Name: assessment of respiratory function in conscious mice by double-chamber plethysmography
Uploaded: 2018-07-10T13:30:00.000+00:00
Duration: 8 min 58 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Assessment of Respiratory Function in Conscious Mice by Double-chamber Plethysmography at JoVE.com

SML은 건강 연구의 캐나다 학회에서 재학 하 여 지원, MG는 FRQS의 호흡기 건강 네트워크에서 bursary 지원 됩니다 (Fonds de 검색 뒤 퀘벡-건강) YB FRQS에서 연구 학자 이며.
저자의 기여 모든 저자는 원고 및 동영상의 개념에 기여 했다. SML 및 LD 데이터 수집. SML, LD, YB, DM, DB와 AR 수치와 원고 쓰기의 세대 데이터 분석에 기여. YB, 아칸소, KL 및 MG 비디오 스크립트 준비에 참여 했다. 놀이 YB, KL 및 MG에 의해 수행 되었다.

다음 절차는 동물 케어 (CCAC)에 캐나다 위원회의 지침에 따라 퀘벡 심장 폐 연구소 동물 관리 위원회에 의해 승인 되었다.
1입니다. 준비
<ol><li>연구
	<ol>
<li>(중요) 어떤 실험을 수행 하기 전에 적절 한 승인을 (예를들면, IACUC) 및 교육 (예: 동물 처리)를 얻을.</li>
		<li>숙지는 장비 및 운영 소프트웨어. 사용자 설명서를 읽고 하 고, 필요한 경우, 사이트의 수를 정의 입력 신호, 분석기, 및 매개 변수를 구성 파일을 만듭니다. 참고: 높은 샘플링 속도 (2 KHz)를 선택 해야 합니다.</li>
		<li>관심의 매개 변수에 대 한 분석기 설정을 구성 합니다.<ol>
<li>도구 모음 및 다음 분석기에서 조정 을 선택 합니다.</li>
			<li>호흡을 제대로 구분 하는 값을 흐름 임계값을 조정 (마우스: 0.5 mL/s) Ti + 테 호흡 속도 계산 하기 위해 선택.</li>
			<li>압 (760 mm Hg)에 대 한 값을 설정 하 고 유효 숨을 inspiratory 내쉬는 숨의 볼륨의 최대 편차를 지정 (마우스: 20%).</li>
			<li>수용의 한계를 조정 계산 매개 변수 필드에서 설정 을 클릭 합니다. 참고: 다음 설정 설명된 마우스 실험을 위해 사용 되었다: 영감 시간, 170에 50 ms; 만료 시간, 40 ~ 180 ms; 호흡, 450 30 bpm;의 주파수 특정 기도 저항, 0 ~ 15 cmH2O·s; 3 소수점의 정밀도 가진 midexpiratory 흐름.</li>
			<li>완료 되 면, 적용 및 닫기를 대화 창을 종료를 선택 합니다.</li>
		</ol>
</li>
		<li>도구 모음 메뉴에서 조정 다시 및 다음 저장 설정 원하는 데이터 저장 률으로 이동 합니다. 적용 및 닫기 창을 종료를 클릭 합니다. 참고: 모든 10에서 평균 s는 일반적으로 사용 됩니다.</li>
		<li>운영 소프트웨어 명령 및 각각에 대해 원하는 타이밍의 순서를 정의 하는 프로토콜을 만듭니다. 예를 들어 그림 1에 표시 됩니다.</li>
		<li>실험에 어로 졸에 의해 물질의 관리를 포함 하는 경우 테스트할 농도 따라 희석 하 고 적절 한 솔루션을 준비 합니다.</li>
	</ol></li>
	<li>동물
	<ol>
<li>조용한 지역 주택 룸에서 원격에서 작동 합니다. 환경 변화에 적응을 동물 허용.</li>
		<li>동물의 무게 하 고 적절 한 구속 크기를 선택 합니다.</li>
		<li>(중요) 동물 restrainer 및 이전 실험의 시작 절차에 적응 실험 디자인, 여러 새 환경 순응 세션 기간 증가 따라 (예를 들어, 5-30 분) 필요할 수 있습니다. 참고: 적응 하지 않는 동물 연구에서 제거 되어야 합니다.<ol>
<li>각 새 환경 순응 세션 다시 열기;에서 진행 restrainer 내 동물 삽입 장치를 수직으로 들고 하는 것은 도움이 될 수 있습니다.</li>
			<li>일단 동물 위치에, 다시 플런저를 삽입 하 고 부드럽게 과도 한 힘을 적용 하지 않고 장소에 그것을 잠글.</li>
			<li>(중요) 동물 일반적으로 통풍을 시각적으로 확인 하십시오. 필요한 경우, 잠금 장치를 이동 하 여 위치를 조정 합니다. 동물의 네어스는 restrainer의 내부 벽에 대하여 휴식 하는 주 둥이로 코 콘 외부 돌기는 다는 것을 확인 하십시오.</li>
			<li>흉부 챔버의 후면 패널을 분리, 삽입 restrainer 고무 흉부 챔버에 개방을 통해 동물을 포함 하 고 챔버를 닫습니다.</li>
			<li>머리 챔버를 연결 하 고 바이어스 흐름을 제공 합니다. 0.5 L/min의 흐름을 사용 하 여 마우스에 대 한.</li>
			<li>5 분 동안 긴장을 동물 허용.</li>
			<li>동물 진정 되 면, 비 강 및 흉부 흐름 신호의 녹음을 시작 합니다. 컴퓨터 화면에서 확인 하는 자취 부드러운 고 그들은 일반 호흡 패턴; 표시 그림 2에서 예제를 참조 하십시오. 참고: 경우에 프로토콜을 포함 하는 물질의에 어로 졸 관리, 염 분 도전 새 환경 순응 절차에 포함할 수 있습니다.</li>
			<li>각 세션의 끝에, 흉부 실과 restrainer에서 동물을 제거 하 고 주택 케이지 및 객실 그것을 반환 합니다.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
	<li>장비
	<ol>
<li>실험 당일 실험 세션을 시작 하 고 적절 한 구성 파일을 로드 합니다. 참고: 실험에 대 한 원하는 프로토콜 포함 되어 있는지 확인 합니다.</li>
		<li>도구 모음 메뉴에서 실행 을 이동 합니다. 실험 및 동물의 정보를 입력 합니다. 완료 되 면, 윈도우의 하단에서 실행 버튼 클릭 합니다.</li>
		<li>시스템의 교정과 진행 합니다. 각 사이트를 보정 하 고 신호를 별도로 입력 한다.<ol>
<li>바이어스 흐름 발전기, 배관의 조각을 통해 머리 챔버에 연결 켜고 흐름 속도 조정할.</li>
			<li>모자 머리 챔버의 최고 오프닝을 닫습니다.</li>
			<li>흉부 챔버의 후면 패널을 분리, 단단히 머리와 몸 챔버는 밀폐를 만들 여 고무 내부 보정 도구를 삽입 합니다. 그런 다음 닫고 흉부 챔버의 후면 패널에 재연결 합니다.</li>
			<li>흉부 챔버의 측면 포트 출장 확인 합니다.</li>
			<li>소프트웨어 도구 모음 메뉴에서 조정 하 고 보정로 이동 합니다.</li>
			<li>입력 1 (흉부) 이동한 보정 흉부 교류 신호에 대 한 보정 대화 상자를 선택 합니다.</li>
			<li>(중요) 교정 대화 창에 나열 된 매개 변수 즉, 물리적 스트레스 낮은 값을 적용, 적절 한 설정을 표시 하는 확인 하십시오: 0; 높은 값을 적용 하는 물리적 스트레스:-20 mL/s; 샘플: 통합. 완료 되 면, 낮 은 샘플 창에서 클릭 하십시오.</li>
			<li>디스플레이 창에서 생성 된 신호는 일정을 확인 하 고 클릭 닫기.</li>
			<li>플라스틱 커넥터와 튜브의 조각을 사용 하 여 흉부 챔버의 측면 포트를 통해 20 mL 주사기를 연결 합니다.</li>
			<li>(중요) 높은 샘플 창에서 선택한 즉시 가능한 일정 유량에 2 s 동안 챔버 공기의 20 mL를 주입 합니다.</li>
			<li>생성 신호 디스플레이 창 완전히 나타나는지 확인 합니다. 화살표 아이콘을 사용 하 여 신호 중심 이며 영 선 주위 대칭 여부를 확인 합니다. 다음, 닫기를 클릭 합니다. 제거 AC 오프셋 샘플 창에서 클릭 하 여 0에서 오프셋을 제거 참고: 높은 값 보정 필요 하다 면 칠 수 있습니다.</li>
			<li>권장된 범위 내 결과 환산 입력 범위 인지 확인 합니다 (마우스: ±420 mL/s ±280). (중요) 값이 허용 가능한 범위 밖에 있는 경우 교정 단계를 반복 합니다.</li>
			<li>흉부 챔버 (단계 1.3.3.6)로 비슷한 방식으로 머리 챔버를 보정. 이 시간 입력 2 (코)를선택 합니다. 참고: (중요) 높은 값을 적용 하는 물리적 스트레스에 대 한 값 설정 해야 합니다 + 20 mL/s. 이 후방 약 실에 관하여 전면 챔버에 흐름의 극성을 변경 됩니다. 따라서, 동물 호흡 할 때 두 흐름 신호 위상, sRaw을 계산 하는 데 사용 하는 지연 이외에 거의 있을 것 이다.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
</ol>2. 폐 기능 측정
<ol><li>동물의 무게 그리고 그들의 몸 무게를 참고.</li>
	<li>restrainer 내 동물을 삽입 하 고 흉부 plethysmograph 챔버 (단계 1.2.3.1 1.2.3.5) 안에 배치.</li>
	<li>적어도 5 분 동안 긴장을 동물 허용.</li>
	<li>첫 번째 단계를 선택 하 여 명령 프로토콜을 시작 하 고 실행을 클릭 합니다.</li>
	<li>동물의 호흡 신호는 일반 및 부드러운 (그림 2) 컴퓨터 화면에서 확인 합니다. 소프트웨어는 자동으로 흡입 하 여 호흡으로 계산 된 매개 변수를 표시합니다. 동물의 매개 변수 안정적인 지 확인 합니다.</li>
	<li>최대 10 분 동안 초기 조건 하에서 호흡 패턴을 기록 합니다.</li>
	<li>에 어로 졸에 의해 시험 물질의 관리와 관련 된 프로토콜에 대 한 수행 다음과 같이 합니다.<ol>
<li>필요에 따라 분무기 타임 및 듀티 사이클을 조정 합니다. 참고: 이 문서에서 설명 하는 예제에는 분무기 10 5% 듀티 사이클에서 운영 했다 s.</li>
		<li>차량 도전 (예: 염 분)을 수행 하 고 응답을 기록.</li>
		<li>필요한 경우, 단계 (예를 들어, 농도 두 배로) 고조에 분무기에 농도 변경 하 여 시험 물질의 농도 증가 하는 동물을 노출 합니다. 각 관리 후 응답을 기록 합니다.</li>
		<li>실험 세션의 끝에 자동으로 수행 하지, 녹음을 중지 하 고 주택 케이지 및 룸 동물을 반환 합니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>경우에 필요 하 고, 다른 실험 세션을 실행 하려면 도구 모음 메뉴에서 실행 을 선택 합니다.<ol>
<li>세션, plethysmograph 챔버를 청소 하 고 물으로 분무기를 헹 굴. 참고: 알코올의 사용은 plethysmograph에 돌이킬 수 없는 손상을 발생할 수 있습니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>연구 시간이 지남에 반복된 평가 포함 하는 경우 각 선택한 timepoint에 전체 측정 시퀀스를 반복 합니다. 참고: 그것은 현명 하 게 호흡 역학 폐 볼륨1,15의 몇 가지 정확한 측정 연구를 보완 하기 위해 권장 됩니다.</li>
</ol>3. 데이터 분석
참고: 소프트웨어는 자동으로 실험 파일을 저장 하 고 실험적인 세션이 닫힐 때 기록 된 매개 변수를 내보냅니다.
<ol><li>각 동물 및 실험적인 그룹에 대 한 관심의 매개 변수에 대 한 기준 평균을 계산 합니다. 참고: 표 1 그들이 제공 하는 정보의 종류에 따라 분류 하는 일반적인 파라미터의 수를 보여 줍니다.</li>
	<li>때, 특정 시점 (예를 들어, 최대 또는 최소 값), 평균, 또는 풀 타임 코스;를 사용 하 여 각 농도에서 관심의 매개 변수에 aerosolized 물질의 효과 평가 기준선에 정규화도 여겨질 수 있다.</li>
	<li>그룹 수단과 테이블 또는 그래픽 형식 오류를 사용 하 여 결과 보고 합니다. 결과 통계적으로 분석 합니다. 참고: 현재 연구에서와 양방향 ANOVAs 반복 측정 다른 DCP 판독 (sRaw와 EF50), 뿐만 아니라 다른 FOT 판독 methacholine, 알레르겐-집 먼지 진드기 (HDM)-그리고 그들의 상호 작용의 효과 평가 하는 데 사용 했다 (RN, G 및 H), 마우스의 두 변종에. Sidak의 여러 비교 테스트 다음 methacholine는 알레르기 마우스 컨트롤 마우스에서 다의 농도 결정 하기 위해 사용 되었다. 동일한 테스트 기도 방해 (sRaw와 EF50)와 환기 패턴 (BF, TV, 뮤직 비디오 및 EIP)의 해독에 일, HDM와 기준선 (즉, methacholine 전에)에 그들의 상호 작용의 효과 평가 하기 위해 사용 되었다. 피어슨의 상관 관계 sRaw DCP와 RN 는 FOT 얻은 얻은 사이의 상관 관계를 평가 하기 위해 사용 되었다. 모든 통계 분석 및 그래프 (예를 들어, GraphPad Prism) 대체 표준 통계 소프트웨어를 사용 하 여 수행 했다. p ≤ 0.05 null 가설을 거부 하기에 충분 한으로 간주 되었다.</li>
</ol>

<ol>
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의식이 있는 동물에 폐 기능을 측정 하는 능력은 명확 하 게 호흡 연구에서 보증 됩니다. 일반적으로, DCP 의식에 저절로 동물26호흡 호흡 시스템의 환기 기능을 평가 하는 흥미로운 접근 이다. 좀 더 구체적으로, DCP, 또는 그것의 머리 밖으로 변형 종종 제공 된 정보의 품질과 침해3 (표 2)의 원하는 수준 사이의 올바른 균형을 친다. 기술은 다양 한 종 (예: 마우스, 쥐, 기니 피그) 또는 동물 크기에 맞게 수 있으며 많은 연구 응용 프로그램에서 사용할 수 있습니다. 특히 병렬 연구 설계, 반복 방식으로, 호흡 기능을 모니터링 하 고 시간이 지남에 응답의 활동을 캡처에 한 번에 수많은 동물을 평가 하기 위해 유용 합니다. 더하여, 기술은 간단 하 고 상대적으로 적시에 배울 수 있습니다. 현재 신문에서 마우스에 DCP 측정을 사용 하는 프로토콜으로 사용이 손-부분을 예를 들어 중요 한 단계를 토론으로 뿐만 아니라 plethysmography 기술을 제 지 및 관련 결과.
작업할 때 의식 동물, 재현 가능한 결과 생성 하기 위해서는 주변 환경 (예를 들어, 사람이 나 활동의 제한 된 수 조용한 방)의 조건을 제어 하 필수적 이다. 이후는 restrainers 다양 한 크기에와 서, 그것은 호흡 운동을 교란 되지 않는다 그래야 적절 한 크기와 시작 하는 것이 중요. 그것은 또한 도움이 되 고 자주 동물 실험 설정 및 절차에 적응 하는 데 필요한 그것은 잘 억제 호흡 주파수12영향을 쥐에 설립. 실험 설계 나 조건에 따라 증분 기간의 여러 세션을 필요할 수 있습니다. 마지막으로, 실험의 시작에 시간을 수 있도록 방 변경 하 고 필요한 처리를 조정 하는 동물에 대 한은 호흡 패턴 지속적으로 일반 고 기준에서 편안 하 게 되도록 효과가 입증 간단한 고려. 어디 동물 들이 편안 하 게 잘 적응 하 고 진정 하는 조건 하에서 작업 결과 가변성 및 품질 또한 유리할 것 이다. 그것은 또한 카 테 콜 아민, 수 기도 구경 증가 하 고 감소 유발된 기관지의 모든 스트레스로 인 출시를 제한 합니다.
그것은 가능한 한 밀폐로 비 강 및 흉부 흐름을 분리 하는 필요 다는 것을 이해 해야 합니다. 시스템 또는 공부 하는 종에 따라 씰링 메커니즘 효능에서 뿐만 아니라 모양에 변화할 수 있다. 우리는 여기에 설명 된 DCP에 인감 동물의 주 둥이 및 억제 장치 사이 만들어집니다. DCP에 의해 호흡 기능을 평가할 때 그것은 또한 충분 하 고 지속적인 바이어스 흐름을 제공 하기 위해 필수적인 동물을 사용할 수 있는 산소의 수준에 있는 감소에 중요 한 효과 발생. 고려는 restrainer에 동물의 동요에 의해 만들어진 공기 누출에 대 한 성향 제한 하 고 함으로써 데이터의 품질을 극대화. 반면, 물개에 있는 주요 거부 데이터 집합 또는 몇 가지 매개 변수는 과소 발생 합니다.
또한 비 강 흐름 신호의 별도 녹음 수 있도록, 머리 챔버는 일반적으로 사용 aerosolized 물질을 동물을 노출. 이 문서에서 볼 수 있듯이이 응답의 다른 정도 보여 주기 위해 bronchoprovocation 테스트를 수행 하려면 활용할 수 있습니다. 이러한 실험에서 시험된 농도의 범위 조정 필요할 수 종, 스트레인, 또는 동물의 성별에 따라서 공부. 이전 설명한8,,910,27, 현재 결과 sRaw의 methacholine 유도 변화 기도 저항의 침략 FOT 측정와 잘 상관 보여 줍니다. 결과 또한 DCP 기법으로 호흡 장애를 감지 하 고 폐 (폐 조직 또는 작은 주변 항공)의 더 낮은 구획 내에서 지역화 변경 된 응답을 식별 하는 능력에 대 한 FOT로 구분 하지 않습니다 입증 . 에 어로 졸 분포 및 증 착에서 기여를 저해할 뿐만 아니라에서 공기28총 호흡 저항의 가장 큰 부분을 차지, 상부 기도의 존재 영향을 미칠 수 동물의 항공 그대로 이기 때문에, 측정에 낮은 항공. 표 3 은 DCP 기술과 FOT 사이의 다른 차이점을 요약합니다. 마지막으로, sRaw의 측정에서 동물의 전체 기도 저항 (를 포함 하 여 위 항공)을 추정 하는 이론적으로 가능한 것, 하는 동안 그것은 일반적으로 권장와 같은 침략 적인 측정 기법을 사용 하 여 DCP 평가 보완 하기 위해 상세한 호흡 역학의 직접 측정을 얻기 위해 FOT29 . 연구의 목표에 따라 상부 기도 저항 측정 여겨질 수 있다 또한30,,3132.
결론  때문에 침해의 제한 정도, DCP 호흡 연구에 중요 한 필요를 충족 할 수 있는 기술입니다. 그것은 의식 동물 공기 흐름 방해의 몇 가지 확실 한 인덱스 동시에 환기 패턴의 정확한 정보를 제공할 수입니다. 얻어진 정보 또한 진정으로 더 많은 침략 적 접근에서 그을 보완 합니다.

모델 인간의 호흡기 질병에 작은 동물의 증가 사용은 양적 그 동물의 호흡 시스템의 기능을 평가 하는 기술의 개발을 촉구 했다. 현재, 강제 진동 기술 (FOT) 작은 동물1,2호흡 역학을 평가 하는 가장 정확한 방법으로 인식 된다. 그러나, 형질 불확정성 원리에 의해 설명 했 듯이, 측정 정밀도 FOT와에서 얻은 거래에서 noninvasiveness3에 손실에 대해. 실제로, FOT 측정 기계 환기; 뿐만 아니라 마 취, 기관 절제술 또는 구강 삽 관 법을 필요로 하는 높은 제어 실험 조건 하에서 인수 실제 지금까지 시나리오입니다.
실험 요구 되어 마 취 에이전트의 사용 또는 동물의 자연 생리 상태에서 거의 비슷하게 편차에 대 한 호출의 경우에 이중-챔버 plethysmography (DCP)는 여겨질 수 있다. 그것의 이름이 나타내는 대로, DCP 설치 후방 약 실에서 두 개의 연결 된 엄밀한 챔버 분리 가능한 밀폐 동물의 머리 (또는 코), 그것의 가슴에서 전면 챔버에 내장의 구성 되어 있습니다. 설치, 내 동물 의식 하 고 구속 되 고 하는 동안 자연스럽 게 숨을 쉰 다. 약 실의 벽 확장 하거나 철회 수 없습니다, 때문에 공기는 동물의 출입의 주변 공기의 압축/압축 풀기의 결과로 후방 챔버 내부 반대 파형 하지만 해당 생성 합니다. 전면 챔버에 하나 후면 챔버에 흉부 모션에 관련 된 비 강 흐름으로 인해 파형 따라서 구분 하 고 동시에 캡처할 수 있습니다. DCP 설치 디자인에 따라 이러한 파형 각각 시간의 기능으로 챔버 압력 또는 공기 챔버의 출입에 변경 내용을 기록 하 압력 변환기 또는 pneumotachographs를 사용 하 여 인수 수 있습니다. 후자의 접근은 요즘 더 일반적 이다.
동물의 호흡 주파수 plethysmography 기술의 종류에 의해 정확 하 게 결정 될 수 있다, 하는 동안 상황이 동일 하지 않습니다 해 볼륨과 관련 된 환기 매개 변수 (예를 들어, 분 환기의 결정에 대 한 내쉬는 숨의 볼륨, 등)입니다. 전체-바디 plethysmograph (WBP) 기술, 어디 동물의 해 일 볼륨 상자 신호4,5에서 추정 된다, 반대로 DCP 기술 해 일 볼륨의 정확한 평가 제공 합니다. 이 호흡 시 폐 볼륨에 있는 변화에 비례 동물의 흉부 운동 후면 챔버에 직접 인수 관련 있다.
이러한 정확한 ventilatory 매개 변수 (예를 들어, 해 일 볼륨, 호흡 주파수 및 분 환기), 뿐만 아니라 몇 가지 장애 호흡 사이클의 모양에 사용할 수 있습니다 제어 하는 신경 측면을 조사 하는 호흡기 드라이브 또는 호흡기 반사입니다. 해당 응용 프로그램의 특정 한 예 상부 기도 감각 신경6에 흡입된 물질의 자극 잠재력의 평가 것입니다. 여기, 만료의 개시에 일시 중지의 기간 끝 inspiratory 일시 중지 (EIP), 또한6을 제동 하는 기간 이라고 라는 매개 변수를 사용 하 여 결정 됩니다. 이 일시 중지는 자극성 물질에 의해의 연장 만료6,7의 첫 번째 부분에서 브레이크의 측정 기간을 일으키는 동물의 glottis의 폐쇄와 연결 됩니다.
DCP의 또 다른 중요 한 장점은 그것 공기 흐름 방해에 민감한 두 검증 되 고 확실 한 매개 변수를 제공 합니다. 하나는 중반 갯벌 내쉬는 숨의 볼륨에는 흐름 이라고 이며 약식된 EF508,,910. 만료 동안 각 갯벌 호흡의 중간 볼륨에 공기입니다. EF50 흉부 흐름 추적에서 추출 되 고 따라서 전면 챔버 (즉, 머리 아웃 구성에서) 없이 측정 될 수 있다. 다른 하나는 특정 기도 저항 이라고 하 고 약식된 sRaw11,,1213. SRaw의 결정 그것은 이러한 별도 호흡 추적 영감의 끝 없는 흐름 시점 사이의 시간 지연에서 계산 된 동물의 비 강 및 흉부 흐름의 동시 녹음을 해야 합니다. 근거는이 지연 sRaw에 관한 기초를 설명 하는 expatiated 이전11. 간단히 말하면, 폐 볼륨의 변화 앞에 공기의 움직임 압력 기울기 드라이브 공기 흐름 순서로 개발 필요가 있기 때문. 조용히 호흡 건강 한 동물,이 지연은 일반적으로 매우 작습니다. 그러나, 주어진된 흐름 (예를 들어, 적절 한 환기를 제공 하기에 충분 한 흐름)을 수용 하는 데 필요한 압력 기온 변화도 기도 저항의 정도 의해 영향을 받습니다. 기관지, 하는 동안 예를 들어 주어진된 흐름을 수용 하는 데 필요한 압력의 그라데이션이 큽니다, 동물 호흡 열심히 하는 의미는. 동물의 흉부에 압력의 큰 그라데이션 또한 후면 챔버의 송수신 흐름의 큰 부분은 총 흉부 확장/철회 하는 부분의 흉부 내 공기의 압축/압축 때문은 의미 비 강 흐름 단계 밖 으로입니다. 기관지 인 증가 저항 후면 및 전면 챔버 사이의 지연을 증가 따라서 그리고 그로 인하여 증가 sRaw. 압력 공기는 폐의 출입의 그라데이션 또한 초기 흉부 가스 볼륨 (TGV)에 의해 좌우 된다. 큰 TGV에 예를 들어 압력의 주어진된 그라디언트를 생성 하는 데 필요한 흉부의 확장/철회 크면 (단순히 압력의 주어진된 그라디언트를 생성 하는 데 필요한 볼륨 변위 큽니다 때문에), 이것 또한 그 의미는 동물 호흡 열심히 있다. 다시, 이러한 추가 흉부 치환은 흉부에 공기 압축/압축 하는 데 필요한 것 들 되며 따라서 위상 비 강 흐름. 그래서, 증가 TGV 챔버 사이의 지연을 증가 하 고 그로 인하여 증가 sRaw. 볼 수 있듯이 기관지와 증가 TGV 공기는 폐의 출입을 더 중요 한 노력에 결과. 이것은, 본질적으로, sRaw의 생리 적인 의미입니다. 5,14호흡에 필요한 작업을 나타냅니다.
그것은 이렇게 두 가지 요인 sRaw 영향을 이해 하는 것이 중요: 기도 저항 및 TGV. 사실, sRaw 기도 저항 및 TGV11의 제품으로 표현할 수 있습니다. 의식이 있는 동물 그들의 환기는 주어진된 환경에 적응으로 자유로이 그들의 TGV를 수정할 수 있습니다. 여기서 동물의 자연 생리 상태는 변경 하지, 이러한 조건 하에서 그것 불가능 따라서 sRaw에 변화 기도 저항에는 변경, TGV에 변화 또는 둘의 혼합에서 유래 여부를 분별 합니다. 따라서, 호흡 역학 FOT1,15제공 하 폐 볼륨의 더 침략 적인 측정 DCP 평가 보완 하는 것이 좋습니다.
날짜 하려면, DCP는 다양 한 연구 응용 프로그램에서 사용 되었습니다. 기술과 사용할 수 있는 또는 머리 챔버 없이 양적 의식 작은 동물 호흡 기능에 제약 에이전트, 알레르기 증상, irritants 또는 다른 중재자와 같은 다양 한 물질의 효과 정확 하 게 평가 16,,1718. 앞 상공으로 aerosolized 물질 또는 다양 한 가스 농도 (hypoxia, hypercapnia, 등)19을 제공 하는 간단한 챔버를 사용할 수 있습니다. 편리 하 게, 그것 수반이 노출의 급성 효과 측정할 수 있습니다. 사실, DCP의 일반적인 용도 중 하나는 호흡기 질환20,,2122,23, 의 다른 모델에 aerosolized methacholine에 응답의 정도 평가 하는 24 , 25.
DCP 기술은 겉보기 간단 하지만 몇 가지 실용적인 과제 수 잠재적으로 미숙한 사용자를 낙담 하거나 정확성과 결과의 재현성에 악영향. 현재 종이 의식, 제 지, 저절로 호흡 쥐 DCP에 의해 성공적으로 레코드 호흡기 기능으로 권장된 절차에 대 한 자세한 설명을 제공합니다. 설명은 명시 된 장비 ( 테이블의 자료를 참조 하십시오). 유틸리티 및 DCP의 값은 기준선에서 테스트 하는 쥐의 2 개의 긴장 및 aerosolized methacholine 응답 폐 알레르기 염증의 일반적인 모델에도 시연 했다.

<table><tbody><tr><td>Acetyl-&amp;beta;-methylcholine chloride&amp;nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A-2251</td><td>Methacholine</td></tr><tr><td>Phosphate buffered saline</td><td>Multicell</td><td>311-506-CL</td><td>PBS 10X</td></tr><tr><td>House dust mite extract</td><td>GREER</td><td>290902</td><td>HDM&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>DCP complete system</td><td>&amp;nbsp;SCIREQ Inc. /emka TECHNOLOGIES</td><td></td><td></td></tr><tr><td>iox software</td><td>&amp;nbsp;SCIREQ Inc. /emka TECHNOLOGIES</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Aerogen Aeroneb nebulizer</td><td>&amp;nbsp;SCIREQ Inc. /emka TECHNOLOGIES</td><td></td><td></td></tr><tr><td>flexiVent FX complete system</td><td>&amp;nbsp;SCIREQ Inc. /emka TECHNOLOGIES</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

assessment of respiratory function in conscious mice by double-chamber plethysmography

어 볼륨 변경 의식 주제 본문 상자 내에서 자발적으로 호흡에 의해 만들어진 plethysmography, 비 접촉 뿐만 아니라 실험 동물에서 인간에서 호흡 기능의 일부 기능을 평가 하는 기술의 기초에 있습니다. 현재 문서는 작은 동물에서 이중-챔버 plethysmography (DCP)의 응용 프로그램에 초점을 맞추고. 그것은 성공적으로 자연스럽 게 비-침략 적 방식으로 동물을 호흡 하는 의식, 호흡 기능을 평가 하는 자세한 단계별 절차 및 방법론에 배경 정보를 제공 합니다. DCP 반복된 방식으로 동시에, 또한 선택한 기간 동안 aerosolized 물질에 의해 유도 된 변화를 식별에 관해서는 여러 동물의 호흡 기능을 모니터링 하는 데 사용할 수 있습니다. 제어 및 알레르기 생쥐 실험 관련 장점과 단점을 토론으로 기술의 유틸리티 설명, 설명 뿐만 아니라 관련된 결과 매개 여기 사용 됩니다. 전반적으로, DCP는 기준선에서와 aerosolized 물질 도전 후 의식 작은 동물의 호흡 기능을 평가 하기 위해 신뢰할 수 있는 유효 하 고 이론적으로 소리 정보를 제공 합니다.

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Assessment of Respiratory Function in Conscious Mice by Double-chamber Plethysmography

현재 문서의 목적은 더블 챔버 plethysmography 여 의식 쥐에 호흡 기능을 평가 하는 권장된 절차에 대 한 자세한 설명을 제공 하는 것 이다.

더블 챔버 Plethysmography 여 의식 생쥐에 호흡기 기능의 평가

Air volume changes created by a conscious subject breathing spontaneously within a body box are at the basis of plethysmography, a technique used to ...

assessment-respiratory-function-conscious-mice-double-chamber

Research

JoVE Journal

Medicine

42.8K 조회수.  Université Laval. 현재 문서의 목적은 더블 챔버 plethysmography 여 의식 쥐에 호흡 기능을 평가 하는 권장된 절차에 대 한 자세한 설명을 제공 하는 것 이다.

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Hyperinsulinemic-euglycemic Clamps in Conscious, Unrestrained Mice

Type 2 diabetes is characterized by a defect in insulin action. The hyperinsulinemic-euglycemic clamp, or insulin clamp, is widely considered the "gold standard" method for assessing insulin action in vivo. During an insulin clamp, hyperinsulinemia is achieved by a constant insulin infusion. Euglycemia is maintained via a concomitant glucose infusion at a variable rate. This variable glucose infusion rate (GIR) is determined by measuring blood glucose at brief intervals throughout the experiment and adjusting the GIR accordingly. The GIR is indicative of whole-body insulin action, as mice with enhanced insulin action require a greater GIR. The insulin clamp can incorporate administration of isotopic 2[14C]deoxyglucose to assess tissue-specific glucose uptake and [3-3H]glucose to assess the ability of insulin to suppress the rate of endogenous glucose appearance (endoRa), a marker of hepatic glucose production, and to stimulate the rate of whole-body glucose disappearance (Rd).
The miniaturization of the insulin clamp for use in genetic mouse models of metabolic disease has led to significant advances in diabetes research. Methods for performing insulin clamps vary between laboratories. It is important to note that the manner in which an insulin clamp is performed can significantly affect the results obtained. We have published a comprehensive assessment of different approaches to performing insulin clamps in conscious mice1 as well as an evaluation of the metabolic response of four commonly used inbred mouse strains using various clamp techniques2. Here we present a protocol for performing insulin clamps on conscious, unrestrained mice developed by the Vanderbilt Mouse Metabolic Phenotyping Center (MMPC; URL: www.mc.vanderbilt.edu/mmpc). This includes a description of the method for implanting catheters used during the insulin clamp. The protocol employed by the Vanderbilt MMPC utilizes a unique two-catheter system3. One catheter is inserted into the jugular vein for infusions. A second catheter is inserted into the carotid artery, which allows for blood sampling without the need to restrain or handle the mouse. This technique provides a significant advantage to the most common method for obtaining blood samples during insulin clamps which is to sample from the severed tip of the tail. Unlike this latter method, sampling from an arterial catheter is not stressful to the mouse1. We also describe methods for using isotopic tracer infusions to assess tissue-specific insulin action. We also provide guidelines for the appropriate presentation of results obtained from insulin clamps.

The hyperinsulinemic-euglycemic clamp, or insulin clamp, is the gold standard for assessing insulin action in vivo. A method for performing insulin clamps in mice is described. This includes a method for arterial catheterization that permits experiments to be performed in conscious, unrestrained mice with minimal stress.

의식 억제 마우스에 인슈린 과다 - euglycemic 클램프

Type 2 diabetes is characterized by a defect in insulin action. The hyperinsulinemic-euglycemic clamp, or insulin clamp, is widely considered the "gold ...

연구

의학

Evaluation of Respiratory Muscle Activation Using Respiratory Motor Control Assessment (RMCA) in Individuals with Chronic Spinal Cord Injury

During breathing, activation of respiratory muscles is coordinated by integrated input from the brain, brainstem, and spinal cord. When this coordination is disrupted by spinal cord injury (SCI), control of respiratory muscles innervated below the injury level is compromised1,2 leading to respiratory muscle dysfunction and pulmonary complications. These conditions are among the leading causes of death in patients with SCI3. Standard pulmonary function tests that assess respiratory motor function include spirometrical and maximum airway pressure outcomes: Forced Vital Capacity (FVC), Forced Expiratory Volume in one second (FEV1), Maximal Inspiratory Pressure (PImax) and Maximal Expiratory Pressure (PEmax)4,5. These values provide indirect measurements of respiratory muscle performance6. In clinical practice and research, a surface electromyography (sEMG) recorded from respiratory muscles can be used to assess respiratory motor function and help to diagnose neuromuscular pathology. However, variability in the sEMG amplitude inhibits efforts to develop objective and direct measures of respiratory motor function6. Based on a multi-muscle sEMG approach to characterize motor control of limb muscles7, known as the voluntary response index (VRI)8, we developed an analytical tool to characterize respiratory motor control directly from sEMG data recorded from multiple respiratory muscles during the voluntary respiratory tasks. We have termed this the Respiratory Motor Control Assessment (RMCA)9. This vector analysis method quantifies the amount and distribution of activity across muscles and presents it in the form of an index that relates the degree to which sEMG output within a test-subject resembles that from a group of healthy (non-injured) controls. The resulting index value has been shown to have high face validity, sensitivity and specificity9-11. We showed previously9 that the RMCA outcomes significantly correlate with levels of SCI and pulmonary function measures. We are presenting here the method to quantitatively compare post-spinal cord injury respiratory multi-muscle activation patterns to those of healthy individuals.

Evaluation of Respiratory Muscle Activation Using Respiratory Motor Control Assessment RMCA in Individuals with Chronic Spinal Cord Injury

The purpose of this publication is to present our original work on a multi-muscle surface electromyographic approach to quantitatively characterize respiratory muscle activation patterns in individuals with chronic spinal cord injury using vector-based analysis.

만성 척수 부상으로 개인의 호흡기 모터 제어 평가 (RMCA)를 사용하여 호흡 근육 활성화의 평가

During breathing, activation of respiratory muscles is coordinated by integrated input from the brain, brainstem, and spinal cord. When this coordination ...

Method to Obtain Pattern of Breathing in Senescent Mice through Unrestrained Barometric Plethysmography

Unrestrained barometric plethysmography (UBP) is a method for quantifying the pattern of breathing in mice, where breathing frequency, tidal volume, and minute ventilation are routinely reported. Moreover, information can be collected regarding the neural output of breathing, including the existence of central apneas and augmented breaths. An important consideration for UBP is obtaining a breathing segment with a minimal impact of anxious or active behaviors, to elucidate the response to breathing challenges. Here, we present a protocol that allows for short, quiet baselines to be obtained in aged mice, comparable to waiting for longer bouts of quiet breathing. The use of shorter time segments is valuable, as some strains of mice may be increasingly excitable or anxious, and longer periods of quiet breathing may not be achieved within a reasonable timeframe. We placed 22 month-old mice in a UBP chamber and compared four 15 s quiet breathing segments between minutes 60&#8211;120 to a longer 10 min quiet breathing period that took&#160;2&#8211;3 h to acquire. We also obtained counts of central apneas and augmented breaths prior to the quiet breathing segments, following a 30 min familiarization period. We show that 10 min of quiet breathing is comparable to using a much shorter 15 s duration. Additionally, the time leading up to these 15 s quiet breathing segments can be used to gather data regarding apneas of central origin. This protocol allows investigators to collect pattern-of-breathing data in a set amount of time and makes quiet baseline measures feasible for mice that may exhibit increased amounts of excitable behavior. The UBP methodology itself provides a useful and noninvasive way to collect pattern-of-breathing data and allows for mice to be tested over several time points.

Unrestrained barometric plethysmography is used to quantify the pattern of breathing in awake mice. We show that 15 s segments under a standardized protocol display similar values to an extended duration of quiet breathing. This methodology also allows for the quantification of apnea and augmented breaths during the first hour in the chamber.

억제되지 않은 기압 변량 을 통해 노화 마우스에서 호흡 패턴을 얻는 방법

Unrestrained barometric plethysmography (UBP) is a method for quantifying the pattern of breathing in mice, where breathing frequency, tidal volume, and ...

행동분석학

Assessment of Right Ventricular Structure and Function in Mouse Model of Pulmonary Artery Constriction by Transthoracic Echocardiography

Emerging clinical data support the notion that RV dysfunction is critical to the pathogenesis of cardiovascular disease and heart failure1-3. Moreover, the RV is significantly affected in pulmonary diseases such as pulmonary artery hypertension (PAH). In addition, the RV is remarkably sensitive to cardiac pathologies, including left ventricular (LV) dysfunction, valvular disease or RV infarction4. To understand the role of RV in the pathogenesis of cardiac diseases, a reliable and noninvasive method to access the RV structurally and functionally is essential.
A noninvasive trans-thoracic echocardiography (TTE) based methodology was established and validated for monitoring dynamic changes in RV structure and function in adult mice. To impose RV stress, we employed a surgical model of pulmonary artery constriction (PAC) and measured the RV response over a 7-day period using a high-frequency ultrasound microimaging system. Sham operated mice were used as controls. Images were acquired in lightly anesthetized mice at baseline (before surgery), day 0 (immediately post-surgery), day 3, and day 7 (post-surgery). Data was analyzed offline using software.
Several acoustic windows (B, M, and Color Doppler modes), which can be consistently obtained in mice, allowed for reliable and reproducible measurement of RV structure (including RV wall thickness, end-diastolic&#160;and end-systolic dimensions), and function (fractional area change, fractional shortening, PA peak velocity, and peak pressure gradient) in normal mice and following PAC.
Using this method, the pressure-gradient resulting from PAC was accurately measured in real-time using Color Doppler mode and was comparable to direct pressure measurements performed with a Millar high-fidelity microtip catheter. Taken together, these data demonstrate that RV measurements obtained from various complimentary views using echocardiography are reliable, reproducible and can provide insights regarding RV structure and function. This method will enable a better understanding of the role of RV cardiac dysfunction.

Right ventricle (RV) dysfunction is critical to the pathogenesis of cardiovascular disease, yet limited methodologies are available for its evaluation. Recent advances in ultrasound imaging provide a noninvasive and accurate option for longitudinal RV study. Herein, we detail a step-by-step echocardiographic method using a murine model of RV pressure overload.

경 흉부 심 초음파에 의한 폐동맥 수축의 마우스 모델에서 마우스 오른쪽 심실 구조 및 기능의 평가

Emerging clinical data support the notion that RV dysfunction is critical to the pathogenesis of cardiovascular disease and heart failure1-3. Moreover, ...

Diagnostic Ultrasound Imaging of Mouse Diaphragm Function

Function analysis of rodent respiratory skeletal muscles, particularly the diaphragm, is commonly performed by isolating muscle strips using invasive surgical procedures. Although this is an effective method of assessing in vitro diaphragm activity, it involves non-survival surgery. The application of non-invasive ultrasound imaging as an in vivo procedure is beneficial since it not only reduces the number of animals sacrificed, but is also suitable for monitoring disease progression in live mice. Thus, our ultrasound imaging method may likely assist in the development of novel therapies that alleviate muscle injury induced by various respiratory diseases. Particularly, in clinical diagnoses of obstructive lung diseases, ultrasound imaging has the potential to be used in conjunction with other standard tests to detect the early onset of diaphragm muscle fatigue. In the current protocol, we describe how to accurately evaluate diaphragm contractility in a mouse model using a diagnostic ultrasound imaging technique.

Diagnostic ultrasound imaging has proven to be effective in diagnosing various respiratory diseases in human and animal subjects. We demonstrate a comprehensive ultrasound protocol utilized by Dr. Zuo's lab to analyze diaphragm kinetics specifically in mouse models. This is also a non-invasive research technique which can provide quantitative information on mouse respiratory muscle function.

마우스 다이어프램 기능의 진단 초음파 이미징

Function analysis of rodent respiratory skeletal muscles, particularly the diaphragm, is commonly performed by isolating muscle strips using invasive ...

Automated Measurement of Pulmonary Emphysema and Small Airway Remodeling in Cigarette Smoke-exposed Mice

COPD is projected to be the third most common cause of mortality world-wide by 2020(1). Animal models of COPD are used to identify molecules that contribute to the disease process and to test the efficacy of novel therapies for COPD. Researchers use a number of models of COPD employing different species including rodents, guinea-pigs, rabbits, and dogs(2). However, the most widely-used model is that in which mice are exposed to cigarette smoke. Mice are an especially useful species in which to model COPD because their genome can readily be manipulated to generate animals that are either deficient in, or over-express individual proteins. Studies of gene-targeted mice that have been exposed to cigarette smoke have provided valuable information about the contributions of individual molecules to different lung pathologies in COPD(3-5). Most studies have focused on pathways involved in emphysema development which contributes to the airflow obstruction that is characteristic of COPD. However, small airway fibrosis also contributes significantly to airflow obstruction in human COPD patients(6), but much less is known about the pathogenesis of this lesion in smoke-exposed animals. To address this knowledge gap, this protocol quantifies both emphysema development and small airway fibrosis in smoke-exposed mice. This protocol exposes mice to CS using a whole-body exposure technique, then measures respiratory mechanics in the mice, inflates the lungs of mice to a standard pressure, and fixes the lungs in formalin. The researcher then stains the lung sections with either Gill&#8217;s stain to measure the mean alveolar chord length (as a readout of emphysema severity) or Masson&#8217;s trichrome stain to measure deposition of extracellular matrix (ECM) proteins around small airways (as a readout of small airway fibrosis). Studies of the effects of molecular pathways on both of these lung pathologies will lead to a better understanding of the pathogenesis of COPD.

The goal of this protocol is to provide automated methods to quantify chronic lung pathologies in a murine model of COPD. The protocol includes exposing mice to cigarette smoke (CS), measuring pulmonary function, inflating the lungs, and using morphometry methods to measure emphysema and small airway remodeling in mice.

담배 연기에 노출 된 마우스의 폐 폐기종 및 작은기도 리모델링 자동 측정

COPD is projected to be the third most common cause of mortality world-wide by 2020(1).  Animal models of COPD are used to identify molecules that ...

Repeated Measurement of Respiratory Muscle Activity and Ventilation in Mouse Models of Neuromuscular Disease

Accessory respiratory muscles help to maintain ventilation when diaphragm function is impaired. The following protocol describes a method for repeated measurements over weeks or months of accessory respiratory muscle activity while simultaneously measuring ventilation in a non-anesthetized, freely behaving mouse. The technique includes the surgical implantation of a radio transmitter and the insertion of electrode leads into the scalene and trapezius muscles to measure the electromyogram activity of these inspiratory muscles. Ventilation is measured by whole-body plethysmography, and animal movement is assessed by video and is synchronized with electromyogram activity. Measurements of muscle activity and ventilation in a mouse model of amyotrophic lateral sclerosis are presented to show how this tool can be used to investigate how respiratory muscle activity changes over time and to assess the impact of muscle activity on ventilation. The described methods can easily be adapted to measure the activity of other muscles or to assess accessory respiratory muscle activity in additional mouse models of disease or injury.

This paper introduces a method for repeated measurements of ventilation and respiratory muscle activity in a freely behaving amyotrophic lateral sclerosis (ALS) mouse model throughout disease progression with whole-body plethysmography and electromyography via an implanted telemetry device.

신경 근육 질환의 마우스 모델에서 호흡 근육 활동 및 환기의 반복 측정

Accessory respiratory muscles help to maintain ventilation when diaphragm function is impaired. The following protocol describes a method for repeated ...

Evaluation of Respiratory System Mechanics in Mice using the Forced Oscillation Technique

The forced oscillation technique (FOT) is a powerful, integrative and translational tool permitting the experimental assessment of lung function in mice in a comprehensive, detailed, precise and reproducible manner. It provides measurements of respiratory system mechanics through the analysis of pressure and volume signals acquired in reaction to predefined, small amplitude, oscillatory airflow waveforms, which are typically applied at the subject's airway opening. The present protocol details the steps required to adequately execute forced oscillation measurements in mice using a computer-controlled piston ventilator (flexiVent; SCIREQ Inc, Montreal, Qc, Canada). The description is divided into four parts: preparatory steps, mechanical ventilation, lung function measurements, and data analysis. It also includes details of how to assess airway responsiveness to inhaled methacholine in anesthetized mice, a common application of this technique which also extends to other outcomes and various lung pathologies. Measurements obtained in na&iuml;ve mice as well as from an oxidative-stress driven model of airway damage are presented to illustrate how this tool can contribute to a better characterization and understanding of studied physiological changes or disease models as well as to applications in new research areas.

The present protocol provides a detailed step-by-step description of the procedures required to execute measurements of respiratory system mechanics as well as the assessment of airway responsiveness to inhaled methacholine in mice using the forced oscillation technique (flexiVent; SCIREQ Inc, Montreal, Qc, Canada).

강제 진동 기술을 사용하여 마우스의 호흡기 시스템 역학의 평가

The  forced oscillation technique (FOT) is a powerful, integrative and translational  tool permitting the experimental assessment of lung function in mice ...

생물학

Simplified Whole Body Plethysmography to Characterize Lung Function During Respiratory Melioidosis

Surrogate animal models of disease are subject to the 3Rs of Responsible Research. There is a frequent revisiting of refinements to animal models to ensure that both animal welfare and scientific insights advance with the availability of new technologies. This article demonstrates the use of Simplified Whole Body Plethysmography (sWBP) to non-invasively study respiratory failure in a model of lethal respiratory melioidosis. sWBP has the sensitivity to detect breathing in mice through the entirety of the course of the disease, allowing for the moribund-associated symptoms (bradypnea and hypopnea) to be measured and potentially used to develop humane endpoint criteria.
Some of the benefits of sWBP in the context of respiratory disease are that host breath monitoring comes the closest of any physiologic measurement at assessing dysfunction of the primary infected tissue, namely, the lung. In addition to biological significance, the use of sWBP is rapid and non-invasive, minimizing stress in research animals. This work demonstrates the use of in-house sWBP apparatus to monitor disease throughout the course of respiratory failure in the murine model of respiratory melioidosis.

This protocol presents the construction and use of a Simplified Whole Body Plethysmography apparatus to monitor bacterial respiratory disease progression non-invasively.

호흡기 멜리오이드증 동안 폐 기능을 특성화하기 위해 단순화 된 전신 혈량 검사

Surrogate animal models of disease are subject to the 3Rs of Responsible Research. There is a frequent revisiting of refinements to animal models to ...

면역학 및 감염병학

Measuring Respiratory Function in Mice Using Unrestrained Whole-body Plethysmography

Respiratory dysfunction is one of the leading causes of morbidity and mortality in the world and the rates of mortality continue to rise. Quantitative assessment of lung function in rodent models is an important tool in the development of future therapies. Commonly used techniques for assessing respiratory function including invasive plethysmography and forced oscillation. While these techniques provide valuable information, data collection can be fraught with artefacts and experimental variability due to the need for anesthesia and/or invasive instrumentation of the animal. In contrast, unrestrained whole-body plethysmography (UWBP) offers a precise, non-invasive, quantitative way by which to analyze respiratory parameters. This technique avoids the use of anesthesia and restraints, which is common to traditional plethysmography techniques. This video will demonstrate the UWBP procedure including the equipment set up, calibration and lung function recording. It will explain how to analyze the collected data, as well as identify experimental outliers and artefacts that results from animal movement. The respiratory parameters obtained using this technique include tidal volume, minute volume, inspiratory duty cycle, inspiratory flow rate and the ratio of inspiration time to expiration time. UWBP does not rely on specialized skills and is inexpensive to perform. A key feature of UWBP, and most appealing to potential users, is the ability to perform repeated measures of lung function on the same animal.

The assessment of respiratory physiology has traditionally relied upon techniques, which require restraint or sedation of the animal. Unrestrained whole-body plethysmography, however, provides precise, non-invasive, quantitative analysis of respiratory physiology in animal models. In addition, the technique allows repeated respiratory assessment of mice allowing for longitudinal studies.

무제한 전신 혈량 측정법을 사용하여 마우스의 호흡 기능을 측정

Respiratory dysfunction is one of the leading causes of morbidity and mortality in the world and the rates of mortality continue to rise. Quantitative ...