이 작품은 NIH 보조금 (DP2OD007447, R01GM110174 및 R01AI118891)에서 자금에 의해 지원되었다.

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저자는 더 경쟁 재정적 이해 관계가 없음을 선언합니다.

여기에 설명 된 프로토콜은 비용, 시간 및 성능을 고려하여 최적화된다. 다른 제제는 가능하지만, 특히 MS 분석을 결합하는 경우에는 한계가있다. 예를 들어, 높은 소금 추출 프로토콜 히스톤 26 대신 TCA 침전 ((3))를 정제하기 위해 사용될 수있다. 이 강산성을 사용하지 않기 때문에 높은 염 프로토콜은 본질적 온화하다. 이 산해리 PTMS 보존 및 TCA 침전으로 추출 히스톤의 수율을 증가 여러 염색질 결합 단백질을 공동 침전. 그러나, 높은 소금 추출 HPLC-MS / MS에 대해 너무 농축시켜 염을 함유하는 샘플을 이끈다. 트립신 배양 시간 및 효소 / 기판 (27)의 비율 감소 또는 소화 효소로는 argc 28-30를 사용하여, 예를 들어 - 다른 제제에서, 히스톤 소화는 propionylation (8 섹션 6)없이 수행 될 수있다. 그러나, 프로피온산 무수물 유도체 내가 같이 추천t 더 나은 액체 크로마토 그래피 동안​​ 유지됩니다 소수성 펩타이드의 생성으로 이어집니다. 화학 유도체를 들어, 유기산 무수물의 다양한 평가되었으며, 그 장점은 포괄적 18에 대해 논의했다. 그럼에도 불구하고, 프로피온산 무수물 효율성을 최소화 측 제품 및 개선 펩타이드 소수성 사이의 최고의 타협을 입증했다. 잠재적으로, 프로피온산 무수물은 동위 원소 표지 된 형태로 구입할 수 있습니다; 이는 다수의 시료를 혼합하고 무거운 라벨에 부여 상이한 질량에 기초하여 MS의 레벨을 판별의 가능성 다중 분석을 허용한다. 그러나 이러한 분석은 LC-MS 크로마토 그램의 증가 된 복잡성을 초래하고 각 단일 조건 주입 될 수있는 샘플의 양을 감소시킨다. 이와 관련하여, 프로토콜의 몇몇 중요한 측면이 강조되어야한다. 다음은 CH 표기부정적인 결과가 얻어진 경우에는 절차를 수행하는 오류를 발견 ecklist. 우선 핵 침전 후의 펠릿을 조심스럽게 대체 NP-40 (혼합 중에 기포의 부족 띄는) 세제 완전히 제거 될 때까지 (2.10)없이 NIB로 세척한다. 그렇지 않을 경우 산과 히스톤 추출을 손상 것이다. 둘째, TCA와 히스톤 침전 (섹션 3.9) 아세톤 펠렛의 세척 후 중요하다. propionylation 및 소화 (6.1 절)을 직접 수행하는 경우 농축 된 산의 존재는 다음과 같은 단계를 끼칠 것입니다. (섹션 5를) 수행되는 경우 히스톤 분류에없는 문제가 될 것입니다. (- 6.7 섹션 6.3) 셋째, 상기 propionylation 반응이 신속하게 수행하는 것이 필수적이다. 4 연속 샘플 -이를 위해 3 개 이상의 동일한 propionylation 믹스 (프로피온산 무수물 + 아세토 니트릴)를 사용하지 마십시오. 또한, pH는 트립신 분해 (7)의 가장 중요한 측면이다. 그렇지 않은 경우8.0 (7.5-8.5) 주위에 소화 효과가있을 것입니다. 샘플이 단계에서 프로피온산이 풍부 할 것 같은이 발생할 수 있습니다. NH 4 OH 필요까지 추가 할 수 있습니다. 또한, 프로테오믹스 워크 플로우에 익숙한 연구자는 트립신의 소화를 종료 샘플을 산성화 정상 느낄 것이다. 그 다음 반응, 즉, 펩타이드 N 말단 (8.1 절)의 propionylation을 위태롭게하므로 이것은 수행 할 수 없습니다. 마지막으로, 같은 문제에서는, 수정되지 않은 펩타이드가 실제로 변성되지 않는 데이터 분석을 위해 기억하는 것이 중요하다; 모두 무료 리신 잔기 및 N- 말단은 propionylation (56.026 다)에 의해 점유 될 것이다. 이와 같이, 단백질 서열에 고유하게 대응하는 중량의 추출, 이온 크로마토 그래피를 수행하는 단계없이 결과를 가져올 것이다. 방법의 제한은 실제 abun 달성의 편향으로 인해 짧은 펩티드 서열에 조합 PTMS 검출 불능에 주로 관련 있으며다른 변형 된 형태의 펩티드는 상이한 효율로 이온화 할 수 있다는 사실로 인해 변형 댄스. 첫 번째 문제는 중간 또는 다운 (16 평가) 하향식 접근법이 기술을 조합함으로써 해결할 수있다. 하더라도 기술적으로 더 어려운, 이러한 유형의 분석은 수정 공존 주파수를 연구하는데 적합하다. 또한, 일부 펩타이드 다른 히스톤 변형에서 동일한 서열을 갖기 때문에 항상 상향식으로 달성 될 수 없다 히스톤 변형, 더 잘 구별 할 수있다. 이온화 효율과 관련된 두 번째 문제는, 합성 펩티드 (31)의 라이브러리를 사용하여 해결 될 수있다. 이 접근법은 히스톤 PTMS의 상대적인 풍부함의보다 정확한 추정을 보장한다. 그러나, 대부분의 실험에서, 원하는 결과는 분석 조건 사이의 주어진 변형의 상대적 변화이다. 이 경우, 이러한 보정으로 인해 모든 샘플은 동일한 BIA를 가지고 있다는 사실에 필요하지 않다에스. 결론적으로,이 프로토콜은 탠덤 MS에 결합 NLC를 사용하는 일에 완료 할 수 있습니다 히스톤 PTMS의 분석이 가능합니다. MS가 아닌 다른 기술과의 비교 예들이 처리량에도 거의이 수준을 달성 할 수 도입부에서 논의 된 바와 같이 항체 기반 전략을 사용하여, 적합하지 않다. 또한, 항체 기반 기술은 새로운 변형의 발견을 허용하지 않지만, 이들은 단독으로 확인 및 정량 예측 부호에 기초한다. 우리는 따라서 튜닝 유전자 발현의 주인공이다 히스톤 마크의 규정을 알고에 의한 직관적 인 장점 프로테오믹스 실험실에서 인기를 얻을 따라서 프로테옴의 조절에 영향을 미칠 것입니다 히스톤 펩티드에 그 상향식 (bottom-up)의 단백질 체학을 추측. 또, 프로토콜이 기재된 LABORA에도 히스톤 분석 더 단순하게 데이터 분석을위한 시료 준비 및 소프트웨어의 최근 개선 포함hypermodified 펩티드의이 유형의 특성을 경험 한 적이 토리.

후성 유전학은 기본 DNA 서열 1을 변경 이외의 다른 메커니즘에 의해 발생하는 유전자 발현의 유전 적 변화의 연구로 정의된다. 유기체 극적인 표현형은 DNA의 내용이 변경되지 않는 경우에도 변경 겪는으로 성적인 규제는 개발하는 동안 중요합니다. 다른 메커니즘 (2)을 통해 유전자 발현에 영향을 미치는 각각의 히스톤 번역 후 변형 (PTMS), 히스톤 변형, 비 - 코딩의 RNA, DNA 메틸화와 DNA 결합 요소를 포함하여 적절한 후성 유지에 필요한 몇 가지 중요한 구성 요소가있다. 예를 들면, DNA 메틸화 상태가 유전자 번역 3, 히스톤 변형 및 히스톤 PTMS 더 동적이며 4 가지 다양한 염색질 영향을 억압 할 수 매우 안정 변형이다. 이들이 가장 노출가요 영역만큼 히스톤 PTMS 대부분의 N 말단 꼬리에서 지역화단백질. 그러나, 뉴 클레오 핵심은 크게 평균 단백질 5에 비해 수정됩니다. 히스톤 마크가 광범위하게 지난 10 년을 특징으로되어 있지만, 알려진 히스톤 마크와 그 기능 사이에 많은 링크는 여전히 불분명하다. 이것은 대부분의 히스톤 PTMS이 전사 -6,7- 같은 특정 프로세스를 변경하기 위해 다른 PTMS ( &quot;크로스 토크&quot;)와 협력하여 기능을 오히려 혼자서 작동하지만하지 않는다는 사실에 주로 기인한다. 예를 들어, 유전자 P21의 조합 마크 H3S10K14ac 두 PTMS 8 하나만 발생하지 않을의 전사를 활성화시킨다. 단백질 HP1 콤팩트는 H3K9me2 / 여기서 Me3을 인식하고 근처의 뉴 클레오에 수정을 확산하여 염색질. 인접 S10 9 인산화 때, HP1은 H3K9me2 / 3 바인딩 할 수 없습니다. H3K4의 아세틸 화는, 분열의 pombe 10 H3K9me2 / 여기서 Me3에 단백질 spChp1의 결합을 억제한다. 또한, 히스톤 라이신 Demethylase PHF8 세 PTMS H3K4me3, K9ac 및 K14ac 11 존재하는 가장 높은 뉴 클레오 결합 효율을 가지고있다. 이러한 예는 히스톤 PTM 변화의 글로벌 개요를 달성하기보다는 하나의 수정에 초점을 맞추고의 중요성을 강조 표시합니다. 서열의 존재는 또한 변형 히스톤 이소 타입은 일반적으로 고도의 유사한 서열을 가지고, 히스톤 분석의 복잡성을 증가 시키지만, 종종 염색질의 서로 다른 역할이있다. 예를 들어, H2A.x보다 쉽게 정규 H2A 12에 비해 DNA 손상시 인산화 된 C 말단 서열을 보유하고, 수컷 마우스 감수 13 성 염색체의 불 활성화에 요구되고; 유사하게, CENP-A는 동원체 (14)에 정식 히스톤 H3를 대체합니다. 서로 다른 기능에도 불구하고, 이러한 변이체는 식별하고 개별적으로 계량하는 것이 어려워, 각 정규 히스톤과의 아미노산 서열의 많은 부분을 공유한다. </p&gt; 예컨대 웨스턴 블 롯팅과 같은 항체 - 기반 기술은 광범위 히스톤을 특성화하기 위해 채택되었다. 그러나, 항체 기반의 접근법은 다음과 같은 이유로 제한된다 : (I)가 유일한 변형의 존재를 확인할 수 알려지지 PTMS를 식별 할 수있다; (ⅱ)들은 의한 결합력에 영향을 미칠 수있는 공존 마크의 존재로 바이어스된다; (ⅲ) 그들은 단지 거의 항체는 목적 (IV)가 매우 유사한 히스톤 변형 또는 유사한 PTMS (예를 들어, 디 - 및 리신 잔기의 trimethylation) 사이에 교차 반응에 사용할 수있는 바와 같이, 조합 마크를 식별 할 수 없습니다. Egelhofer 등. 상업적인 항체의 25 % 이상이 도트 블롯 또는 웨스턴 블롯에 의해 특이성 테스트를 실패, 특정 항체들 사이에서 20 % 이상 염색질 면역 침전 실험 15에서 실패 것이 기재. 질량 분석 (MS)는 현재 신규 및 / 또는 조합 PTMS을 연구하는 가장 적합한 분석 도구입니다그리고 광범위 (16 평가) 히스톤 단백질에 대해 구현되었다. 이것은 고감도 MS 질량 정확도 및 대규모 분석을 수행 할 수있는 가능성에 주로 기인한다. (- 20 AA 5) 상향식 전략은 그대로 단백질 효소 짧은 펩티드로 분해되는 것을 특징으로 히스톤 특성 및 PTMS 대한 가장 일반적으로 사용되는 MS 기반 프로테오믹스 전략이다. 이 소화 LC 분리 및 MS 검출 모두를 용이하게한다. 600의 범위에서 대중 - 2000 다 일반적으로 더 쉽게 이온화 큰 질량보다 높은 질량 정확도와 해상도로 식별됩니다. MS / MS 단편화는 짧은 펩티드는 일반적으로 충돌 유도 해리 (CID)에 적합하다, 개선된다. 그들은 높은 염기성 아미노산 잔기, 즉, 라이신과 아르기닌이 풍부한된다 그러나, 히스톤은 상향식 MS에 대한 도전을 제시한다. 따라서, 트립신 소화도 SM 펩티드의 생성에 이르게모든 LC 보유하고 PTMS의 명확한 파악합니다. 이 문제를 회피하기 위해, 우리의 프로토콜은 라이신과 펩티드 N- 말단 화학 유도체 (17)를 포함한다. 프로피온산 무수물의 사용은 다른 시약 (18)에 비해 효율적인 화학 유도체하는 것이 좋습니다. 트립신만을 아르기닌 잔기의 C 말단에서 단백질 분해를 수행 할 수 있도록 이러한 유도체 블록 변성 및 모노 리신 잔기의 ɛ 아미노기를. 아민 유도체의 용액으로 양성자 교환 할 수없고, 따라서 펩티드는 일반적으로 단지 이중 또는 삼중 MS 및 MS / MS 검출을 용이하게 충전된다. 또한, N 말단 펩티드 유도체는 소수성 때문에 역상 크로마토 보존 증가시킨다. 여기서 우리는 히스톤 정화 및 상향식 (bottom-up) 프로테오믹스 (그림 1)를 통해 PTM 분석을 준비 할 워크 플로를 설명합니다. 이 전략은 하나의 히스톤 마크와 조합 마크 (F)의 정량화를 달성아미노산 서열에서 비교적 가까운 또는 히스톤 PTMS.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="957">
	<tbody>
		<tr height="30">
			<td height="30" style="height:30px;width:432px;">Trypsin 0.25% EDTA</td>
			<td style="width:157px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:151px;">25200056</td>
			<td style="width:217px;">For harvesting cells</td>
		</tr>
		<tr height="30">
			<td height="30" style="height:30px;width:432px;">PBS</td>
			<td style="width:157px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:151px;">14200075</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="30">
			<td height="30" style="height:30px;width:432px;">Tris</td>
			<td style="width:157px;">Roche</td>
			<td style="width:151px;">77-86-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="30">
			<td height="30" style="height:30px;width:432px;">Potassium Chloride</td>
			<td style="width:157px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:151px;">BP366-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="30">
			<td height="30" style="height:30px;width:432px;">Sodium Chloride</td>
			<td style="width:157px;">Sigma</td>
			<td style="width:151px;">S9888</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="30">
			<td height="30" style="height:30px;width:432px;">Magnesium Chloride hexahydrate</td>
			<td style="width:157px;">Sigma</td>
			<td style="width:151px;">M9272</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="30">
			<td height="30" style="height:30px;width:432px;">Calcium Chloride, anhydrous</td>
			<td style="width:157px;">Sigma</td>
			<td style="width:151px;">C1016</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="30">
			<td height="30" style="height:30px;width:432px;">Sucrose</td>
			<td style="width:157px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:151px;">BP220-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="30">
			<td height="30" style="height:30px;width:432px;">DTT</td>
			<td style="width:157px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:151px;">15508-013</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="30">
			<td height="30" style="height:30px;width:432px;">AEBSF</td>
			<td style="width:157px;">EMD Millipore Corp</td>
			<td style="width:151px;">101500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="30">
			<td height="30" style="height:30px;width:432px;">Microcystin</td>
			<td style="width:157px;">Sigma</td>
			<td style="width:151px;">M4194</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="30">
			<td height="30" style="height:30px;width:432px;">Sodium Butyrate</td>
			<td style="width:157px;">Sigma</td>
			<td style="width:151px;">B5887</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="30">
			<td height="30" style="height:30px;">Halt Protease and Phosphatase Inhibitor Cocktail, EDTA-free (100X)&#160;</td>
			<td style="width:157px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:151px;">78445</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="30">
			<td height="30" style="height:30px;width:432px;">NP-40 Alternative</td>
			<td style="width:157px;">CALBIOCHEM</td>
			<td style="width:151px;">492016</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="30">
			<td height="30" style="height:30px;width:432px;">Sulfuric Acid, ACS grade</td>
			<td style="width:157px;">Fisher Chemical</td>
			<td style="width:151px;">7664-93-9</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="30">
			<td height="30" style="height:30px;width:432px;">Trichloroacetic acid</td>
			<td style="width:157px;">Sigma</td>
			<td style="width:151px;">T6399</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="30">
			<td height="30" style="height:30px;width:432px;">Acetone</td>
			<td style="width:157px;">Sigma</td>
			<td style="width:151px;">179124</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="30">
			<td height="30" style="height:30px;width:432px;">HCl</td>
			<td style="width:157px;">Fisher Chemical</td>
			<td style="width:151px;">A144-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="30">
			<td height="30" style="height:30px;width:432px;">Bradford reagent</td>
			<td style="width:157px;">Biorad</td>
			<td style="width:151px;">500-0006</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="30">
			<td height="30" style="height:30px;">30% acrylamide/bis 29:1 -- 500ml</td>
			<td style="width:157px;">Biorad</td>
			<td style="width:151px;">1610156</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="30">
			<td height="30" style="height:30px;width:432px;">Coomassie</td>
			<td style="width:157px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:151px;">20278</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="30">
			<td height="30" style="height:30px;width:432px;">C18 Column (5um) 2.1mm x 250mm</td>
			<td style="width:157px;">Grace</td>
			<td style="width:151px;">218TP52</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="30">
			<td height="30" style="height:30px;width:432px;">C18 Column (5um) 4.6mm x 250mm</td>
			<td style="width:157px;">Grace</td>
			<td style="width:151px;">218TP54</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="30">
			<td height="30" style="height:30px;width:432px;">HPLC grade acetonitrile</td>
			<td style="width:157px;">Fisher Chemical</td>
			<td style="width:151px;">A955-4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="30">
			<td height="30" style="height:30px;width:432px;">HPLC grade water</td>
			<td style="width:157px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:151px;">W6 4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="30">
			<td height="30" style="height:30px;width:432px;">TFA</td>
			<td style="width:157px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:151px;">A11650</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="30">
			<td height="30" style="height:30px;width:432px;">Ammonium Bicarbonate</td>
			<td style="width:157px;">Sigma</td>
			<td style="width:151px;">A6141</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="30">
			<td height="30" style="height:30px;width:432px;">ammonium hydroxide</td>
			<td style="width:157px;">Sigma</td>
			<td style="width:151px;">338818</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="30">
			<td height="30" style="height:30px;width:432px;">propionic anhydride</td>
			<td style="width:157px;">Sigma</td>
			<td style="width:151px;">240311</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="30">
			<td height="30" style="height:30px;width:432px;">Sequencing grade modified trypsin</td>
			<td style="width:157px;">Promega</td>
			<td style="width:151px;">PRV5113</td>
			<td>For digesting histones for MS</td>
		</tr>
		<tr height="30">
			<td height="30" style="height:30px;width:432px;">Acetic Acid</td>
			<td style="width:157px;">Sigma</td>
			<td style="width:151px;">49199</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="30">
			<td height="30" style="height:30px;width:432px;">C18 extraction disk</td>
			<td style="width:157px;">Empore</td>
			<td style="width:151px;">2215</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="30">
			<td height="30" style="height:30px;width:432px;">Formic Acid</td>
			<td style="width:157px;">Sigma</td>
			<td style="width:151px;">F0507</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

complete workflow for analysis of histone post-translational modifications using bottom-up mass spectrometry: from histone extraction to data analysis

뉴 클레오 히스톤 단백질의 옥타 감싸 DNA의 147 염기쌍 이루어지는 염색질의 최소 구성 단위이다. 히스톤 기능은 핵 단백질의 무수한에 의해 광범위한 번역 후 변형에 의해 매개된다. 그들은 유전자 조절, DNA 수리 및 염색체 응축에 관여 크로 마틴 구조 및 모집 효소를 조절 이러한 수정은 핵 무결성을 위해 중요하다. 과학계의 큰 부분은 히스톤 PTM 풍부의 특성을 항체 기반 기술을 채택하더라도 에피토프가 근처의 수정에 의해 차단 될 수 있습니다로, 이러한 접근 방식은, 낮은 처리량과 hypermodified 단백질에 대한 편견이다. 이 프로토콜은 히스톤 변형의 정확한 정량 나노 액체 크로마토 그래피 (NLC)와 질량 분석기 (MS)를 사용하는 방법을 설명한다. 이 방법은 히스톤 PTMS의 큰 다양성과 여러 히스톤의 상대적 풍요의 특성을 설계의 내 변종화롯불은 분석한다. 길이 20 AA -이 프로토콜에서, 히스톤 5의 펩티드를 생성하기 위해 트립신 소화 하였다 프로피온산 무수물로 유도된다. 소화 후, 히스톤 펩티드의 새롭게 노출 된 N 말단은 NLC-MS 크로마토 그래피 동안​​ 유지를 향상시키기 위해 유도된다. 이 방법은 크기의 네 주문에 걸친 히스톤 PTMS의 상대적 정량이 가능합니다.

예를 들어, 우리는 200 ㎕의 세포 펠렛 개시와 레티노 산 (RA) 자극없이 인간 배아 줄기 세포 (hESCs는)로부터 추출 된 히스톤을 분석 하였다. 세포 배양에서 RA의 존재는 ESC 차별화로 연결됩니다. 히스톤 펩티드의 다중 LC-MS 주사를 수행하기에 충분한 것보다 더 히스톤 100㎍을 추출하고, - 세포 펠렛 약 50부터. 유도체 소화 및 탈염 한 후, 시료에 연결된 마이크로 유체 칩 고성능 액체 나노 크로마토 그래피 시스템에 연속 모드에서 75 μm의 X 15cm C 18 컬럼 (입자 직경이 3 μm, 기공 크기 300 Å) 상에 로딩 하였다 하이브리드 선형 트랩 사중 극자 - orbitrap 질량 분석기. MS 획득은 DIA를 사용하여 수행 하였다. 병행하여, 샘플은 또한 하이브리드 이온 트랩 질량 분광계 orbitrap에 결합 된 나노 - 플로우 UHPLC DDA를 이용한 방법으로 분석 하였다 (데이터는 보이지 않음). 에서각주기는 하나의 전체 MS orbitrap 검출 1,400 m / Z, 6. 그런 다음 데이터에 의존 획득 모드는 동적으로 적용 하였다 (10)의 60,000 AGC (m / z 200)과의 해상도에 290의 스캔 범위 하였다 30 초의 배제. MS / MS 스캔이 가장 강한 것과 부모 이온에 추적 관찰 하였다. 하나의 전하 상태에 이온 MS / MS에서 제외 하였다. 2m / Z의 분리 창을 사용 하였다. 이온은 35 %의 충돌 에너지와 충돌 유도 분해 (CID)를 사용하여 단편화 하였다. 이온 트랩 검출 (10) (4)의 AGC 정상 스캔 범위 모드와 정상 스캔 속도로 사용되었다. 원시 MS 데이터, 즉 23 EpiProfile (22)의 스카이 라인, 전구체 및 조각 이온 크로마토 그램의 추출을위한 소프트웨어를 채택 분석 하였다. 이 때문에 격려의 이전 지식 지능형 피크 면적 추출을 통합으로 EpiProfile는 히스톤 펩티드에 최적화 된조류 체류 시간. 한편, 스카이 라인 DIA 분석에 최적화되어, 따라서 표시되는 DIA 수치 (도 4, 5A)이 소프트웨어의 스크린 샷이다. 추출 된 이온 크로마토 그램에서 곡선 아래 면적을 취득하며, 이는 각각의 펩티드의 풍부함을 추정하는데 사용된다. 크로마토 그래피 피크의 면적은 [M + H] +에 대한 계산 된 [M + 2H] 2+ 및 [M + 3H] 같은 펩티드 3+ 이온 심지어 대부분의 [M + 2H] 비록 2+ 널리 퍼진 형태였다. 이 펩티드의 주어진 수정 된 형태의 원시 풍요 로움을 제공합니다. PTMS의 상대적인 풍부함을 달성하기 위해, 히스톤 펩타이드의 모든 다른 변형 된 형태의 합계가 100 %로 간주하고, 특정 펩티드의 면적은 그것의 변형 된 형태 모두에서 히스톤 펩티드에 대한 전체 면적으로 나누어 . 히스톤 펩타이드는 버지니아에 존재동중 형태의 riety (그림 5). 등압 펩티드, 예 K18ac 및 K23ac 만 독특한 단편 이온이 등압 종 (도 5a 및도 5b)의 비율을 결정하는데 사용되는 MS / MS 수준에서 정량화 할 수있다. 이 비율은 두 종류의 크로마토 그래피 피크의 영역을 분할하는 데 사용된다. DDA를 사용하는 경우 이러한 펩티드는 표준 DDA 실험에서 발생할 것이다, 그들의 전체 용출 통해 조각화 선정 할 필요가 있기 때문에,이 등압 형태, 표적 질량의리스트에 포함되었다. 등압 종의 상대적인 풍부함의 차별은 단편 이온의 용출 프로파일을 모니터링함으로써 수행된다. 한편, 취득 DIA 형식은 포함 목록을 요구하지 않는다. 그러나, 획득 방법이 유형은 알 변형 펩타이드를 발견하지 못할 수도 따라서 기존 데이터베이스 검색과 호환되지 않으며,. <p clFO 엉덩이 = &quot;jove_content&quot;유지 - together.within 페이지 = &quot;1&quot;&gt; 라이신 아세틸 (+ 42.011 다)는 높은 해상도 MS 수집 (&gt; 30,000)를 사용하여 거의 등압 trimethylation (+ 42.047 다) 구별 하였다. 또한, 아세틸 나중에 각각의 트라이 메틸화 것보다 아세틸 펩타이드의 용출로 이어지는 trimethylation보다 더 소수성이다. 동일한 펩타이드의 개질 된 형태로 인해 라이신 propionylated된다는 사실에도 나중에 용출. 요약하면, 하나의 수정 사이트와의 펩티드를위한 소수성의 순서는 디이고 트라이 메틸화 &lt;아세틸 &lt;수정되지 않은 (propionylated) &lt;monomethylated (propionylated). 분화 (도 6a 및 6b)에 대한 자극이 때 hESCs는 아세틸 화 펩티드의 명확한 감소가 나타났다. 이전의 결과는 차별화들 (25)에 비해는 ESC에 더 높은 아세틸를보고 이것은 놀라운 일이 아니었다능성 염색질의 일반적으로 허용 성격을 반영. 히스톤 H3에 초점을 맞춤으로써, 35 가지 변형 된 형태 (그림 6C) 정량화 하였다. 그러나이 방법으로 조사 할 수있는 모든 히스톤 proteoforms 200 개 이상의 모든 히스톤 변형 및 낮은 풍부한 변형 (데이터 미도시)을 포함한다. 또한, 분석은 (± 표준 편차를 나타냄) 오차 막대의 작은 크기에 의해 입증되는 바와 같이, 재현성이 기술 복제 사이 얻을 수있는 것을 나타냈다. 함께이 섹션에서는 NLC-MS 데이터를 사용하여 히스톤 변형 된 펩타이드의 상대적인 풍요를 추출하는 방법에 대해 설명합니다. <img alt="그림 1" src="/files/ftp_upload/54112/54112fig1.jpg" /> 그림 1. 상향식 MS / MS 분석 히스톤 흐름은 히스톤 분석 10 단계는 각 단계에 필요한 시간의 추정을 포함하여 도시된다.<html> 섹션 번호는 원고 본 같이 괄호로 주어진다. 특정 변형의 고감도 분석에 대한 필요가없는 다양한 히스톤 변형 분리 샘플 분획을 설명하는 제 5 항은 생략 될 수있다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54112/54112fig1large.jpg" target="_blank">이 도면의 확대를 보려면 여기를 클릭하세요.</a> <img alt="그림 2" src="/files/ftp_upload/54112/54112fig2.jpg" /> 그림 2 : 히스톤 변형 분별와 쿠마 젤에 대한 역상 고 유량 LC (A) 그대로 히스톤 분리를 나타내는 LC-UV 크로마토 그램.. 히스톤 H3 변이체는 용출 시간에있어서 서로 구별 될 수있다. 분획을 자동 분획 수집기를 이용하여 수동으로 또는 수집 될 수있다. 히스톤 정제 세 복제의 (B) 쿠마 겔.= &quot;https://www.jove.com/files/ftp_upload/54112/54112fig2large.jpg&quot;대상 = &quot;_ 빈&quot;&gt;이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오. <img alt="그림 3" src="/files/ftp_upload/54112/54112fig3.jpg" /> 그림 3 :. P1000 피펫 팁으로 플러그 스테이지 - 팁의 제작은 고상 추출 디스크 (제 2 패널)에서 C (18) 재료로 만들어진 디스크를 펀치. 이 모세 혈관의 종류를 사용하여 작은 P100 / 200 피펫 팁으로 압출 될 수 있도록 미니 디스크는 팁 (중간 패널)에 부착된다. 이 예에서는 700 ㎛의 외경 용융 실리카 튜브를 사용했다. 미니 디스크은 (는) 더 (마지막 패널) 갈 수있을 때까지 P100 / 200 피펫 팁의 바닥에 밀어해야합니다. 그것은 다수의 복제를 위해 충분한 샘플 물질을 유지하기에 충분한 용량을 갖고, 상기 스테이지 팁 히스톤 탈염을위한 준비이다. SA의 20 μg의 - 특히, 하나의 미니 디스크 (15)에 대한 충분하다mple. 더 많은 샘플이 필요한 경우, 여러 디스크가 서로에 포장 될 수있다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54112/54112fig3large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 4" src="/files/ftp_upload/54112/54112fig4.jpg" /> 그림 4 :. DDA를 사용하는 경우 DDA 및 DIA 방법의 개략도는 MS 스캔 사이클은 그 강도와 충전 상태에 따라 MS / MS 분열에 대한 전구체 이온의 순차적 인 선택에 의해 특징입니다. 전구체 이온 단편화되면 MS 덜 풍부한 신호로 &quot;파기&quot;할 수 있도록, 동일한 펩타이드의 반복적 인 선택을 피하기 위해 제외리스트에 놓인다. 이번 인수 방법은 검색 모드에 대한 프로테오믹스에서 선택의 기술이다. 정량 확인 된 MS의 옆에 소정의 이온의 전체 주사 신호를 통합함으로써 달성된다 /MS 스펙트럼. DIA, 전체 m / z 범위는 매 스캔주기에서 조각난된다. 이러한 접근법은 검색 모드 덜 적합하지만, 모든 이온 전구체 및 제품의 크로마토 그래피 프로필을 생성한다. 이 자신감 정량 및 동중 형태의 차별로 연결. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54112/54112fig4large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 5" src="/files/ftp_upload/54112/54112fig5.jpg" /> 그림 5 : 동중 펩타이드의 정량 히스톤 분석에서 일반적으로 풍부한 두 동중 펩타이드 (A) 예.. 추출 된 이온 크로마토 그램 그들의 전구체 질량 (위) 상대적인 동위 원소 (XIC)은 동일하다. 그러나, 생성물 이온 XIC (아래) 두 등압 형태의 차별을 허용한다. 특히, 만 독특한 조각 이온은 우리를해야한다에드는. 두 종의 상대 풍부 추정 (빨간색으로 강조 표시) 두 설명 펩티드의 고유 조각 이온의 (B) 대표. 적어도 하나의 동중 상당을 가진 호모 사피엔스의 일반적 분석 펩타이드 (C) 목록입니다. 순서 나열된 히스톤 펩타이드가 표시됩니다 사이. 변형 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54112/54112fig5large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 6" src="/files/ftp_upload/54112/54112fig6.jpg" /> 그림 6 :와 레티노 산 처리하지 않고 인간 배아 줄기 세포의 대표 결과 (A) 히스톤 H3 펩타이드 KQLATKAAR의 상대 정량 - 그 수정 proteoforms의 모두 (AA 18 26).. 상대 풍부한 100 %합니다 (REL 모든 proteoforms을 이용하여 추정 하였다. 수정되지 않은 펩타이드의 극상 비율) 도시 히스톤 H3 펩타이드 KSTGGKAPR (AA (9) (B) 상대 정량화되지 않습니다 -. 17) (C)와 레티노 산으로 세포 치료없이 정식 히스톤 H3에 대한 검출 된 펩티드의 상대 풍부. 그림은 주어진 수정 (&gt; 50 %)보다 풍부 두 치료하는냅니다. 전반적으로, 우리는 히스톤 H3의 아세틸 화는 세포 분화의 유도에 따라 라이신 잔기의 대부분에서 감소한다는 것을 보여줍니다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54112/54112fig6large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <table fo:keep-together.within-page="1"><tbody><tr><td> 해결책 # </td><td colspan="7"> 구성 </td></tr><tr><td> 1 </td><td colspan="7"> 핵 분리 완충액 (NIB) 스톡은 다음과 같이 제조하고 -20 ℃에서 100 mL의 분취 량으로 동결 저장된다; 해동15 mM 트리스, 60 밀리미터의 KCl, 15 mM의 NaCl을, 5 밀리미터의 MgCl 2, 1 mM의 염화칼슘 2, 250 MM의 자당 : NIB는 몇 주 동안 4 ° C에 저장할 수 있습니다. 버퍼의 pH를 HCl로 7.5로 조정한다. </td></tr><tr><td> 이 </td><td colspan="7"> 프로테아제 억제제 (버퍼에 새로운 추가 사용 전에) DDH이 1 M 디티 오 트레이 톨 (DTT) O (1000 배); DDH 2 O (400X) 200 mM의 AEBSF </td></tr><tr><td> 삼 </td><td colspan="7"> 포스파타제 억제제 (버퍼에 새로운 추가 사용 전에) : 2.5 μM 마이크로 시스틴 100 % 에탄올 (500X) </td></tr><tr><td> 4 </td><td colspan="7"> HDAC 억제제 (사용 전에 버퍼에 새로운 추가) 5 M 소듐 뷰티 레이트, pH가 7.0 (500X)에 수산화 나트륨을 사용하여 5 M 부티르산의 적정에 의해 </td></tr><tr><td> (5) </td><td colspan="7"> NP-40 대체 : DDH 2 O 10 %의 v / V </td></tr><tr><td> 6 </td><td colspan="7"> DDH 2 O 0.2 MH 2 SO 4 </td></tr><tr><td> (7)</td><td colspan="7"> 트리클로로 아세트산 (TCA) : w 100 % / DDH 2 O에서 V </td></tr><tr><td> 8 </td><td colspan="7"> 아세톤 + 0.1 % 염산 (HCL) : 0.1 % v / V를 염산 아세톤 </td></tr></tbody></table> 표 1. 솔루션.

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Complete Workflow for Analysis of Histone Post-translational Modifications Using Bottom-up Mass Spectrometry: From Histone Extraction to Data Analysis

히스톤 추출에서 데이터 분석에 : 상향식 질량 분석 사용 히스톤 번역 후 변형 분석을위한 완벽한 워크 플로우

이 프로토콜은 질량 분석기 (MS)를 사용하여 히스톤 번역 후 변형을 특성화하기위한 완벽하게 통합 된 워크 플로우를 설명합니다. 워크 플로는 나노 흐름 액체 크로마토 그래피 및 데이터 분석을위한 지침을 사용하여 세포 배양 또는 조직, 히스톤 유도체 및 소화, MS 분석에서 히스톤 정화를 포함한다. 삼일 -이 프로토콜은 2 내에 완성을 위해 설계되었습니다.

Nucleosomes are the smallest structural unit of chromatin, composed of 147 base pairs of DNA wrapped around an octamer of histone proteins. Histone ...

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Research

JoVE Journal

Biology

28.8K 조회수.  University of Pennsylvania.  이 프로토콜은 질량 분석기 (MS)를 사용하여 히스톤 번역 후 변형을 특성화하기위한 완벽하게 통합 된 워크 플로우를 설명합니다. 워크 플로는 나노 흐름 액체 크로마토 그래피 및 데이터 분석을위한 지침을 사용하여 세포 배양 또는 조직, 히스톤 유도체 및 소화, MS 분석에서 히스톤 정화를 포함한다. 삼일 -이 프로토콜은 2 내에 완성을 위해 설계되었습니다. 

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Detection of Post-translational Modifications on Native Intact Nucleosomes by ELISA

The genome of eukaryotes exists as chromatin which contains both DNA and proteins. The fundamental unit of chromatin is the nucleosome, which contains 146 base pairs of DNA associated with two each of histones H2A, H2B, H3, and H41. The N-terminal tails of histones are rich in lysine and arginine and are modified post-transcriptionally by acetylation, methylation, and other post-translational modifications (PTMs). The PTM configuration of nucleosomes can affect the transcriptional activity of associated DNA, thus providing a mode of gene regulation that is epigenetic in nature 2,3. We developed a method called nucleosome ELISA (NU-ELISA) to quantitatively determine global PTM signatures of nucleosomes extracted from cells. NU-ELISA is more sensitive and quantitative than western blotting, and is useful to interrogate the epiproteomic state of specific cell types. This video journal article shows detailed procedures to perform NU-ELISA analysis.

Nucleosome ELISA (NU-ELISA) is a sensitive and quantitative method to detect global patterns of post-translational modifications in preparations of native, intact nucleosomes. These modifications include methylations, acetylations, and phosphorylations at specific histone amino acid residues, and hence NU-ELISA provides a global proteomic assay of the overall chromatin modification states of specific cell types.

엘리사에 의해 네이티브 손상 Nucleosomes에 포스트 translational 수정의 감지

The genome of eukaryotes exists as chromatin which contains both DNA and proteins. The fundamental unit of chromatin is the nucleosome, which contains 146 ...

연구

생물학

Detection of Histone Modifications in Plant Leaves

Chromatin structure is important for the regulation of gene expression in eukaryotes. In this process, chromatin remodeling, DNA methylation, and covalent modifications on the amino-terminal tails of histones H3 and H4 play essential roles1-2. H3 and H4 histone modifications include methylation of lysine and arginine, acetylation of lysine, and phosphorylation of serine residues1-2. These modifications are associated either with gene activation, repression, or a primed state of gene that supports more rapid and robust activation of expression after perception of appropriate signals (microbe-associated molecular patterns, light, hormones, etc.)3-7. 
Here, we present a method for the reliable and sensitive detection of specific chromatin modifications on selected plant genes. The technique is based on the crosslinking of (modified) histones and DNA with formaldehyde8,9, extraction and sonication of chromatin, chromatin immunoprecipitation (ChIP) with modification-specific antibodies9,10, de-crosslinking of histone-DNA complexes, and gene-specific real-time quantitative PCR. The approach has proven useful for detecting specific histone modifications associated with C4 photosynthesis in maize5,11 and systemic immunity in Arabidopsis3.

A reliable and useful approach to detect histone modifications on specific plant genes is described. The approach combines chromatin immunoprecipitation (ChIP) and real-time quantitative PCR. It allows detection of histone modifications on specific genes with a role in diverse physiological processes.

식물 잎에서 히스톤 수정을 감지

Chromatin structure is important for the regulation of gene expression in eukaryotes. In this process, chromatin remodeling, DNA methylation, and covalent ...

Expression Analysis of Mammalian Linker-histone Subtypes

Linker histone H1 binds to the nucleosome core particle and linker DNA, facilitating folding of chromatin into higher order structure. H1 is essential for mammalian development1 and regulates specific gene expression in vivo2-4. Among the highly conserved histone proteins, the family of H1 linker histones is the most heterogeneous group. There are 11 H1 subtypes in mammals that are differentially regulated during development and in different cell types. These H1 subtypes include 5 somatic H1s (H1a-e), the replacement H10, 4 germ cell specific H1 subtypes, and H1x5. The presence of multiple H1 subtypes that differ in DNA binding affinity and chromatin compaction ability6-9 provides an additional level of modulation of chromatin function. Thus, quantitative expression analysis of individual H1 subtypes, both of mRNA and proteins, is necessary for better understanding of the regulation of higher order chromatin structure and function.
Here we describe a set of assays designed for analyzing the expression levels of individual H1 subtypes (Figure 1). mRNA expression of various H1 variant genes is measured by a set of highly sensitive and quantitative reverse transcription-PCR (qRT-PCR) assays, which are faster, more accurate and require much less samples compared with the alternative approach of Northern blot analysis. Unlike most other cellular mRNA messages, mRNAs for most histone genes, including the majority of H1 genes, lack a long polyA tail, but contain a stem-loop structure at the 3' untranslated region (UTR)10. Therefore, cDNAs are prepared from total RNA by reverse transcription using random primers instead of oligo-dT primers. Realtime PCR assays with primers specific to each H1 subtypes (Table 1) are performed to obtain highly quantitative measurement of mRNA levels of individual H1 subtypes. Expression of housekeeping genes are analyzed as controls for normalization. 
The relative abundance of proteins of each H1 subtype and core histones is obtained through reverse phase high-performance liquid chromatography (RP-HPLC) analysis of total histones extracted from mammalian cells11-13. The HPLC method and elution conditions described here give optimum separations of mouse H1 subtypes. By quantifying the HPLC profile, we calculate the relative proportion of individual H1 subtypes within H1 family, as well as determine the H1 to nucleosome ratio in the cells.

We describe a set of assays to analyze expression levels of H1 linker histones. mRNA of individual H1 genes are quantitatively measured by random primer based reverse transcription followed by real-time PCR, whereas protein quantification of H1 histones is achieved by HPLC analysis.

포유류의 링커 - 히스톤 Subtypes의 표현 분석

Linker histone H1 binds to the nucleosome core particle and linker DNA, facilitating folding of chromatin into higher order structure.  H1 is essential ...

A Quantitative Fitness Analysis Workflow

Quantitative Fitness Analysis (QFA) is an experimental and computational workflow for comparing fitnesses of microbial cultures grown in parallel1,2,3,4. QFA can be applied to focused observations of single cultures but is most useful for genome-wide genetic interaction or drug screens investigating up to thousands of independent cultures. The central experimental method is the inoculation of independent, dilute liquid microbial cultures onto solid agar plates which are incubated and regularly photographed. Photographs from each time-point are analyzed, producing quantitative cell density estimates, which are used to construct growth curves, allowing quantitative fitness measures to be derived. Culture fitnesses can be compared to quantify and rank genetic interaction strengths or drug sensitivities. The effect on culture fitness of any treatments added into substrate agar (e.g. small molecules, antibiotics or nutrients) or applied to plates externally (e.g. UV irradiation, temperature) can be quantified by QFA.
The QFA workflow produces growth rate estimates analogous to those obtained by spectrophotometric measurement of parallel liquid cultures in 96-well or 200-well plate readers. Importantly, QFA has significantly higher throughput compared with such methods. QFA cultures grow on a solid agar surface and are therefore well aerated during growth without the need for stirring or shaking.
QFA throughput is not as high as that of some Synthetic Genetic Array (SGA) screening methods5,6. However, since QFA cultures are heavily diluted before being inoculated onto agar, QFA can capture more complete growth curves, including exponential and saturation phases3. For example, growth curve observations allow culture doubling times to be estimated directly with high precision, as discussed previously1.
Here we present a specific QFA protocol applied to thousands of S. cerevisiae cultures which are automatically handled by robots during inoculation, incubation and imaging. Any of these automated steps can be replaced by an equivalent, manual procedure, with an associated reduction in throughput, and we also present a lower throughput manual protocol. The same QFA software tools can be applied to images captured in either workflow.
We have extensive experience applying QFA to cultures of the budding yeast S. cerevisiae but we expect that QFA will prove equally useful for examining cultures of the fission yeast S. pombe and bacterial cultures.

Quantitative Fitness Analysis (QFA) is a complementary series of experimental and computational methods for estimating microbial culture fitnesses. QFA estimates the effect of genetic mutations, drugs or other applied treatments on microbe growth. Experiments scaling from focussed analysis of single cultures to thousands of parallel cultures can be designed.

양적 휘트니스 분석 워크플로우

Quantitative Fitness Analysis (QFA) is an experimental and computational workflow for comparing fitnesses of microbial cultures grown in parallel1,2,3,4. ...

Budding Yeast Protein Extraction and Purification for the Study of Function, Interactions, and Post-translational Modifications

Homogenization by bead beating is a fast and efficient way to release DNA, RNA, proteins, and metabolites from budding yeast cells, which are notoriously hard to disrupt. Here we describe the use of a bead mill homogenizer for the extraction of proteins into buffers optimized to maintain the functions, interactions and post-translational modifications of proteins. Logarithmically growing cells expressing the protein of interest are grown in a liquid growth media of choice. The growth media may be supplemented with reagents to induce protein expression from inducible promoters (e.g. galactose), synchronize cell cycle stage (e.g. nocodazole), or inhibit proteasome function (e.g. MG132). Cells are then pelleted and resuspended in a suitable buffer containing protease and/or phosphatase inhibitors and are either processed immediately or frozen in liquid nitrogen for later use. Homogenization is accomplished by six cycles of 20 sec&#160;bead-beating (5.5 m/sec), each followed by one minute incubation on ice. The resulting homogenate is cleared by centrifugation and small particulates can be removed by filtration. The resulting cleared whole cell extract (WCE) is precipitated using 20% TCA for direct analysis of total proteins by SDS-PAGE followed by Western blotting. Extracts are also suitable for affinity purification of specific proteins, the detection of post-translational modifications, or the analysis of co-purifying proteins. As is the case for most protein purification protocols, some enzymes and proteins may require unique conditions or buffer compositions for their purification and others may be unstable or insoluble under the conditions stated. In the latter case, the protocol presented may provide a useful starting point to empirically determine the best bead-beating strategy for protein extraction and purification. We show the extraction and purification of an epitope-tagged SUMO E3 ligase, Siz1, a cell cycle regulated protein that becomes both sumoylated and phosphorylated, as well as a SUMO-targeted ubiquitin ligase subunit, Slx5.

The preparation of high quality yeast cell extracts is a necessary first step in the analysis of individual proteins or entire proteomes. Here we describe a fast, efficient, and reliable homogenization protocol for budding yeast cells that has been optimized to preserve protein functions, interactions, and post-translational modifications.

함수의 연구, 상호 작용, 그리고 번역 후 수정을위한 신진 효모 단백질 추출 및 정제

Homogenization by bead beating is a fast and efficient way to release DNA, RNA, proteins, and metabolites from budding yeast cells, which are notoriously ...

Identification of Post-translational Modifications of Plant Protein Complexes

Plants adapt quickly to changing environments due to elaborate perception and signaling systems. During pathogen attack, plants rapidly respond to infection via the recruitment and activation of immune complexes. Activation of immune complexes is associated with post-translational modifications (PTMs) of proteins, such as phosphorylation, glycosylation, or ubiquitination. Understanding how these PTMs are choreographed will lead to a better understanding of how resistance is achieved.
Here we describe a protein purification method for nucleotide-binding leucine-rich repeat (NB-LRR)-interacting proteins and the subsequent identification of their post-translational modifications (PTMs). With small modifications, the protocol can be applied for the purification of other plant protein complexes. The method is based on the expression of an epitope-tagged version of the protein of interest, which is subsequently partially purified by immunoprecipitation and subjected to mass spectrometry for identification of interacting proteins and PTMs.
This protocol demonstrates that: i). Dynamic changes in PTMs such as phosphorylation can be detected by mass spectrometry; ii). It is important to have sufficient quantities of the protein of interest, and this can compensate for the lack of purity of the immunoprecipitate; iii). In order to detect PTMs of a protein of interest, this protein has to be immunoprecipitated to get a sufficient quantity of protein.

We describe here a protocol for the purification and characterization of plant protein complexes. We demonstrate that by immunoprecipitating a single protein within a complex, so we can identify its post-translational modifications and its interacting partners.

식물 단백질 복합체의 번역 후 변형의 확인

Plants adapt quickly to changing environments due to elaborate perception and signaling systems. During pathogen attack, plants rapidly respond to ...

Bottom-up and Shotgun Proteomics to Identify a Comprehensive Cochlear Proteome

Proteomics is a commonly used approach that can provide insights into complex biological systems. The cochlear sensory epithelium contains receptors that transduce the mechanical energy of sound into an electro-chemical energy processed by the peripheral and central nervous systems. Several proteomic techniques have been developed to study the cochlear inner ear, such as two-dimensional difference gel electrophoresis (2D-DIGE), antibody microarray, and mass spectrometry (MS). MS is the most comprehensive and versatile tool in proteomics and in conjunction with separation methods can provide an in-depth proteome of biological samples. Separation methods combined with MS has the ability to enrich protein samples, detect low molecular weight and hydrophobic proteins, and identify low abundant proteins by reducing the proteome dynamic range. Different digestion strategies can be applied to whole lysate or to fractionated protein lysate to enhance peptide and protein sequence coverage. Utilization of different separation techniques, including strong cation exchange (SCX), reversed-phase (RP), and gel-eluted liquid fraction entrapment electrophoresis (GELFrEE) can be applied to reduce sample complexity prior to MS analysis for protein identification.

Proteome analysis of the cochlear sensory epithelium can be challenging due to its small size and because membrane proteins are difficult to isolate and identify. Both membrane and soluble proteins can be identified by combining multiple preparative methods and separation techniques along with high-resolution mass spectrometry.

종합 달팽이 프로테옴을 확인하는 상향식 (bottom-up)과 샷건 단백질 체학 (Proteomics)

Proteomics is a commonly used approach that can provide insights into complex biological systems. The cochlear sensory epithelium contains receptors that ...

Enrichment of Extracellular Matrix Proteins from Tissues and Digestion into Peptides for Mass Spectrometry Analysis

The extracellular matrix (ECM) is a complex meshwork of cross-linked proteins that provides biophysical and biochemical cues that are major regulators of cell proliferation, survival, migration, etc. The ECM plays important roles in development and in diverse pathologies including cardio-vascular and musculo-skeletal diseases, fibrosis, and cancer. Thus, characterizing the composition of ECMs of normal and diseased tissues could lead to the identification of novel prognostic and diagnostic biomarkers and potential novel therapeutic targets. However, the very nature of ECM proteins (large in size, cross-linked and covalently bound, heavily glycosylated) has rendered biochemical analyses of ECMs challenging. To overcome this challenge, we developed a method to enrich ECMs from fresh or frozen tissues and tumors that takes advantage of the insolubility of ECM proteins. We describe here in detail the decellularization procedure that consists of sequential incubations in buffers of different pH and salt and detergent concentrations and that results in 1) the extraction of intracellular (cytosolic, nuclear, membrane and cytoskeletal) proteins and 2) the enrichment of ECM proteins. We then describe how to deglycosylate and digest ECM-enriched protein preparations into peptides for subsequent analysis by mass spectrometry.

This protocol describes a procedure for enriching ECM proteins from tissues or tumors and deglycosylating and digesting the ECM-enriched preparations into peptides to analyze their protein composition by mass spectrometry.

질량 분석기 분석을위한 펩티드로 조직과 소화에서 세포 외 기질 단백질의 농축

The extracellular matrix (ECM) is a complex meshwork of cross-linked proteins that provides biophysical and biochemical cues that are major regulators of ...

Quantification of Site-specific Protein Lysine Acetylation and Succinylation Stoichiometry Using Data-independent Acquisition Mass Spectrometry

Post-translational modification (PTM) of protein lysine residues by N&#400;-acylation induces structural changes that can dynamically regulate protein functions, for example, by changing enzymatic activity or by mediating interactions. Precise quantification of site-specific protein acylation occupancy, or stoichiometry, is essential for understanding the functional consequences of both global low-level stoichiometry and individual high-level acylation stoichiometry of specific lysine residues. Other groups have reported measurement of lysine acetylation stoichiometry by comparing the ratio of peptide precursor isotopes from endogenous, natural abundance acylation and exogenous, heavy isotope-labeled acylation introduced after quantitative chemical acetylation of proteins using stable isotope-labeled acetic anhydride. This protocol describes an optimized approach featuring several improvements, including: (1) increased chemical acylation efficiency, (2) the ability to measure protein succinylation in addition to acetylation, and (3) improved quantitative accuracy due to reduced interferences using fragment ion quantification from data-independent acquisitions (DIA) instead of precursor ion signal from data-dependent acquisition (DDA). The use of extracted peak areas from fragment ions for quantification also uniquely enables differentiation of site-level acylation stoichiometry from proteolytic peptides containing more than one lysine residue, which is not possible using precursor ion signals for quantification. Data visualization in Skyline, an open source quantitative proteomics environment, allows for convenient data inspection and review. Together, this workflow offers unbiased, precise, and accurate quantification of site-specific lysine acetylation and succinylation occupancy of an entire proteome, which may reveal and prioritize biologically relevant acylation sites.

Here, we present unbiased quantification of site-specific protein acetylation and/or succinylation occupancy (stoichiometry) of an entire proteome through a ratiometric analysis of endogenous modifications to modifications introduced after quantitative chemical acylation using stable isotope-labeled anhydrides. In combination with sensitive data-independent acquisition mass spectrometry, accurate site occupancy measurements are obtained.

사이트별 단백질 Lysine Acetylation 및 Succinylation 산출할 데이터 독립적인 수집 질량 분석을 사용 하 여 정량화

Post-translational modification (PTM) of protein lysine residues by N&#400;-acylation induces structural changes that can dynamically regulate protein ...

Sample Preparation for Mass-spectrometry-based Proteomics Analysis of Ocular Microvessels

The use of isolated ocular blood vessels in vitro to decipher the pathophysiological state of the eye using advanced technological approaches has greatly expanded our understanding of certain diseases. Mass spectrometry (MS)-based proteomics has emerged as a powerful tool to unravel alterations in the molecular mechanisms and protein signaling pathways in the vascular beds in health and disease. However, sample preparation steps prior to MS analyses are crucial to obtain reproducible results and in-depth elucidation of the complex proteome. This is particularly important for preparation of ocular microvessels, where the amount of sample available for analyses is often limited and thus, poses a challenge for optimum protein extraction. This article endeavors to provide an efficient, rapid and robust protocol for sample preparation from an exemplary retrobulbar ocular vascular bed employing the porcine short posterior ciliary arteries. The present method focuses on protein extraction procedures from both the supernatant and pellet of the sample following homogenization, sample cleaning with centrifugal filter devices prior to one-dimensional gel electrophoresis and peptide purification steps for label-free quantification in a liquid chromatography-electrospray ionization-linear ion trap-Orbitrap MS system. Although this method has been developed specifically for proteomics analyses of ocular microvessels, we have also provided convincing evidence that it can also be readily employed for other tissue-based samples.

Proteome characterization of ocular microvascular beds is pivotal for in-depth understanding of many ocular pathologies in humans. This study demonstrates an effective, rapid, and robust method for protein extraction and sample preparation from small blood vessels employing the porcine short posterior ciliary arteries as model vessels for mass-spectrometry-based proteomics analyses.

눈 Microvessels의 질량 분석 기반 Proteomics 분석을 위한 시료 준비

The use of isolated ocular blood vessels in vitro to decipher the pathophysiological state of the eye using advanced technological approaches has greatly ...