이 연구는 간호 연구 (K99/R00NR014369)를 위한 국립 연구소에 의해 지원 되었다.

설명 하는 모든 메서드는 시카고에 일리노이의 대학에서 기관 동물 관리 위원회에 의해 승인 되었다.
1. 바이 폴라 방사선학 전극 만들기
<ol><li>전극을 만들려면 컷 스테인레스 스틸 와이어의 두 가지 길이가 약 18 mm. 약 15 m m 긴 튜브 폴 리 에틸렌 (PE-50)의 한 조각 잘라. 두 조각의 양쪽에서 튀어나와 와이어를 떠나 튜브에 와이어 피드.</li>
	<li>전선의 끝에서 절연체를 제거 떠나는 노출된 와이어의 2-3 m m 철사를 잘라 주세요. 한쪽 끝에 통해 노출 남성 핀 주름. 솔더 와이어를 안전 하 게 핀, 핀 커넥터 스트립 내부 보안 및 에폭시와 연결을 커버. 참고: 빠른 연결/해제 악어 클립을 사용 하 여 납땜을 방지 하는 대체 방식이입니다.</li>
	<li>전극의 반대 끝에 노출 된 와이어의 2-3 mm를 떠나 전선의 끝에서 단 열을 제거 합니다. 작은 "브가" 모양의 uninsulated 철사에서 후크를 만들 철사의이 부분을 구 부. 참고: 이것은 신장 교감 신경에 접촉 될 전극의 부분입니다. 그것은 튜브를 입력에서 액체를 방지 하기 위해이 끝을 밀봉 하는 것이 중요입니다. 실리콘 이나 에폭시 효과적으로 사용할 수 있습니다.</li>
</ol>2. 마 취 관리 및 외과 사이트 준비
<ol><li>남성 Sprague Dawley 쥐 (나이 9-11 주, 150-400 g 무게)에 마 취를 관리 합니다. 관리 pentobarbital 나트륨 50 mg/kg 복 (IP) 주사를 통해. 수술 중 마 취의 안정적인 비행기를 평가, 매 15 분 및 필요에 따라 다시 복용량 마 취 발가락-핀치 반사를 확인 합니다. 참고: Pentobarbital 나트륨 (Nembutal) 방사선학4,,56의 변조 방해 하지 않고 마 취의 지속적인된 비행기를 달성 하기 위해 이전 연구에서 사용 되었다. 이 프로토콜은 비 생존 수술 이므로 아무 복구/후-operative 모니터링 기간입니다.</li>
	<li>제도 동물 보호 지침에 따라 수술 사이트 준비 (즉., 쥐의 복 부, 뒤, 및 머리를 면도; 10 %povidone-요오드 솔루션 클렌징; 눈 윤활제; 적용 및 생리대에 쥐를 놓고). 실험 기간 동안 37 ° C에서 체온을 유지 한다.</li>
</ol>3. cannulate 대 퇴 정 맥 (정 맥 액세스)에 대 한
<ol><li>헤 파 린 (달성 20 단위/mL)을 0.9% 멸 균 식 염 수를 추가 합니다. 22 G 바늘을 통해 heparinized 염 분으로 1 mL 주사기를 채우십시오. 바늘을 솔루션 채우기 튜브 PE-50 튜브의 15 cm를 연결 합니다.</li>
	<li>부정사 거짓말 쥐와 사 타 구니 지역을 통해 2 cm 가로 절 개를 만듭니다. 면 끝 도포를 사용 하 여, 대 퇴 정 맥과 동맥을 노출 하는 결합 조직 해 부. 절 개를 오픈, 중 단일-후크 탄성 외과 투숙 실크로 수술 필드 확보 테이프 또는 작은 hemostats를 사용 하 여 적용 됩니다.</li>
	<li>Hemostats를 사용 하 여 카 테 터 중개자10으로 90 ° 각도로 22 G 바늘의 끝을 구 부.</li>
	<li>현미경 아래 혈관을 시각화. 부드럽게 정 맥 및 동맥 곡선된 겸 자 사용 하 여 구분 합니다. 장소 두 12 cm 긴 정 맥 아래 5-0 비단 봉합 (한 원심 인접 한); 동맥 아래 같은 방식으로 봉합을 놓습니다.<ol>
<li>정 맥; 가리고 하 원심 (아래) 봉합 넥타이 실크 테이프 또는 작은 hemostats 사용 하 여 수술 필드에이 봉합의 가장자리를 보호 합니다. 부드럽게 혈관 긴장 된 있지만 하지 너무 많은 힘 선박을 찢 어. 정 맥 외과 의사의 지배적인 손을에 수직 위치.</li>
	</ol>
</li>
	<li>근 위 봉합에 느슨한 overhand 절반 매듭을 사용 하 여 간단히 정 맥을 막다. 섬세 한 hemostatic 집게와 함께 부드럽게 혈액 흐름을 막다 하이 봉합 클램프. 비 지배적인 손에; 구부러진 팁 22 G 바늘을 잡으십시오 지배적인 손을 사용 하 여 집게와 튜브를 버클.</li>
	<li>카 테 터 중개자 (단계 3.3)와 정 맥에 작은 구멍을 찌를 하 고 그릇;에 (미리 heparinized 염 분 가득) PE-50 튜브를 삽입 구부러진된 바늘을 사용 하 여 용기 오픈에서 열기를 계속 배10에 카 테 터의 끝 위치에.<ol>
<li>근 위 봉합을 놓고 부드럽게 정 맥;으로 heparinized 염 분의 0.2 mL를 플러시 카 테 터를 사전. 적절 한 배치를 위해 정 맥에서 혈액 반환을 확인 하십시오. 인접 매듭을 완료 하 고, 원심 봉합 넥타이, 튜브 안전 정 맥 내.</li>
	</ol>
</li>
	<li>실험 기간 동안 정 맥 액세스를 사용 하 여 추가 마 취 또는 약물 투여 및 혈액 컬렉션에 대 한. 경우 일반 정 맥 혼합 및 혈액 샘플링을 해야 합니다 3-방법은 커넥터를 통합 합니다. 마 취를 적정 유해 발가락 핀치 반사 15 분 마다 확인 합니다.</li>
</ol>4. cannulate 평균 동맥 압력 모니터링에 대 한 대 퇴 동맥
<ol><li>현미경 동맥을 시각화. 방법에 유사한 정 맥 cannulation 사용, 원심 봉합 (단계 3.4) 막다; 동맥을 묶어 실크 테이프로 수술 필드에이 봉합의 가장자리를 보호 하 고 동맥 외과 의사의 지배적인 손을에 수직 위치.</li>
	<li>동맥 액세스 압력 변환기/주입 시스템을 사용 하는 경우<ol>
<li>500 mL 0.9% 식 염 수 백을 압력 변환기/튜브를 연결 합니다. 염 분, 모든 거품을 제거와 함께 튜브를 플러시 및 시스템 압력을 압력 유도 가방 안에 가방 장소.</li>
		<li>3.1 단계에에서 설명 된 대로 1 mL 주사기 heparinized 염 분와 22 G 바늘을 통해를 PE-50의 15 cm (heparinized 염 분으로 튜브 플러시) 바늘에 연결.</li>
		<li>근 위 봉합에 느슨한 절반 매듭을 사용 하 여 간단히 동맥을 막다. 카 테 터 중개자 (단계 3.3); 비 지배적인 손에 잡으십시오 지배적인 손에 선박 cannulation 집게와 PE-50의 원심 끝을 잡으십시오. 구부러진 22 G 바늘 동맥에 구멍을 찌를 하 고 선박에는 캐 뉼 러를 삽입.</li>
		<li>동맥과 사전 가능한 카 테 테 르에 인접 봉합을, 부드럽게 플러시 heparinized 염 분의 0.2 mL를 놓습니다. 동맥 혈액 반환 되도록 적절 한 배치를 확인 합니다. 인접 매듭을 완료 하 고, 원심 봉합 넥타이, 안전 튜브는 동맥 내부. 압력 변환기/튜브를 동맥 라인을 연결 합니다. 참고: 튜브의 원심 부분 동맥 라인을 확보 하 여 쥐의 hindlimb에 녹화 될 수 있습니다. 선박 cannulation 대체 접근 Jespersen 외설명.; 11 그들의 프로토콜 봉합 하는 관과 접근 확보 보다는 절 개를 접착제 오히려 확산을 견인 기를 사용 하 여 다른 팬 들은 구부러진된 바늘 중개자의 정보를 포함 하지 않습니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>동맥 액세스 원격을 사용 하는 경우<ol>
<li>동맥 cannulation 전에 고배율에서 압력 감지 카 테 터를 검사 합니다. 테 거품/파편의 무료 하 고는 그대로 초승달 액체가 채워진 사이 (근 위)는 확인 및 젤 가득 (원심) 구성 요소. 각 이식 전에 카 테 터의 원심 끝에 젤 리필. 자석;를 사용 하 여 송신기 설정 완벽 한 배치를 견 뎌 야 하는 수술 중 혈압을 모니터링 합니다.</li>
		<li>근 위 봉합에 느슨한 overhand 절반 매듭을 사용 하 여 간단히 대 퇴 동맥을 막다. 비 지배적인 손에 잡고 테 중개자 (단계 3.3). 팁에서 젤 displacing 피하기 위해 선박 cannulation 집게와 원격 측정법 단위의 정 맥의 끝을 잡으십시오.</li>
		<li>구부러진 22 G 바늘 동맥에 구멍을 찌를 하 고 팁에서 젤 displacing 피하기 위해 선박 cannulation 집게를 사용 하 여 동맥에는 정을 삽입. 정까지 가능한 사전. 인접 하 고 원심 봉합 관계를 사용 하 여 보안 압력 테.</li>
		<li>절 개에 인접 한 측면 내부 원격 임 플 란 트의 시체를 턱 하 고 절단 바늘에 4-0 나일론 봉합 사를 사용 하 여이 절 개를 닫습니다. 배터리 수명을 보존 하는 기록의 결론에 자석에 의해 원격 장치를 해제 합니다.</li>
	</ol>
</li>
</ol>5. 위치는 쥐 두뇌에 액세스할 Stereotaxic 수술 프레임에
<ol><li>부드럽게 stereotaxic 수술 프레임에서 발생 하기 쉬운 위치에 쥐를 이동합니다.</li>
	<li>귀 바 사이 쥐 놓고 람다와 bregma의 높이 맞춰야 하 니 막대를 조정 합니다. 포지셔닝 쥐 긴장, 무게, 및 CNS 대상의 위치에 달려 있습니다.</li>
	<li>2 cm rostrocaudal 메스 절 개를 중간 선 통해 두 피를 확인 합니다. 결합 조직 두개골 표면에서 제거 단단히 면 밀고 도포를 사용 하 여. Bregma, 람다, 중간 봉합 시각화에 도움을 두개골에 과산화 수소를 적용 합니다.</li>
	<li>쥐 뇌의 아틀라스를 사용 하 여 대상12가이드, 드릴 버 구멍 뼈, 두개골을 통해 전극 액세스에 대 한 크기.</li>
</ol>6. 신장 교감 신경 차단
<ol><li>10 X 프리 앰프와 microelectrode 앰프 와이어 방사선학 전극 (1.1-1.3 단계)를 연결 합니다.</li>
	<li>이전에 후 절 개를 통해 또는 쥐 stereotaxic 프레임에 고정 한 후 신장 신경 분리. 일단 쥐 stereotaxic 프레임에 방사선학 전극 위치. 4-5 cm 꼬리 방향으로, 약간 척추 옆 갈비뼈 아래에서 확장 메스 절 개를 확인 합니다. 무뚝뚝한 시각화 paraspinal 근육을 절 개 해 부.</li>
	<li>지방 근육 만나는 매우 피상적 1-2 cm rostrocaudal 절 개를가 위를 사용 합니다. 도포 면 스쳐를 사용 하 여 시각화 신장에 근육에서 지방 확산. 그것은 복 막 공간을 입력 하지 해야 합니다.</li>
	<li>견인 기를 사용 하 여 부드럽게 신장 신장 동맥 및 복 부 대동맥을 시각화 paraspinal 근육에서 분리. 신장 신경의 손상을 방지 하려면 지나치게 배 스트레칭 하지 않습니다. 2 "x 2" 코 튼 거 즈 패드를 식 염 수에 담가 사용 하 여 신장 상해에서 보호 하기.</li>
	<li>높은 확대, 아래 절 개 포켓에 신장 신경 식별 합니다. 신경 다발 대동맥 및 신장 동맥에 의해 형성 된 오른쪽 각도에서 가장 쉽게 볼 수 있습니다. 신장 신경 밀접 하 게 따라 신장 동맥은 대동맥에서 신장.</li>
	<li>기록 전극에 배치 될 것입니다 신경 다발의 세그먼트를 선택 합니다. 마이크로 해 부 핀셋을 사용 하 여 주변 조직/선박에서 신경 섬유를 부드럽게 해 부.</li>
	<li>보안에 홀더 와이어 방사선학 전극 (예., 악어 클립 지원 서에 부착). 전극 신경 세그먼트의 수준 낮은. 신경 후크를 사용 하 여 부드럽게 신경 스트레칭 없이 전극에 신장 신경의 세그먼트를 들어올립니다. 참고: 신경 uninsulated 철사, 신경에 병렬에 갈고리 모양의 두 "V" 안으로 휴식 해야 한다. 전극 와이어는 다른 조직, 혈액, 또는 림프 액을 만지지 해야 합니다.</li>
	<li>미네랄 오일 노출된 신장 교감 신경 건조 되기에서 방지 하기 위해 절 개를 입력 합니다. 절 개 되 고 패러데이 케이지에 연결 된 다른 피부에 한쪽 끝을 접지 클립을 사용 합니다.</li>
	<li>높은 및 저역 통과 필터 (10 Hz 및 3 kHz)를 사용 하 여 앰프에 신호를 직접. 10 공화국 포함은 방사선학의 붕괴 패턴을 평가 하기 위해 오디오 모니터 최대 이득을 조정 합니다. 2000-10000 Hz4,5,6,,78사이 배열 하는 샘플링 속도 사용 합니다. CNS 조작 급속/간단한 동정 응답을 가설 하는 경우는 증가 샘플링 속도 사용 합니다.</li>
</ol>7. 레코드 데이터
<ol><li>정 맥 염의 1 mL 또는 (에서 0.1 mL) 10 µ g/mL phenylephrine의 bolus 주사로 baroreflex을 evoking 하 여 방사선학 녹음의 품질을 평가 합니다. 그림 1에서 볼 수 있듯이 주입 혈압을 증가 하 고 방사선학을 억제 한다. 60-80 mmHg의 평균 동맥 압력 증가 신장 sympathoinhibition4,,1314에 대 한 충분 하다.</li>
	<li>필요한 경우 신호를 개선 하기 위해 전극의 위치를 조정 합니다. 신경 두 후크 전극에 접촉 하지 않습니다 또는 어떤 조직, 혈액, 또는 림프 액체 전선을 접촉 하는 경우 위치를 변경 하는 것이 필요 합니다. 참고: 위치에 대 한 필요는 신경 방전의 청각 특성에 근거한 다.<ol>
<li>방사선학의 버스트 심장 주기, 주기적 발생 하지 경우 기록에서 어떤 방해는 전극 위치 신중 하 게.</li>
		<li>호흡 운동 또한 방사선학 녹음의 품질에 영향을 미칠 수, 부드럽게 위치 어디 근육의 움직임을 중단 하지 않습니다 전극 호흡 동안에 전극으로 이동 하 여 신호를 향상.</li>
	</ol>
</li>
	<li>명확한 신호를 얻을 일단 철수 미네랄 오일 절 개 포켓에 신경/전극 연결을 커버 하는 실리 카 젤을 적용 하 여 장소에 방사선학 전극 보안. 젤은 완전 하 게 설정 하기 전에 쥐를 이동 하지 마십시오.</li>
	<li>지속적으로 방사선학을 기록 하는 동안 CNS 조작 프로토콜을 수행 하 고 동맥 압력을 의미. Brainstem 조작에 대 한 microinjector/펄스 발생기를 사용 하는 경우이 장치에서 로직 신호 CNS 조작의 타이밍을 문서화 하는 방사선학/혈압 녹음에 도입 수 있습니다.</li>
	<li>실험 완료 되 면 실리 카 젤 및 척추 근육 사이 기록 전극에 인접 신경 분쇄 하 여 잡음 레벨을 결정 합니다. 방사선학4,,56에 대 한 값이 "0"의 기록 이상 30 s. 로 측정 잡음에 대 한 다른 접근 방법, 아트로핀, 늄, chlorisondamine, 또는 pentolinium 주석산8,,1516, 같은 짧은 연기 절 차단 관리 17.</li>
	<li>조심 스럽게 방사선학 전극 제거 하 고 와이어 전극에서 실리 카 젤의 모든 흔적을 제거. 재사용에 대 한 전극을 저장 합니다. 원격 트랜스미터를 끄고, 카 테 터의 끝을 손상 하지 않도록 주의 복용 제거.</li>
</ol>8입니다. 안락사 (Transcardiac 관류)
<ol><li>염료 나 형광, 전해질 장애, 만드는 주입 또는 c-fos 식의 감지 하 여 CNS 조작의 위치를 식별 합니다.</li>
	<li>뇌 분석 고정 필요 합니다, 쥐 transcardiac 관류에 대 한 준비. 쥐 마 취 깊이 남아 있도록 발가락 핀치 반사를 평가 합니다. 필요한 경우 추가 마 취를 제공 합니다. 증기 두건에서 transcardiac paraformaldehyde 정착 액의 관류를 수행 합니다. 주의: 열렬 한 피부/눈 자극입니다.</li>
	<li>관류 펌프 및 0.9% 정상적인 염 분으로 총리에 튜브를 삽입 합니다.</li>
	<li>피부와 흉 곽 아래 즉시 복 벽을 통해 5-6 cm 옆 절 개 하 고 흉을 엽니다. 횡 경 막에서 간을 조심 스럽게 분리 합니다. 곡선된 무딘가 위를 사용 하 여 횡 경 막에 작은 절 개를 확인 합니다. 좌 심 실에 직접 헤 파 린 0.1 mL를 주사.</li>
	<li>그것은 마음에 puncturing 어느 여 좌 심 실 (스테인리스 gavage 바늘이이 단계에 대 한 잘 작동)로 관류 바늘을 전달 하거나 작은 절 개를 절단 하 여 날카로운가 위를 사용 하 여 고 통과 gavage 바늘을 통해 팁은 통해 볼 수 있는 대동맥의 벽 (하지만 대동맥 아치에 도달 하지 한다). 수술 또는 전기 클립을 사용 하 여 장소에 바늘을 확보.</li>
	<li>주입 펌프를 사용 하 여 0.9% 정상적인 염 분 (실내 온도) 관리. 바로 염 분 린스에 대 한 콘센트를 만들려고 오른쪽 아 트리 움 2-3 m m 절 개를 만듭니다. 하강 대동맥을 잘라 하지 않습니다. 염 분 린스까지 간 변경 색상 레드/브라운에서 옅은 노란색, 약 400 mL의 주입을 계속 2-3 분 이상.</li>
	<li>펌프를 중지 합니다. 정착 액에는 perfusate를 전환 (예., 10% 포 르 말린 또는 4 %paraformaldehyde); 400 mL 주입 2-3 분 이상 두뇌를 제거 하 고 적어도 3 일 동안 또는 두뇌 싱크 될 때까지 조직 30% 자당 (30 mL의 0.1 M 인산 염 버퍼 식 염 수 100 mL에 용 해 하는 자당의)를 전송 하기 전에 4 ° C에서 하룻밤 통 솔루션에는 견본 저장 단면18cryogenetic 전에 cryoprotection에 대 한.</li>
</ol>9. 데이터 분석
<ol><li>전체 웨이브는 절대 값을 가져올 원시 방사선학 해결할. 전체 웨이브 원시 잡음 신호의 10 s 세그먼트를 해결할. 그것은 낮은 신호 대 잡음 비율에 의해 영향을 받는 모든 연구를 제외 해야 합니다. 연구에서 방사선학을 측정, 조사 요구 신호 잡음 비율을 2:1 6:1 ~17,,1920초과 같은 선험적 기준 적용.</li>
	<li>평균 겹치지 않는 세그먼트 (µ V)에 대 한 방사선학 정류 및 잡음 견적 (µ V) 빼기 계산 합니다. 실험의 목적에 따라 수 사관 10 등 간격을 선택할 수 있습니다 (그림 1) 또는 1 s. 계산에 대 한 평균을 계산 하 생리 소프트웨어에서 파형 분석 옵션을 사용 하 여 스프레드시트에 데이터를 내보낸 의미 선택한 시간 간격입니다.</li>
	<li>다른 동물에서 정상화 하는 비율 기준에서 변화 추가 분석에 대 한 값 표현 한다. 파라메트릭 통계를 사용 하 여 그룹 비교를 실시.</li>
</ol>

<ol>
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M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hypothalamic+paraventricular+nucleus+differentially+supports+lumbar+and+renal+sympathetic+outflow+in+water-deprived+rats.">Hypothalamic paraventricular nucleus differentially supports lumbar and renal sympathetic outflow in water-deprived rats.</a> Journal of Physiology. 15 (563 Pt 1), 249-263 (2005).</li><li>Stocker, S. D., Gordon, K. W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Glutamate+receptors+in+the+hypothalamic+paraventricular+nucleus+contribute+to+insulin-induced+sympathoexcitation.">Glutamate receptors in the hypothalamic paraventricular nucleus contribute to insulin-induced sympathoexcitation.</a> Neurophysiology. 113 (5), 1302-1309 (2015).</li><li>Saponjic, J., Radulovacki, M., Carley, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Injection+of+glutamate+into+the+pedunculopontine+tegmental+nuclei+of+anesthetized+rat+causes+respiratory+dysrhythmia+and+alters+EEG+and+EMG+power.">Injection of glutamate into the pedunculopontine tegmental nuclei of anesthetized rat causes respiratory dysrhythmia and alters EEG and EMG power.</a> Sleep and Breathing. 9 (2), 82-91 (2005).</li><li>DiBona, G. F., Jones, S. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamic+analysis+of+renal+nerve+activity+responses+to+baroreceptor+denervation+in+hypertensive+rats.">Dynamic analysis of renal nerve activity responses to baroreceptor denervation in hypertensive rats.</a> Hypertension. 37 (4), 1153-1163 (2001).</li><li>Kunitake, T., Kannan, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Discharge+pattern+of+renal+sympathetic+nerve+activity+in+the+conscious+rat:+spectral+analysis+of+integrated+activity.">Discharge pattern of renal sympathetic nerve activity in the conscious rat: spectral analysis of integrated activity.</a> Journal of Neurophysiology. 84 (6), 2859-2867 (2000).</li><li>Machado, B. H., Bonagamba, L. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microinjection+of+L-glutamate+into+the+nucleus+tractus+solitarii+increases+arterial+pressure+in+conscious+rats.">Microinjection of L-glutamate into the nucleus tractus solitarii increases arterial pressure in conscious rats.</a> Brain Research. 576 (1), 131-138 (1992).</li><li>Murakami, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inhalation+anesthesia+is+preferable+for+recording+rat+cardiac+function+using+an+electrocardiogram.">Inhalation anesthesia is preferable for recording rat cardiac function using an electrocardiogram.</a> Biological and Pharmaceutical Bulletin. 37 (5), 834-839 (2014).</li><li>Nakamura, T., Tanida, M., Niijima, A., Hibino, H., Shen, J., Nagai, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Auditory+stimulation+affects+renal+sympathetic+nerve+activity+and+blood+pressure+in+rats.">Auditory stimulation affects renal sympathetic nerve activity and blood pressure in rats.</a> Neuroscience Letters. 416 (2), 107-112 (2007).</li><li>Bardgett, M. E., McCarthy, J. J., Stocker, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Glutamatergic+receptor+activation+in+the+rostral+ventrolateral+medulla+mediates+the+sympathoexcitatory+response+to+hyperinsulinemia.">Glutamatergic receptor activation in the rostral ventrolateral medulla mediates the sympathoexcitatory response to hyperinsulinemia.</a> Hypertension. 55 (2), 284-290 (2010).</li><li>Brozoski, D. T., Dean, C., Hopp, F. A., Seagard, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Uptake+blockade+of+endocannabinoids+in+the+NTS+modulates+baroreflex-evoked+sympathoinhibition.">Uptake blockade of endocannabinoids in the NTS modulates baroreflex-evoked sympathoinhibition.</a> Brain Research. 1059 (2), 197-202 (2005).</li><li>Barman, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=What+can+we+learn+about+neural+control+of+the+cardiovascular+system+by+studying+rhythms+in+sympathetic+nerve+activity?.">What can we learn about neural control of the cardiovascular system by studying rhythms in sympathetic nerve activity?.</a> International Journal of Psychophysiology. 103, 69-78 (2016).</li><li>Charkoudian, N., Wallin, B. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sympathetic+neural+activity+to+the+cardiovascular+system:+integrator+of+systemic+physiology+and+interindividual+characteristics.">Sympathetic neural activity to the cardiovascular system: integrator of systemic physiology and interindividual characteristics.</a> Comprehensive Physiology. 4 (2), 825-850 (2014).</li><li>Malpas, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sympathetic+nervous+system+overactivity+and+its+role+in+the+development+of+cardiovascular+disease.">Sympathetic nervous system overactivity and its role in the development of cardiovascular disease.</a> Physiological Reviews. 90 (2), 513-557 (2010).</li><li>Chen, W. W., Xiong, X. Q., Chen, Q., Li, Y. H., Kang, Y. M., Zhu, G. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardiac+sympathetic+afferent+reflex+and+its+implications+for+sympathetic+activation+in+chronic+heart+failure+and+hypertension.">Cardiac sympathetic afferent reflex and its implications for sympathetic activation in chronic heart failure and hypertension.</a> Acta Physiologica. 213 (4), 778-794 (2015).</li><li>Linz, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modulation+of+renal+sympathetic+innervation:+Recent+insights+beyond+blood+pressure+control.">Modulation of renal sympathetic innervation: Recent insights beyond blood pressure control.</a> Clinical Autonomic Research. , (2018).</li></ol>

앤 M. 핑크는 데이터 과학 국제 고객 자문 위원회의 일원 이다.

방사선학을 측정 하기 위한 중요 한 단계를 포함: (1) 피하 신장 paraspinal 근육에서 분리 될 때 신장 동맥 및 신경의 스트레칭과 기록 전극에 신경 세그먼트 때, (2) 신중 하 게 해 부 신장 신경 섬유 주변 조직/선박에서 전극 전선 (3) 보장 조직, 혈액, 또는 림프의 액체, 그리고 (4) 방지 신경 신장 신경 및 신경 전극 단위에 실리 카 젤에 광 유를 적용 하 여 밖으로 건조에서 무료입니다. 문제 해결에 대 ?...

심장 혈관 시스템의 자율 제어에 대 한 전 임상 발견 알려 고혈압, 심장 마비, 만성 신장 질환 등 질환을 관리 하기 위한 전략. 교감 신 경계와 감소 vagal 심장 톤의 과잉 활동 혈압 (BP)1에 기여 한다. 만 성으로 높은 신장 동 정적인 유출 카 테 콜 아민 분 비를 강화 하 고 신장 혈, 심혈 관계/신장 시스템2,3에 해로운 결과 감소. 자율 신경 부전으로 이어지는 neurobiological 경로 정의 하려면 설치류에 학문은 중앙 신경 시스템 (CNS)의 신경 공감 매개 변수를 조절 하는 방법을 결정 하기 위한 중요 한. 이 프로토콜의 목적은 신장 교감 신경 활동 (방사선학)을 측정 하는 것에 대 한 기술 정보를 제공 하 고 혈압과 마 취 쥐에서 CNS 조작에 대 한 응답에서 급성 교감 변화 측정에 대 한 기술 개요.
급성 (비-생존) 방사선학 측정 (지속적인 분 h)는 약리학, 전기로, 과학자는 CNS 프로브 것입니다 또는 optogenetically에 특정 핵의 기능을 결정 하는 쥐를 마 취 때 유용 합니다. 이러한 메서드, 독방 핵, periaqueductal 회색, 같은 구조를 사용 하 여 pedunculopontine tegmentum 고 rostral ventrolateral 정도 되어 조사 공감 매개 변수4, 규제 neurobiological 경로 정의 하 5,,67. 이 방식은 조사를 CNS 목표를 식별 하는 데 중요 한의 자율 부전8,9만성 모델에 추가. 이러한 실험을 완료 하려면 실험실 납땜, 외과 현미경, stereotaxic 프레임, microelectrode 증폭기 및 오디오 모니터 필요 합니다. 실험실에 존재 하는 요인 전기 소음을에 따라 수술/기록 영역 패러데이 케이지/접지 스트랩 방사선학 녹음에 전기 소음을 줄이기 위해 필요할 수 있습니다. 뇌 분석 조직 고정 필요 합니다, 관류 펌프 및 연기 후드가 필요 합니다. 데이터 디지털화 될 수 및 다양 한 분석 옵션 및 telemetric 신호를 통합에 대 한 호환성 여러 생리 소프트웨어/데이터 수집 (아날로그-디지털 컨버터) 단위4,5를 사용 하 여 기록 .

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Stainless steel wire</td>
			<td>A-M Systems; Sequim, WA</td>
			<td>791000</td>
			<td>RSNA electrode</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polyethylene (PE-50) tubing</td>
			<td>VWR; Radnor, PA</td>
			<td>63019-048</td>
			<td>RSNA electrode; vessel cannulation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Miniature pin connector</td>
			<td>A-M Systems; Sequim, WA</td>
			<td>520200</td>
			<td>RSNA electrode</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Crimping tool</td>
			<td>Daniels Manufacturing Corp.; Orlando, FL</td>
			<td>M22520</td>
			<td>RSNA electrode</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Connector strip</td>
			<td>Amphenol; Clinton Township, MI</td>
			<td>221-2653</td>
			<td>RSNA electrode</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>J-B Kwik Epoxy</td>
			<td>J-B Weld, Sulphur Springs, TX</td>
			<td>8270</td>
			<td>RSNA electrode</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silicone</td>
			<td>Permatex; Hartford, CT</td>
			<td>2222</td>
			<td>RSNA electrode</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin sodium; Injectable (10 mL vial, 1000 U/mL)</td>
			<td>KV Veterinary Supply; David City, NE</td>
			<td>P03466</td>
			<td>Venous line patency</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phenylephrine HCl; Injectable (1 mL vial; 10 mg/mL)</td>
			<td>ACE Surgical Supply; Brockton, MA</td>
			<td>950-6312</td>
			<td>Testing renal sympathoinhibition</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Single-hook elastic surgical stays</td>
			<td>Harvard Apparatus; Holliston, MA</td>
			<td>72-2595</td>
			<td>Incision</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silk surgical tape</td>
			<td>3M, Minneapolis, MN</td>
			<td>1538-0</td>
			<td>Secure surgical stays</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needles, 20 G</td>
			<td>Sigma-Aldrich; St. Louis, MO</td>
			<td>Z192554-100EA</td>
			<td>Vessel cannulation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dumont #7 curved forceps</td>
			<td>Fine Science Tools; Foster City, CA</td>
			<td>11274-20</td>
			<td>Vessel cannulation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5-0 silk suture ties</td>
			<td>Braintree Scientific; Braintree, MA</td>
			<td>SUT-S 106</td>
			<td>Vessel cannulation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Delicate hemostatic forceps</td>
			<td>Roboz Surgical Instrument Co.; Gaithersburg, MD</td>
			<td>RS-7117</td>
			<td>Vessel cannulation and RSNA surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Crile Hemostatic forceps</td>
			<td>Fine Science Tools; Foster City, CA</td>
			<td>13004-14</td>
			<td>Needle bending</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Telemetry transmitter</td>
			<td>Data Sciences International; Minneapolis, MN</td>
			<td>PA-10</td>
			<td>Mean arterial pressure monitoring (telemetry)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Re-gel syringe</td>
			<td>Data Sciences International; Minneapolis, MN</td>
			<td>276-0038-001</td>
			<td>Transmitter reuse (telemetry)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Disposable pressure transducer</td>
			<td>Transpac; San Clemente, CA</td>
			<td>MI-1224</td>
			<td>Mean arterial pressure monitoring</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Clear-Cuff pressure infuser</td>
			<td>MILA International Inc.; Florence, KY</td>
			<td>2281339</td>
			<td>Mean arterial pressure monitoring</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vessel cannulation forceps</td>
			<td>Fine Science Tools; Foster City, CA</td>
			<td>00574-11</td>
			<td>Catheter insertion</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Black monofilament nylon 4-0 suture on reverse cutting needle</td>
			<td>McKesson Medical-Surgical; San Francisco, CA</td>
			<td>S661GX</td>
			<td>Secure telemetry transmitter</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Telemetry receiver</td>
			<td>Data Sciences International; Minneapolis, MN</td>
			<td>RPC-1</td>
			<td>Mean arterial pressure monitoring (telemetry)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LabChart Pro (software), PowerLab (acquisition hardware)</td>
			<td>AD Instruments; Colorado Springs, CO</td>
			<td>ML846, MX2 matrix 2.0 (Compatible with Data Science International telemetry)</td>
			<td>3 options for software/acquisition hardware</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SciWorks (software), DataWave (acquisition hardware)</td>
			<td>DataWave Technologies, Loveland, CO</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Spike 2 (software), Micro1401-3</td>
			<td>Cambridge Electronic Design Ltd., London UK</td>
			<td>1401-3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro-drill</td>
			<td>Roboz Surgical Instrument Co.; Gaithersburg, MD</td>
			<td>RS-6300</td>
			<td>CNS surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereotaxic surgery frame</td>
			<td>Stoelting; Wood Dale, IL</td>
			<td>51600</td>
			<td>CNS surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microelectrode amplifier with 10X pre-amplifier</td>
			<td>A-M Systems; Sequim, WA</td>
			<td>1800-2</td>
			<td>RSNA recording</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Retractors</td>
			<td>Fine Science Tools; Foster City, CA</td>
			<td>17009-07</td>
			<td>RSNA surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro-dissecting tweezers</td>
			<td>Fine Science Tools; Foster City, CA</td>
			<td>11251-10</td>
			<td>RSNA surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro-hook</td>
			<td>Fine Science Tools; Foster City, CA</td>
			<td>10064-14</td>
			<td>RSNA surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mineral oil</td>
			<td>Fisher Scientific; Waltham, MA</td>
			<td>8042-47-5</td>
			<td>RSNA surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Audio monitor</td>
			<td>A-M Systems; Sequim, WA</td>
			<td>3300</td>
			<td>RSNA surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silica gel</td>
			<td>Wacker, Munchen; Germany</td>
			<td>RT601A-B</td>
			<td>RSNA surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electrical clips</td>
			<td>Tyco Electronics; Schaffhausen, Switzerland</td>
			<td>EB0283-000</td>
			<td>Grounding or securing perfusion needle</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bonn scissors, straight/sharp points</td>
			<td>Roboz Surgical Instrument Co; Gaithersburg, MD</td>
			<td>RS-5840</td>
			<td>Perfusion</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gavage needle</td>
			<td>Harvard Apparatus; Holliston, MA</td>
			<td>75-0286</td>
			<td>Perfusion</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Masterflex perfusion pump</td>
			<td>Cole-Parmer; Vernon Hills, IL</td>
			<td>7524-10</td>
			<td>Perfusion</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Masterflex platinum-cured silicone tubing</td>
			<td>Cole-Parmer; Vernon Hills, IL</td>
			<td>96410-15</td>
			<td>Perfusion</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Formalin (10% buffered solution; 4 L)</td>
			<td>Sigma-Aldrich; St. Louis, MO</td>
			<td>HT501128</td>
			<td>Perfusion</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sucrose</td>
			<td>Sigma-Aldrich; St. Louis, MO</td>
			<td>S0389</td>
			<td>Cryoprotection</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

quantifying acute changes in renal sympathetic nerve activity in response to central nervous system manipulations in anesthetized rats

신장 동 정적인 신경 활동 (방사선학) 및 평균 동맥 압력에 있는 중요 한 매개 변수 심장 혈관과 자율 연구; 그러나, 측정 하 고 이러한 변수를 분석 하기 위한 기술에 있는 과학자를 감독 하는 한정 된 자원 있다. 이 프로토콜에는 방사선학 및 마 취 쥐에 있는 평균 동맥 압력 측정을 위한 방법을 설명 합니다. 프로토콜은 또한 중앙 신경 조직 (CNS) 조작에 대 한 방사선학 녹음 하는 동안 두뇌에 액세스 하는 방법을 포함 한다. 방사선학 녹음 기술 호환 됩니다 pharmacologic, optogenetic, 또는 CNS의 전기 자극. 접근은 조사와 상관 관계를 해부학 CNS 핵 비 생존 실험 단기 (h 분) 자율 반응을 측정할 때 유용 합니다. 접근 쥐에서 방사선학의 만성 (생존) 녹음을 얻기 위해 사용 되는 것이 아닙니다. 방사선학, 평균 방전 방사선학, 정류 및 평균 동맥 압력 수 계량 및 패라메트릭 통계적 테스트를 사용 하 여 추가 분석. 정 맥 접근, telemetrically, 평균 동맥 압력을 기록 하 고 미래 조직학 분석을 위한 뇌 고정을 얻기위한 방법 또한 문서에 설명 되어 있습니다.

그림 1 샘플 방사선학과 혈압 기록을 Nembutal 취 쥐에서 보여 줍니다. 평균 동맥 압력의 증가 유도 하 고 baroreflex 및 과도 sympathoinhibition4,6연상 phenylephrine의 정 맥 주사 사용 되었다. 척도 방사선학, 원시 방사선학 정류 되었고 겹치지 않는 10 s 세그먼트;에 대 한 평균 소음 예측은 각 세그먼트에서 뺍니다.
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Quantifying Acute Changes in Renal Sympathetic Nerve Activity in Response to Central Nervous System Manipulations in Anesthetized Rats

마 취 쥐에서 중앙 신경 조작에 대 한 응답에서 신장 교감 신경 활동에 심각한 변화를 측정

중앙 신경 시스템 (CNS) 조작에 대 한 공감과 심장 혈관 응답을 측정 하기 위한 방법 신경 과학 발전을 위해 중요 하다. 이 프로토콜은 측정 및 마 취 쥐 (비-생존)에서 신장 교감 신경 활동 (방사선학)에 심각한 변화를 측정 과학자를 지원 하기 위해 개발 되었다.

Renal sympathetic nerve activity (RSNA) and mean arterial pressure are important parameters in cardiovascular and autonomic research; however, there are ...

quantifying-acute-changes-renal-sympathetic-nerve-activity-response

Research

JoVE Journal

Neuroscience

7.7K 조회수.  University of Illinois at Chicago. 중앙 신경 시스템 (CNS) 조작에 대 한 공감과 심장 혈관 응답을 측정 하기 위한 방법 신경 과학 발전을 위해 중요 하다. 이 프로토콜은 측정 및 마 취 쥐 (비-생존)에서 신장 교감 신경 활동 (방사선학)에 심각한 변화를 측정 과학자를 지원 하기 위해 개발 되었다.

비디오: Quantifying Acute Changes in Renal Sympathetic Nerve Activity in Response to Central Nervous System Manipulations in Anesthetized Rats

Optic Nerve Transection: A Model of Adult Neuron Apoptosis in the Central Nervous System

Retinal ganglion cells (RGCs) are CNS neurons that output visual information from the retina to the brain, via the optic nerve. 
The optic nerve can be accessed within the orbit of the eye and completely transected (axotomized), cutting the axons of the entire RGC population. Optic nerve 
transection is a reproducible model of apoptotic neuronal cell death in the adult CNS 1-4. This model is particularly attractive because the vitreous
 chamber of the eye acts as a capsule for drug delivery to the retina, permitting experimental manipulations via intraocular injections. The diffusion of chemicals 
through the vitreous fluid ensures that they act upon the entire RGC population. Moreover, RGCs can be selectively transfected by applying short interfering RNAs 
(siRNAs), plasmids, or viral vectors to the cut end of the optic nerve 5-7 or injecting vectors into their target, the superior colliculus 8. 
This allows researchers to study apoptotic mechanisms in the desired neuronal population without confounding effects on other bystander neurons or surrounding glia. 
An additional benefit is the ease and accuracy with which cell survival can be quantified after injury. The retina is a flat, layered tissue and RGCs are localized in 
the innermost layer, the ganglion cell layer. The survival of RGCs can be tracked over time by applying a fluorescent tracer (3% Fluorogold) to the cut end of the 
optic nerve at the time of axotomy, or by injecting the tracer into the superior colliculus (RGC target) one week prior to axotomy. The tracer is retrogradely transported, labeling 
the entire RGC population. Because the ganglion cell layer is a monolayer (one cell thick), RGC densities can be quantified in flat-mounted tissue, without the need 
for stereology. Optic nerve transection leads to the apoptotic death of 90% of injured RGCs within 14 days postaxotomy 9-11. RGC apoptosis has a 
characteristic time-course whereby cell death is delayed 3-4 days postaxotomy, after which the cells rapidly degenerate. This provides a time window for 
experimental manipulations directed against pathways involved in apoptosis.

Optic Nerve transection is a widely used model of adult CNS injury. Ninety percent of retinal ganglion cells (RGCs) whose axons are completely transected (axotomy) die within 14 days after axotomy. This model is easily amenable to experimental manipulations and highly reproducible.

시신경의 절개 : 중추 신경계에서 신경 세포의 Apoptosis 성인의 모델

Retinal ganglion cells (RGCs) are CNS neurons that output visual information from the retina to the brain, via the optic nerve. 
The optic nerve can be ...

연구

신경과학

Multimodal Imaging of Stem Cell Implantation in the Central Nervous System of Mice

During the past decade, stem cell transplantation has gained increasing interest as primary or secondary therapeutic modality for a variety of diseases, both in preclinical and clinical studies. However, to date results regarding functional outcome and/or tissue regeneration following stem cell transplantation are quite diverse. Generally, a clinical benefit is observed without profound understanding of the underlying mechanism(s)1. Therefore, multiple efforts have led to the development of different molecular imaging modalities to monitor stem cell grafting with the ultimate aim to accurately evaluate survival, fate and physiology of grafted stem cells and/or their micro-environment. Changes observed in one or more parameters determined by molecular imaging might be related to the observed clinical effect. In this context, our studies focus on the combined use of bioluminescence imaging (BLI), magnetic resonance imaging (MRI) and histological analysis to evaluate stem cell grafting.
BLI is commonly used to non-invasively perform cell tracking and monitor cell survival in time following transplantation2-7, based on a biochemical reaction where cells expressing the Luciferase-reporter gene are able to emit light following interaction with its substrate (e.g. D-luciferin)8, 9. MRI on the other hand is a non-invasive technique which is clinically applicable10 and can be used to precisely locate cellular grafts with very high resolution11-15, although its sensitivity highly depends on the contrast generated after cell labeling with an MRI contrast agent. Finally, post-mortem histological analysis is the method of choice to validate research results obtained with non-invasive techniques with highest resolution and sensitivity. Moreover end-point histological analysis allows us to perform detailed phenotypic analysis of grafted cells and/or the surrounding tissue, based on the use of fluorescent reporter proteins and/or direct cell labeling with specific antibodies.
In summary, we here visually demonstrate the complementarities of BLI, MRI and histology to unravel different stem cell- and/or environment-associated characteristics following stem cell grafting in the CNS of mice. As an example, bone marrow-derived stromal cells, genetically engineered to express the enhanced Green Fluorescent Protein (eGFP) and firefly Luciferase (fLuc), and labeled with blue fluorescent micron-sized iron oxide particles (MPIOs), will be grafted in the CNS of immune-competent mice and outcome will be monitored by BLI, MRI and histology (Figure 1).

This article describes an optimized sequence of events for multimodal imaging of cellular grafts in rodent brain using: (i) in vivo bioluminescence and magnetic resonance imaging, and (ii) post mortem histological analysis. Combining these imaging modalities on a single animal allows cellular graft evaluation with high resolution, sensitivity and specificity.

마우스의 중추 신경계에서 줄기 세포 주입의 Multimodal 이미징

During the past decade, stem cell transplantation has gained increasing interest as primary or secondary therapeutic modality for a variety of diseases, ...

Dual Electrophysiological Recordings of Synaptically-evoked Astroglial and Neuronal Responses in Acute Hippocampal Slices

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs through activation of their ion channels and neurotransmitter receptors, and process information in part through activity-dependent release of gliotransmitters. Furthermore, astrocytes constitute the main uptake system for glutamate, contribute to potassium spatial buffering, as well as to GABA clearance. These cells therefore constantly monitor synaptic activity, and are thereby sensitive indicators for alterations in synaptically-released glutamate, GABA and extracellular potassium levels. Additionally, alterations in astroglial uptake activity or buffering capacity can have severe effects on neuronal functions, and might be overlooked when characterizing physiopathological situations or knockout mice. Dual recording of neuronal and astroglial activities is therefore an important method to study alterations in synaptic strength associated to concomitant changes in astroglial uptake and buffering capacities. Here we describe how to prepare hippocampal slices, how to identify stratum radiatum astrocytes, and how to record simultaneously neuronal and astroglial electrophysiological responses. Furthermore, we describe how to isolate pharmacologically the synaptically-evoked astroglial currents.

The preparation of acute brain slices from isolated hippocampi, as well as the simultaneous electrophysiological recordings of astrocytes and neurons in stratum radiatum during stimulation of schaffer collaterals is described. The pharmacological isolation of astroglial potassium and glutamate transporter currents is demonstrated.

급성 Hippocampal 슬라이스에 Synaptically-evoked Astroglial와 Neuronal 응답의 듀얼 Electrophysiological 레코딩

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs ...

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

In this article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the lipophilic fluorescent membrane marker DiI. This method allows the visualization of neuronal cell morphology in great detail. It is possible to label any cell in the CNS: cell bodies of target neurons are visualized under DIC optics or by expression of a fluorescent genetic marker such as GFP. After labeling, the DiI can be transformed into a permanent brown stain by photoconversion to allow visualization of cell morphology with transmitted light and DIC optics. Alternatively, the DiI-labeled cells can be observed directly with confocal microscopy, enabling genetically introduced fluorescent reporter proteins to be colocalised. The technique can be used in any animal, irrespective of genotype, making it possible to analyze mutant phenotypes at single cell resolution.

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

We present a technique for labeling single neurons in the central nervous system (CNS) of Drosophila embryos, which allows the analysis of neuronal morphology by either transmitted light or confocal microscopy.

의 중추 신경계에 단일 세포의 라벨<em&gt; Drosophila melanogaster</em

In this  article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the ...

An Injury Paradigm to Investigate Central Nervous System Repair in Drosophila

An experimental method has been developed to investigate the cellular responses to central nervous system (CNS) injury using the fruit-fly Drosophila. Understanding repair and regeneration in animals is a key question in biology. The damaged human CNS does not regenerate, and understanding how to promote the regeneration is one of main goals of medical neuroscience. The powerful genetic toolkit of Drosophila can be used to tackle the problem of CNS regeneration.
A lesion to the CNS ventral nerve cord (VNC, equivalent to the vertebrate spinal cord) is applied manually with a tungsten needle. The VNC can subsequently be filmed in time-lapse using laser scanning confocal microscopy for up to 24 hr to follow the development of the lesion over time. Alternatively, it can be cultured, then fixed and stained using immunofluorescence to visualize neuron and glial cells with confocal microscopy. Using appropriate markers, changes in cell morphology and cell state as a result of injury can be visualized. With ImageJ and purposely developed plug-ins, quantitative and statistical analyses can be carried out to measure changes in wound size over time and the effects of injury in cell proliferation and cell death. These methods allow the analysis of large sample sizes. They can be combined with the powerful genetics of Drosophila to investigate the molecular mechanisms underlying CNS regeneration and repair.

An Injury Paradigm to Investigate Central Nervous System Repair in Drosophila

An injury paradigm using the Drosophila larval ventral nerve cord to investigate central nervous system regeneration and repair is described. Stabbing followed by laser scanning confocal microscopy in time-lapse and fixed specimens, combined with quantitative analysis with purposefully developed software and genetics, are used to investigate the molecular mechanisms of CNS regeneration and repair.

에 중추 신경 시스템 복구를 조사하기 위해 상해 패러다임<em&gt; Drosophila</em

An experimental method has been developed to investigate the cellular responses to central nervous system (CNS) injury using the fruit-fly Drosophila. ...

Direct Intraventricular Delivery of Drugs to the Rodent Central Nervous System

Due to an inability to cross the blood brain barrier, certain drugs need to be directly delivered into the central nervous system (CNS). Our lab focuses specifically on antisense oligonucleotides (ASOs), though the techniques shown in the video here can also be used to deliver a plethora of other drugs to the CNS. Antisense oligonucleotides (ASOs) have the capability to knockdown sequence-specific targets 1 as well as shift isoform ratios of specific genes 2. To achieve widespread gene knockdown or splicing in the CNS of mice, the ASOs can be delivered into the brain using two separate routes of administration, both of which we demonstrate in the video.
The first uses Alzet osmotic pumps, connected to a catheter that is surgically implanted into the lateral ventricle. This allows the ASOs to be continuously infused into the CNS for a designated period of time. The second involves a single bolus injection of a high concentration of ASO into the right lateral ventricle. Both methods use the mouse cerebral ventricular system to deliver the ASO to the entire brain and spinal cord, though depending on the needs of the study, one method may be preferred over the other.

We describe a method to target drugs to the central nervous system by either implanting a catheter or performing a bolus injection into the right lateral ventricle in mice. We focus specifically on the delivery of antisense oligonucleotides. This technique is readily adaptable to other drugs and to rats.

Due to an inability to cross the blood brain barrier, certain drugs need to be directly delivered into the central nervous system (CNS). Our lab focuses ...

In vivo Interrogation of Central Nervous System Translatome by Polyribosome Fractionation

Multiple processes are involved in gene expression including transcription, translation and stability of mRNAs and proteins. Each of these steps are tightly regulated, affecting the final dynamics of protein abundance. Various regulatory mechanisms exist at the translation step, rendering mRNA levels alone an unreliable indicator of gene expression. In addition, local regulation of mRNA translation has been particularly implicated in neuronal functions, shifting &#39;translatomics&#39; to the focus of attention in neurobiology. The presented method can be used to bridge transcriptomics and proteomics.
Here we describe essential modifications to the technique of polyribosome fractionation, which interrogates the translatome based on the association of actively translated mRNAs to multiple ribosomes and their differential sedimentation in sucrose gradients. Traditionally, working with in vivo samples, particularly of the central nervous system (CNS), has proven challenging due to the restricted amounts of material and the presence of fatty tissue components. In order to address this, the described protocol is specifically optimized for use with minimal amount of CNS material, as demonstrated by the use of single mouse spinal cord and brain. Briefly, CNS tissues are extracted and translating ribosomes are immobilized on mRNAs with cycloheximide. Myelin flotation is then performed to remove lipid rich components. Fractionation is performed on a sucrose gradient where mRNAs are separated according to their ribosomal loading. Isolated fractions are suitable for a range of downstream assays, including new genome wide assay technologies.

In vivo Interrogation of Central Nervous System Translatome by Polyribosome Fractionation

This protocol illustrates essential modifications of polyribosome fractionation in order to study the translatome of in vivo CNS samples. It allows global assessment of translation and transcription regulation through the isolation and comparison of total RNA to ribosome bound RNA fractions.

Polyribosome 분별에 의한 중추 신경계 Translatome의 생체 심문

Multiple processes are involved in gene expression including transcription, translation and stability of mRNAs and proteins. Each of these steps are ...

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution has been a long sought tool for neuroscientists in the systems-level search for the neural circuitry governing complex behavioral states. Optogenetics is a cutting-edge tool that is revolutionizing the field of neuroscience and represents one of the first systematic approaches to enable causal testing regarding the relation between neural signaling events and behavior. By combining optical and genetic approaches, neural signaling can be bi-directionally controlled through expression of light-sensitive ion channels (opsins) in mammalian cells. The current protocol describes delivery of specific wavelengths of light to opsin-expressing cells in deep brain structures of awake, freely-moving rodents for neural circuit modulation. Theoretical principles of light transmission as an experimental consideration are discussed in the context of performing in vivo optogenetic stimulation. The protocol details the design and construction of both simple and complex laser configurations and describes tethering strategies to permit simultaneous stimulation of multiple animals for high-throughput behavioral testing.

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

Optogenetics has become a powerful tool for use in behavioral neuroscience experiments. This protocol offers a step-by-step guide to the design and set-up of laser systems, and provides a full protocol for carrying out multiple and simultaneous in vivo optogenetic stimulations compatible with most rodent behavioral testing paradigms.

설치류 중추 신경계의 생체 Optogenetic 자극

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution ...

Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

Converging evidence shows that many neuropsychiatric diseases should be understood as disorders of large-scale neuronal networks. To better understand the pathophysiological basis of these diseases, it is necessary to precisely characterize in which way the processing of information is disturbed between the different neuronal parts of the circuit. Using extracellular in vivo electrophysiological recordings, it is possible to accurately delineate neuronal activity within a neuronal network. The application of this method has several advantages over alternative techniques, e.g., functional magnetic resonance imaging and calcium imaging, as it allows a unique temporal and spatial resolution and does not rely on genetically engineered organisms. However, the use of extracellular in vivo recordings is limited since it is an invasive technique that cannot be universally applied. In this article, a simple and easy to use method is presented with which it is possible to simultaneously record extracellular potentials such as local field potentials and multiunit activity at multiple sites of a network. It is detailed how a precise targeting of subcortical nuclei can be achieved using a combination of stereotactic surgery and online analysis of multi-unit recordings. Thus, it is demonstrated, how a complete network such as the hyperdirect cortico-basal ganglia loop can be studied in anesthetized animals in vivo.

Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

In this study, the methodology is presented on how to perform multi-site in vivo electrophysiological recordings from the hyperdirect pathway under urethane anesthesia.

심각한<em&gt; In Vivo</em&gt; 마취 된 래트에서의 Hyperdirect 경로로부터의 국소 장 전위 및 다중 단위 활성의 전기 생리 학적 기록

Converging evidence shows that many neuropsychiatric diseases should be understood as disorders of large-scale neuronal networks. To better understand the ...

Electrophysiological Recording of The Central Nervous System Activity of Third-Instar Drosophila Melanogaster

The majority of the currently available insecticides target the nervous system and genetic mutations of invertebrate neural proteins oftentimes yield deleterious consequences, yet the current methods for recording nervous system activity of an individual animal is costly and laborious. This suction electrode preparation of the third-instar larval central nervous system of Drosophila melanogaster, is a tractable system for testing the physiological effects of neuroactive agents, determining the physiological role of various neural pathways to CNS activity, as well as the influence of genetic mutations to neural function. This ex vivo preparation requires only moderate dissecting skill and electrophysiological expertise to generate reproducible recordings of insect neuronal activity. A wide variety of chemical modulators, including peptides, can then be applied directly to the nervous system in solution with the physiological saline to measure the influence on the CNS activity. Further, genetic technologies, such as the GAL4/UAS system, can be applied independently or in tandem with pharmacological agents to determine the role of specific ion channels, transporters, or receptors to arthropod CNS function. In this context, the assays described herein are of significant interest to insecticide toxicologists, insect physiologists, and developmental biologists for which D. melanogaster is an established model organism. The goal of this protocol is to describe an electrophysiological method to enable the measurement of electrogenesis of the central nervous system in the model insect, Drosophila melanogaster, which is useful for testing a diversity of scientific hypotheses.

Electrophysiological Recording of The Central Nervous System Activity of Third-Instar  Drosophila Melanogaster

This protocol describes a method to record the descending electrical activity of the Drosophila melanogaster central nervous system to enable the cost-efficient and convenient testing of pharmacological agents, genetic mutations of neural proteins, and/or the role of unexplored physiological pathways.

제 3-탈피 초파리 Melanogaster 의 중앙 신 경계 활동의 electrophysiological 녹음

The majority of the currently available insecticides target the nervous system and genetic mutations of invertebrate neural proteins oftentimes yield ...