting, which is based on thermal inkjet printing, is one of the most attractive enabling technologies in the field of tissue engineering and regenerative medicine. With digital control&#160;cells, scaffolds, and growth factors can be precisely deposited to the desired two-dimensional (2D) and three-dimensional (3D) locations rapidly. Therefore, this technology is an ideal approach to fabricate tissues mimicking their native anatomic structures. In order to engineer cartilage with native zonal organization, extracellular matrix composition (ECM), and mechanical properties, we developed a bioprinting platform using a commercial inkjet printer with simultaneous photopolymerization capable for 3D cartilage tissue engineering. Human chondrocytes suspended in poly(ethylene glycol) diacrylate (PEGDA) were printed for 3D neocartilage construction via layer-by-layer assembly. The printed cells were fixed at their original deposited positions, supported by the surrounding scaffold in simultaneous photopolymerization. The mechanical properties of the printed tissue were similar to the native cartilage. Compared to conventional tissue fabrication, which requires longer UV exposure, the viability of the printed cells with simultaneous photopolymerization was significantly higher. Printed neocartilage demonstrated excellent glycosaminoglycan (GAG) and collagen type II production, which was consistent with gene expression. Therefore, this platform is ideal for accurate cell distribution and arrangement for anatomic tissue engineering.

The methods described in this paper show how to convert a commercial inkjet printer into a bioprinter with simultaneous UV polymerization. The printer is capable of constructing 3D tissue structure with cells and biomaterials. The study demonstrated here constructed a 3D neocartilage.

입체 잉크젯 인쇄 기술을 사용하여 인간의 연골 조직 제작

Bioprinting, which is based on thermal inkjet printing, is one of the most attractive enabling technologies in the field of tissue engineering and ...

Analysis of Cell Migration within a Three-dimensional Collagen Matrix

The ability to migrate is a hallmark of various cell types and plays a crucial role in several physiological processes, including&#160;embryonic development, wound healing, and immune responses. However, cell migration is also a key mechanism in cancer enabling these cancer cells to detach from the primary tumor to start metastatic spreading. Within the past years various cell migration assays have been developed to analyze the migratory behavior of different cell types. Because the locomotory behavior of cells markedly differs between a two-dimensional (2D) and three-dimensional (3D) environment it can be assumed that the analysis of the migration of cells that are embedded within a 3D environment would yield in more significant cell migration data. The advantage of the described 3D collagen matrix migration assay is that cells are embedded within a physiological 3D network of collagen fibers representing the major component of the extracellular matrix. Due to time-lapse video microscopy real cell migration is measured allowing the determination of several migration parameters as well as their alterations in response to pro-migratory factors or inhibitors. Various cell types could be analyzed using this technique, including lymphocytes/leukocytes, stem cells, and tumor cells. Likewise, also cell clusters or spheroids could be embedded within the collagen matrix concomitant with analysis of the emigration of single cells from the cell cluster/ spheroid into the collagen lattice. We conclude that the 3D collagen matrix migration assay is a versatile method to analyze the migration of cells within a physiological-like 3D environment.

Cell migration is a biological phenomenon that is involved in a plethora of physiological, such as wound healing and immune responses, and pathophysiological processes, like cancer. The 3D-collagen matrix migration assay is a versatile tool to analyze the migratory properties of different cell types within in a 3D physiological-like environment.

세 가지 차원 콜라겐 매트릭스 내에서 세포의 이동 분석

The ability to migrate is a hallmark of various cell types and plays a crucial role in several physiological processes, including&#160;embryonic ...

Generation of a Three-dimensional Full Thickness Skin Equivalent and Automated Wounding

In vitro models are a cost effective and ethical alternative to study cutaneous wound healing processes. Moreover, by using human cells, these models reflect the human wound situation better than animal models. Although two-dimensional models are widely used to investigate processes such as cellular migration and proliferation, models that are more complex are required to gain a deeper knowledge about wound healing. Besides a suitable model system, the generation of precise and reproducible wounds is crucial to ensure comparable results between different test runs. In this study, the generation of a three-dimensional full thickness skin equivalent to study wound healing is shown. The dermal part of the models is comprised of human dermal fibroblast embedded in a rat-tail collagen type I hydrogel. Following the inoculation with human epidermal keratinocytes and consequent culture at the air-liquid interface, a multilayered epidermis is formed on top of the models. To study the wound healing process, we additionally developed an automated wounding device, which generates standardized wounds in a sterile atmosphere.

The goal of this protocol is to build up a three-dimensional full thickness skin equivalent, which resembles natural skin. With a specifically constructed automated wounding device, precise and reproducible wounds can be generated under maintenance of sterility.

3 차원 전체 두께 피부의 세대 동등한 및 자동화 부상

In vitro models are a cost effective and ethical alternative to study cutaneous wound healing processes. Moreover, by using human cells, these models ...

Melt Electrospinning Writing of Three-dimensional Poly(&#949;-caprolactone) Scaffolds with Controllable Morphologies for Tissue Engineering Applications

This tutorial reflects on the fundamental principles and guidelines for electrospinning writing with polymer melts, an additive manufacturing technology with great potential for biomedical applications. The technique facilitates the direct deposition of biocompatible polymer fibers to fabricate well-ordered scaffolds in the sub-micron to micro scale range. The establishment of a stable, viscoelastic, polymer jet between a spinneret and a collector is achieved using an applied voltage and can be direct-written. A significant benefit of a typical porous scaffold is a high surface-to-volume ratio which provides increased effective adhesion sites for cell attachment and growth. Controlling the printing process by fine-tuning the system parameters enables high reproducibility in the quality of the printed scaffolds. It also provides a flexible manufacturing platform for users to tailor the morphological structures of the scaffolds to their specific requirements. For this purpose, we present a protocol to obtain different fiber diameters using melt electrospinning writing (MEW) with a guided amendment of the parameters, including flow rate, voltage and collection speed. Furthermore, we demonstrate how to optimize the jet, discuss often experienced technical challenges, explain troubleshooting techniques and showcase a wide range of printable scaffold architectures.

This protocol serves as a comprehensive guideline to fabricate scaffolds via electrospinning with polymer melts in a direct writing mode. We systematically outline the process and define the appropriate parameter settings for achieving targeted scaffold architectures.

조직 공학 응용 프로그램에 대 한 제어 형태학과 3 차원 Poly(ε-caprolactone) 장비의 전기 글 녹아

This tutorial reflects on the fundamental principles and guidelines for electrospinning writing with polymer melts, an additive manufacturing technology ...

Ultrathin Porated Elastic Hydrogels As a Biomimetic Basement Membrane for Dual Cell Culture

The basement membrane is a critical component of cellular bilayers that can vary in stiffness, composition, architecture, and porosity. In vitro studies of endothelial-epithelial bilayers have traditionally relied on permeable support models that enable bilayer culture, but permeable supports are limited in their ability to replicate the diversity of human basement membranes. In contrast, hydrogel models that require chemical synthesis are highly tunable and allow for modifications of both the material stiffness and the biochemical composition via incorporation of biomimetic peptides or proteins. However, traditional hydrogel models are limited in functionality because they lack pores for cell-cell contacts and functional in vitro migration studies. Additionally, due to the thickness of traditional hydrogels, incorporation of pores that span the entire thickness of hydrogels has been challenging. In the present study, we use poly-(ethylene-glycol) (PEG) hydrogels and a novel zinc oxide templating method to address the previous shortcomings of biomimetic hydrogels. As a result, we present an ultrathin, basement membrane-like hydrogel that permits the culture of confluent cellular bilayers on a customizable scaffold with variable pore architectures, mechanical properties, and biochemical composition.

Current bilayer culture models do not allow for functional in vitro studies that mimic in vivo microenvironments. Using polyethylene glycol and a zinc oxide templating method, this protocol describes the development of an ultrathin biomimetic basement membrane with tunable stiffness, porosity, and biochemical composition that closely mimics in vivo extracellular matrices.

듀얼에 대 한 생체 모방 지하실 멤브레인으로 ultrathin Porated 탄성 Hydrogels 세포 배양

The basement membrane is a critical component of cellular bilayers that can vary in stiffness, composition, architecture, and porosity. In vitro studies ...

세 가지 차원 생체 모방 기술 ​​: 소설 Biorubber는 콜라겐 하이드로 겔에 마이크로 및 매크로 스케일 아키텍처를 정의 작성합니다

세 가지 차원 생체 모방 기술 : 소설 Biorubber는 콜라겐 하이드로 겔에 마이크로 및 매크로 스케일 아키텍처를 정의 작성합니다