Name: isolating and incorporating light-harvesting antennas from diatom cyclotella meneghiniana in liposomes with thylakoid lipids
Uploaded: 2018-08-28T14:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 28 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Isolating and Incorporating Light-Harvesting Antennas from Diatom Cyclotella Meneghiniana in Liposomes with Thylakoid Lipids at JoVE.com

우리는 FCP 정화에 모이 라 Adeel 아마 드 감사합니다. 교수 클 Büchel 유용한 토론에 대 한 인정은 원고를 읽고. 이 작품은 LD (DI1956-1/1)에 독일 연구 재단 및 LD. Feodor Lynen 친교의 훔볼트 재단에 의해 지원 되었다

참고: FCPs 등 광합성 단지는 빛과 열에 매우 취약 합니다. 항상 얼음에 및 아주 희미 한 불빛 아래에서 작동 합니다.
1입니다. 셀에서 FCP의 격리
<ol><li>
C. meneghiniana 세포에서 Thylakoid 격리
	<ol>
<li>C. meneghiniana 각 ASP 매체23,25 및 50 백만 셀의 300 mL 가득 5 500 mL 플라스 크에 성장. 면 마 개와 함께 플라스 크를 연결 하 고 빛 16 h 120 rpm에서 통에 약 1 주일에 대 한 지 수 성장 단계 및 8 h 40 µmol photons/(m²s) 흰 빛에서 어두운 단계 15-18 ° C. 사이의 온도에 성장 하는 세포 수 셀 카운터 챔버와 1.5-2 백만 셀/mL 사이 휴대폰 번호 인지 확인 합니다.</li>
		<li>고속 원심 분리기에 15 분 동안 500 mL 원심 분리기 튜브 (4 ° C)와 precooled로 터에서 4000 x g 에서 셀 원심 다시 pipetting으로 균질 버퍼 (HB, 표 1)의 12 mL에서 셀 펠 릿을 일시 중단 합니다.<ol>
<li>단일 50ml 플라스틱 튜브에 정지를 전송. -80 ° C에서 샘플을 저장 하거나 1.1.3 단계를 진행 합니다.</li>
		</ol>
</li>
		<li>전 멋진 비드 밀 및 장비. 유리 비드 혼합물으로 75% 비드 밀의 50 mL 비 커를 세포 현 탁 액 추가. 세포 파쇄, 최고 속도로 30 7 x 45의 펄스 사용 각 맥 박 사이 냉각의 s. 1.1.6 단계에서의 품질 검사에 대 한 방해 셀 20 µ L를 가져가 라.</li>
		<li>그들은 분명히 표시 때까지 유리 구슬에는 HB를 붓는 의해 유리 필터 퍼 널 및 세척 방해 세포를 필터링 합니다. 여과 액으로 씻어 분수 풀입니다. 150 mL 보다 낮은 최종 볼륨을 유지.</li>
		<li>140 x g 3 50 mL 플라스틱 튜브를 사용 하 여 작은 세포 파편을 15 분에 대 한 샘플 원심 신중 하 게 20 mL 폴 리카 보 네이트 ultracentrifugation 튜브에는 상쾌한 전송 및 삭제는 펠 릿.<ol>
<li>HB와 튜브를 작성 하 고 무게를 equilibrate 300000 x g 와 펠 렛의 thylakoid 막에 4 ° C에서 1 시간에 대 한 적합 한 회전자에 원심.</li>
		</ol>
</li>
		<li>원심 분리 시간을 사용 하 여 1.1.3에 20 µ L 샘플 400 배 확대에 현미경에 의해 방해 셀의 비율을 확인. 엽록체를 무료 고 frustules (실리 카 포탄)를 포함 하는 엽록체 사이의 비율을 계산 합니다. 참고: 규조류 세포 벽 높게 현미경에서 물질을 diffracting로 표시 되는 실리 카의 만들어집니다. 엽록체를 녹색 점 발생 한다 발표 되었습니다 셀에서 셀 중단 했다면.</li>
		<li>다시 가능한 작은 세척 버퍼와 막 펠 릿을 일시 중단 (0.5-1 mL) 작은 페인 터의 브러시를 사용 하 여. 폴 리 카보 네이트 ultracentrifugation 튜브 버퍼 (표 1) 세척 하는 것을 채워, 그들의 무게와 200000 x g 와 4 ° C에서 20 분 동안 원심 분리기 equilibrate<ol>
<li>다시는 페인 터의 브러시 세척된 막 일시 중단 합니다. 가능 한 한 높은 thylakoid 농도 유지 하는 데 필요한 경우에 세척 버퍼를 추가 합니다. 하나의 샘플 유리병 (15 mL)에 모든 thylakoids 풀.</li>
		</ol>
</li>
		<li>미리 100% 아세톤의 90 µ L와 10 µ L의 샘플을 사용 하 여 샘플을 희석. 침전 된 단백질 pellet을 5 분 동안 12000 x g 에서 원심. predilution의 10 µ L 고 990 µ L 90% 아세톤의 혼합.<ol>
<li>엽록소 a와 c 664에서의 흡 광도 (ABS) 측정 및 630 nm에서 90% 아세톤. ABS750nm 두 값에서 뺍니다. 다음 수식을 사용 하 여 총 엽록소 콘텐츠 결정:24 1)<img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/58017/58017eq1.jpg"> 2)<img alt="Equation 2" src="/files/ftp_upload/58017/58017eq2.jpg">
</li>
		</ol>
</li>
		<li>1.5 mL 반응 관에서 총 엽록소의 0.5 mg의 부분에서 aliquot thylakoids 액체 질소에서 그들을 멈추게 하 고 추가 사용까지-80 ° C에서 그들을 저장 합니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
분리 및 FCP 복합물의 농도
	<ol>
<li>자당 그라데이션 솔루션을 준비 하 고 ultracentrifuge 튜브 로딩 볼륨 (300-500 µ L) 마이너스 상단까지 작성. 그들은 완전히 고정 될 때까지-20 ° C에서 튜브를 고정 합니다. 튜브는 17 mL 튜브에 대 한 3-4 h + 4 ° C에서 녹여 수 있습니다.<ol>
<li>두 번을 더 나은 해상도 대 한 그라데이션 수정 동결-해 동 주기를 반복 합니다.</li>
		</ol>
</li>
		<li>1.1.9 엽록소의 0.5 밀리 그램에 해당에서 얻은 샘플을 사용 하 고 버퍼 B1 조정 (표 1) 2 mL의 최종 볼륨을. 가용 화, 20 m m의 최종 농도에 n-라우릴-β-D-maltopyranoside (b-DDM)를 추가 합니다.<ol>
<li>반전 튜브 3 번 하 고 부드러운 거품을 피하기 위해 동요와 20 분 동안 얼음에 그것을 배치. 12000 x g + 4 ° c.에 미리 냉각된 테이블 상단 원심 분리기에서 5 분 동안 원심 분리기</li>
		</ol>
</li>
		<li>그라데이션에 상쾌한을 로드 합니다. 17 mL 튜브 사용 하는 경우에 그라데이션 당 총 엽록소의 이상의 125 µ g를 로드 하지 마십시오. 22 h g 와 + 4 ° C x 100, 000에 대 한 원심 분리기<ol>
<li>주사기 (그림 2A)를 사용 하 여 그라데이션에서 원하는 갈색 FCP 분수를 복구 합니다. 5 µ L aliquot 고 B1a의 995 µ L로 희석.</li>
		</ol>
</li>
		<li>UV-VI-분 광 광도 계에 370-750 nm 사이의 흡 광도 (ABS) 스펙트럼을 측정 합니다. 세미 마이크로 광학 유리 큐 벳을 사용 합니다.<ol>
<li>스펙트럼 관리자 소프트웨어, 열고, 스펙트럼 모드에가 서 750 370에서 기준 기록 nm 다음 샘플 측정. 다음 설정을 사용 하 여: 스캔 속도, 200 nm/분; 데이터 피치, 0.5 nm; 응답, 중간입니다.</li>
		</ol>
</li>
		<li>micropipette와 복구 된 샘플의 볼륨을 측정 합니다. B1 버퍼 (표 1) 두번 복구 된 볼륨을 추가 하 여 FCP 복합물을 세척. 1000 x g 및 적어도 20의 ABS672nm 에 4 ° C에서 컷오프 30 kDa 막 집중 장치에 집중 한다. 참고: B-DDM 농도 micelle 농축 샘플 칸에 인해 상승 수 있습니다. 이 FCP 단지의 추가 가용 화 이어질 수 있습니다! 세제 사용 가능한 버퍼 B1 추가 단계를 세척 하는 경우 잔여 자당을 제거 하는 데 필요한 추가-가용 화를 하지 마십시오.</li>
		<li>20 µ L aliquot 컨트롤에 대 한 가져가 라. 액체 질소에는 샘플을 동결 충격과-80 ° c.에서 그들을 저장합니다</li>
	</ol>
</li>
</ol><img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58017/58017fig2.jpg"> 그림 2: FCP, 광 제어 및 순도 확인의 정화. (A) 하룻밤 원심 분리 후 자당 농도 기온 변화도의 전형적인 모습 FCPa 및 FCPb. pigm. 구성 된 FCP 수영장을 포함 하는 모든 갈색 밴드-언바운드 안료, PS-(파란 선) 전에 FCP의 photosystems (B) 흡 광도 스펙트럼 (오렌지-점선) 농도 30 kDa 컷오프와 원심 필터 장치를 사용 하 여 후 . 특히, 카로 티 노이 드 500-550 nm 사이 지역에서 낮은 흡 광도 착될 FCP에서 손실 경향이 있다. 그래프는 최대 ~ 670에서 엽록소 Qy 으로 정규화 nm. Chl c의 여기 (C) 엽록소 a 방출 스펙트럼 (465 nm) 기능 여기 에너지 전송 테스트. Chl chl c의 에너지 전송 하는 경우는, 방해 ~ 640에서 추가 형광 밴드 nm (chl c) 발생. 그래프는 최대 방출에 정규화 됩니다. (D) 여기 스펙트럼 기록 675 chl 에너지 전송 테스트 nm (chl 최대 형광)는 모든 안료 370 사이 흡수에서 nm와 600 nm. Chl에 에너지를 전송 하는 경우는 비효율적, 형광 항복 465와 550 nm 사이 특히 감소 것입니다. 그래프는 최대 약 440으로 정규화 nm. 스펙트럼 (b), (C)와 (D) 농도 잘 작동 하는 경우 거의 같습니다. (E) 28트리 스 tricine 젤 사용 하 여 격리 된 FCP의 순도를 확인 합니다. FCPa 및 FCPb 18-19 kDa 사이의 소 단위 있다. 모든 보이는 실버 스테인드 단백질 20 kDa 보다 큰은 오염 물질입니다. Thyl입니다. -Thylakoids <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58017/58017fig2large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>
<ol start="3"><li>
분 광 및 젤 기반 컨트롤
	<ol>
<li>1.2.5 단계 후 B1a의 995 µ L에서 FCP의 5 µ L의 370-750 nm 사이의 흡 광도 기록 합니다. 1.2.4 단계에서 얻은 스펙트럼과 그것을 비교 합니다. 같은 계측 및 단계 1.2.4에서에서 설명한 대로 설정을 사용 합니다.<ol>
<li>*.Csv로 데이터를 내보내기 하 고 스프레드시트에 데이터를 가져옵니다. Chl 최대 두 스펙트럼을 정규화는 약 672의 Qy 밴드에 nm 그림 2B에서 같이.</li>
		</ol>
</li>
		<li>0.03의 원하는 ABS672nm 에 의해 측정 된 ABS672nm 를 분할 하 여 단계 1.2.4와 1.3.1에서에서 샘플의 희석 비율을 계산 합니다. 그에 따라 샘플을 희석 B1a와 특별 한 유리 형광 큐 벳에 그들을 전송.</li>
		<li>Chl chl (그림 2C) chl c에서 그대로 빛 에너지 이전을 spectrofluorometer로 형광 방출 스펙트럼을 기록 합니다.<ol>
<li>분석기 소프트웨어를 사용 하 고 다음 설정 사용 하 여 스펙트럼 측정 모드에가 서: 모드, 방출; 슬릿 폭 여기 및 방출, 3 nm; 감도, 중간; 스캔 속도, 100 nm/분; 데이터 피치, 0.5 nm; 여기 파장, 465 nm; 방출, 600-800 nm입니다. 오토 및 측정을 수행 합니다.</li>
		</ol>
</li>
		<li>동일한 샘플 및 공개 chl 모든 안료에서 그대로 에너지 전송 장비와 여기 스펙트럼 (그림 2D) 기록 합니다. 설정을 변경: 모드, 여기; 방출 파장, 675 nm; 여기, 370-600 nm 스펙트럼을 기록 합니다.<ol>
<li>Rhodamine 스펙트럼 램프- cf의 스펙트럼 속성에 대 한 동일한 범위에 수정 합니다. 사용자 설명서에 지시입니다.</li>
		</ol>
</li>
		<li>믹스 FCP 샘플 해당 chl의 1 µ g 하는 SDS 로딩 버퍼의 10 µ L로. 25 ° c.에서 10 분 동안 품 어 탁상용 원심 분리기에서 12000 x g에 5 분 동안 원심 분리기.<ol>
<li>트리 스 tricine 젤28에 상쾌한 로드. 150 V에 2 시간에 대 한 별도 고 실버-분리40후 그것은 얼룩. 참고: FCP subunits FCPa 및 FCPb29 (그림 2E) 지역구는 18-19 kDa 사이의 두 저명한 단백질 대역으로 구분 합니다.</li>
		</ol>
</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. 리 및 FCP의 설립의 준비
<ol><li>
지질 혼합 및 지질 세제 micelles 준비 참고: 지질 산화 조건와 결합 하는 온도 따뜻하게 받습니다. 냉장 및 N2 분위기에서 지질을 유지 하려고 합니다.<ol>
<li>Vieler 외. 200730에 따르면 C. meneghiniana 에 대 한 원하는 thylakoid 지질 비율을 계산 합니다. Supplemental 표 1에 주어진 예제를 참조 하십시오. 지질 용 매 증거 컨테이너에서 제조업체에서 권장 하는 재고 솔루션을 준비 합니다.</li>
		<li>원하는 양의 2 mL 반응 관에 지질 플라스틱 부드러운 질소 흐름을 사용 하 여 클로 프롬을 증발 고 지질 관 자료의 전체 영역에 걸쳐 하려고 합니다. 모든 용 매 증발 될 때까지 N2 흐름을 보자.</li>
		<li>4 헤 품 30 ° c.에서 10 분 동안 지질 혼합 4 ° C에서 29 µ L n octyl β-D-glucopyranoside 솔루션 (OG)의 지질 혼합물을 solubilize 30에 의해 중단 하는 25 ° C에서 3 x 3 분 sonicator 목욕에 지질을 품 어 얼음에 s.<ol>
<li>Tricine 버퍼의 221 µ L 4 x 투 버퍼의 250 µ L를 추가 합니다.</li>
		</ol>
</li>
		<li>0.1 µ m 폴 리 카보 네이트 멤브레인과는 압출 기를 사용 하 여 정의 된 liposome 직경 50-70 nm의에 대 한. 멤브레인 및 필터 지원으로 압출 조립. 공기 거품을 방지 하 고 어셈블리를 철저 하 게 조입니다.</li>
		<li>4 x 투 버퍼 한 주사기와 없는 거품 두 번째 주사기에서 볼 수 있습니다 때까지 미리 압출 기를 젖은.</li>
		<li>압출 기에 지질 세제 micelles을 적용 하 고 다른 한 주사기에서 솔루션 앞 누르고 다시. 솔루션 동종 나타날 때까지 5 번이이 단계를 반복 합니다. 참고: 이 솔루션은 4 ° C에서 며칠 동안 저장할 수 있습니다. 꼼짝 하지 마십시오!</li>
	</ol>
</li>
	<li>
FCP 단지 및 세제 및 집계의 제거의 참고: 우리는 지질/chl 12: 1의 비율을 사용 하 여이 예제에는 약 100: 1의 지질/단백질 비율에 해당 합니다.<ol>
<li>FCP chl의 20 µ g 크거나 추가 500 µ L 250 μL 압출된 지질 micelles의 B1a 버퍼의 고 투 버퍼 x 4의 250 µ L의 총 볼륨에. 얼음에 30 s 일시 중지에 의해 중단 하는 1500-3000 rpm에서 thermomixer에 25 ° C에서 3 x 3 분 샘플을 품 어.</li>
		<li>여전히 뚜껑에 맞는 반지를 주는 상단 바로 아래 4 개의 1.5 mL 반응 관의 뚜껑을 잘라. 투 석 막의 1.5 c m x 1.5 c m 조각 준비 및 1 x 투 버퍼의 20 mL에 그들을 씻어합니다</li>
		<li>각 뚜껑을 샘플의 250 µ L을 입력 합니다. 구획 완전히 채워집니다 샘플 없음 기포 발생, 신중 하 게 뚜껑에 막을 하다. 닫힌 구획이 하려면 어셈블리에 반응 튜브 반지를 조입니다.</li>
		<li>넘어지는 셰이 커에 얼음에 하룻밤 투 버퍼 x 1의 50 ml (12-16 h) 샘플을 dialyze. 신선한 것으로 사용 된 투 석 버퍼를 교체 하 고 적어도 6 h에 대 한 남은 세제를 제거 하려면 adsorbent 구슬의 7 mg을 추가 합니다.</li>
		<li>다시 투 석 버퍼를 교체 하 고 dialyze 다른 12 헤 200 µ L micropipette 팁 투 석 막 피어 싱으로 리 복구에 대 한 반응 관 뚜껑에서 모든 리 발음.</li>
		<li>선택적 단계: 경우 고 순도 (> 95%)이 필요. 투 석 버퍼에 6%, 10%, 15%와 20% 자당 epichlorhydrin 공중 합체를 포함 하는 단계 17 mL에 불연속 밀도 그라데이션 ultracentrifugation 튜브를 준비 합니다. 상단과 4 h 진동 물통 회전자에 대 한 100000 x g에서 ultracentrifuge에 리를 로드 합니다.<ol>
<li>주사기와 위 갈색 밴드를 복구, DP와 샘플 1: 5을 희석 하 고 단계로 진행.</li>
		</ol>
</li>
		<li>1 x 1.5 h g와 4 ° C x 100, 000에 대 한 투 석 버퍼의 최소 2 ml에서 FCP 리 원심 45 °의 각도에서 원심 분리기 관으로는 리를 복구 합니다. 1 분 (그림 3A) 이동 리를 허용 합니다.</li>
		<li>25-50 µ L.의 최종 볼륨에서 FCP 리 침전을 방해 하지 않도록 복구할 수 있습니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
컨트롤 1: 흡 광도, 형광 분광학
	<ol>
<li>1 투 석 버퍼 및 12000 x g에 5 분 동안 원심 분리기의 1 mL 최종 볼륨 FCP-리의 3 µ L 약 수를 추가 합니다.<ol>
<li>1.2.4에 설명 된 대로 동일한 장비와 FCP 리 370 및 750 nm 사이의 흡 광도 기록 합니다. Chl (670-680 nm)의 Qy 지역에서 최대 스펙트럼을 정상화 하 고 solubilized FCP (그림 3C)의 정규화 된 스펙트럼을 비교 합니다.</li>
		</ol>
</li>
		<li>흡 광도 (ABS)와 DP의 1 mL에서 준비 하는 FCP 리 670-680 nm 사이 최대 기준 0.03 =. Diluting B1a와 같은 abs 단계 1.2.6에서에서 세제에서 solubilized FCP를 조정 합니다.</li>
		<li>1.2.4에 설명 된 대로 두 샘플의 흡 광도 스펙트럼을 기록 합니다. 1.3.3에서 설명 된 대로 두 샘플의 형광 방출 스펙트럼 chl를 기록 합니다. 참고: FCP liposome 샘플 (그림 3D 및 cf. 토론.)에 형광 수확량 감소</li>
	</ol>
</li>
</ol><img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58017/58017fig3.jpg"> 그림 3: 격리 FCP proteoliposomes의 뒤에 광 컨트롤과 confocal 영상. (A) 원심 분리 후 FCP 리의 복구. 45 °를 원심 분리 관을 돌려 약 1 분을 기다립니다-에 리는 FCP 집계는 리 스틱 튜브 벽에 통합 되지는 반면 아래로 이동 합니다. (B) 세제 (파란색)에서 solubilized FCP와 리 (오렌지)에서 FCP의 흡 광도 스펙트럼의 비교 (C) (B)와 같이 동일한 스펙트럼 정규화 chl 빨간 지역에서 최대 (~ 670 nm-Qy 피크); 세제 (파란색)에서 solubilized FCP와 리 (오렌지)에서 FCP. 잠재적으로, 될 수 있다 주로 카로 티 노이 드의 색소 손실 볼 수 500-550 nm 지역에서. FCP는 리에의 클러스터링 및 이어질 수 있습니다 피크 확대는 chl의 약간의 변화는 최대 (~ 670 nm)는 빨간색. (D) 세제에서 solubilized FCP와 liposome에서 FCP의 방출 스펙트럼. FCP는 liposome에서의 클러스터링 FCP 단지는 형광 수율 (오렌지색 곡선)을 절감 하 고 방출 맥시 마 약간 빨간색의 활기찬 상호 작용을 향상 시킵니다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58017/58017fig3large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>

저자는 공개 없다.

천연 지질 성분과 FCP 리 광 속성을 조사 하 편리한, 간단 하 고 재현 가능한 도구를 제공 생체 외에서. FCP 리에서 지질 환경 자연 조건에 가까이 있는 실험 결과를 야 기한 thylakoid 막 내 상황을 유사 합니다.
C. meneghiniana 를 사용 하 여 FCP 안테나를 모델 시스템으로 서의 몇 가지 이점이 있다. 그것은 비교적 빨리 성장 하 고 다른 규조류 모델 종, 예를 들어, Thalassiosira pseudonana에 비해 더 강력한. 그대로 thylakoid 단지의 높은 수율에 대 한 수 있는 비드 밀, 셀을 상대적으로 쉽게 휴식. C. meneghiniana 를 위한 주요 포인트는 마지막 년16,17,23,,2729,31에서에서 얻은 생 화 학적 및 분 광 데이터의 재산 이다 ,32,,3334. 유일한 단점은 그 주석된 게놈은 사용할 수 없습니다 아직 유전자 조작 가능한35는.
FCPs는 최적의 조건에서 성장 하는 문화에서 준비 되었다. 따라서, 수확량, 소 단위 구성 및 착 색 FCP 단지의 스트레스 조건, 예를 들어, 높은 빛27 또는 영양 제한에서 준비 하는 경우 변경할 수 있습니다. 비드 밀 (1.1.3)에 셀 중단 FCP 수율에 대 한 중요 한 이며 현미경에 의해 성장 조건의 변경 모니터링 해야 합니다. Plastids는 해야 릴리스 되었습니다 셀에서 그렇게 빈 frustules (실리 카 포탄)는 통용 하 고 있다. 다음 중요 한 단계는 thylakoid 가용 화. 막 가용 화 효율36특정 스트레스 조건 아래에 축적 저장 지질 양을 방해 합니다. 따라서, 세제의 양은-가용 화를 피하기 위해 스트레스 조건 하에서 얻은 샘플을 처리 하기 전에 조정 되어야 한다. 이 문제는 ~ 640에서 증가 chl c 형광 방출으로 나타납니다 nm. 또한, 에너지 전송 카로 티 노이 드 (500-550 nm)에서 chl는 감소 된다. 이것은 흥분 스펙트럼 (그림 2C, 2D)에서 볼 수 있습니다. 특정 접근 FCPb 안테나 복합물에서 이온 교환 크로마토그래피27FCPa 분리 유용할 수 있습니다.
리로 FCP의 이동 다음 중요 한 단계입니다. 전송 효율, liposome 동질성 및 intactness 여러 매개 변수에 따라 달라 집니다. 지질-micelle-준비 및 압출 homogenously 크기 liposome 선구자를 제공 합니다. 이 예 (2.1.3-2.1.4), 100 nm의 기 공 크기의 폴 리카 보 네이트 막 ~ 50의 proteo liposome 크기를 가져오는 데 사용 되었다 nm. FCP 지질 세제 micelles에 추가 금액 정의 단백질: 지질 비율은 liposome에. 따라서, 정의 된 FCP liposome 당 얻은 것입니다. 유사한 방법에서의 주요한 공장 및 녹색 조류 LHC 단지 클러스터 저절로. 이 사실은 시간 해결 형광 및 단일 분자 분광학22 밝혀졌다 고 추가 실험에 대 한 기본 사운드를 제공 한다.
제어 투는 리도 FCP의 설립에 대 한 중요 한 이기도합니다. 비록 복잡 한 소수 FCP의 정력적으로 선호 하 고, 삽입의 활동 집계의 활동 경쟁할 수 있습니다. 이 사실을 더 저명한 된다 더 소수 성 및 더 큰 복합물은. 이 예제에서 작은 FCPa 삼합체 큰 FCPb nonamer 보다 더 빠르게 포함 됩니다. 적절 한 FCP 법인 지질 micelles 잘 혼합 solubilized FCP 단지 투 통해 세제 제거 하기 전에 필요 합니다. 여기에, 2.2.1에 섞는 시간 다양 수 있습니다. 이 FCP 해체 이어질 수 있기 때문에 혼합 온도 상승 하는 권장 하지 않습니다. 또한, 세제 제거의 "속도"는 중요 한 이며 흡착 제 (2.2.4)의 금액에 의해 조정 될 수 있다. 리의 최종 크기는 달라질 수 있습니다. 동적 산란, 분석 ultracentrifugation 및 전자 현미경 liposome 크기 범위37,38를 결정 하기 위해 적당 한 방법이 있습니다. 자연 thylakoid 지질 구성 및 지질 micelle 압출이이 프로토콜에 대 한 우리는 상기 직경 50 ~ 80 nm와 cryo 전자 현미경 검사 법에 의해 공개 하는 모양 처럼 거의 구형을 기대 합니다. 이러한 결과 녹색 조류 LHC22통합 하는 매우 동일한 방법으로 획득 했다. 이러한 작은 직경의 리는 5 ~ 10 °의 강한 표면 곡률 nm 큰 안테나 단지 벤드 하 고 monomerize 그들을 강제로 수 있습니다. 이 상황은 조류의 grana 여백에 자연 곡률을 모방 하 고22식물. Grana 여백에 비해는 thylakoid의 주요 부분은 오히려 평면 나타납니다. 따라서, photosystems 등 큰 단지 공부 한다 하는 경우 그것 더 큰 직경의 리를 사용 하 고 좋습니다. 발생 하는 또 다른 질문은: 단지 방향 이란 무엇입니까? FCPa, 경우 우리 낮은 pH24 응답에서 측정에서 그 방향을 이며 약 50% 오른쪽 밖으로 안쪽으로 50% 결론. 미래에, 방법은 단지 한 방향으로 강제로 필요 합니다. Bacteriorhodopsin 경과 펌프와 다른 연구에 거의 모든 단백질은 동일한 방법 (오른쪽으로)39자발적으로 지향 됩니다.
K+ 는 리에 추가 되 면 형광 변화를 유도 하는 무슨의 질문이입니다. 몇 가지 답변을 상상할 수 있습니다. 혼자 K+ 농도, 그림 4 에서 실험 더 발생 하는 경우 valinomycin KCl 후 추가 되는 경우 형광의 감소. 최근 연구에서 우리는 K+ 농도 그라데이션 FCPa24의 형광 변화에 대 한 책임의 개념에 대 한 지원을 제공. 여러 가지 다른 요인 뿐만 아니라 형광 수율에 영향을 미칠 수 있습니다. 이들은 삼 투 또는 표면 충전 역학 효과24수 있습니다.
정리해 보면, 리에서 FCP 같은 빛 수확 안테나 단지 조사 장점은 vivo에서 조건에 가까운 기능 시스템을 제공 하. 하지만 부품 수는 여전히 작은 실험 결과에서 복잡성을 감소 시키는. 그것은 가벼운 스트레스 조건의 시뮬레이션 및 사진 보호 메커니즘의 유도 수 있습니다. 또한, FCP 단지의 기능에 특정 지질 종의 역할 공부 될 수 있다. 이 방법의 가능성이 증가 cryo 전자 현미경 검사 법에서 최근 만든된 진행, 단일 분자 분광학 및 다른 시간 분 광 방법 해결. 이 시스템을 수확 하는 빛에서 에너지의 연구를 개선 하기 위해 연구자를 수 있게 된다. 이러한 기술을 결합 하 여, FCP solubilized 및 집계 된 상태에 대 한 지식은 FCP 함수에 지질 환경 기여에 대 한 데이터로 보완 수 있습니다.

규조류 등 광합성 유기 체 조명 조건 변화에 대처 하 고 정교한 새 환경 순응 메커니즘을 높은 광합성 효율을 유지 하 고 과도 한 빛에 의해 발생 하는 사진 산화 손상에서 보호로 응답 해야 합니다. 광합성 진핵생물에서 주요 빛 보호 프로세스는 높은 에너지 냉각 (E)의 q 가벼운 스트레스 조건1,2 비 광화학 냉각 (NPQ)에 주요 기여로 발생 하는 빛을 흡수 ,3. 광 수확 안테나 복합물 (LHC) 여기 에너지 이동 통로의 규칙에서 포함 된다. 높은 빛에 대 한 응답에 낮은 pH 상태 냉각 상태를 수확 하는 빛에서 안테나 시스템 전환 엽록체 루멘에서 유도. 이 에너지 되는 낭비 적인 상태 photosystems (PS) 및 thylakoid 막에서 다른 단지 사진 산화에서 보호합니다. 광합성 진핵생물에서 qE 는 일반적으로 두 가지 요인1,,23에 의해 유발 됩니다. 한 요인은 낮은 pH에 반응 하는 단백질을 수확 하는 특수 빛 이다. PsbS 단백질 높은 식물4q전자 유도합니다. LhcSRs5, PsbS 활동에 의해 변조 녹색 조류6q전자 유도. 규조류는 LHCSRs7,8,,910와 구조적으로 관련 된 Lhcx 같은 단백질을가지고 있다.
QE 의 두 번째 요소는 안테나의 카로 티 노이 드 드 epoxidation에 의해 사진 보호 형식으로 변환 하 고 epoxidation에 의해 복귀 빠진 주기입니다. 식물과 녹 조류, violaxanthin 제 아 잔 틴으로 변환 됩니다. 규조류에 diadinoxanthin 다음 NPQ11의 범위와 상관 한다 diatoxanthin로 변환 됩니다. 안테나를 수확 하는 규조류 빛 비록 그것이 진화 식물 및 조류 LHCs와 관련 된 몇 가지 특성을 소유한 다. 사진 보호에 수확 하는 빛에서 스위치 엄청나게 빠른 이며 NPQ 용량 높은 식물12비교. 하나의 이유는 규조류 매우 성공적인 그들은 해양 순 주 생산13의 45%를 담당 하는 방식에서 다른 생태 틈새에서 수 있습니다. 따라서, 규조류 수확 시스템 빛은 광합성 연구의 흥미로운 개체입니다.
규조류, 중심 종 Cyclotella meneghiniana thylakoid 본질적인 빛 수확 하는 그들은 안료 후 명명 된 시스템을가지고 같은 바인딩-fucoxanthin, 엽록소 (chl) a와 c, 그러므로 FCP. 빛 수확 하는 단백질, FCPs, 등 몇몇 막 층으로 구성 된 thylakoid 막 시스템에 포함 된. 규조류는 3 thylakoids의 악대를 형성 한다. 이 복잡 한 상황 어려운 thylakoid 막에 있는 분자 수준에 그들을 공부 하. 또한, 많은 구성 요소 (위 참조)를 수확 하는 빛의 조절에 기여 한다. 따라서, 많은 접근에는 단지 n-라우릴-β-D-maltopyranoside (β-DDM), 막 solubilize 하지만 FCP 단지 그대로 유지 같은 가벼운 세제를 사용 하 여 막에서 분리 했다. 많은 분 광 연구 조사 intramolecular 에너지 전송14,15,,1617solubilized FCP를 사용 하 여 수행 했다. 그러나, 전 이렇게는 에너지 전송 규칙 다른 안테나 단지 또는 photosystems와 excitonic의 상호 작용을 필요로 하기 때문에 제한 되었다. 따라서, 이러한 종류의 연구 수 없습니다 실시 solubilized 단지와 단지 사이 상호 작용은 손실 때문에.
안테나 규칙에 있는 중요 한 기능 안테나와 thylakoid 막18에 photosystems의 "분자 크롤 링"입니다. 이 효과 시뮬레이션 하는 간단한 접근 방식을 실시 되었다 이전, 생체 외에서. 세제, 안테나 복합물의 임의의 집합에 이르게 제거 되었습니다. 합리적인 데이터가 접근17,19에 의해 얻은, 비록 세제 제거 vivo에서 상황을 반영 하지 않는 하 고는 단지 하지 그들의 일반 차에 상호 작용 하는 때문에 몇 가지 한계가 구조입니다.
리를 사용 하 여 여러 전 한계 극복. 3 차 구조는 여전히 완벽 하 게 그대로. Liposome 막 안테나 단지에 대 한 준 네이티브 환경을 제공합니다. 막 외부 환경에서 있는 liposome의 내부를 분리합니다. 이러한 방법으로 리 이온과 pH 기온 변화도의 또한 전송 프로세스에 관해서는 연구에 대 한 두 가지 반응 구획을 제공합니다. 또한, 실험 시스템의 매개 변수는 thylakoid 막에서 연구에 대 한 더 쉽게 제어할 수 있습니다. 리 이미 광합성 단지 공부 하는 훌륭한 도구를 보였다. 과거에 주요 초점 식물 LHC 변경 된 지질 구성의 효과 LHC II20에 테스트 되었습니다 했다. 다른 접근 방식에서 다른 LHC II 단백질-단백질 상호작용 조사21를 했다. 또한, 일부 연구 녹색 조류에 실행 되었다 LHC22사이 자발적인 클러스터링을 설명 하는. 수생 생태계에 대 한 규조류의 중요성을 고려 하면 상대적으로 적은 연구 규조류의 안테나 단지 수행 했다. 두 연구 조사 어디 표시 했다 전기 화학 기온 변화도24 FCP 안테나23 FCP의 응답성의 클러스터링 중심 Cyclotella meneghiniana 의 안테나 복합물. 따라서, 리 공부 규조류 안테나 및 그들의 상호 작용 및 거의 기본 조건에서 규정 하는 훌륭한 도구입니다. 리 지질 구성, liposome 크기, 단백질 밀도 많은 조건 이후 다목적 이며 주변 수성 단계를 제어할 수 있습니다. 또한, 메서드는 낮은 양의 샘플 필요합니다. 실험 시스템은 강력 하 고 매우 재현. 리의 서 산도 공부 가능 하며 안테나 복합물의 규칙에 있는 이온 기온 변화도 중요 한 요인.
여기, 우리 C. meneghiniana 에서 FCP 안테나 복합물의 격리와 자연 thylakoid 지질 성분과 리에 그들의 설립을 설명합니다. 또한, 우리 solubilized FCP의 분 광 특성에 대 한 모범 데이터를 제공 하 고 리에서 FCP와 그들을 비교. 메서드 요약 지식 및 Gundermann 및 Büchel 201223, 나탈리 외. 201622, 그리고 아마 드와 Dietzel 201724의 개선에서 얻은 표준된 프로토콜.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58017/58017fig1.jpg"> 그림 1: 워크플로 도식 표현. (1) 세포 성장, 중단 및 자당 밀도 기울기;에 FCP 분리를 따르는 thylakoid 절연 설명 단락 1 참조 C. m. -Cyclotella meneghiniana 세포. 2와 octylglycoside (OG)와 지질 세제 micelles의 창조 (2) 자연 thylakoid 지질 혼합물 (MGDG, DGDG 및 SQDG)의 준비 절에서 설명합니다. 정의 된 지질-micelle 크기 정의 기 공 직경의 막을 사용 하 여 압출 함으로써 이루어집니다. FCP 및 지질 micelles 미리 정의 된 지질에서 통합: 단백질 비율과 OG 및 β-DDM 세제는 제거를 통해 제어 투 FCP proteoliposomes를 형성. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58017/58017fig1large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>

<table><tbody><tr><td>500 ml centrifuge vials</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>high speed centrifuge</td><td>Heraeus</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bead Mill VI 2</td><td>Edmund-B&amp;uuml;hler (edmund-buehler.de)</td><td></td><td>newer version: Vibrogen-Zellm&amp;uuml;hle Vl 6</td></tr><tr><td>Silibeads S 400 &amp;micro;m</td><td>Sigmund-Lindner.com</td><td>5223-7</td><td></td></tr><tr><td>Silibeads S 1,-1,3 mm</td><td>Sigmund-Lindner.com</td><td>4504</td><td></td></tr><tr><td>VitraPOR filter funnel - por1</td><td>ROBU GmbH</td><td>21121</td><td></td></tr><tr><td>polycarbonate ultracentrifuagtion vials (30 mL) for T-865</td><td>Beranek Laborger&amp;auml;te (Laborgeraete-beranek.de)</td><td>314348</td><td></td></tr><tr><td>Ultracentrifuge Discovery 90SE</td><td>Sorvall</td><td>n.a.</td><td></td></tr><tr><td>rotor T 865</td><td>ThermoFisher Scientific (thermofisher.com)</td><td>51411</td><td></td></tr><tr><td>Neubauer Cell Counter Chamber (improved)</td><td>Carl Roth Laborbedarf (Carlroth.com)</td><td>T729.1</td><td></td></tr><tr><td>Zeiss Mikroskop Primostar (7)</td><td>Optik-Pro (optik-pro.de)</td><td>51428</td><td></td></tr><tr><td>optical glass cuvettes (6040-OG)</td><td>Hellma Analytics (hellma-analytics.com)</td><td>&quot;6040-10-10&quot;</td><td></td></tr><tr><td>V-630 UV-VIS Spectrophotometer (incl. software)</td><td>Jasco (jasco.de)</td><td>V-630</td><td></td></tr><tr><td>n-Dodecyl-&amp;beta;-D-Maltopyranoside</td><td>ANATRACE (anatrace.com)</td><td>D310LA</td><td></td></tr><tr><td>Ultra-Clear tubes 17 ml for AH629</td><td>Beranek Laborger&amp;auml;te (Laborgeraete-beranek.de)</td><td>344061</td><td></td></tr><tr><td>rotor AH629-17-mL</td><td>ThermoFisher Scientific (thermofisher.com)</td><td>54285</td><td></td></tr><tr><td>Membrane concentrator_Centriprep 30 kDa cutoff</td><td>Millipore (merckmillipore.com)</td><td>4307</td><td></td></tr><tr><td>Biometra Minigel-Twin</td><td>Analytik Jena AG (analytik-jena.de)</td><td>846-010-100</td><td></td></tr><tr><td>Silver Stain Plus Kit</td><td>Bio-Rad (bio-rad.com)</td><td>1610449</td><td></td></tr><tr><td>libre office spread sheet</td><td>The document foundation</td><td>https://de.libreoffice.org/download/libreoffice-still/</td><td></td></tr><tr><td>special glass cuvettes for fluorescence (101-0S)</td><td>Hellma Analytics (hellma-analytics.com)</td><td>101-10-20</td><td></td></tr><tr><td>Spectrofluorometer FP-6500 (incl. Software)</td><td>Jasco (jasco.de)</td><td>FP-6500</td><td></td></tr><tr><td>SDS-loading buffer Roti-Load</td><td>ROTH (carlroth.com)</td><td>K929.1</td><td></td></tr><tr><td>n-octyl &amp;beta;-D-glucopyranoside</td><td>ANATRACE (anatrace.com)</td><td>O311</td><td></td></tr><tr><td>Monogalactosyl Diaclyglycerol (MGDG)</td><td>Larodan AB (larodan.com)</td><td>59-1300</td><td>make stock solution in chloroform</td></tr><tr><td>Digalactosyl Diacylglycerol (DGDG)</td><td>Larodan AB (larodan.com)</td><td>59-1310</td><td>make stock solution in chloroform</td></tr><tr><td>Sulphoquinovosyl Diacylglycerol (SQDG)</td><td>Larodan AB (larodan.com)</td><td>59-1230</td><td>make stock solution in chloroform</td></tr><tr><td>L-alpha-Phosphatidylglycerol (PG)</td><td>Larodan AB (larodan.com)</td><td>37-0150</td><td>make stock solution in chloroform</td></tr><tr><td>L-&amp;alpha;-Phosphatidylcholine</td><td>Sigma-Aldrich (sigmaaldrich.com)</td><td>P3782 SIGMA</td><td>make stock solution in chloroform</td></tr><tr><td>sonicator bath S-50TH</td><td>Sonicor (getmedonline.com</td><td>SONICOR-S-50TH</td><td></td></tr><tr><td>mini-Extruder</td><td>Avanti Polar Lipids (Avanti.com)</td><td>610000</td><td></td></tr><tr><td>Nuleopore polycarbonate membrane</td><td>Avanti Polar Lipids (Avanti.com)</td><td>610005</td><td></td></tr><tr><td>dialysis membrane Visking 14 kDa cutoff</td><td>ROTH (carlroth.com)</td><td>0653.1</td><td>boil in destilled water before use</td></tr><tr><td>Biobeads SM2 Adsorbent</td><td>Biorad (Bio-rad.com)</td><td>152-3920</td><td></td></tr><tr><td>sucrose epichlorhydrin copolymer - Ficoll 400</td><td>Sigma-Aldrich (sigmaaldrich.com)</td><td>F4375</td><td></td></tr><tr><td>Polycarbonate ultracentrifuagtion vials (2.7 mL) for TFT 80.4</td><td>Beranek Laborger&amp;auml;te (Laborgeraete-beranek.de)</td><td>252150</td><td></td></tr><tr><td>rotor TFT 80.4</td><td>Millipore (merckmillipore.com)</td><td>54356</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;&lt;em&gt;material listed in order of appearance &lt;/em&gt;&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td>&lt;em&gt;For specific safety instructions please refer to material safety sheets and repective manuals.&lt;br /&gt;Standard lab material and substances are not listed.&lt;/em&gt;</td></tr></tbody></table>

isolating and incorporating light-harvesting antennas from diatom cyclotella meneghiniana in liposomes with thylakoid lipids

식물, 조류와 규조류의 광합성 성능을 강력 하 게에 따라 다릅니다 빛 수확과 에너지의 신속 하 고 효율적인 규제 엽록체의 thylakoid 막에서 전송 프로세스. 규조류의 안테나를 수확 하는 빛, 이른바 fucoxanthin 엽록소 a/c 바인딩 단백질 (FCP), 빛 흡수를 위한 요구 되 고 광합성 반응에 효율적인 전송 센터 뿐만 아니라 과도 한 빛에서 사진 보호에 관해서는. 이 두 함수 사이의 스위치 연구의 오랜 문제 이다. 이러한 연구의 대부분을 실시 되었습니다 FCP와 세제 micelles에. 상호 작용 연구에 대 한 세제 제거 되었습니다, FCP 단지의 불특정 집계를 주도. 이 방법에서는, 유물과 순수 관련 데이터를 구분 하기 어렵다. 따라서, 만약 그들이 그들의 네이티브 지질 환경에 포함 된 단백질-단백질 상호 작용, 에너지 전송 및 기타 광 기능을 공부 하 여 FCP 및 단지 수확 다른 바인딩된 막 빛에 대 한 더 유용한 정보를 얻을 수 있습니다. 주요 장점은 리는 정의 된 크기와는 FCP 클러스터링의 범위 제어는 정의 된 지질/단백질 비율. 또한, vivo에서 수확 하는 빛을 조절 하는 pH와 이온 구성에서 변경 쉽게 시뮬레이션할 수 있습니다. Thylakoid 막에 비해는 리 있습니다 더 균일 하 고 덜 복잡 한 분 광 데이터 이해를 쉽게 하. 프로토콜의 FCP 격리 및 정화, liposome 준비, 그리고 천연 지질 성분과 리도 FCP의 설립 절차를 설명합니다. 일반적인 응용 프로그램에서 결과 주어진 고 설명.

프로토콜에는 Cyclotella meneghiniana 에서 총 FCP 분수의 고립과 네이티브 지질 성분과 리를 설명합니다. Thylakoid 격리는 높은 재현 하지만 thylakoid 수율 변경 될 수 있습니다. 결과 모든 안료의 50% 이상 단계 1.1.4에에서 복구 하는 경우 허용 됩니다. 80% 이상이 최적입니다.
thylakoids의 가용 화는 중요 한 단계입니다. 잘 solubilized 막 단계 1.2.2 후 상쾌한 안료의 대부분을 포함 하는 경우 얻을 수 있습니다. Photosystems에서 FCP의 분리는 명확한 브라운 (FCP)와 녹색 (PS) 밴드는 구별할 수 (그림 2A) 하는 경우에 좋다. 그라데이션 위에 눈에 띄는 노란 분수 때문에-가용 화 안료 손실에 대 한 표시입니다. 모든 준비에서 안료 손실 발생합니다. 그것은 어느 정도 허용 chl에 전송 에너지의 기능으로는 (그림 2C, 2D) 영향을 받지 않습니다. 또한, FCP 농축 단계 (1.2.4) 가용 화 및 안료 손실을 수 반하는 세제 농축 때문에 더 유도 수 있습니다. 정규화 된 흡 광도 스펙트럼에 차이점은 안료 손실 (그림 2B), 카로 티 노이 드 흡수 500-550 nm 사이 괴기 한 지구에서 자주 발생 하는 표시. 안료 손실 복합물은 여전히 작동 하는 경우 허용 됩니다. 즉, 주요 차이가 방출 스펙트럼 및 여기 스펙트럼 (그림 2C, 2D)에서 발생 합니다. 방출 스펙트럼에 대 한 chl c 우선적 465 nm 및 전송에 흥분은 chl a,이 하 모든 여기 에너지 ~ 675에서 방출 nm. Chl에 chl c 에너지 전송 방해는, chl c ~ 640에서에서 nm. 여기 스펙트럼에서 에너지 전송 chl는 370-600 nm에서 여기 파장을 변경 하 여 모니터링 됩니다. 370-440 nm에서 스펙트럼 범위에서 주로 chl는 흥분. 여기 약 465 nm 호의 chl c. 범위 > 500 nm carotenoids, 주로 fucoxanthins에 흥분 됩니다. 에너지 전송 영향을, chl c 및 카로 티 노이 드 적은 chl는 형광을 기여 하는 경우. 따라서, 형광 수익률 370-440 nm 사이 여기 chl에이 괴기 한 지구에 감소합니다.
샘플의 원하는 순도 연구의 의도 된 목적에 따라 달라 집니다. 예를 들어 별도 photosystems FCP에서 분 광 측정에 대 한 비 색소 단백질 적은 측정을 방해 하는 동안 필수적 이다. 여기, 95%의 순수성은 충분히 높은 (그림 2E). 대량 spectrometric 방법에 대 한 독점적으로, FCP subunits 표시 됩니다은 스테인드 젤에.
Liposome 준비의 품질 관리는 어렵다 모니터링 및 프로토콜 (2.2.5, 그림 3A)의 끝에서 볼 수 있습니다. FCP 단지 그들의 색깔 갈색에서 경우 파괴는 올리브 녹색. 좋은 결과 갈색 liposome 분수 수집 됩니다. 리 복구 대 집계 된 펠 릿은 최적 비율 > 70%. FCP는 리에의 다시 작은 안료 손실 될 수 있습니다. 안료 (그림 3B, 3c) 손실 된 경우 정규화 된 흡 광도 스펙트럼 설립 전후 비교를 볼 수 있다. 일부 흡 광도 봉우리 FCP 리의 광범위 한 표시 및 빨간 스펙트럼 영역에서 흡수 (~ 670 nm-소위 Qy 밴드) chl는 수도의 약간 레드 이동 수. 이 liposome에서 FCP의 클러스터링으로 인해 발생 합니다. 리에서 FCP에서 발생 하는 형광 항복 fcp에서 excitonic 상호 작용으로 인해 크게 감소 하는 chl 클러스터 (그림 3D, cf. 토론).
리와 일반적인 실험 liposome의 두 반응 구획 구분 하 여 pH 또는 전기 화학 기온 변화도 허용 하는 지질 bilayer의 사용. 예를 들어, FCP 형광 수확량에 칼륨 이온 기온 변화도의 충격 테스트 (그림 4A). 형광 수확량 표준 버퍼의 측정 했다. 형광은 KCl 추가 30% 떨어진다. K+ 그라데이션 (그림 4B) 초기 단계로 FCP 형광을 복원 하는 칼륨 특정 ionophore valinomycin, 릴리스 되었습니다. 이러한 변화는 형광 FCP 단지 칼륨 이온 농도 기온 변화도24 비보에 응답 하는 가설 확증.
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58017/58017fig4.jpg"> 그림 4: FCP 리 전기 화학 기온 변화도에 대 한 응답에서 FCP 형광의 변화를 보여주는 전형적인 실험 유도 KCl. (A) 실험 계획: 1. 투 석 버퍼에서 FCP chl 형광. 2. 20 m m KCl 유도 하는 전기 화학 기온 변화도의 추가. 3. K+ 선택적 ionophore valinomycin (4 µ M)으로 그라데이션의 이완. (B) FCP의 드롭 형광 (675 nm) K+ 그라데이션 (파란색)와 복원 같은 형광 수확량의 이전 (오렌지) 그라데이션 (회색)의 이완에 의해. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58017/58017fig4large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td></td>
			<td>버퍼 / 혼합물</td>
			<td>구성</td>
		</tr>
<tr>
<td>세포 성장 및</td>
			<td>인공 해 수에 따라</td>
			<td>86 mM NaCl</td>
		</tr>
<tr>
<td>thylakoid 준비</td>
			<td>Provasoli, 1957 (ASP)25
</td>
			<td>21 m m KCl</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td></td>
			<td>4 mM Tris</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td></td>
			<td>8.1 m m MgSO4
</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td></td>
			<td>11.8 m m 나노3
</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td></td>
			<td>0.58 m K m3HPO4
</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td></td>
			<td>0.16 m m H3보3
</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td></td>
			<td>2mm 실리 카</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td></td>
			<td>pH 7.7 (H2이렇게4)</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td></td>
			<td>오토 클레이 브</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td></td>
			<td>살 균 추가: 2.72 m m CaCl2
</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td></td>
			<td>살 균 추가: 0.012 m m FeCl3
</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td></td>
			<td>살 균 추가: 0.092 mM EDTA</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td></td>
			<td>살 균 추가: 0.02 m m MnCl2
</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td></td>
			<td>살 균 추가: 0.002 m m ZnCl2
</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td></td>
			<td>살 균 추가: 50 오후 CoCl2
</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td></td>
			<td>추가 살 균: 25 오후 나2무4
</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td></td>
			<td>살 균 추가: 오후 22 시 5 분 CuCl2
</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td>이동할 버퍼</td>
			<td>10mm MES</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td></td>
			<td>2mm KCl</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td></td>
			<td>5 mM EDTA</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td></td>
			<td>1 M 톨</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td></td>
			<td>pH 6.5 (코)</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td>세척 버퍼</td>
			<td>10mm MES</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td></td>
			<td>2mm KCl</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td></td>
			<td>5 mM EDTA</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td></td>
			<td>pH 6.5 (코)</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td>유리 비드 혼합물</td>
			<td>75 %1 구슬</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td></td>
			<td>25 %0.4 m m 비즈</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td>아세톤</td>
			<td>H2O 90% (v/v)</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td>액체 질소</td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td>FCP 정화</td>
			<td>n-라우릴-β-D-Maltopyranoside</td>
			<td>H2O 10% (w/v)</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td>버퍼 B1</td>
			<td>25mm Tris</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td></td>
			<td>2mm KCl</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td></td>
			<td>pH 7.4 (HCl)</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td>B1a 버퍼 = B1 + b-DDM</td>
			<td>0.03% (w/v) 최종</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td>자당 그라데이션 솔루션</td>
			<td>19% 자당 (w/v) B1a</td>
		</tr>
<tr>
<td>liposome 준비</td>
			<td>지질 보충 표 1 참조</td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td>N2 가스</td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td>n octyl β-D-glucopyranoside (OG)</td>
			<td>10% (w/v) B1a</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td>tricine 버퍼</td>
			<td>20 mM pH 7.5</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td>투 석 버퍼 (DB) x 4</td>
			<td>80mm tricine pH7.5</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td></td>
			<td>20 mM MgCl2
</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td></td>
			<td>0.04% (w/v) 앤3
</td>
		</tr>
</tbody></table>표 1: 버퍼, 재고 솔루션 및 FCP 준비 및 관 리에 대 한 혼합물의 목록입니다.
보충 표 1: 지질과 chl 비율 계산 예. 지질/chl 12의 비율 그림 1 및 그림 3에 주어진 예제에서 사용 됩니다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58017/Supplemental_Table_1_lipid_mix_calculation.xlsx">이 파일을 다운로드 하려면 여기를 클릭 하십시오.</a>

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Isolating and Incorporating Light-Harvesting Antennas from Diatom Cyclotella Meneghiniana in Liposomes with Thylakoid Lipids

여기, 선물이 fucoxanthin 엽록소 a/c 바인딩 단백질 (FCP) 규조류에서 격리 하 여 이온 구성 변경 시 여기 에너지 전달 연구를 자연 지질 작곡과 리로 그들을 통합 하는 프로토콜.

분리 및 통합 규조류 Cyclotella Meneghiniana Thylakoid 지질으로 리에서에서 광 수확 안테나

The photosynthetic performance of plants, algae and diatoms strongly depends on the fast and efficient regulation of the light harvesting and energy ...

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Nanyang Technological University

Research

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JoVE Journal

JoVE Core

Cell Biology

Biochemistry

Isolating and Incorporating Light-Harvesting Antennas from Diatom Cyclotella Meneghiniana in Liposomes with Thylakoid Lipids

Unit 1

Chloroplasts and Photosynthesis

SCIENTISTS IN ACTION

7.7K 조회수.  Goethe University. 여기, 선물이 fucoxanthin 엽록소 a/c 바인딩 단백질 (FCP) 규조류에서 격리 하 여 이온 구성 변경 시 여기 에너지 전달 연구를 자연 지질 작곡과 리로 그들을 통합 하는 프로토콜.

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Using Scaffold Liposomes to Reconstitute Lipid-proximal Protein-protein Interactions In Vitro

Studies of integral membrane proteins in vitro are frequently complicated by the presence of a hydrophobic transmembrane domain. Further complicating these studies, reincorporation of detergent-solubilized membrane proteins into liposomes is a stochastic process where protein topology is impossible to enforce. This paper offers an alternative method to these challenging techniques that utilizes a liposome-based scaffold. Protein solubility is enhanced by deletion of the transmembrane domain, and these amino acids are replaced with a tethering moiety, such as a His-tag. This tether interacts with an anchoring group (Ni2+ coordinated by nitrilotriacetic acid (NTA(Ni2+)) for His-tagged proteins), which enforces a uniform protein topology at the surface of the liposome. An example is presented wherein the interaction between Dynamin-related protein 1 (Drp1) with an integral membrane protein, Mitochondrial Fission Factor (Mff), was investigated using this scaffold liposome method. In this work, we have demonstrated the ability of Mff to efficiently recruit soluble Drp1 to the surface of liposomes, which stimulated its GTPase activity. Moreover, Drp1 was able to tubulate the Mff-decorated lipid template in the presence of specific lipids. This example demonstrates the effectiveness of scaffold liposomes using structural and functional assays and highlights the role of Mff in regulating Drp1 activity.

Using Scaffold Liposomes to Reconstitute Lipid-proximal Protein-protein Interactions In Vitro

This paper describes a method for assessing the interactions and assemblies of integral membrane proteins in vitro with various partner factors in a lipid-proximal environment.

비계 리포좀을 사용하여 근위 지질 단백질 - 단백질 상호 작용을 재구성<em&gt; 체외</em

Studies of integral membrane proteins in vitro are frequently complicated by the presence of a hydrophobic transmembrane domain. Further complicating ...

연구

생화학

In Vitro Reconstitution of Self-Organizing Protein Patterns on Supported Lipid Bilayers

Many aspects of the fundamental spatiotemporal organization of cells are governed by reaction-diffusion type systems. In vitro reconstitution of such systems allows for detailed studies of their underlying mechanisms which would not be feasible in vivo. Here, we provide a protocol for the in vitro reconstitution of the MinCDE system of Escherichia coli, which positions the cell division septum in the cell middle. The assay is designed to supply only the components necessary for self-organization, namely a membrane, the two proteins MinD and MinE and energy in the form of ATP. We therefore fabricate an open reaction chamber on a coverslip, on which a supported lipid bilayer is formed. The open design of the chamber allows for optimal preparation of the lipid bilayer and controlled manipulation of the bulk content. The two proteins, MinD and MinE, as well as ATP, are then added into the bulk volume above the membrane. Imaging is possible by many optical microscopies, as the design supports confocal, wide-field and TIRF microscopy alike. In a variation of the protocol, the lipid bilayer is formed on a patterned support, on cell-shaped PDMS microstructures, instead of glass. Lowering the bulk solution to the rim of these compartments encloses the reaction in a smaller compartment and provides boundaries that allow mimicking of in vivo oscillatory behavior. Taken together, we describe protocols to reconstitute the MinCDE system both with and without spatial confinement, allowing researchers to precisely control all aspects influencing pattern formation, such as concentration ranges and addition of other factors or proteins, and to systematically increase system complexity in a relatively simple experimental setup.

In Vitro Reconstitution of Self-Organizing Protein Patterns on Supported Lipid Bilayers

We provide a protocol for in vitro self-organization assays of MinD and MinE on a supported lipid bilayer in an open chamber. Additionally, we describe how to enclose the assay in lipid-clad PDMS microcompartments to mimic in vivo conditions by reaction confinement.

생체 외에서 자가 지원된 지질 Bilayers에 단백질 패턴 구성의 재구성

Many aspects of the fundamental spatiotemporal organization of cells are governed by reaction-diffusion type systems. In vitro reconstitution of such ...

Isolation of Physiologically Active Thylakoids and Their Use in Energy-Dependent Protein Transport Assays

Chloroplasts are the organelles in green plants responsible for carrying out numerous essential metabolic pathways, most notably photosynthesis. Within the chloroplasts, the thylakoid membrane system houses all the photosynthetic pigments, reaction center complexes, and most of the electron carriers, and is responsible for light-dependent ATP synthesis. Over 90% of chloroplast proteins are encoded in the nucleus, translated in the cytosol, and subsequently imported into the chloroplast. Further protein transport into or across the thylakoid membrane utilizes one of four translocation pathways. Here, we describe a high-yield method for isolation of transport-competent thylakoids from peas (Pisum sativum), along with transport assays through the three energy-dependent cpTat, cpSec1, and cpSRP-mediated pathways. These methods enable experiments relating to thylakoid protein localization, transport energetics, and the mechanisms of protein translocation across biological membranes.

We present protocols herein for high-yield isolation of physiologically active thylakoids and protein transport assays for the chloroplast twin arginine translocation (cpTat), secretory (cpSec1), and signal recognition particle (cpSRP) pathways.

생리 적으로 활성 Thylakoids 및 에너지 의존 단백질 수송 분석 실험에 있는 그들의 사용의 격리

Chloroplasts are the organelles in green plants responsible for carrying out numerous essential metabolic pathways, most notably photosynthesis. Within ...

Formation of Biomembrane Microarrays with a Squeegee-based Assembly Method

Lipid bilayer membranes form the plasma membranes of cells and define the boundaries of subcellular organelles. In nature, these membranes are heterogeneous mixtures of many types of lipids, contain membrane-bound proteins and are decorated with carbohydrates. In some experiments, it is desirable to decouple the biophysical or biochemical properties of the lipid bilayer from those of the natural membrane. Such cases call for the use of model systems such as giant vesicles, liposomes or supported lipid bilayers (SLBs). Arrays of SLBs are particularly attractive for sensing applications and mimicking cell-cell interactions. Here we describe a new method for forming SLB arrays. Submicron-diameter SiO2 beads are first coated with lipid bilayers to form spherical SLBs (SSLBs). The beads are then deposited into an array of micro-fabricated submicron-diameter microwells. The preparation technique uses a "squeegee" to clean the substrate surface, while leaving behind SSLBs that have settled into microwells. This method requires no chemical modification of the microwell substrate, nor any particular targeting ligands on the SSLB. Microwells are occupied by single beads because the well diameter is tuned to be just larger than the bead diameter. Typically, more 75% of the wells are occupied, while the rest remain empty. In buffer SSLB arrays display long-term stability of greater than one week. Multiple types of SSLBs can be placed in a single array by serial deposition, and the arrays can be used for sensing, which we demonstrate by characterizing the interaction of cholera toxin with ganglioside GM1. We also show that phospholipid vesicles without the bead supports and biomembranes from cellular sources can be arrayed with the same method and cell-specific membrane lipids can be identified.

Supported lipid bilayers and natural membrane particles are convenient systems that can approximate the properties of cell membranes and be incorporated in a variety of analytical strategies. Here we demonstrate a method for preparing microarrays composed of supported lipid bilayer-coated SiO2 beads, phospholipid vesicles or natural membrane particles.

스퀴지 기반의 조립 방법과 생체막 마이크로 어레이의 형성

Lipid bilayer membranes form the plasma membranes of cells and define the boundaries of subcellular organelles. In nature, these membranes are ...

생체공학

Self-Assembly of Hybrid Lipid Membranes Doped with Hydrophobic Organic Molecules at the Water/Air Interface

Because of their unique properties, including an ultrathin thickness (3-4 nm), ultrahigh resistivity, fluidity and self-assembly ability, lipid bilayers can be readily functionalized and have been used in various applications such as bio-sensors and bio-devices. In this study, we introduced a planar organic molecule: copper (II) 2,9,16,23-tetra-tert-butyl-29H,31H-phthalocyanine (CuPc) to dope lipid membranes. The CuPc/lipid hybrid membrane forms at the water/air interface by self-assembly. In this membrane, the hydrophobic CuPc molecules are located between the hydrophobic tails of lipid molecules, forming a lipid/CuPc/lipid sandwich structure. Interestingly, an air-stable hybrid lipid bilayer can be readily formed by transferring the hybrid membrane onto a Si substrate. We report a straightforward method for incorporating nanomaterials into a lipid bilayer system, which represents a new methodology for the fabrication of biosensors and biodevices.

We report a protocol for producing a hybrid lipid membrane at the water/air interface by doping the lipid bilayer with copper (II) 2,9,16,23-tetra-tert-butyl-29H,31H-phthalocyanine (CuPc) molecules. The resulting hybrid lipid membrane has a lipid/CuPc/lipid sandwich structure. This protocol can also be applied to the formation of other functional nanomaterials.

물/공기 인터페이스에서 소수성 유기 분자와 함께 도핑 하이브리드 지질 막의 자체 조립

Because of their unique properties, including an ultrathin thickness (3-4 nm), ultrahigh resistivity, fluidity and self-assembly ability, lipid bilayers ...

화학

Purification of Active Photosystem I-Light Harvesting Complex I from Plant Tissues

This method is used to isolate Photosystem I (PSI) together with the Light Harvesting Complex I (LHCI), its native antenna, from plants. PSI-LHCI is a large membrane protein complex coordinating hundreds of light harvesting and electron transport factors and is the most efficient light harvesting system found in nature. Photons absorbed by the four LHCA antenna proteins that make up LHCI are transferred through excitonic interaction to the PSI core reaction center and are used to facilitate light-driven charge separation across the thylakoid membrane, providing reducing power and energy for carbon fixation in photoautotrophic organisms. The high quantum efficiency of PSI makes this complex an excellent model to study light-driven energy transfer. In this protocol, plant tissue is mechanically homogenized, and the chloroplasts are separated from the bulk cellular debris by filtration and centrifugation. The isolated chloroplasts are then osmotically lysed, and the thylakoid membranes are recovered via centrifugation and solubilized using the detergent n-dodecyl-beta-maltoside. The solubilized material is loaded onto an anion exchange column to collect most of the chlorophyll-containing complexes. Larger complexes are precipitated from the solution, resuspended in a small volume, and loaded on sucrose gradients to separate the major chlorophyll-containing complexes. The resulting sucrose gradient fractions are characterized to identify the band of interest containing PSI-LHCI. This protocol is highly similar to the protocol used in the crystallization of plant PSI-LHCI with some simplifications and relies on methods developed over the years in the lab of Nathan Nelson.

<meta charset="utf8"></head><body>식물 조직에서 Active Photosystem I-Light Harvesting Complex I의 정제

This protocol describes the isolation of Photosystem I (PSI) - Light Harvesting Complex I (LHCI) from plant tissues. PSI along with PSII is responsible for the conversion of light to chemical energy in oxygenic photoautotrophs and has a quantum efficiency of ~1, making it a target for studying light-driven energy transfer.

식물 조직에서 Active Photosystem I-Light Harvesting Complex I의 정제

This method is used to isolate Photosystem I (PSI) together with the Light Harvesting Complex I (LHCI), its native antenna, from plants. PSI-LHCI is a ...

SNARE-mediated Fusion of Single Proteoliposomes with Tethered Supported Bilayers in a Microfluidic Flow Cell Monitored by Polarized TIRF Microscopy

In the ubiquitous process of membrane fusion the opening of a fusion pore establishes the first connection between two formerly separate compartments. During neurotransmitter or hormone release via exocytosis, the fusion pore can transiently open and close repeatedly, regulating cargo release kinetics. Pore dynamics also determine the mode of vesicle recycling; irreversible resealing results in transient, &#34;kiss-and-run&#34; fusion, whereas dilation leads to full fusion. To better understand what factors govern pore dynamics, we developed an assay to monitor membrane fusion using polarized total internal reflection fluorescence (TIRF) microscopy with single molecule sensitivity and ~15 msec time resolution in a biochemically well-defined in vitro system. Fusion of fluorescently labeled small unilamellar vesicles containing v-SNARE proteins (v-SUVs) with a planar bilayer bearing t-SNAREs, supported on a soft polymer cushion (t-SBL, t-supported bilayer), is monitored. The assay uses microfluidic flow channels that ensure minimal sample consumption while supplying a constant density of SUVs. Exploiting the rapid signal enhancement upon transfer of lipid labels from the SUV to the SBL during fusion, kinetics of lipid dye transfer is monitored. The sensitivity of TIRF microscopy allows tracking single fluorescent lipid labels, from which lipid diffusivity and SUV size can be deduced for every fusion event. Lipid dye release times can be much longer than expected for unimpeded passage through permanently open pores. Using a model that assumes retardation of lipid release is due to pore flickering, a pore &#34;openness&#34;, the fraction of time the pore remains open during fusion, can be estimated. A soluble marker can be encapsulated in the SUVs for simultaneous monitoring of lipid and soluble cargo release. Such measurements indicate some pores may reseal after losing a fraction of the soluble cargo.

Here, we present a protocol to detect single, SNARE-mediated fusion events between liposomes and supported bilayers in microfluidic channels using polarized TIRFM, with single molecule sensitivity and ~15 msec time resolution. Lipid and soluble cargo release can be detected simultaneously. Liposome size, lipid diffusivity, and fusion pore properties are measured.

편광 TIRF 현미경에 의해 감시 미세 유동 흐름 전지에 닿는 지원 이중층 단일 테오의 SNARE 매개 퓨전

In the ubiquitous process of membrane fusion the opening of a fusion pore establishes the first connection between two formerly separate compartments. ...

신경과학

Examining BCL-2 Family Function with Large Unilamellar Vesicles

The BCL-2 (B cell CLL/Lymphoma) family is comprised of approximately twenty proteins that collaborate to either maintain cell survival or initiate apoptosis1. Following cellular stress (e.g., DNA damage), the pro-apoptotic BCL-2 family effectors BAK (BCL-2 antagonistic killer 1) and/or BAX (BCL-2 associated X protein) become activated and compromise the integrity of the outer mitochondrial membrane (OMM), though the process referred to as mitochondrial outer membrane permeabilization (MOMP)1. After MOMP occurs, pro-apoptotic proteins (e.g., cytochrome c) gain access to the cytoplasm, promote caspase activation, and apoptosis rapidly ensues2.
In order for BAK/BAX to induce MOMP, they require transient interactions with members of another pro-apoptotic subset of the BCL-2 family, the BCL-2 homology domain 3 (BH3)-only proteins, such as BID (BH3-interacting domain agonist)3-6. Anti-apoptotic BCL-2 family proteins (e.g., BCL-2 related gene, long isoform, BCL-xL; myeloid cell leukemia 1, MCL-1) regulate cellular survival by tightly controlling the interactions between BAK/BAX and the BH3-only proteins capable of directly inducing BAK/BAX activation7,8. In addition, anti-apoptotic BCL-2 protein availability is also dictated by sensitizer/de-repressor BH3-only proteins, such as BAD (BCL-2 antagonist of cell death) or PUMA (p53 upregulated modulator of apoptosis), which bind and inhibit anti-apoptotic members7,9. As most of the anti-apoptotic BCL-2 repertoire is localized to the OMM, the cellular decision to maintain survival or induce MOMP is dictated by multiple BCL-2 family interactions at this membrane.
 Large unilamellar vesicles (LUVs) are a biochemical model to explore relationships between BCL-2 family interactions and membrane permeabilization10. LUVs are comprised of defined lipids that are assembled in ratios identified in lipid composition studies from solvent extracted Xenopus mitochondria (46.5% phosphatidylcholine, 28.5% phosphatidylethanoloamine, 9% phosphatidylinositol, 9% phosphatidylserine, and 7% cardiolipin)10. This is a convenient model system to directly explore BCL-2 family function because the protein and lipid components are completely defined and tractable, which is not always the case with primary mitochondria. While cardiolipin is not usually this high throughout the OMM, this model does faithfully mimic the OMM to promote BCL-2 family function. Furthermore, a more recent modification of the above protocol allows for kinetic analyses of protein interactions and real-time measurements of membrane permeabilization, which is based on LUVs containing a polyanionic dye (ANTS: 8-aminonaphthalene-1,3,6-trisulfonic acid) and cationic quencher (DPX: p-xylene-bis-pyridinium bromide)11. As the LUVs permeabilize, ANTS and DPX diffuse apart, and a gain in fluorescence is detected. Here, commonly used recombinant BCL-2 family protein combinations and controls using the LUVs containing ANTS/DPX are described.

Biochemically-defined large unilamellar vesicles (LUVs) are a convenient model system to analyze BCL-2 family interactions with immediate implications in better understanding the mitochondrial pathway of apoptosis. A method to produce LUVs, along with standard BCL-2 family protein combinations and controls to examine LUV permeabilization, are presented.

대형 Unilamellar 소포와 검사 BCL-2 가족 기능

The BCL-2 (B cell CLL/Lymphoma) family is comprised of approximately twenty proteins that collaborate to either maintain cell survival or initiate ...

생물학

On-Chip Octanol-Assisted Liposome Assembly for Bioengineering

Microfluidics is a widely used tool to generate droplets and vesicles of various kinds in a controlled and high-throughput manner. Liposomes are simplistic cellular mimics composed of an aqueous interior surrounded by a lipid bilayer; they are valuable in designing synthetic cells and understanding the fundamentals of biological cells in an in vitro fashion and are important for applied sciences, such as cargo delivery for therapeutic applications. This article describes a detailed working protocol for an on-chip microfluidic technique, octanol-assisted liposome assembly (OLA), to produce monodispersed, micron-sized, biocompatible liposomes. OLA functions similarly to bubble blowing, where an inner aqueous (IA) phase and a surrounding lipid-carrying 1-octanol phase are pinched off by surfactant-containing outer fluid streams. This readily generates double-emulsion droplets with protruding octanol pockets. As the lipid bilayer assembles at the droplet interface, the pocket spontaneously detaches to give rise to a unilamellar liposome that is ready for further manipulation and experimentation. OLA provides several advantages, such as steady liposome generation (&#62;10 Hz), efficient encapsulation of biomaterials, and monodispersed liposome populations, and requires very small sample volumes (~50 &#181;L), which can be crucial when working with precious biologicals. The study includes details on microfabrication, soft-lithography, and surface passivation, which are needed to establish OLA technology in the lab. A proof-of-principle synthetic biology application is also shown by inducing the formation of biomolecular condensates inside the liposomes via transmembrane proton flux. It is anticipated that this accompanying video protocol will facilitate the readers to establish and troubleshoot OLA in their labs.

The present protocol describes octanol-assisted liposome assembly (OLA), a microfluidic technique to generate biocompatible liposomes. OLA produces monodispersed, micron-sized liposomes with efficient encapsulation, allowing immediate on-chip experimentation. This protocol is anticipated to be particularly suitable for synthetic biology and synthetic cell research.

분리 및 통합 규조류 Cyclotella Meneghiniana Thylakoid 지질으로 리에서에서 광 수확 안테나

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비계 리포좀을 사용하여 근위 지질 단백질 - 단백질 상호 작용을 재구성

생체 외에서 자가 지원된 지질 Bilayers에 단백질 패턴 구성의 재구성

생리 적으로 활성 Thylakoids 및 에너지 의존 단백질 수송 분석 실험에 있는 그들의 사용의 격리

스퀴지 기반의 조립 방법과 생체막 마이크로 어레이의 형성

물/공기 인터페이스에서 소수성 유기 분자와 함께 도핑 하이브리드 지질 막의 자체 조립

식물 조직에서 Active Photosystem I-Light Harvesting Complex I의 정제

식물 조직에서 Active Photosystem I-Light Harvesting Complex I의 정제

편광 TIRF 현미경에 의해 감시 미세 유동 흐름 전지에 닿는 지원 이중층 단일 테오의 SNARE 매개 퓨전

대형 Unilamellar 소포와 검사 BCL-2 가족 기능

생명공학을 위한 온칩 옥탄올 보조 리포솜 어셈블리