LVH는 Ghent University의 Biomedical Molecular Biology학과의 연구 조교입니다. ERJ는 UniVacFlu, 승인 번호 607690에서 지원됩니다. KR은 EC-FP7 프로젝트 FLUNIVAC에서 지원됩니다.

이 연구에서 설명 된 모든 동물 실험은 국가 별 (벨기에 법 14/08/1986 및 22/12/2003, 벨기에 왕령 06/04/2010) 및 유럽 법령 (EU 지침 2010 / 63 / EU 및 86 / 609 / EEC). 생쥐와 모든 동물 실험에 대한 모든 실험은 Ghent University의 윤리위원회 (허가 번호 LA1400091 및 EC2016-027)에 의해 승인되었습니다. 1. 준비 <ol><li> 세정액 <ol><li> 100 μm의 ethylenediaminetetraacetic 산성 (EDTA)와 균형 소금 솔루션을 준비합니다. 참고 : BAL 액에서 단백질 수준을 측정하려면 BAL 액에서 프로테아제 활성을 방지하기 위해 프로 테아 제 억제제를 추가하는 것이 좋습니다. </li></ol></li><li> 카테터 <ol><li> 투명한 플라스틱 폴리에틸렌 21G 튜빙 (내경 : 0.58 mm, 외경 : 0.965 mm, 길이 : 0.5 cm)에 23 G 바늘을 삽입하여 카테터를 만드십시오. Premade 카테터를 사용할 수도 있습니다. </li></ol></li><li> 마취바람 <ol><li> 호흡 정지 ( 예 : 인산염 완충 생리 식염수 (PBS)에서 sodium pentobarbital (&gt; 100 mg / kg) 용액과 같은 바르비 투르 레이트)를 유발하는 말기 마취제를 준비하십시오. 참고 : 흡입 마취는 BAL 액량에 영향을 줄 수 있으므로 마취 대신 주사 마취를 사용하는 것이 좋습니다. CO 2 는 예를 들어 혈액의 pH에 ​​영향을 미치기 때문에 다른 화합물의 재분배에 영향을 미친다. </li></ol></li><li> 염화 암모늄 - 칼륨 (ACK) 적혈구 용해 완충액 <ol><li> 100 μM EDTA와 1 H의 H 2 O에 8.29 g의 NH 4 Cl 및 1 g의 KHCO 3 를 용해시켜 ACK 용해 완충액을 제조한다; 적혈구 용해 완충액은 외부 공급원으로부터 구입할 수도 있습니다. </li></ol></li></ol> 2. BAL (Bronchoalveolar Lavage) 수행하기 <ol><li> 기관으로 카테터 도입하기<ol><li> 26 G 바늘을 사용 속효성 바르비 투르 마취제의 치사량의 복강 내 주사하여 마우스를 안락사. 적절한 치명적인 마취를 확인하기 위해, 발 반사를 확인 집게와 마우스의 후면 발을 꼬집어. </li><li> 수술 접시에 자사의 뒷면에있는 동물을 놓고 사지를 고정하여 마우스를 고정합니다. </li><li> 소독 할 수있는 목에 70 % 에탄올 스프레이. 메스를 사용하여 기관 근처의 목 피부에 절개를합니다. </li><li> 침샘을 노출 피부를 엽니 다. sternohyoid 근육을 노출 집게를 사용하여 침샘을 분리합니다. 기관을 노출 집게를 사용하여 기관 주변의 근육을 절개. </li><li> 집게를 사용하여 기관에서 목화 스레드를 놓습니다. </li><li> 조심스럽게 26 G 바늘 개의 연골 고리의 노출 기관의 중앙 천공. 더 이상 기관이 손상되지 않도록주의하십시오. </li><li> 기관에 0.5 cm에 대한 카테터를 삽입합니다. cathe 있는지 확인이 폐 구조의 손상을 초래할 수 TER은 너무 멀리 아래 기관에 삽입되지 않았습니다. </li><li> 단계 2.1.5 배치 면사를 사용 카테터 주변 기관지 매 의해 카테터 안정화. 카테터가 충분히 연결되지 않은 경우, 주입 균형 염 용액 대신 다운 폐로 호흡기의 상단 부분을 향해 유동 할 수있다. </li></ol></li><li> 세정액 유체를 수집 <ol><li> 100 μM EDTA 멸균 균형 염 용액 1 ㎖와 함께 1 ml 주사기로드. </li><li> 카테터에 1 ml 주사기를 연결하고 부드럽게 폐로 염 / EDTA 용액을 주입. </li><li> 마우스의 가슴을 마사지하면서 부드럽게 솔루션을 대기음. 흡 유체가 주사기에 표시되지 않는 경우, 신중하게 조금 더 아래로 또는 기관까지 카테터를 삽입합니다. </li><li> 바늘에서 주사기를 제거하고 얼음에 위치 된 15 ㎖의 튜브에 회수 된 세정액을 전송. 일반적으로 700-900 &amp;181; BAL의 L은 주사 용액 1 ㎖로 회수된다. </li><li> 2.2.4 두 번 더 - 반복 2.2.1 단계를 반복합니다. 참고 : 목적이 아닌 세포의 콘텐츠를 분석하는 경우,이 감도에 문제가있는 경우 풀링 된 샘플을 집중하는 것이 좋습니다. </li></ol></li></ol> 3. BAL 유체의 세포와 비 세포 구성 요소를 수집 <ol><li> 400 XG에서 7 분, 39 ° C에 대한 세척액을 원심 분리기. </li><li> -80 ℃에서 추가 분석 (예, ELISA) 또는 동결을 위해 사용 즉시 상층 액을 모아서. 폐의 세포 유입을 분석하기 위해 세포 펠렛을 유지합니다. </li><li> ACK 용균 완충액 200 μL에서 세포 펠렛을 재현 탁. 참고 : 그대로 백혈구를 유지하면서이 단계는 적혈구의 용해를 보장합니다. </li><li> RT에서 2 분 동안 인큐베이션. 참고 : 빨간색 세포 용해에 의한 변화를 줄이기 위해이 단계 이상 2 분 동안 수행 할 수 없습니다. </리&gt; <li> 상기 ACK 용균 완충액을 희석하여 차가운 PBS 1 ㎖를 추가한다. </li><li> 400 XG에서 7 분, 39 ° C 원심 분리기. 상층 액을 제거하고 전방 분석 (하기 참조)의 PBS 충분한 양의 세포를 다시 일시. 참고 : PBS의 볼륨이 수행됩니다 하류 연구에 따라 달라집니다. </li></ol> 유동 세포 계측법에 의한 기관지 폐포 세척액에서 다른 세포 유형의 4. 분석 주 : 하나의 가능성은 유세포 분석을 수행하여 BAL 유체의 절대 및 상대 세포 조성물을 분석하는 것이다. 이 논문의 목적은 BAL의 기술을 정교하게하는 것입니다. 유동 세포 계측법은 그 자체 전문 기술이다. 기술 13, 14, 15, 16, 17 유동 세포 계측법에 대한 전문적인 논문을 읽을 것을 권장합니다. 형광의 t에 결합 항체특정 세포 유형에 특이적인 표면 항원 ( 표 1 참조)이 사용됩니다. 게이팅 전략을 사용함으로써 BAL 세포 분획에서 T 세포, 대 식세포, 수지상 세포, B 세포, 호산구 및 호중구를 확인할 수 있습니다. <table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td> 항원 </td><td> 셀 유형 </td></tr><tr><td> 차별화 클러스터 3 (CD3) </td><td> T 세포에 표현됨 </td></tr><tr><td> 분화 클러스터 11c (CD11c) </td><td> 대부분의 수지상 세포뿐만 아니라 단핵 세포, 대 식세포, 호중구 및 일부 B 세포에서도 높은 발현. </td></tr><tr><td> 분화 클러스터 (11b) (CD11b) </td><td> 단핵 세포, 호중구, 자연 살상 세포, 과립구 및 대 식세포를 포함한 많은 백혈구의 표면에 표현됩니다. </td></tr><tr><td> SiglecF </td><td> 에이폐포 대 식세포 및 호산구. </td></tr><tr><td> MHCII </td><td> 수지상 세포, 단핵 식세포 및 B 세포와 같은 항원 제시 세포에서만 정상적으로 발견됩니다. </td></tr><tr><td> CD19 </td><td> B- 림프구 항원 </td></tr><tr><td> Ly-6G </td><td> 단핵 세포, 과립구 및 호중구에 대한 마커 </td></tr></tbody></table> 표 1 : 면역 세포 표면 항원의 선택. 이 표는 다른 세포 유형을 특성화하는 데 사용되는 표면 에피토프의 목록을 제공합니다. 특정 세포 유형을 확실하게 정의하려면 여러 마커를 조합해야합니다. <table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td> 견본 </td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> 튜브 </td><td> 세포에 첨가되는 항원 - 형광 단 </td&gt; <td> 항체 저장 농도 (mg / mL) </td><td> 항체 희석 </td><td> 총 부피 (μL) </td></tr><tr><td></td><td> 고정 생존 염료 </td><td> 0.2 </td><td> 1/1000 </td><td> 50 </td></tr><tr><td></td><td> CD11c </td><td> 0.2 </td><td> 1/800 </td><td> 50 </td></tr><tr><td></td><td> SiglecF </td><td> 0.2 </td><td> 1/100 </td><td> 50 </td></tr><tr><td> 샘플 X </td><td> MHCII </td><td> 0.2 </td><td> 1/200 </td><td> 50 </td></tr><tr><td></td><td> CD3 </td><td> 0.2 </td><td> 1/200 </td><td> 50 </td></tr><tr><td></td><td> CD19 </td><td> 0.2 </td><td> 1/200 </td><td> 50 </td></tr><tr><td></td><td> CD1b </td><td> 0.2 </td><td> 1/200 </td><td> 50 </td></tr><tr><td></td><td> Ly6G </td><td> 0.2 </td><td> 1/200 </td><td> 50 </td></tr><tr><td> 전압 제어 </강한&gt; </td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> 튜브 </td><td> 항원 - 형광 세포에 첨가 할 </td><td> 항체 스톡 농도 (㎎ / ㎖) </td><td> 항체 희석 </td><td> 전체 볼륨 (μL) </td></tr><tr><td> 흠 세포 </td><td> / </td><td> / </td><td> / </td><td> (50) </td></tr><tr><td> 단일 염색 된 세포 </td><td> 고칠 가능성 염료 </td><td> 0.2 </td><td> 1/1000 </td><td> (50) </td></tr><tr><td> 단일 염색 된 세포 </td><td> 중 CD11c </td><td> 0.2 </td><td> 1/800 </td><td> (50) </td></tr><tr><td> 단일 염색 된 세포 </td><td> SiglecF </td><td> 0.2 </td><td> 1/100 </td><td> (50) </td></tr><tr><td> 단일 염색 된 세포 </td><td> MHCII </td><td> 0.2 </td><td> 1/200 </td><td> (50) </td></tr><tr><td> 단일 염색 된 세포 </td><td> CD3 </td><td> 0.2 </td><td> 1/200 </td><td> 50 </td></tr><tr><td> 단일 염색 세포 </td><td> CD19 </td><td> 0.2 </td><td> 1/200 </td><td> 50 </td></tr><tr><td> 단일 염색 세포 </td><td> CD1b </td><td> 0.2 </td><td> 1/200 </td><td> 50 </td></tr><tr><td> 단일 염색 세포 </td><td> Ly6G </td><td> 0.2 </td><td> 1/200 </td><td> 50 </td></tr><tr><td> 보상 제어 </td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> 튜브 </td><td> 비드에 첨가되는 항원 - 형광체 </td><td> 항체 저장 농도 (mg / mL) </td><td> 항체 희석 </td><td> 총 부피 (μL) </td></tr><tr><td> 염색되지 않은 구슬 </td><td> / </td><td> / </td><td> / </td><td> 200 </td></tr><tr><td> 단일 염색 된 구슬 </td><td> CD11c </td><td> 0.2 </td><td> 1/2000 </td><td> 200 </td&gt; </tr><tr><td> 단일 염색 된 구슬 </td><td> SiglecF </td><td> 0.2 </td><td> 1/2000 </td><td> 200 </td></tr><tr><td> 단일 염색 된 구슬 </td><td> MHCII </td><td> 0.2 </td><td> 1/200 </td><td> 200 </td></tr><tr><td> 단일 염색 된 구슬 </td><td> CD3 </td><td> 0.2 </td><td> 1/2000 </td><td> 200 </td></tr><tr><td> 단일 염색 된 구슬 </td><td> CD19 </td><td> 0.2 </td><td> 1/2000 </td><td> 200 </td></tr><tr><td> 단일 염색 된 구슬 </td><td> CD1b </td><td> 0.2 </td><td> 1/400 </td><td> 200 </td></tr><tr><td> 단일 염색 된 구슬 </td><td> Ly6G </td><td> 0.2 </td><td> 1/200 </td><td> 200 </td></tr></tbody></table> 표 2. 포함될 제어 목록. 이 표에는 얻은 결과를 정확하게 해석하기 위해 필요한 모든 컨트롤이 나와 있습니다. <ol><li> 세포 표면 염색 참고 : 그것은 impo입니다.유동 세포 계측법 분석을위한 모든 중요한 컨트롤을 포함해야합니다. 3 세트의 튜브가 필요하다. ( 표 2 참조) : (1) 시료가 들어있는 튜브; (2) 단일 항체를 만드는 각 항체 - 발색단을위한 BAL 세포가있는 튜브; 이것은 유동 세포 계측기의 각 채널에 대한 전압 측정을 허용합니다. 및 (3) 단일 항체를 만들기위한 각 항체 - 발색단을위한 비드가있는 튜브; 이것은 보상 매트릭스를 결정하는 것입니다. <ol><li> 적절한 희석액으로 PBS에서 항체와 Fc 차단제 (anti-CD16 / CD32)를 섞는다 ( 표 2 참조). 실험 전에 각 항체에 대한 최적의 작업 희석을 결정하는 것이 필요합니다. </li><li> 샘플에 대한 항체 믹스의 50 μL에있는 세포를 Resuspend하고 중요한 컨트롤에 적절하게 희석 항체 50 μL를 추가합니다. 참고 : 얼룩은 96 웰, U 자 모양의 플레이트에서 수행 할 수 있습니다. 이것은 얼룩 부피를 용이하게 감소시킬 수있다.차 샘플의 상당한 양을 실행합니다. </li><li> 4 ℃에서 어둠 속에서 30 분 동안 인큐베이션. </li><li> 400 XG에서 7 분, 39 ° C 원심 분리기. 상층 액을 버린다. </li><li> 200 μL의 최종 볼륨 PBS에서 세포를 다시 일시 중지합니다. 참고 :이 최종 부피가 유동 세포 계수기가 액세스 할 수있는 최소한의 양에 따라 달라집니다. 이 기계 사이에 약간 다를 수 있습니다. 또한, 읽기 볼륨은 샘플 흐름 cytometer에서 실행하는 데 걸리는 세포 및 / 또는 시간의 수에 따라 달라집니다. </li><li> 유세포 분석을 위해 샘플과 컨트롤을 사용합니다. 참고 : 다른 세포 인구의 절대 세포 수를 확인하려면 계산 구슬을 추가해야합니다. 구슬 같은 수의 추가 단지 측정하기 전에 각 샘플 (25,000 구슬을 ±). 유동 세포 계측법에 의해 식별 될 수있는 비드를 카운트 앞으로 사용 및 측면 스 캐터에 의해 (도 1 참조). 이어서, 샘플에서 세포의 절대 수는 제를 비교함으로써 계산 될 수있다e 비드 이벤트 대 셀 이벤트의 비율. 다음 수식을 사용할 수 있습니다. <img alt="방정식" src="/files/ftp_upload/55398/55398eq1.jpg" /></li></ol></li><li> 유세포 분석 참고 : 유세 세포 분석은 염색 프로토콜 완료 후 즉시 수행해야합니다. 신호 검출을위한 적절한 레이저 및 필터가있는 유동 세포 계측기를 사용해야합니다. 표 3 은이 원고에서 설명한 연구에 필요한 레이저 및 필터의 개요를 제공합니다. 유세포 분석에 대한 더 자세한 정보는 Adan et al. 18 . <ol><li> 파편과 이중 선을 제외하고 전방 및 측면 산란에 기초하여 1 차 게이트를 설치하십시오 ( 그림 1 참조). </li><li> 단일 염색 세포와 구슬의 도움으로 스펙트럼 중복에 대한 전압과 보상을 조정하십시오. 참고 :이 설정은 각 유동 세포 계측기마다 다르므로 모든 실험 전에 확인해야합니다. 에프정확한 흐름 분석을 위해서는 전방 및 측면 산란 전압이 중요합니다. 올바른 전방 및 측면 산란은 분석 된 세포의 확인 및 확인에 도움이 될 수 있습니다. 이 전압을 결정하기 위해서는 염색되지 않은 샘플을 먼저 실행해야합니다. </li><li> 표면 항원에 대한 형광 게이트를 설정하고 ( 그림 1 참조) 샘플을 분석합니다. </li></ol></li></ol><table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td> 레이저 유형 </td><td> 필터 설정 </td><td></td></tr><tr><td></td><td> 505 LP </td><td> 525/50 </td></tr><tr><td> 파란색 (488 nm) </td><td> 550 LP </td><td> 575/26 </td></tr><tr><td> 100 mW </td><td> 670 LP </td><td> 685/35 </td></tr><tr><td></td><td> 750 LP </td><td> 780/60 </td></tr><tr><td> 바이올렛 405 nm </td><td></td><td> 450/50 </td></tr><tr><td> 100 mW </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 적색 633 nm </td><td></td><td> 660/20 </td></tr><tr><td> 70 mW </td><td> 750 LP </td><td> 780/60 </td></tr></tbody></table> 도표 3 :이 학문에서 사용 된 유동 세포 계측기의 레이저 그리고 여과기의 개관.

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L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+dissociated+glucocorticoid+receptor+modulator+reduces+airway+hyperresponsiveness+and+inflammation+in+a+mouse+model+of+asthma.">A dissociated glucocorticoid receptor modulator reduces airway hyperresponsiveness and inflammation in a mouse model of asthma.</a> J Immunol. 188 (7), 3478-3487 (2012).</li><li>Drent, M., Cobben, N. A., Henderson, R. F., Wouters, E. F., van Dieijen-Visser, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Usefulness+of+lactate+dehydrogenase+and+its+isoenzymes+as+indicators+of+lung+damage+or+inflammation.">Usefulness of lactate dehydrogenase and its isoenzymes as indicators of lung damage or inflammation.</a> Eur Respir J. 9 (8), 1736-1742 (1996).</li><li>Henderson, R. 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H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recovery+from+welding-fume-exposure-induced+lung+fibrosis+and+pulmonary+function+changes+in+sprague+dawley+rats.">Recovery from welding-fume-exposure-induced lung fibrosis and pulmonary function changes in sprague dawley rats.</a> Toxicol Sci. 82 (2), 608-613 (2004).</li><li>Majetschak, M., Sorell, L. T., Patricelli, T., Seitz, D. H., Knoferl, M. 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J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Alpha-1-antitrypsin+content+in+the+serum,+alveolar+macrophages,+and+alveolar+lavage+fluid+of+smoking+and+nonsmoking+normal+subjects.">Alpha-1-antitrypsin content in the serum, alveolar macrophages, and alveolar lavage fluid of smoking and nonsmoking normal subjects.</a> J Clin Invest. 55 (2), 427-430 (1975).</li></ol>

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BAL은 감염이나 약물에 대한 반응으로 세포학 및 생화학 적 정보를 얻는 유용한 기술입니다. 초기에 BAL은 인체 독성을 앓고있는 환자에서 과도한 점액 생성을 관리하는 데 사용되었습니다 3 . 요즘이 기술은 인간의 폐 병태 생리, 진단 및 질병 치료 관리에 사용됩니다 3 , 24 . 실험실 동물에서 BAL은 일반적으로 폐기도 1 , 2 에서 발생하는 염증 반응, 면역 기전 및 전염병 과정을 모니터링하는 데 사용됩니다. 호흡기 질환 모델에서 염증 세포 패턴을 연구하려면 BAL 다음에 절대 및 차별 세포 계수가 이어져야합니다. 절대 세포 수 이외에 상대 세포 수도 중요합니다. 예를 들어, 수선 및 암 모델은 v적은 양의 BAL 세포 수가 증가합니다. 이 모델에서는 세포 조성의 평가가 유용합니다. 광학 현미경 검사와 결합 된 세포 염색법을 사용하여 호산구, 호중구, 대 식세포 및 림프구와 같은 다양한 세포 유형을 형태학 25 , 26 , 27 , 28 , 29 , 30을 기준으로 확인할 수 있습니다. 유동 세포 계측법은 다른 T 세포 표현형을 확인하는 것과 같은 특정 평가에 사용될 수 있습니다 7 , 31 . 서로 다른 침윤성 세포 집단의 동정 외에도 폐의 비 세포 성 조성물은 BAL을 사용하여 조사 할 수 있습니다. ELISA, 면역 블롯, 사이토 카인 비드 어레이, 면역 조직 화학 및 정량적 폴리머 라제 연쇄 반응을 BAL 유체에서 수행하여 사이토 카인, 성장인자 및 기타 염증 성분을 포함한다. 폐 손상을 측정하기 위해 BAL 액의 총 단백질 및 젖산 탈수소 효소 수준도 측정 할 수 있습니다 (32 , 33) . 새로운 진단 도구가 개발됨에 따라 BAL 구성 요소의 게놈 및 프로 테오 믹 특성이 조만간 가능할 것입니다. 확장 된 계산 기능과 높은 처리량의 유전자 발현 기술의 결합으로 다양한 질병 상태에 대한 특정 유전자 발현 프로파일을 정의 할 수 있습니다. BAL 유체에서 이러한 기술을 수행하면 폐 질환의 여러 단계에 관여하는 중요한 분자를 확인하는 유전자 및 단백질 발현 패턴을 제공 할 수 있습니다. BAL 유체에서 얻은 데이터의 주요 한계는 여러 연구 시험 3 , 9 사이의 비교 가능성 부족입니다. 높은 수준의세척 기술의 가변성 및 BAL 유체의 후속 공정 각 BAL 시험을 비교할 수 있으려면 주입되는 세척액 유형, 점안 부위 및 세포 및 비 세포 성분 분석을위한 분획을 표준화해야합니다. 서로 다른 시도 사이에 세척 률의 수에 상당한 차이가 있으며, 1 회에서 14 회까지 34 , 35 , 36 에서 다양합니다. 이 차이는 폐의 추정 총 세포 수에 영향을 줄 수 있습니다. 어떤 BAL 유체 분획이 대부분의 세포를 함유하고 있는지를 아는 것이 중요합니다. 송 외. 총 세포 수의 약 70 %가 분획 1 내지 3에서 회수되었음을 보여 주었다. 그러나 다른보고에 따르면 두 번째 세척은 첫 번째 세척보다 더 많은 세포를 포함한다고합니다. 37,38 </sup&gt;. 우리는 결과의 오해를 초래 한 부분과 세척 전체 폐를 나타내지 않는이 연구에서 결론을 내릴 수있다. 기관지 폐포 액의 비 셀룰러 조성은 폐 (33), (39), (40)의 건강 상태에 대한 중요한 정보가 포함되어 있습니다. 기관지 폐포 액의 희석 변형 시험의 결과에 차이에 따라서, 수용성 분획 정량의 차이에 기여. 노래 등. 단백질 각각 세척 분획 젖산 탈수소 효소 수준을 비교하고 제 세척 분획 번째 분획에 비해 2 ~ 3 배 이상을 함유하는 것으로 결론 지었다. 분석을위한 대표적인 BAL 샘플을 검색하려면, 몇 가지 기술적 인 고려 사항이 중요하다. 그 중 하나는 적절한 마취를 수행하는 것입니다. 발 심판을 확인하는 것이 매우 중요합니다터미널 진정을 보장하기 위해 마우스의 렉스. 이것은 윤리적 인 이유 때문에 중요 할뿐만 아니라 마우 네가 적절하게 마취되지 않으면 카테터를 올바른 위치에 놓고 유지하기가 어렵 기 때문에 또한 중요합니다. 두 번째 중요한 기술적 고려 사항은 기관 내 카테터의 위치입니다. 카테터가 너무 깊게 삽입되면 폐 구조가 손상 될 수 있습니다. BAL 절차 중 카테터의 말단부가 폐에 도달하지 않아야합니다. 카테터는 또한 안정화되고 면사로 묶여 야합니다. 카테터가 안정화되지 않은 경우 주사 된 염분 용액이 폐 아래가 아닌 비강 내로 위쪽으로 흐를 수 있습니다. 생리 식염수 주입 및 흡입 중에 카테터를 안정적으로 유지하는 것이 중요합니다. BAL 액에서 얻은 데이터는 쥐 폐 전체를 나타내야합니다. 그러므로 적절한 양의 생리 식염수를 주입하는 것이 중요합니다 ( 즉,3 mL, 3 mL 씩 1 mL 씩). 세포 수율과 BAL 수율 간에는 선형 관계가 없습니다. 마우스의 흉부를 마사지하는 동안 용액을 부드럽게 모으는 것이 중요합니다. 전단력이 너무 강하면기도 및 BAL 유체 내의 세포의 생존 능력, 기능 및 구조가 손상 될 수 있습니다. 흡입 한 유체가 주사기에 보이지 않으면 조심스럽게 카테 테르를기도의 깊숙이 깊숙히 움직여야합니다. BAL 처리 및 분석의 특정 측면에 대해 특별한주의를 기울여야합니다. 이렇게하면 BAL 샘플에서 유지되는 정보가 최대화됩니다. BAL 후 세포는 영양이 부족한 염분 매질에 있습니다. 따라서 BAL 샘플링 후 1 시간 이내에 샘플을 처리하는 것이 매우 중요합니다. 장기간 보관이 필요한 경우, 영양분이 보충 된 배지를 사용해야합니다. 세포 생존 능력을 유지하려면 표면에 세포가 달라 붙는 것을 방지하는 튜브를 피하십시오. 피할 ce세포의 완전성을 손상 시키거나 회수 된 BAL 세포의 균일 한 재 부유를 방지하는 속도로 세포 현탁액을 비유 해. BAL 유체 함유 세포는 400 xg 및 4 ° C에서 7 분간 원심 분리해야합니다. 세포 현탁액은 처리하는 동안 4 ° C에서 유지되어야한다는 것을 명심하는 것이 중요합니다.

기도 염증, 병원균의 침입 또는 악성 변화로 이어질 수 많은 모욕을 발생합니다. 폐강 라인 상피 세포는 포유류 신체의 주요 장애물 중 하나를 형성한다. 함께 폐포 대 식세포와 함께, 그들은기도를 통해 체계적인 시스템에 항목을 얻고에서 환경 위협을 방지 할 수 있습니다. 이러한 위협의 예로는 유기 및 무기 화학 물질, 세균, 바이러스를 포함한다. 마찬가지로, 특정 예방 접종이나 치료 개입은 폐를 대상으로 설계 할 수있다. 이 모든 경우에, 유발 응답의 정교한 분석, 이해 개입, 또는 호흡 시스템 내에서 일어나는 생물학적 과정을 방지하는 것이 중요하다. 기관지 폐포 세척액 (BAL)는 결과 샘플이 염증 반응, 면역 메커니즘에 대한 중요한 정보를 포함하기 때문에, 같은 응답을 분석하는 귀중한 방법 및 전염성 질병의 진행입니다즉, 폐기도 (1, 2)에서 발생할 수있다. BAL을 사용함으로써, 침투 세포를 연구하는 것이 가능하다. 이것은 많은 죽은 끈적 세포와 더불어, &quot;더러운&quot;세포 인구를주고 소화 폐와 대조. BAL은 말단 세기관지에 식염수를 도입하고,이어서이 액을 회수함으로써 이루어진다. 검색된 솔루션은 다음 정량화 및 표현형 주민 폐에 침투 염증 세포를 분석하는 데 사용할 수 있습니다. 이 방법은 자주 천식과 같은기도의 질병 모델에서 세포 유입을 연구하기 위해 적용되는, 만성 폐쇄성 폐 질환 (COPD), 전염성 질병 모델. 별도로 휴대 조성물에서, 폐기도의 분자 조성물은 또한 BAL 액에 반영된다. 이 분석을 위해, 효소 면역 분석법 (ELISA), 면역 및 사이토킨 비드 어레이에 의해 다수의 사이토 카인을 동시에 분석 할 수있다사이토 카인 및 케모카인의 존재를 평가하기 위해 수행되었다. BAL은 염증성 호흡기 질환 동물 모델에서 염증 세포의 유입을 연구하는 잘 확립 된 방법입니다. 세포 유입의 변화 ( 예 : 림프구, 호산구 또는 호중구의 증가)는 질병에 대한 더 나은 통찰력을 이끌어 낼 수 있으며 치료 적 개입의 성과를 평가하는 객관적인 매개 변수가 될 수 있습니다. BAL 세포 분석의 정확하고 재현성있는 해석을 위해서는 BAL이 올바르게 수행되고 수집 된 유체가 올바르게 처리되고 처리되어야합니다. 기간 &quot;기관지 세척&quot;는 Stitt 3 에 의해 80 년 이상 전에 도입되었습니다. 1961 년 Myrvik은 토끼 폐 세척액에서 폐포 대 식세포를 얻었습니다 3 . BAL은 이제 마우스 모델에서 폐를 분석하고 모니터하는 데 일반적으로 사용되는 방법이지만다시 과학 문헌 4 , 5 에서 표준화 된 BAL 절차에 대한 보고서는 아직 없습니다. 또한 BAL을 수행하는 방법에는 3 , 6 , 7 , 8 , 9 , 10 , 11 기술을 사용하는 연구소가 있기 때문에 가능할 수 있습니다. BAL에서 얻은 데이터는 폐의 일부가 아닌 전체 쥐 폐를 나타내는 것이 중요합니다. 이러한 종류의 다양성은 다른 시험 사이의 결과 해석 및 비교를 복잡하게합니다. 여기에서, 마우스의기도 내강에 존재하는 세포질 및 가용성 분획의 수집을 허용하는 염기성의 저렴하고 재현성있는 BAL 절차가 기술되어있다. 요컨대, 카테터는 노출 된 기관fa 마취 된 마우스. 주사기를 카테터에 연결하고, 에틸렌 디아민 테트라 아세트산 (EDTA)을 함유하는 완충 된 염수 용액을 폐에 도입 하였다. 폐 루멘은 플런저를 사용하여 염수 용액을 부드럽게 반복하여 세척하여 샘플링합니다. 이 단계에서 부압이 가해지면기도 붕괴를 최소화 할 수 있습니다. 수집 후, 얻은 BAL은 흐름 cytometry에 의해 세포를 열거하고 식별하기 위해 더 처리해야합니다.

<table><tbody><tr><td>Hanks&#039; Balanced Salt Solution (HBSS)</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>14175-129</td><td></td></tr><tr><td>ethyleendiaminetetra acetic acid (EDTA)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>E6511</td><td>irritating</td></tr><tr><td>23 G x 1 1/4 needle</td><td>Henke Sass Wolf</td><td>4710006030</td><td>size: 0.60 x 30 mm</td></tr><tr><td>26 G x 1/2 needle</td><td>Henke Sass Wolf</td><td>4710004512</td><td>size: 0.45 x 12 mm</td></tr><tr><td>plastic tubing</td><td>BD medical technology</td><td>427411</td><td>Polyethylene Tubing, I.D. 0.58 mm (0.023&quot;) O.D. 0.965 mm (0.38&quot;) 30.5 m (100&#039;)</td></tr><tr><td>sodium pentobarbital</td><td>Kela NV</td><td>514</td><td></td></tr><tr><td>Phosphate-buffered Saline (PBS)</td><td>Lonza</td><td>BE17-516F</td><td>PBS without Ca&lt;sup&gt;2+&lt;/sup&gt; Mg&lt;sup&gt;2+&lt;/sup&gt; or phenol red; sterile filtered</td></tr><tr><td>1 mL syringes</td><td>Henke Sass Wolf</td><td>5010.200V0</td><td>nonpyrogenic and nontoxic</td></tr><tr><td>Forceps</td><td>Fine Science Tools GmbH&amp;nbsp;</td><td>91197-00</td><td></td></tr><tr><td>Surgical scissors</td><td>Fine Science Tools GmbH&amp;nbsp;</td><td>91460-11</td><td></td></tr><tr><td>centrifuge tube 50 mL</td><td>TH.Geyer</td><td>7696705</td><td>Free from Rnase/Dnase/endotoxin</td></tr><tr><td>centrifuge tube 15 mL</td><td>TH.Geyer</td><td>7696702</td><td>Free from Rnase/Dnase/endotoxin</td></tr><tr><td>microcentrifuge tube 1.5 mL</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>0030 120.094</td><td>polypropylene</td></tr><tr><td>Microcentrifuge</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>5415R</td><td></td></tr><tr><td>Centrifuge</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>75004030</td><td></td></tr><tr><td>Ammonium-Chloride-Potassium (ACK) lysing buffer</td><td>Lonza</td><td>10-548E</td><td>sterile-filtered</td></tr><tr><td>live/dead - efluor 506</td><td>ebioscience</td><td>65-0866-18 &amp;nbsp;</td><td>fixable viability dye</td></tr><tr><td>CD11c-PE-cy7</td><td>eBiosciences</td><td>25-0114-81</td><td></td></tr><tr><td>SiglecF-PE</td><td>BD Pharmingen&amp;nbsp;</td><td>552126&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>MHCII-APCefluor780</td><td>Biolegend</td><td>107628&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>CD3-PE-cy5</td><td>VWR</td><td>55-0031-U100&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>CD19-PE-cy5</td><td>eBiosciences</td><td>15-0193-83&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>CD11b-V450</td><td>BD Pharmingen&amp;nbsp;</td><td>560455&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Ly6G-AF700</td><td>Biolegend</td><td>127621</td><td></td></tr><tr><td>Absolute Counting Beads</td><td>Life Technologies Europe B.V.&amp;nbsp;</td><td>C36950</td><td></td></tr><tr><td>anti-CD16/CD32</td><td>BD Pharmingen</td><td>553142</td><td></td></tr><tr><td>96-well 340 &amp;micro;l storage plate plate</td><td>Falcon</td><td>353263</td><td>V-bottom, natural polypropylene</td></tr><tr><td>flow cytometer</td><td>BD Biosciences</td><td></td><td></td></tr><tr><td>catheter</td><td>BD Biosciences</td><td>393202</td><td></td></tr></tbody></table>

bronchoalveolar lavage of murine lungs to analyze inflammatory cell infiltration

BAL (Bronchoalveolar Lavage)은 진행중인 질병 상태에 대한 통찰력을 얻기 위해 생체 내 에서 폐 내강의 세포 및 무세포 함량을 검사하는 데 사용되는 실험 절차입니다. 여기에는 특별한 도구 나 장비가 필요없이 쥐 폐에서 BAL을 수행하는 간단하고 효율적인 방법이 설명되어 있습니다. BAL 액은 카테터를 말기 마취 된 마우스의 기관에 삽입함으로써 분리되며,이 마취 된 생쥐를 통해 생리 식염수가 세기관 지로 주입된다. 주입 된 유체는 부드럽게 수축되어 BAL 유체 회수를 최대화하고 전단력을 최소화합니다. 이 기술은기도 및 BAL 유체 내의 세포의 생존 능력, 기능 및 구조가 보존되도록합니다. 많은 기술이 폐의 질병 상태에 대한 추가 이해를 얻기 위해 적용될 수 있습니다. 여기, 면역 세포의 종류의 식별 및 열거에 일반적으로 사용되는 기술은여기에서, 유동 세포 계측법은 형광으로 표지 된 세포 표면 특이 적 마커의 선택 패널과 조합된다. 여기에 제시된 BAL 절차는 쥐 폐 내부의 감염 물질, 유체 성분 또는 흡입 입자를 분석하는데도 사용할 수 있습니다.

3x 1 mL의 완충 된 소금 용액으로 BAL을 수행 한 후 2 ~ 3 mL 사이의 부피를 회복해야합니다. 이 BAL 유체는 세포 및 비 세포 함량을 특성화하기 위해 더 분석 될 수 있습니다. 사이토 카인 및 케모카인의 존재를 조사하기 위해, ELISA 19 , 면역 블롯 20 및 사이토 카인 비드 어레이 21 에 의한 다중 사이토 카인의 동시 분석이 수행 될 수있다. 또한,이 유체의 알부민 및 총 단백질 함량을 측정 할 수 있습니다 22 . 예를 들어,이 원고는 유동 세포 계측법으로 BAL 액의 세포 내용을 분석하는 방법을 설명합니다. 분석 한 BAL 액을 지중해에 리포 다당류를 주입 한 24 시간 후, 암컷 Balb / cAnNCrl 마우스 (7 주령)로부터 수집 하였다. 형광 물질에 결합 된 다음 항체, w중 CD11c, SiglecF, MHCII, CD3ε, CD19, Ly6g 및 CD11b를 (표 1 및 재료의 도표 참조) 감수은 상이한 세포 유형을 식별하기 위해 사용된다. 정착 가능 생존 염료도 사용되었다. 다른 세포 집단 (도 1)의 표면 항원의 발현 차이에 기초하여 게이팅 전략을 사용함으로써, 대 식세포, 수지상 세포, B 세포, T 세포, 호중구, 호산구를 식별 할 수 있었다. 먼저, 파편 및 이중선은 순방향 및 측면 산란 파라미터에 기초하여 게이팅 하였다. 생존력 염료는 살아있는 세포에 게이팅을 촉진. 다음 중 CD11c 높은 세포 중 CD11c 낮은 세포가 확인되었다. 의 CD11c 높은 인구에서, 대 식세포와 수지상 세포는 각각 MHCII 및 SiglecF 표현을 기반으로 확인되었다. 중 CD11c 낮은 인구, T 세포와 B 세포를 각각 CD3ε 및 CD19의 발현에 기초하여 동정 하였다. 일에서즉 나머지 세포군, 호중구 및 호산구는 각각는 CD11b 및 LY-6G 마커의 발현에 기초하여 동정 하였다. 계산 구슬 셀 이벤트 (23)에 비드 이벤트의 비율을 비교하여 다른 세포 집단의 절대 세포 수를 결정 하였다. 이 계산 구슬들은 순방향 및 측면 산란 특성 (그림 1)을 기준으로 확인되었다. 표 4의 다당류 5㎍을 24 시간 동안 자극 한 나이브 마우스의 BAL 유체에서 다른 세포 집단의 절대 세포 수 및 마우스의 개요를 제공한다. <img alt="그림 1" src="/files/ftp_upload/55398/55398fig1.jpg" /> 도 1 : 대 식세포의 유세포 검출 용 게이팅 전략, 수지상 세포, T 세포, B 세포, 호중구, 호산구 나n BAL 유체. BAL 세포는 기술 된 BAL 프로토콜을 사용하여 단리되었다. lipopolysaccharide의 기관 내 주입 후 24 시간 쥐에서 세포를 분리 하였다. 구슬과 세포를 세는 것은 전방 및 측면 산란 특성에 기초하여 확인되었다. 셀 게이트에서, 단일 세포는 전방 및 측면 산란을 이용하여 동정되었다. 이 마지막 집단에서는 살아 있던 세포가 확인되었습니다. CD11c 고 세포와 CD11c 저 세포가 확인되었다. CD11c 고 모집단에서, 대 식세포 및 수상 세포는 각각 MHCII 및 SiglecF 발현에 기초하여 동정되었다. CD11c 저 모집단에서는 CD3ε 및 CD19 발현에 따라 T 세포 및 B 세포가 각각 동정되었다. 나머지 세포 집단에서 CD11b 및 Ly-6G 발현에 기초하여 호중구 및 호산구가 각각 동정되었다. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55398/55398fig1large.jpg" target="_blank">여기를 클릭하여</a>이 그림의 더 큰 버전. <table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td> 세포 집단 </td><td> 순진한 마우스의 절대 세포 수 </td><td> LPS 자극 마우스에서의 절대 세포 수 </td></tr><tr><td> 대 식세포 </td><td> 79,612 </td><td> 25,439 </td></tr><tr><td> 수지상 세포 </td><td> 495 </td><td> 671 </td></tr><tr><td> T 세포 </td><td> 45,271 </td><td> 28,089 명 </td></tr><tr><td> B 세포 </td><td> 4,164 </td><td> 2,926 </td></tr><tr><td> 호중구 </td><td> 632 </td><td> 566,716 </td></tr><tr><td> 호산구 </td><td> 3,483 </td><td> 4,332 </td></tr></tbody></table> 도표 4 : RepresenNaive 및 LPS- 자극 된 마우스의 BAL 유체에 대한 유동 세포 계측법 분석 결과.

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Bronchoalveolar Lavage of Murine Lungs to Analyze Inflammatory Cell Infiltration

폐의 건강 상태는 폐의 세기관지에있는 면역 세포의 유형과 수에 의해 반영됩니다. 우리는 비 흡착성 세포와 쥐의 하부 호흡기에서 용해되는 요소를 분리하고 연구 할 수있는 기관지 폐포 세척 기술에 대해 설명합니다.

쥐 폐의 기관지 폐포 세척은 염증성 세포의 침윤을 분석하는

Bronchoalveolar Lavage (BAL) is an experimental procedure that is used to examine the cellular and acellular content of the lung lumen ex vivo to gain ...

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Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

66.5K 조회수.  VIB.  폐의 건강 상태는 폐의 세기관지에있는 면역 세포의 유형과 수에 의해 반영됩니다. 우리는 비 흡착성 세포와 쥐의 하부 호흡기에서 용해되는 요소를 분리하고 연구 할 수있는 기관지 폐포 세척 기술에 대해 설명합니다. 

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Non-surgical Intratracheal Instillation of Mice with Analysis of Lungs and Lung Draining Lymph Nodes by Flow Cytometry

Phagocytic cells such as alveolar macrophages and lung dendritic cells (LDCs) continuously sample antigens from the alveolar spaces in the 
lungs. LDCs, in particular, are known to migrate to the lung draining lymph nodes (LDLNs) where they present inhaled antigens to T cells initiating an 
appropriate immune response to a variety of immunogens1,2. To model interactions between the lungs and airborne antigens in mice, antigens can be 
administered intranasally1,3,4, intratracheally5 or as aerosols6. Delivery by each route involves distinct technical skills and limitations that need to be 
considered before designing an experiment. For example, intranasal and aerosolized exposure delivers antigens to both the lungs and the upper respiratory 
tract. Hence antigens can access the nasal associated lymphoid tissue (NALT)7, potentially complicating interpretation of the results. In addition, swallowing, 
sneezing and the breathing rate of the mouse may also lead to inconsistencies in the doses delivered. Although the involvement of the upper respiratory tract may 
be preferred for some studies, it can complicate experiments focusing on events specifically initiated in the lungs. In this setting, the intratracheal (i.t) 
route is preferable as it delivers test materials directly into the lungs and bypasses the NALT. Many i.t injection protocols involve either blind intubation of the 
trachea through the oral cavity or surgical exposure of the trachea to access the lungs. Herein, we describe a simple, consistent, non-surgical method for i.t 
instillation. The opening of the trachea is visualized using a laryngoscope and a bent gavage needle is then inserted directly into the trachea to deliver the 
innoculum. We also describe procedures for harvesting and processing of LDLNs and lungs for analysis of antigen trafficking by flow cytometry.

We illustrate non-surgical delivery of test materials into the lungs of anesthetized mice via the trachea. This method permits lung exposure to bacterial and viral pathogens, cytokines, antibodies, beads, chemicals, or dyes. We further describe harvesting and processing of lungs and lung draining lymph nodes (LDLNs) for flow cytometry.

유동세포계측법에 의해 폐, 폐 배수 림프절의 분석과 마우스의 비 수술 Intratracheal 떨어뜨림

Phagocytic cells such as alveolar macrophages and lung dendritic cells (LDCs) continuously sample antigens from the alveolar spaces in the 
lungs. LDCs, ...

연구

면역학 및 감염병학

The Utilization of Oropharyngeal Intratracheal PAMP Administration and Bronchoalveolar Lavage to Evaluate the Host Immune Response in Mice

The host immune response to pathogens is a complex biological process. The majority of in vivo studies classically employed to characterize host-pathogen interactions take advantage of intraperitoneal injections of select bacteria or pathogen associated molecular patterns (PAMPs) in mice. While these techniques have yielded tremendous data associated with infectious disease pathobiology, intraperitoneal injection models are not always appropriate for host-pathogen interaction studies in the lung. Utilizing an acute lung inflammation model in mice, it is possible to conduct a high resolution analysis of the host innate immune response utilizing lipopolysaccharide (LPS). Here, we describe the methods to administer LPS using nonsurgical oropharyngeal intratracheal administration, monitor clinical parameters associated with disease pathogenesis, and utilize bronchoalveolar lavage fluid to evaluate the host immune response. The techniques that are described are widely applicable for studying the host innate immune response to a diverse range of PAMPs and pathogens. Likewise, with minor modifications, these techniques can also be applied in studies evaluating allergic airway inflammation and in pharmacological applications.

The host immune response to pathogen infection is a tightly regulated process. Utilizing a lipopolysaccharide lung exposure model in mice, it is possible to conduct high resolution evaluations of the complex mechanisms associated with disease pathogenesis.

마우스의 호스트 면역 반응을 평가하기 위해 구인두 기관 내 PAMP 관리 및 폐포의 활용

The host immune response to pathogens is a complex biological process. The majority of in vivo studies classically employed to characterize host-pathogen ...

A Reversible, Non-invasive Method for Airway Resistance Measurements and Bronchoalveolar Lavage Fluid Sampling in Mice

Airway hyperreactivity (AHR) measurements and bronchoalveolar lavage (BAL) fluid sampling are essential to experimental asthma models, but repeated procedures to obtain such measurements in the same animal are generally not feasible.  Here, we demonstrate protocols for obtaining from mice repeated measurements of AHR and bronchoalveolar lavage fluid samples.  Mice were challenged intranasally seven times over 14 days with a potent allergen or sham treated.  Prior to the initial challenge, and within 24 hours following each intranasal challenge, the same animals were anesthetized, orally intubated and mechanically ventilated.  AHR, assessed by comparing dose response curves of respiratory system resistance (RRS) induced by increasing intravenous doses of acetylcholine (Ach) chloride between sham and allergen-challenged animals, were determined.  Afterwards, and via the same intubation, the left lung was lavaged so that differential enumeration of airway cells could be performed.  These studies reveal that repeated measurements of AHR and BAL fluid collection are possible from the same animals and that maximal airway hyperresponsiveness and airway eosinophilia are achieved within 7-10 days of initiating allergen challenge.  This novel technique significantly reduces the number of mice required for longitudinal experimentation and is applicable to diverse rodent species, disease models and airway physiology instruments.  

Repeated measurements of rodent respiratory physiology and sampling of airway inflammatory cells are desirable, but generally not feasible. Here we describe a repeatable method for orally intubating mice that permits repeated measurements of airway hyperreactivity and sampling of airway inflammatory cells.

에어웨이 저항 측정 및 마우스에 Bronchoalveolar 세척 유체 샘플링에 대한 가역, 비침습 방법

Airway hyperreactivity (AHR) measurements and bronchoalveolar lavage (BAL) fluid sampling are essential to experimental asthma models, but repeated ...

생물학

A Non-invasive and Technically Non-intensive Method for Induction and Phenotyping of Experimental Bacterial Pneumonia in Mice

Although community-acquired pneumonia remains a major public health problem, murine models of bacterial pneumonia have recently facilitated significant preclinical advances in our understanding of the underlying cellular and molecular pathogenesis. In vivo mouse models capture the integrated physiology and resilience of the host defense response in a manner not revealed by alternative, simplified ex vivo approaches. Several methods have been described in the literature for intrapulmonary inoculation of bacteria in mice, including aerosolization, intranasal delivery, peroral endotracheal cannulation under &#39;blind&#39; and visualized conditions, and transcutaneous endotracheal cannulation. All methods have relative merits and limitations. Herein, we describe in detail a non-invasive, technically non-intensive, inexpensive, and rapid method for intratracheal delivery of bacteria that involves aspiration (i.e., inhalation) by the mouse of an infectious inoculum pipetted into the oropharynx while under general anesthesia. This method can be used for pulmonary delivery of a wide variety of non-caustic biological and chemical agents, and is relatively easy to learn, even for laboratories with minimal prior experience with pulmonary procedures. In addition to describing the aspiration pneumonia method, we also provide step-by-step procedures for assaying the subsequent in vivo pulmonary innate immune response of the mouse, in particular, methods for quantifying bacterial clearance and the cellular immune response of the infected airway. This integrated and simple approach to pneumonia assessment allows for rapid and robust evaluation of the effect of genetic and environmental manipulations upon pulmonary innate immunity.

Several methods have been described in the literature for modeling bacterial pneumonia in mice. Herein, we describe a non-invasive, inexpensive, rapid method for inducing pneumonia via aspiration (i.e., inhalation) of a bacterial inoculum pipetted into the oropharynx. Downstream methods for assessment of the pulmonary innate immune response are also detailed.

마우스의 실험 세균성 폐렴의 유도 및 표현형에 대한 비 침습적 및 기술적 비 집약적 인 방법

Although community-acquired pneumonia remains a major public health problem, murine models of bacterial pneumonia have recently facilitated significant ...

Isolation and In Vitro Culture of Murine and Human Alveolar Macrophages

Alveolar macrophages are terminally differentiated, lung-resident macrophages of prenatal origin. Alveolar macrophages are unique in their long life and their important role in lung development and function, as well as their lung-localized responses to infection and inflammation. To date, no unified method for identification, isolation, and handling of alveolar macrophages from humans and mice exists. Such a method is needed for studies on these important innate immune cells in various experimental settings. The method described here, which can be easily adopted by any laboratory, is a simplified approach to harvesting alveolar macrophages from bronchoalveolar lavage fluid or from lung tissue and maintaining them in vitro. Because alveolar macrophages primarily occur as adherent cells in the alveoli, the focus of this method is on dislodging them prior to harvest and identification. The lung is a highly vascularized organ, and various cell types of myeloid and lymphoid origin inhabit, interact, and are influenced by the lung microenvironment. By using the set of surface markers described here, researchers can easily and unambiguously distinguish alveolar macrophages from other leukocytes, and purify them for downstream applications. The culture method developed herein supports both human and mouse alveolar macrophages for in vitro growth, and is compatible with cellular and molecular studies.

Isolation and In Vitro Culture of Murine and Human Alveolar Macrophages

This communication describes methodologies for isolation and culture of alveolar macrophages from humans and murine models for experimental purposes.

고립과 Murine 인간과 치경 대 식 세포의 생체 외에서 문화

Alveolar macrophages are terminally differentiated, lung-resident macrophages of prenatal origin. Alveolar macrophages are unique in their long life and ...

Characterization of Immune Cells and Proinflammatory Mediators in the Pulmonary Environment

Immune cell expansion, activation, and trafficking to the lungs, which are controlled by the expression of multiple cytokines and chemokines, may be altered by severe brain injury. This is evidenced by the fact that pneumonia is a major cause of mortality in patients who have suffered from ischemic stroke. The goal of this protocol is to describe the use of multicolor flow cytometric analysis to identify 13 types of immune cells in the lungs of mice, including alveolar macrophages, interstitial macrophages, CD103+ or CD11b+ dendritic cells (DCs), plasmacytoid DCs, eosinophils, monocytes/monocyte-derived cells, neutrophils, lymphoid-derived&#160; T and B cells, NK cells, and NKT cells, following ischemic stroke induction by transient middle cerebral artery occlusion. Moreover, we describe the preparation of lung homogenates using a bead homogenization method, to determine the expression levels of 13 different cytokines or chemokines simultaneously by multiplex bead arrays coupled with flow cytometric analysis. This protocol can also be used to investigate the pulmonary immune response in other disease settings, such as infectious lung disease or allergic disease.

This protocol describes the use of flow cytometry to identify the changes in immune cell composition, cytokine profile, and chemokine profile in the pulmonary environment following transient middle cerebral artery occlusion, a murine model of ischemic stroke.

폐 환경에서 면역 세포 및 전염증성 중재자의 특성화

Immune cell expansion, activation, and trafficking to the lungs, which are controlled by the expression of multiple cytokines and chemokines, may be ...

Visualizing Lung Cellular Adaptations during Combined Ozone and LPS Induced Murine Acute Lung Injury

Lungs are continually faced with direct and indirect insults in the form of sterile (particles or reactive toxins) and infectious (bacterial, viral or fungal) inflammatory conditions. An overwhelming host response may result in compromised respiration and acute lung injury, which is characterized by lung neutrophil recruitment as a result of the patho-logical host immune, coagulative and tissue remodeling response. Sensitive microscopic methods to visualize and quantify murine lung cellular adaptations, in response to low-dose (0.05 ppm) ozone, a potent environmental pollutant in combination with bacterial lipopolysaccharide, a TLR4 agonist, are crucial in order to understand the host inflammatory and repair mechanisms. We describe a comprehensive fluorescent microscopic analysis of various lung and systemic body compartments, namely the broncho-alveolar lavage fluid, lung vascular perfusate, left lung cryosections, and sternal bone marrow perfusate. We show damage of alveolar macrophages, neutrophils, lung parenchymal tissue, as well as bone marrow cells in correlation with a delayed (up to 36-72 h) immune response that is marked by discrete chemokine gradients in the analyzed compartments. In addition, we present lung extracellular matrix and cellular cytoskeletal interactions (actin, tubulin), mitochondrial and reactive oxygen species, anti-coagulative plasminogen, its anti-angiogenic peptide fragment angiostatin, the mitochondrial ATP synthase complex V subunits, &#945; and &#946;. These surrogate markers, when supplemented with adequate in vitro cell-based assays and in vivo animal imaging techniques such as intravital microscopy, can provide vital information towards understanding the lung response to novel immunomodulatory agents.

Combined ozone and bacterial endotoxin exposed mice show wide-spread cell death, including that of neutrophils. We observed cellular adaptations such as disruption of cytoskeletal lamellipodia, increased cellular expression of complex V ATP synthase subunit &#946; and angiostatin in broncho-alveolar lavage, suppression of the lung immune response and delayed neutrophil recruitment.

결합 된 오존 과 LPS 유도 뮤린 급성 폐 부상 동안 폐 세포 적응 시각화

Lungs are continually faced with direct and indirect insults in the form of sterile (particles or reactive toxins) and infectious (bacterial, viral or ...

Flow Cytometric Analysis for Identification of the Innate and Adaptive Immune Cells of Murine Lung

The respiratory tract is in direct contact with the outside environment and requires a precisely regulated immune system to provide protection while suppressing unwanted reactions to environmental antigens. Lungs host several populations of innate and adaptive immune cells that provide immune surveillance but also mediate protective immune responses. These cells, which keep the healthy pulmonary immune system in balance, also participate in several pathological conditions such as asthma, infections, autoimmune diseases, and cancer. Selective expression of surface and intracellular proteins provides unique immunophenotypic properties to the immune cells of the lung. Consequently, flow cytometry has an instrumental role in the identification of such cell populations during steady-state and pathological conditions. This paper presents a protocol that describes a consistent and reproducible method to identify the immune cells that reside in the lungs of healthy mice under steady-state conditions. However, this protocol can also be used to identify changes in these cell populations in various disease models to help identify disease-specific changes in the lung immune landscape.

In this study, we present an effective and reproducible protocol to isolate the immune populations of the murine respiratory system. We also provide a method for the identification of all innate and adaptive immune cells that reside in the lungs of healthy mice, using a 9-color-based flow cytometry panel.

뮤린 폐의 선천적 및 적응성 면역 세포의 확인을 위한 유세포 분석

The respiratory tract is in direct contact with the outside environment and requires a precisely regulated immune system to provide protection while ...

마우스의 기침 민감도를 위한 비침습적 실시간 전신 혈류측정법

Methods for Detecting Cough and Airway Inflammation in Mice

Chronic cough, which lasts for more than 8 weeks, is one of the most common complaints requiring medical attention, and patients suffer from a huge socioeconomic burden and a marked decrement in quality of life. Animal models can mimic the complex pathophysiology of the cough and are important tools for cough research. The detection of cough sensitivity and airway inflammation is of great significance for studying the complex pathological mechanism of cough. This article describes the measurement of cough using a noninvasive and real-time whole-body plethysmography (WBP) system and the normative procedures for harvesting tissue samples (including blood, lung, spleen, and trachea) of mice. It introduces some methods to assess airway inflammation, including pathological changes in hematoxylin and eosin (HE)-stained lung and trachea sections, the total protein concentration, the uric acid concentration, and the lactate dehydrogenase (LDH) activity in the supernatant of bronchoalveolar lavage fluid (BALF), and the leukocytes and differential cell counts of BALF. These methods are reproducible and serve as valuable tools to study the complex pathophysiology of cough.

저자 스포트라이트: 만성 기침의 병태생리학 조사

Here, we describe the measurement of cough using a noninvasive and real-time whole-body plethysmography (WBP) system and the normative procedures for harvesting tissue samples of mice and introduce some methods to assess airway inflammation.

마우스에서 기침 및 기도 염증을 감지하는 방법

Chronic cough, which lasts for more than 8 weeks, is one of the most common complaints requiring medical attention, and patients suffer from a huge ...

쥐 폐의 기관지 폐포 세척은 염증성 세포의 침윤을 분석하는

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유동세포계측법에 의해 폐, 폐 배수 림프절의 분석과 마우스의 비 수술 Intratracheal 떨어뜨림

마우스의 호스트 면역 반응을 평가하기 위해 구인두 기관 내 PAMP 관리 및 폐포의 활용

에어웨이 저항 측정 및 마우스에 Bronchoalveolar 세척 유체 샘플링에 대한 가역, 비침습 방법

마우스의 실험 세균성 폐렴의 유도 및 표현형에 대한 비 침습적 및 기술적 비 집약적 인 방법

고립과 Murine 인간과 치경 대 식 세포의 생체 외에서 문화

폐 환경에서 면역 세포 및 전염증성 중재자의 특성화

결합 된 오존 과 LPS 유도 뮤린 급성 폐 부상 동안 폐 세포 적응 시각화

뮤린 폐의 선천적 및 적응성 면역 세포의 확인을 위한 유세포 분석

마우스에서 기침 및 기도 염증을 감지하는 방법

마우스에서 기침 및 기도 염증을 감지하는 방법