저자는 액체 처리 장치에 대한 기술 지원을 제공한 Riccardo Urbanet과 에피형광 현미경을 지원한 Rodi Odabasi에게 감사를 표합니다. 이 연구는 스위스 국립 과학 재단 (보조금 번호 310030E_202429 및 205321_204318)과 Ectica Technologies AG의 자금 지원을 받았습니다.

3D Co-Culture Assay: 암 약물 스크리닝을 위한 혈관화된 골형성 틈새

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	<li>Mendez-Ferrer, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mesenchymal+and+haematopoietic+stem+cells+form+a+unique+bone+marrow+niche.">Mesenchymal and haematopoietic stem cells form a unique bone marrow niche.</a> Nature. 466 (7308), 829-834 (2010).</li><li>Calvi, L. M., Link, D. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cellular+complexity+of+the+bone+marrow+hematopoietic+stem+cell+niche.">Cellular complexity of the bone marrow hematopoietic stem cell niche.</a> Calcified Tissue International. 94 (1), 112-124 (2014).</li><li>Behrmann, L., Wellbrock, J., Fiedler, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acute+myeloid+leukemia+and+the+bone+marrow+niche-take+a+closer+look.">Acute myeloid leukemia and the bone marrow niche-take a closer look.</a> Frontiers in Oncology. 8, 444 (2018).</li><li>Yip, R. K. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mammary+tumour+cells+remodel+the+bone+marrow+vascular+microenvironment+to+support+metastasis.">Mammary tumour cells remodel the bone marrow vascular microenvironment to support metastasis.</a> Nature Communications. 12 (1), 6920 (2021).</li><li>Potente, M., Makinen, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vascular+heterogeneity+and+specialization+in+development+and+disease.">Vascular heterogeneity and specialization in development and disease.</a> Nature Reviews Molecular Cell Biology. 18 (8), 477-494 (2017).</li><li>Augustin, H. G., Koh, G. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organotypic+vasculature:+From+descriptive+heterogeneity+to+functional+pathophysiology.">Organotypic vasculature: From descriptive heterogeneity to functional pathophysiology.</a> Science. 357 (6353), (2017).</li><li>Kusumbe, A. P., Ramasamy, S. K., Adams, R. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coupling+of+angiogenesis+and+osteogenesis+by+a+specific+vessel+subtype+in+bone.">Coupling of angiogenesis and osteogenesis by a specific vessel subtype in bone.</a> Nature. 507 (7492), 323-328 (2014).</li><li>Barillari, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+anti-angiogenic+effects+of+anti-human+immunodeficiency+virus+drugs.">The anti-angiogenic effects of anti-human immunodeficiency virus drugs.</a> Frontiers in Oncology. 10, 806 (2020).</li><li>Owen, M., Friedenstein, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stromal+stem-cells+-+Marrow-derived+osteogenic+precursors.">Stromal stem-cells - Marrow-derived osteogenic precursors.</a> Ciba Foundation Symposia. 136, 42-60 (1988).</li><li>Sacchetti, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Self-renewing+osteoprogenitors+in+bone+marrow+sinusoids+can+organize+a+hematopoietic+microenvironment.">Self-renewing osteoprogenitors in bone marrow sinusoids can organize a hematopoietic microenvironment.</a> Cell. 131 (2), 324-336 (2007).</li><li>Traore, M. A., George, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue+engineering+the+vascular+tree.">Tissue engineering the vascular tree.</a> Tissue Engineering. Part B, Reviews. 23 (6), 505-514 (2017).</li><li>Bessy, T., Itkin, T., Passaro, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bioengineering+the+bone+marrow+vascular+niche.">Bioengineering the bone marrow vascular niche.</a> Frontiers in Cell and Developmental Biology. 9, 645496 (2021).</li><li>Bray, L. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+three-dimensional+ex+vivo+tri-culture+model+mimics+cell-cell+interactions+between+acute+myeloid+leukemia+and+the+vascular+niche.">A three-dimensional ex vivo tri-culture model mimics cell-cell interactions between acute myeloid leukemia and the vascular niche.</a> Haematologica. 102 (7), 1215-1226 (2017).</li><li>Montano, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Formation+of+human+capillaries+in+vitro:+The+engineering+of+prevascularized+matrices.">Formation of human capillaries in vitro: The engineering of prevascularized matrices.</a> Tissue Engineering Part A. 16 (1), 269-282 (2010).</li><li>Sun, Z. Y., Kemp, S. S., Lin, P. K., Aguera, K. N., Davis, G. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endothelial+k-RasV12+expression+induces+capillary+deficiency+attributable+to+marked+tube+network+expansion+coupled+to+reduced+pericytes+and+basement+membranes.">Endothelial k-RasV12 expression induces capillary deficiency attributable to marked tube network expansion coupled to reduced pericytes and basement membranes.</a> Arteriosclerosis Thrombosis and Vascular Biology. 42 (2), 205-222 (2022).</li><li>Kleinman, H. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Basement-membrane+complexes+with+biological-activity.">Basement-membrane complexes with biological-activity.</a> Biochemistry. 25 (2), 312-318 (1986).</li><li>Kubota, Y., Kleinman, H. K., Martin, G. R., Lawley, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Role+of+laminin+and+basement-membrane+in+the+morphological-differentiation+of+human-endothelial+cells+into+capillary-like+structures.">Role of laminin and basement-membrane in the morphological-differentiation of human-endothelial cells into capillary-like structures.</a> Journal of Cell Biology. 107 (4), 1589-1598 (1988).</li><li>Davis, G. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Control+of+vascular+tube+morphogenesis+and+maturation+in+3D+extracellular+matrices+by+endothelial+cells+and+pericytes.">Control of vascular tube morphogenesis and maturation in 3D extracellular matrices by endothelial cells and pericytes.</a> Methods in Molecular Biology. 1066, 17-28 (2013).</li><li>Jeon, J. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Human+3D+vascularized+organotypic+microfluidic+assays+to+study+breast+cancer+cell+extravasation.">Human 3D vascularized organotypic microfluidic assays to study breast cancer cell extravasation.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 112 (1), 214-219 (2015).</li><li>Bersini, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+microfluidic+3D+in+vitro+model+for+specificity+of+breast+cancer+metastasis+to+bone.">A microfluidic 3D in vitro model for specificity of breast cancer metastasis to bone.</a> Biomaterials. 35 (8), 2454-2461 (2014).</li><li>Wang, X. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Engineering+anastomosis+between+living+capillary+networks+and+endothelial+cell-lined+microfluidic+channels.">Engineering anastomosis between living capillary networks and endothelial cell-lined microfluidic channels.</a> Lab on a Chip. 16 (2), 282-290 (2016).</li><li>Phan, D. T. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+vascularized+and+perfused+organ-on-a-chip+platform+for+large-scale+drug+screening+applications.">A vascularized and perfused organ-on-a-chip platform for large-scale drug screening applications.</a> Lab Chip. 17 (3), 511-520 (2017).</li><li>Lutolf, M. P., Hubbell, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Synthetic+biomaterials+as+instructive+extracellular+microenvironments+for+morphogenesis+in+tissue+engineering.">Synthetic biomaterials as instructive extracellular microenvironments for morphogenesis in tissue engineering.</a> Nature Biotechnology. 23 (1), 47-55 (2005).</li><li>Kyburz, K. A., Anseth, K. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Synthetic+mimics+of+the+extracellular+matrix:+How+simple+is+complex+enough.">Synthetic mimics of the extracellular matrix: How simple is complex enough.</a> Annals of Biomedical Engineering. 43 (3), 489-500 (2015).</li><li>Ehrbar, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Enzymatic+formation+of+modular+cell-instructive+fibrin+analogs+for+tissue+engineering.">Enzymatic formation of modular cell-instructive fibrin analogs for tissue engineering.</a> Biomaterials. 28 (26), 3856-3866 (2007).</li><li>Ehrbar, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biomolecular+hydrogels+formed+and+degraded+via+site-specific+enzymatic+reactions.">Biomolecular hydrogels formed and degraded via site-specific enzymatic reactions.</a> Biomacromolecules. 8 (10), 3000-3007 (2007).</li><li>Blache, U., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dual+role+of+mesenchymal+stem+cells+allows+for+microvascularized+bone+tissue-like+environments+in+PEG+hydrogels.">Dual role of mesenchymal stem cells allows for microvascularized bone tissue-like environments in PEG hydrogels.</a> Advanced Healthcare Materials. 5 (4), 489-498 (2016).</li><li>Blache, U., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Notch-inducing+hydrogels+reveal+a+perivascular+switch+of+mesenchymal+stem+cell+fate.">Notch-inducing hydrogels reveal a perivascular switch of mesenchymal stem cell fate.</a> Embo Reports. 19 (8), e45964 (2018).</li><li>Simona, B. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Density+gradients+at+hydrogel+interfaces+for+enhanced+cell+penetration.">Density gradients at hydrogel interfaces for enhanced cell penetration.</a> Biomaterials Science. 3 (4), 586-591 (2015).</li><li>Zhang, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Soft+hydrogels+featuring+in-depth+surface+density+gradients+for+the+simple+establishment+of+3d+tissue+models+for+screening+applications.">Soft hydrogels featuring in-depth surface density gradients for the simple establishment of 3d tissue models for screening applications.</a> SLAS Discovery. 22 (5), 635-644 (2017).</li><li>Martin, I., Muraglia, A., Campanile, G., Cancedda, R., Quarto, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fibroblast+growth+factor-2+supports+ex+vivo+expansion+and+maintenance+of+osteogenic+precursors+from+human+bone+marrow.">Fibroblast growth factor-2 supports ex vivo expansion and maintenance of osteogenic precursors from human bone marrow.</a> Endocrinology. 138 (10), 4456-4462 (1997).</li><li>Schindelin, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fiji:+An+open-source+platform+for+biological-image+analysis.">Fiji: An open-source platform for biological-image analysis.</a> Nature Methods. 9 (7), 676-682 (2012).</li><li>Carpentier, G., Martinelli, M., Courty, J., Cascone, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Angiogenesis+Analyzer+for+ImageJ.">Angiogenesis Analyzer for ImageJ.</a> 4th ImageJ User and Developer Conference. , 198-201 (2012).</li><li>Preibisch, S., Saalfeld, S., Tomancak, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Globally+optimal+stitching+of+tiled+3D+microscopic+image+acquisitions.">Globally optimal stitching of tiled 3D microscopic image acquisitions.</a> Bioinformatics. 25 (11), 1463-1465 (2009).</li><li>Yamada, K. M., Cukierman, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modeling+tissue+morphogenesis+and+cancer+in+3D.">Modeling tissue morphogenesis and cancer in 3D.</a> Cell. 130 (4), 601-610 (2007).</li><li>Loebel, C., Mauck, R. L., Burdick, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Local+nascent+protein+deposition+and+remodelling+guide+mesenchymal+stromal+cell+mechanosensing+and+fate+in+three-dimensional+hydrogels.">Local nascent protein deposition and remodelling guide mesenchymal stromal cell mechanosensing and fate in three-dimensional hydrogels.</a> Nature Materials. 18 (8), 883-891 (2019).</li><li>Curtis, M. B., Kelly, N., Hughes, C. C. W., George, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organotypic+stromal+cells+impact+endothelial+cell+transcriptome+in+3D+microvessel+networks.">Organotypic stromal cells impact endothelial cell transcriptome in 3D microvessel networks.</a> Scientific Reports. 12 (1), 20434 (2022).</li><li>Wust, R., Terrie, L., Muntefering, T., Ruck, T., Thorrez, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Efficient+co-isolation+of+microvascular+endothelial+cells+and+satellite+cell-derived+myoblasts+from+human+skeletal+muscle.">Efficient co-isolation of microvascular endothelial cells and satellite cell-derived myoblasts from human skeletal muscle.</a> Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 10, 964705 (2022).</li></ol>

Ectica Technologies AG는 3DProSeed 하이드로겔 웰 플레이트 제조업체이며 상업적 이해관계를 가지고 있습니다. 벤자민 R. 시모나(Benjamin R. Simona)와 마틴 에르바(Martin Ehrbar)는 엑티카 테크놀로지스(Ectica Technologies AG)의 주주입니다.

여기에서는 뼈 및 골수 생물학 연구, 조직 공학 및 암 연구에서 다양한 응용 분야를 가지고 있는 완전히 합성되고 제어 가능한 3D PEG 기반 매트릭스에서 고도로 혈관화된 뼈 및 골수 틈새의 체외 모델을 구축하기 위한 프로토콜을 설명합니다. 이 모델은 RGD 펩티드 및 MMP 절단 부위로 기능화되고 유리 바닥 96웰 이미징 플레이트(30)에 심층적인 밀도 구배로 주조된 합성 PEG 기반 하이드로겔을 기반으로 합니다. 이 플러그 앤 플레이 플랫폼은 세포를 하이드로겔에 캡슐화할 필요 없이 고도로 상호 연결된 3D 셀룰러 네트워크를 구축할 수 있는 것으로 나타났습니다. 앞서 설명한 세포 캡슐화 프로토콜과 유사하게, 이 작업에서, 우리는 세포 유형별 미세 환경을 생성하기 위해 세포 고유 ECM28 에 의한 기질의 리모델링을 보여줍니다. 따라서 이 방법을 사용하면 재현성이 높은 유기형 3D 배양 조건에서 약물 스크리닝 분석 및 고함량 분석을 쉽게 수행할 수 있습니다. 유리 바닥 96웰 플레이트와 광학적으로 투명한 하이드로겔은 액체 처리 자동화 및 고처리량 현미경 검사와 호환되는 플랫폼을 제공합니다.
골형성 혈관 골수 틈새를 생성하는 첫 번째 단계는 적어도 3일 동안 PEG 하이드로겔 상에서 hBM-MSCs를 사전 배양하는 것이다. 이 시간 동안 그들은 하이드로겔에 부착되어 침투하여 세포-세포 접촉 및 ECM 증착을 설정하기 시작합니다. hBM-MSC를 시드하기 전에 스토리지 버퍼를 제거해야 합니다. 하이드로겔은 96웰 이미징 플레이트의 표준 웰 내 내부 웰 내부에 위치하므로 내부 웰 링에 닿을 때까지 웰 측면을 따라 흡인 팁을 삽입하는 것이 안전합니다. 진공 펌프는 가능한 가장 낮은 흡입력으로 설정된 경우 흡기에 사용할 수 있습니다. 대안적으로, 노즐 높이가 내부 웰 링에서 최소 0.8mm 위로 조정된 자동 플레이트 와셔를 사용하여 하이드로겔 플레이트에서 버퍼를 흡인할 수 있습니다. 액체 취급에 자동화를 사용하면 하이드로겔 표면의 손상을 최소화하고 배양 결과의 재현성을 높일 수 있습니다. 하이드로겔 표면의 작은 결함은 세포가 하이드로겔에 안착되면 가시화되고 결함이 있는 하이드로겔 영역의 낮은 초점 평면에 나타납니다. 따라서 0일째에 참조 이미지를 획득하면 세포 파종 균질성 및 하이드로겔 표면 무결성에 대한 우수한 품질 관리 역할을 합니다. 작은 하이드로겔 표면 결함은 웰의 추가 사용을 배제하지 않지만, 세포는 결함 부위에 군집하는 경향이 있으며 비대표적 패턴으로 성장하거나 더 빨리 바닥 유리에 도달하여 단층으로 성장할 수 있습니다. 이러한 유물은 이러한 우물을 사용/평가할 때 기록해야 합니다. 전체 분석 기간 동안 수행된 모든 배지 변경에 대해서도 유사한 고려 사항이 적용됩니다.
프로토콜의 두 번째 단계는 사전 형성된 hBM-MSC 단일 배양(공동 배양 0일)에 GFP-HUVEC를 추가하는 것을 포함합니다. hBM-MSC에 의해 침착된 ECM은 내피 세포의 성장을 위한 훌륭한 스캐폴드를 제공하며, 이 작업에서, hBM-MSC-조건화된 배지의 존재 하에서도, 히드로겔 상에 단지 둥근 세포 클러스터를 형성할 수 있었다 (도시되지 않음). hBM-MSC 배양물에 파종할 때, HUVEC는 세포 캡슐화에 의해 생성된 공동 배양에서 관찰된 것과 유사한 미세혈관 유사 구조를 통합하고 형성합니다27,28. 일반적으로 잘 발달된 3D 미세혈관 유사 네트워크는 공동 배양 후 4일 이내에 형성되며, 이는 GFP 표지 HUVEC를 사용하여 종단적으로 모니터링할 수 있습니다. 이러한 구조는 배양에서 적어도 7일 동안 유지될 수 있으며, 이는 항혈관형성 약물의 스크리닝과 같은 치료에 반응하여 혈관 네트워크 조직의 변화를 따르기에 충분한 시간이 있음을 의미한다. 내피 네트워크의 형태학적 요소는 ImageJ(33)의 혈관신생 분석기 플러그인과 같은 잘 확립된 도구를 사용하여 GFP 이미지를 분할함으로써 배치 모드에서 정량화할 수 있으며, 이들의 파라미터는 예를 들어 약물 효능 및 약력학을 평가하는 데 사용될 수 있습니다.
많은 잠재적 응용에 대해 기술된 세포 모델의 한 가지 중요한 이점은 가소성이다. 단순히 배양 배지에 다른 성장 인자를 보충하는 것만으로도 공동 배양의 모양을 바꿀 수 있습니다. 예를 들어, 단일 및 공동 배양 기간 동안 BMP-2의 존재는 골형성 혈관 틈새를 생성하여 증가된 ALP 활성, 세포외 칼슘 침착, ECM 조립 및 침착을 보여줍니다. 반대로, FGF-2의 존재 하에서, 골형성 마커는 부재하고, 공동 배양은 더 적은 측방 세포 연관성을 형성하지만, 더 뚜렷한 3D 세포 성장을 나타낸다. FGF-2가 ALP 활성을 억제하는 반면, BMP-2는 성장인자 처리를 하지 않은 경우에 비해 더 강한 ALP 활성을 유도한다는 사실은 이전의 관찰과 일치한다27. 그러나 hBM-MSC 기질 성분의 이러한 큰 차이에도 불구하고 미세혈관 네트워크의 범위는 이 연구에서 두 가지 성장 인자 처리 조건에 대해 매우 유사했습니다. 대조 배양에서는 단지 몇 개의 짧은 혈관 네트워크가 형성되었으며, 이는 아마도 혈관이 잘 형성되지 않은 골수 틈새를 나타냅니다. 이는 배양 배지에 첨가된 성장 인자의 유형, 농도 및 시기를 단순히 변경함으로써 비교 연구에 필요한 바와 같이 잘 정의된 다양한 혈관화된 골수 틈새를 생성할 수 있음을 시사합니다. 그러나 재현 가능한 결과를 보장하기 위해 배양 진행 및 형태는 사용된 세포의 이력(예: 일상적인 배양 유지 관리 중에 사용되는 통과 수 및 분리 방법)에 따라 달라질 수 있으며 분석 설계 중에 이러한 요인을 제어하는 것이 좋습니다.
여기에서 이 모델의 첫 번째 적용으로 10μg/mL 베바시주맙 치료에 대한 조작된 미세혈관 네트워크의 민감도를 보여줍니다. 특히, 아티팩트는 종종 잘 발달되지 않은 네트워크를 가진 이미지에서 생성되기 때문에 사용된 알고리즘이 내피 네트워크를 정확하게 인식할 수 있는지 확인하는 것이 중요합니다. 이 경우 이미지 처리에 사용되는 매개변수(분할 전과 분할 중)를 미세 조정해야 하며, 종종 시행착오를 거쳐야 합니다.
두 번째 응용 프로그램으로, 우리는 중간엽, 내피 및 암세포의 순차적 파종에 의해 형성된 고급 공동 배양 모델을 제시합니다. 이 모델을 사용하면 전이 중에 중요한 요소가 될 수 있는 암세포, 기질 및 골수 혈관 구조 간의 상호 작용을 연구할 수 있습니다. 또한 이 모델은 약물 스크리닝 응용 분야 및 혈관신생 이외의 표적을 가진 화합물 테스트에 사용할 수 있습니다.
2D 배양에서, 세포는 생리학적 미세환경 신호를 받지 못하고, 자연적으로 발생하는 세포 형태를 획득하지 못하며, 결과적으로 네이티브3D 환경(35)의 세포와 다르게 분화한다. 조작된 3D 하이드로겔에서 성장할 때, 세포는 초기에 고유한 ECM을 증착하여 접착 부위를 제공하고 능동적으로 리모델링할 수 있습니다28,36. 여기에서 스크리닝 응용 분야를 위한 단순화된 3D 모델을 구축하기 위해 혈관 형성 세포를 조작된 하이드로겔의 표면에 파종하고 관류가 없는 상태에서 혈관 네트워크를 구축할 수 있었습니다. 이미징 기반 평가는 혈관 구조에 기여하는 내피 세포의 2D 투영에 대해 수행되었습니다. 그러나, 단지 공초점 이미지만이 FGF-2-자극된 샘플과 비교했을 때, BMP-2-자극된 샘플에서 3D 혈관 네트워크의 덜 뚜렷한 성장을 나타내었다. 이것은 형성된 혈관 구조의 길이가 과소 평가되었지만 연결성이 과대 평가되었음을 시사합니다. 또한, 혈관주위 세포와 내피 세포 사이의 상호 작용과 혈관 내강 형성은 조사되지 않았습니다. 이러한 측면, 특히 약물 치료 반응 측면에서 더 많은 주의가 필요합니다. 마지막으로, 먼저 광범위한 3D 혈관 네트워크를 구축한 다음에야 골형성 분화를 유도하는 정제된 프로토콜이 보다 생리적인 뼈 및 골수 모델을 생성하는 데 바람직할 것입니다.
전반적으로 여기에 제시된 모델은 매우 다재다능하며 특정 응용 분야에 쉽게 맞출 수 있습니다. 예를 들어, 상이한 공급원으로부터의 중간엽 및 내피 세포가 사용될 수 있다. 지방 조직 중간엽 줄기세포와 탯줄 중간엽 줄기세포는 BM-중간엽 줄기세포에 비해 상이한 혈관신생 인자를 발현하는 것으로 알려져 있으며, 이들은 대안적인 기질 성분으로서 용이하게 치환될 수 있다37. 이미 정의된 골수 틈새에서 분리된 내피 세포도 HUVEC 대신 사용할 수 있습니다. 또한 최근 혈관화된 근육 공동 배양에 대해 제안된 바와 같이 개인화된 의학 적용을 위해 환자 유래의 일치하는 골수 중간엽 및 내피 세포와의 공동 배양을 확립할 수 있습니다38. 또한 하이드로겔 플레이트의 설계는 명시야 현미경과 형광 현미경 모두를 사용하여 배양의 종단 모니터링을 가능하게 하여 사용자가 응용 분야에 따라 배양 시간을 단축하거나 연장할 수 있는 가능성을 제공합니다. 대안적으로, 파종에 사용되는 세포 밀도는 이 프로토콜의 관찰 시간보다 더 짧거나 더 긴 관찰 시간이 필요한 경우 세포 네트워크의 형성을 가속화하거나 지연시키기 위해 그에 따라 조정될 수 있습니다. 어쨌든, 하이드로겔의 수축과 궁극적인 세포 분리로 이어질 수 있는 시트와 같은 구조로의 세포 과증식을 피하기 위해 주의가 필요합니다.
마지막으로, 이 모델을 사용하여 광범위한 분석을 수행할 수 있습니다. 살아있는 배양 또는 고정 배양에서 수행되는 면역 형광 및 현미경 검사 외에도 3D 배양은 효소로 분해 될 수 있으며 세포를 회수하여 모든 유형의 생화학 적 분석을 수행 할 수 있습니다. 여기에서는 비색/형광 분석을 사용하여 세포 용해물에서 ALP 활성 및 DNA 함량 정량을 측정하는 방법을 보여주지만 이 시스템은 PCR, RNAseq 및 단백질체학을 포함한 다른 많은 기술과 호환됩니다. 원하는 분석의 민감도가 그리 높지 않은 경우 둘 이상의 웰에서 샘플을 풀링하여 분석에 사용할 수 있는 샘플의 양을 늘릴 수 있습니다. 원하는 적용이 더 빠른 겔 용해를 필요로 하는 경우, 플레이트 상의 모든 웰이 이러한 방식으로 사용될 것이라고 가정할 때, 플레이트의 오비탈 쉐이킹은 웰에서 소용돌이 형성을 보장하기 위해 더 작은 부피의 소화 용액과 함께 적용될 수 있다(살아있는 배양은 이러한 가혹한 취급에 민감하다). 요약하면, 우리는 설명된 대로 사용할 경우 골형성 혈관 틈새의 주요 측면을 요약하는 시험관 내 모델의 생성을 보장하지만 맞춤형 응용 프로그램을 위해 수정할 수 있을 만큼 충분히 다재다능한 프로토콜을 여기에 제시합니다.

뼈와 골수는 구조적으로나 기능적으로 복잡한 기관으로 인간 건강의 중심입니다. 이것은 조혈과 뼈 유지를 조절하는 뚜렷한 틈새의 존재에 의해 반영된다1. 건강한 골수에서 조혈 및 골격 줄기 세포의 유지 및 확장과 자손은 뚜렷한 틈새에 의해 제어된다는 것이 널리 받아들여지고 있습니다. 이러한 틈새는 골계통 세포, 중간엽 줄기 세포, 내피 및 혈관주위 세포, 신경 세포 및 신경교 세포, 지방 세포, 파골세포, 대식세포 및 호중구를 포함한 다양한 세포 유형으로 구성됩니다2. 놀랍지 않게도, 이러한 혈관 구조와 관련된 틈새는 다양한 유형의 백혈병 3의 발병에도 관여하며, 다양한 암4의 전이 부위이기도 하다. 뼈 형성, 리모델링 및 뼈(골수) 유지에 대한 특정 역할로 인해 뼈 관련 혈관 구조는 신체의 다른 곳에서 발견되는 혈관 구조와 다른 뚜렷한 특수 구조를 가지고 있습니다 5,6,7. 따라서, 전신적으로 적용되는 항-혈관신생 또는 혈관구조 조절 약물은 이러한 특수한 환경 내에서 상이한 효과를 가질 수 있다8. 따라서, 모델은 골 및 골수의 생리학적 특성, 골 및 골수 재생, 및 치료적 처치에 대한 반응의 유지에 관여하는 분자 메카니즘을 조사하는 것이 매우 바람직하다.
동물 모델을 사용한 고전적인 2차원(2D) 조직 배양 및 생체 내 조사는 뼈 및 골수 발달에 관여하는 다양한 세포 및 분자 플레이어의 역할에 대한 귀중한 통찰력을 제공했습니다 9,10. 관련 인간 세포에 대한 고처리량 실험을 허용하는 모델은 이러한 고도로 복잡한 시스템에서 선택된 매개변수를 조절하는 방법에 대한 이해를 향상시킬 수 있습니다.
지난 10년 동안, 조직 공학으로부터 유도된 원리들이 3D 조직 모델(11,12)을 생성하기 위해 사용되었다. 이들은 주로 조직 관련 세포를 생체 재료로 캡슐화하여 3D 단일 또는 공동 배양을 확립하는 데 의존해 왔습니다13. 가장 많이 사용되는 생체 재료 중에는 피브린 14, 콜라겐 15 및 매트리겔16,17이 있으며, 모두 생체 적합성이 높고 많은 세포 유형의 성장에 적합한 조건을 제공합니다. 이러한 생체 재료는 생체 내에서 발견되는 다양한 혈관 틈새의 주요 측면을 요약하는 시험관 내 모델을 생성할 수 있습니다 18. 더욱이, 관류된 혈관 뼈 및 골수 모델을 생성하기 위한 미세유체 장치의 사용은 더 높은 복잡성의 시험관내 모델의 생성에 기여하였다 19,20,21,22.
자연 발생 생체 재료의 조성을 제어하고 특성을 엔지니어링하는 데 어려움이 있기 때문에 예측 가능한 물리적, 화학적, 생물학적 특성으로 합리적으로 설계할 수 있는 합성 유사체의 개발이 고무되었습니다23,24. 우리는 세포 부착 및 리모델링을 용이하게 하기 위해 RGD 펩타이드 및 매트릭스 메탈로프로테아제(MMP) 절단 부위로 기능화된 완전 합성 인자 XIII(FXIII) 가교 폴리(에틸렌 글리콜)(PEG) 기반 하이드로겔을 개발했습니다25,26. 이러한 생체 재료의 모듈식 설계는 3D 혈관화된 뼈 및 골수 모델27,28의 형성을 위한 조건을 최적화하는 데 성공적으로 사용되었습니다.
더 많은 수의 다양한 배양 조건과 새로운 치료제를 테스트하려면 더 높은 처리량을 가진 모델이 필요합니다. 우리는 최근 PEG 하이드로겔의 FXIII 가교가 심층적인 하이드로겔 강성 구배가 형성되도록 전기화학적 공정을 통해 제어될 수 있음을 보여주었습니다29. 세포가 이러한 하이드로겔 위에 추가될 때, 세포는 내부로 이동하여 점차 고도로 상호 연결된 3D 세포 네트워크(30)로 발전한다. 일반적으로 다른 3D 스캐폴드와 함께 존재하는 하이드로겔에 세포를 캡슐화할 필요가 없어 실험 설계가 간소화될 뿐만 아니라 서로 다른 시점에서 서로 다른 세포 유형을 순차적으로 추가하여 복잡한 공동 배양 시스템을 생성할 수 있습니다. 이 하이드로겔은 유리 바닥 96웰 이미징 플레이트에 미리 주조되어 사용할 수 있으므로 수동 및 자동 세포 파종 프로토콜을 통해 3D 배양을 설정할 수 있습니다. PEG 하이드로겔의 광학 투명성은 플랫폼이 현미경과 호환되도록 합니다.
여기에서 우리는 즉시 사용할 수 있는 이 합성 플러그 앤 플레이 플랫폼 내에서 혈관화된 골형성 틈새의 생성 및 특성화를 위한 간단한 방법을 제시합니다. 우리는 혈관 네트워크의 발달이 시험관 내 골형성 유도에 일반적으로 사용되는 성장 인자인 뼈 형태 형성 단백질-2(BMP-2)로 자극될 수 있는 반면, 골형성 분화는 섬유아세포 성장 인자 2(FGF-2)27,31의 보충으로 예방할 수 있음을 보여줍니다. 형성된 네트워크는 FGF-2 자극 네트워크와 비교할 때 전체 외관뿐만 아니라 세포 및 ECM 분포 측면에서 다릅니다. 또한, 알칼리성 포스파타제를 마커로 사용하여 골형성 유도를 모니터링했습니다. 우리는 시간이 지남에 따라 이 마커의 증가된 발현을 입증하고 정성적 및 정량적 방법을 사용하여 FGF-2 자극 네트워크에서의 발현과 비교합니다. 마지막으로, 우리는 두 가지 잠재적 응용 프로그램에 대해 이 모델의 생성된 틈새의 적합성을 보여줍니다. 첫째, 우리는 미리 형성된 틈새에 베바시주맙을 추가하고 그 존재 시 혈관 네트워크의 분해를 모니터링하여 개념 증명 약물 민감도 분석을 수행했습니다. 둘째, MDA-MB-231 유방암과 U2OS 골육종 세포를 미리 형성된 골형성 틈새에 추가하여 틈새가 암세포와 환경 간의 상호 작용을 연구하는 데 사용될 수 있음을 보여줍니다.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>0.25% Trypsin-EDTA</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>25200-072</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2 mL microtubes</td>
			<td>Eppendorf</td>
			<td>30120094</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2-Amino-2-methyl-1-propanol</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>A9199</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3DProSeed hydrogel well plate</td>
			<td>Ectica Technologies</td>
			<td>ECT.PS1.001.096</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-Nitrophenyl phosphate disodium salt hexahydrate</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>71768</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alizarin Red S</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>A5533</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-Collagen IV antibody</td>
			<td>Abcam</td>
			<td>ab6311</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-Laminin 1+2 antibody</td>
			<td>Abcam</td>
			<td>ab7463</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Automated plate washer</td>
			<td>Agilent Biotek</td>
			<td>EL&#967;50</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Automated washer/dispenser</td>
			<td>Agilent Biotek</td>
			<td>MULTIFLO FX equipped with a peristaltic pump 5uL cassette</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bevacizumab</td>
			<td>Evidentic</td>
			<td>ID PS-E07-2019-00119 A009</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BMP-2</td>
			<td>Peprotech</td>
			<td>120-02C</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BSA</td>
			<td>AppliChem</td>
			<td>A1391</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Centrifuge</td>
			<td>Eppendorf</td>
			<td>5415 R</td>
			<td>To centrifuge 2 mL tubes at 16100 x g during ALP analysis</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Confocal laser scanning microscope</td>
			<td>Leica</td>
			<td>Stellaris 5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Conical 50 mL centrifuge tubes</td>
			<td>TPP</td>
			<td>91050</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAPI</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>D9542</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DyLight 649 Donkey anti-rabbit IgG (minimal x-reactivity) Antibody</td>
			<td>Biolegend</td>
			<td>406406</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DyLight 649 Goat anti-mouse IgG (minimal x-reactivity) Antibody</td>
			<td>Biolegend</td>
			<td>405312</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EGM-2</td>
			<td>Lonza</td>
			<td>CC-3162</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Epifluorescence microscope</td>
			<td>Leica</td>
			<td>DMI6000B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FBS</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>10500-064</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FGF-2</td>
			<td>Peprotech</td>
			<td>100-18B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fibronectin (IST-9)</td>
			<td>Santa Cruz</td>
			<td>sc-59826</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>GFP-HUVECs</td>
			<td>PELOBiotech</td>
			<td>PB-CAP-0001GFP</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>hBM-MSCs</td>
			<td>-</td>
			<td>-</td>
			<td>Isolated at University Hospital Basel; Papadimitropoulos A, Piccinini E, Brachat S, et al. Expansion of human mesenchymal stromal cells from fresh bone marrow in a 3D scaffold-based system under direct perfusion. PLoS One. 2014;9(7):e102359</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Inverted microscope</td>
			<td>Zeiss</td>
			<td>200M</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Magnesium chloride</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>M8266</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MDA-MB-231 breast cancer cell line</td>
			<td>-</td>
			<td></td>
			<td>Kindly obtained from J Massagu&#233; at the Memorial Sloan-Kettering Cancer Center</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MEM&#945;</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>22571-038</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Multimode imaging reader</td>
			<td>Agilent Biotek</td>
			<td>Cytation 1</td>
			<td>For automated imaging</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Multimode imaging reader - fluorescence and absorbance</td>
			<td>Agilent Biotek</td>
			<td>Cytation 5</td>
			<td>For measuring absorbance and fluorescence intensity duing ALP analysis</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paraformaldehyde</td>
			<td>Artechemis</td>
			<td>US 040</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PBS</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>10010-015</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Penicillin/Streptomycin</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>15140-122</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phalloidin-rhodamine</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>R415</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Picro-Sirius Red Solution</td>
			<td>Abcam</td>
			<td>ab246832</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Quant-iT PicoGreen dsDNA Assay kit</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>P7589</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Recombinant Anti-Collagen I antibody</td>
			<td>Abcam</td>
			<td>ab260043</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SIGMAFAST BCIP/NBT</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>B5655-25TAB</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium hydroxide</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>1064981000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium phosphate dibasic, anhydrous</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>S-0876</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium phosphate monobasic, monohydrate</td>
			<td>Merck</td>
			<td>1.06346</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Triton X-100</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>T8787</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tween20</td>
			<td>AppliChem</td>
			<td>A4974</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>U2OS osteosarcoma cell line</td>
			<td>-</td>
			<td></td>
			<td>Kindly obtained from J Snedeker at the Institute for Biomechanics, Zurich&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#945;-trehalose dihydrate</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>90208</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

simple establishment of a vascularized osteogenic bone marrow niche using pre-cast poly(ethylene glycol) (peg) hydrogels in an imaging microplate

뼈와 골수는 혈관이 많이 형성되고 구조적으로 복잡한 기관이며 암과 전이 형성 부위입니다. 약물 스크리닝과 호환되는 혈관 형성을 포함한 뼈 및 골수 특이적 기능을 요약하는 시험관 내 모델이 매우 바람직합니다. 이러한 모델은 단순하고 구조적으로 관련이 없는 2차원(2D) 체외 모델과 더 비싸고 윤리적으로 까다로운 생체 내 모델 간의 격차를 해소할 수 있습니다. 이 기사에서는 혈관 형성, 골형성 골수 틈새 생성을 위해 조작된 폴리(에틸렌 글리콜)(PEG) 매트릭스를 기반으로 하는 제어 가능한 3차원(3D) 공동 배양 분석에 대해 설명합니다. PEG 매트릭스 설계를 통해 캡슐화가 필요 없는 간단한 세포 파종 단계를 통해 3D 세포 배양을 개발할 수 있으므로 복잡한 공동 배양 시스템을 개발할 수 있습니다. 또한 매트릭스는 투명하고 유리 바닥의 96웰 이미징 플레이트에 미리 주조되어 있어 현미경 검사에 적합한 시스템을 제공합니다. 여기에 기술된 분석을 위해, 인간 골수-유래 중간엽 기질 세포 (hBM-MSCs)는 충분히 발달된 3D 세포 네트워크가 형성될 때까지 먼저 배양된다. 이어서, GFP-발현 인간 제대 정맥 내피 세포(HUVECs)가 추가된다. 배양 개발 후에는 명시야 현미경과 형광 현미경이 뒤따릅니다. hBM-MSC 네트워크의 존재는 그렇지 않으면 형성되지 않고 적어도 7일 동안 안정적으로 유지되는 혈관 유사 구조의 형성을 지원합니다. 혈관 유사 네트워크 형성의 정도는 쉽게 정량화할 수 있습니다. 이 모델은 공동 배양 4일째 및 7일째에 증가된 알칼리성 포스파타제(ALP) 활성에 의해 평가된 바와 같이 hBM-MSC의 골형성 분화를 촉진하는 골형성 단백질 2(BMP-2)로 배양 배지를 보충함으로써 골형성 골수 틈새로 조정할 수 있습니다. 이 세포 모델은 다양한 암세포를 배양하고 이들이 뼈 및 골수 특이적 혈관 틈새와 어떻게 상호 작용하는지 연구하기 위한 플랫폼으로 사용할 수 있습니다. 또한 자동화 및 고함량 분석에 적합하므로 재현성이 높은 배양 조건에서 항암제 스크리닝이 가능합니다.

The bone and bone marrow are structurally and functionally complex organs central to human health. This is reflected by the existence of distinct niches that regulate hematopoiesis and bone maintenance1. It is now widely accepted that in healthy bone marrow, the maintenance and expansion of hematopoietic and skeletal stem cells, as well as their progeny, are controlled by distinct niches. These niches comprise various cell types, including osteolineage cells, mesenchymal stem cells, endothelial and perivascular cells, neuronal and glial cells, adipocytes, osteoclasts, macrophages, and neutrophils2. Not surprisingly, these mostly vasculature-associated niches are also involved in the development of various types of leukemia3 and are the site of metastasis for different cancers4. Owing to its specific roles in bone formation, remodeling, and bone (marrow) maintenance, the bone-associated vasculature has distinct specialized structures different from the vasculature found elsewhere in the body5,6,7. Thus, anti-angiogenic or vasculature-modulating drugs applied systemically may have different effects within these specialized environments8. Therefore, models to investigate the molecular mechanisms involved in maintaining the bone and bone marrow physiological properties, bone and bone marrow regeneration, and responses to therapeutic treatments are highly desirable.
Classical two-dimensional (2D) tissue cultures and in vivo investigations using animal models have provided invaluable insight into the roles of different cells and molecular players involved in the development of bone and bone marrow9,10. Models that allow for high-throughput experiments with relevant human cells could improve our understanding of how to modulate selected parameters in these highly complex systems.
In the past decade, principles derived from tissue engineering have been employed to generate 3D tissue models11,12. These have mostly relied on the encapsulation of tissue-relevant cells into biomaterials to establish 3D mono- or co-cultures13. Among the most used biomaterials are fibrin14, collagen15, and Matrigel16,17, all of which are highly biocompatible and provide appropriate conditions for the growth of many cell types. These biomaterials have the ability to generate in vitro models that recapitulate key aspects of the different vascular niches found in vivo18. Moreover, the use of microfluidic devices to generate perfused vascular bone and bone marrow models has contributed to the generation of in vitro models of higher complexity19,20,21,22.
The difficulty in controlling the composition and engineering the properties of naturally occurring biomaterials has inspired the development of synthetic analogs that can be rationally designed with predictable physical, chemical, and biological properties23,24. We have developed fully synthetic factor XIII (FXIII) cross-linked poly(ethylene glycol) (PEG)-based hydrogels, which are functionalized with RGD peptides and matrix metalloprotease (MMP) cleavage sites to facilitate cell attachment and remodeling25,26. The modular design of these biomaterials has been successfully used to optimize conditions for the formation of 3D vascularized bone and bone marrow models27,28.
For the testing of larger numbers of different culture conditions and new therapeutics, models with a higher throughput capability are required. We have recently shown that the FXIII cross-linking of our PEG hydrogel can be controlled through an electrochemical process such that an in-depth hydrogel stiffness gradient is formed29. When cells are added on top of such hydrogels, they migrate toward the interior and gradually develop into highly interconnected 3D cellular networks30. The elimination of the need to encapsulate cells into the hydrogel, which is usually present with other 3D scaffolds, not only simplifies the experimental design but also allows the sequential addition of different cell types at different time points to generate complex co-culture systems. These hydrogels are available pre-cast onto glass-bottom 96-well imaging plates, thus making the establishment of 3D cultures achievable by manual as well as automated cell seeding protocols. The optical transparency of the PEG hydrogels renders the platform compatible with microscopy.
Here, we present a straightforward method for the generation and characterization of vascularized osteogenic niches within this&#160;ready-to-use, synthetic plug-and-play platform. We show that the development of vascular networks can be stimulated with a growth factor commonly used for inducing in vitro osteogenesis, bone morphogenetic protein-2 (BMP-2), while osteogenic differentiation can be prevented by supplementation of fibroblast growth factor 2 (FGF-2)27,31. The networks formed are different when compared to FGF-2-stimulated networks in terms of the overall appearance, as well as the cell and ECM distribution. Moreover, we monitored the osteogenic induction using alkaline phosphatase as a marker. We demonstrate the increased expression of this marker over time and compare the expression to that in FGF-2 stimulated networks using qualitative and quantitative methods. Finally, we demonstrate the suitability of the generated niches of this model for two potential applications. Firstly, we performed a proof-of-concept drug sensitivity assay by adding bevacizumab to pre-formed niches and monitoring the degradation of the vascular networks in its presence. Secondly, we added MDA-MB-231 breast cancer and U2OS osteosarcoma cells to pre-formed osteogenic niches, showing that the niches can be used to study interactions between cancer cells and their environment.

저자 스포트라이트: 이미징 마이크로플레이트에서 프리캐스트 폴리(에틸렌 글리콜)(PEG) 하이드로겔을 사용하여 혈관화된 골형성 골수 틈새의 간단한 확립  

이미징 마이크로플레이트에서 프리캐스트 폴리(에틸렌 글리콜)(PEG) 하이드로겔을 사용하여 혈관화된 골수 틈새의 간단한 설정

Most in vitro vascularization studies use naturally-derived matrices. While typically very conductive to biological processes, their inherent biological activity complicates the study of influences of single parameters. Here, we can selectively add our players of interest and assess how the system changes.The sequential seeding of cells on our blank slate synthetic hydrogels enables the formation of very defined niches. Here, hBMMSs colonize the hydrogels and deposit their inherent extracellular matrix. This provides the substrate for the subsequently seeded endothelial cells.This feature is not commonly found in other 3D in vitro models. The possibility to add different cell types sequentially allows for the creation of high-throughput compatible in vitro models with great complexity. These models can be adapted to generate more specific osteogenic vascularized niches and to investigate the functions of cellular and molecular players.

혈관 틈새 배양은 hBM-MSC 및 GFP-HUVEC를 96웰 이미징 플레이트 내에서 강성 구배가 있는 프리캐스트 PEG 기반 하이드로겔에 순차적으로 파종하여 확립되었습니다(그림 1). 배양은 살아있는 epifluorescence 현미경을 통해 종단으로 모니터링되었으며 선택된 시점에서 추가로 특성화되었습니다. 세포외 구획은 직접 색상 염색 및 항체 기반 염색을 통해 평가되었습니다. ALP 활성은 생성된 틈새로부터 세포를 회수하고 용해시킨 후에 정량화하였다. 또한, 우리는 항혈관신생 약물 감수성 분석 및 암 공동 배양 모델의 기초로서 이 플랫폼의 적합성을 입증합니다.
hBM-MSC와 GFP-발현 HUVEC의 공동 배양은 프로토콜에 설명된 대로 성장 인자가 없거나 FGF-2 또는 BMP-2가 있는 상태에서 50ng/mL의 3 x 104 세포/웰을 파종하여 확립되었습니다. 초기 시점에서, GFP-HUVECs만을 보여주는 명시야 및 형광 이미지 모두에서 배양 간의 차이를 관찰할 수 있었습니다(그림 2A). 동일한 영역을 종단적으로 관찰함으로써, FGF-2의 존재 하에서 더 빠른 발달과 같은 배양 발달의 차이가 주목 될 수 있었다. 일반적으로 배양은 성장 인자가 없을 때 덜 발달된 것으로 나타났으며, 두 유형의 세포가 더 적게 퍼지고 무세포 영역이 존재했습니다. 대조적으로, 명시야 이미지는 BMP-2가 존재할 때 가장 조밀한 배양을 보여주었습니다. 그러나, 성장 인자 함유 조건 모두에서 형성된 혈관 유사 네트워크와 FGF-2로 가장 광범위하고 상호 연결된 네트워크가 형성되었습니다. 이러한 관찰된 차이는 ImageJ용 혈관신생 분석기 를 사용하여 정량화할 수도 있습니다. 실제로, 총 네트워크 길이는 FGF-2의 존재 하에서 가장 높았고 성장 인자의 부재 하에서 가장 낮았다 (도 2B). 네트워크에서 분기점을 나타내는 접합부의 수는 전체 길이와 동일한 추세를 따랐습니다(그림 2C). 반대로, 두 성장 인자 함유 조건 모두 성장 인자가없는 조건보다 훨씬 적은 수의 분리 된 세그먼트를 나타 냈으며, 이는 더 높은 상호 연결성을 나타냅니다 (그림 2D). 또한, 3D 컨포칼 이미징은 FGF-2 자극 조건에서 깊이 측면에서 더 강력한 내피 세포 침투를 보여주었습니다(그림 2E).
hBM-MSC/GFP-HUVEC 공동 배양물을 FGF-2 또는 BMP-2의 존재 하에 7일 동안 유지한 후 ECM 성분에 대해 고정 및 염색했습니다. 면역세포화학적 염색 후 컨포칼 레이저 스캐닝 현미경은 성장 인자 보충 유형에 따라 배양 형태에 현저한 차이를 보였습니다(그림 3A). FGF-2의 경우, 배양은 내피 세포와 중간엽 세포 모두에서 조밀한 응축된 미세혈관 유사 구조로 조직화된 반면, BMP-2의 존재 하에서, hBM-MSC는 훨씬 더 넓은 영역에 걸쳐 있었고, 이는 보다 광범위한 F-액틴-양성 및 GFP-음성 영역에서 명백히 나타났다. ECM 단백질 피브로넥틴과 콜라겐 I은 유사한 방식으로 국소화된 반면, 라미닌과 콜라겐 IV는 내피 구조 주위에 더 집중되어 있었습니다. 그러나, 내피 구조 주위의 이러한 증가된 농도는 BMP-2의 존재 하에서보다 FGF-2의 존재 하에서 훨씬 더 두드러졌다. 항체 기반 염색 외에도 ECM의 전반적인 섬유화 상태를 평가하기 위해 직접 발색 염색을 수행하였다(Picrosirius Red staining; 도 3B), 뿐만 아니라 ECM 상의 Ca의 증착(Alizarin Red staining; 그림 3C) 형성된 틈새의. Picrosirius Red 염색은 BMP-2로 배양 된 틈새에서 더 강력하고 광범위했으며 Alizarin Red 염색은 동일한 경향을 따랐습니다.
다음으로, 배양은 초기 골형성 마커로서 ALP 활성을 평가함으로써 골형성 잠재력 측면에서 특성화되었습니다. 공동 배양 4일째와 7일째에 히드로겔을 트립신으로 분해하여 틈새에서 세포를 회수했습니다. ALP 활성을 정량화하기 위해, 회수된 세포를 용해시키고, pNPP 분석을 수행하였다. 얻어진 값은 조건에 따른 세포 수의 잠재적 차이를 설명하기 위해 각 샘플의 총 DNA에 대해 정규화되었습니다. 실제로, 조건의 DNA 함량 사이의 작은 차이가 관찰될 수 있었고, 성장 인자 없이 조건으로부터 가장 적은 수의 세포가 회수되었다 (나타내지 않음). 그러나 정규화된 ALP 활성은 BMP-2 농도가 높을수록 활성이 증가하는 경향이 있고 100ng/mL에서 정체되는 경향과 함께 조건에 따라 크게 달랐습니다(그림 4A, B). 가장 낮은 활성 수준은 50ng/mL FGF-2를 함유하는 조건에서 확인되었습니다. 평가된 두 시점 모두에서 유사한 경향이 관찰될 수 있었지만, 모든 값은 4일차부터 7일차까지 배양에서 시간이 지남에 따라 유의하게 증가했습니다. 정량적 분석 외에도 ALP 활성은 BCIP/NBT 기질 전환을 기반으로 하는 직접 색상 염색을 사용하여 정성적으로 시각화할 수 있습니다. FGF-2와 비교하여 BMP-2의 존재 하에서 더 광범위하고 더 강렬한 보라색 염색이 관찰되었다(도 4C).
특성화된 골형성 틈새의 두 가지 잠재적 적용을 입증하기 위해 개념 증명 약물 감수성 연구와 암 공동 배양이 수행되었습니다. 약물 감수성 분석을 위해, 베바시주맙 또는 베바시주맙 제형의 희석제로 이루어진 대조 용액을 신선한 BMP-2를 함유하는 배양액에 첨가하였다. 4일째에 50ng/mL BMP-2의 존재 하에 확립된 네트워크가 형성되었을 때, 규칙적인 배지 교체 중에 대조 용액 또는 베바시주맙 함유 배지를 추가하고 형광 이미징을 사용하여 배양을 모니터링했습니다. 10μg/mL 베바시주맙의 추가는 이전에 형성된 네트워크의 후퇴 또는 절제로 이어졌지만, 대조군 조건은 배지 변경 후 2일 후에도 여전히 광범위한 네트워크를 특징으로 했습니다(그림 5A, B). 이러한 변화는 매일 획득하는 형광 이미지에서 ImageJ용 혈관신생 분석기 를 사용하여 네트워크의 전체 길이를 추적하여 정량화할 수도 있습니다(그림 5C). 대안적으로, 베바시주맙 또는 다른 화합물은 또한 네트워크 형성에 대한 그들의 영향을 평가하기 위해 공동 배양의 시작부터 추가될 수 있다. 베바시주맙의 경우, 이것은 내피 네트워크의 형성을 완전히 억제하였다 (나타내지 않음).
두 번째 적용을 위해 MDA-MB-231 유방암 또는 U2OS 골육종 세포를 50ng/mL BMP-2를 포함하는 신선한 배양 배지에서 1.5 x 103 세포/웰의 밀도로 4일차 공동 배양에 추가했습니다. GFP 표지 HUVEC 및 표지되지 않은 hBM-MSC와 구별하기 위해 암세포를 골형성 틈새에 파종하기 직전에 CellTrace FarRed와 함께 배양했습니다. 배양물을 형광 현미경으로 모니터링했습니다. 처음에, 대부분의 암세포는 기질의 표면 근처에 국한되었지만, 2일 후에, 이들은 혈관 공배양물을 포함하는 층에 더 근접하여 발견될 수 있었다. 따라서 2일차는 암세포와 혈관 틈새 내 세포 간의 상호 작용의 역학을 보여주기 위해 타임랩스 현미경의 시작점으로 선택되었습니다. 흥미롭게도 MDA-MB-231 세포는 내피 구조에 접근하거나 멀어지는 것을 볼 수 있으므로 환경을 탐색하거나 리모델링할 수 있습니다(그림 5D). 암세포의 표지로 CellTrace FarRed, HUVEC의 표지로 GFP, F-액틴의 추가 염색을 사용하여 컨포칼 레이저 스캐닝 현미경을 사용하여 모든 세포 유형을 구별할 수 있었습니다(그림 5E).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65413/65413fig01.jpg"> 그림 1: 혈관화된 골형성 틈새의 신뢰할 수 있는 생성을 위한 간단한 접근 방식. 심층적인 강성 구배를 가진 프리캐스트 합성 하이드로겔을 사용하면 직접 캡슐화할 필요 없이 순차적 세포 파종을 통해 3D 배양을 생성할 수 있습니다. hBM-MSC는 GFP 발현 HUVEC을 첨가하기 전에 3일 동안 사전 배양됩니다. 배양은 명시야 및 GFP 신호를 세로로 획득하여 모니터링됩니다. 선택된 시점에서, 틈새는 ECM 침착 및 골형성 상태에 대해 추가로 평가됩니다. 알칼리성 포스파타제 활성은 직접 색상 염색을 통해 그리고 틈새에서 세포를 회수하고 세포 용해물에 대해 pNPP 분석을 수행하여 평가됩니다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65413/65413fig01large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65413/65413fig02.jpg"> 그림 2: FGF-2 또는 BMP-2를 사용한 혈관 유사 네트워크의 자극. (A) 성장 인자가 없거나 FGF-2 또는 BMP-2가 있는 상태에서 성장한 세포의 공동 배양 2일, 4일 및 6일에 50ng/mL에서 명시야 및 형광(GFP) 이미지를 획득했습니다. 스케일 바: 400μm. (B-D) 공동 배양 4일째에 이미지화된 GFP-HUVEC 네트워크의 정량화된 매개변수, ImageJ용 혈관신생 분석기를 사용하여 분석. 데이터는 평균 ± 표준 편차로 표시됩니다. 통계 분석은 GraphPad Prism 9.5.1을 사용하여 수행되었습니다. Dunnett의 다중 비교 검정을 사용한 일반적인 일원 분산 분석은 n ≥ 4로 수행되었습니다. * P < 0.05; ** P < 0.01; P < 0.001입니다. (E) FGF-2-(상단 행) 및 BMP-2-(하단 행) 자극 조건에 대한 GFP 및 F-액틴 신호의 공초점 스택(총 높이: 547.5μm; z-스텝: 2.5μm)에서 생성된 3차원 재구성. 스케일 바: 300μm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65413/65413fig02large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65413/65413fig03.jpg"> 그림 3: BMP-2에 의한 비국소화된 hBM-MSC 확산 및 ECM 침착 유도. (A-C) FGF-2 또는 BMP-2의 존재 하에서 성장한 7일간의 공동 배양을 (A) 면역형광 또는 (B,C) 직접 색상 염색을 실시했습니다. (A) 배양물을 F-액틴 및 ECM 단백질 피브로넥틴, 라미닌, 콜라겐 I 및 콜라겐 IV에 대해 염색하였다. 이미지는 컨포칼 스택의 최대 강도 투영을 나타냅니다(총 높이: 100 μm, z-스텝: 5 μm). 스케일 바: 200 μm. (B,C) 배양물을 (B) 피크로시리우스 레드 및 (C) 알리자린 레드를 사용하여 염색하였다. 맨 윗줄은 2.5x 배율(스케일 바: 1,000 μm)로 획득한 이미지의 스티칭된 전체 웰 오버뷰를 나타내고, 맨 아래 행은 5x 배율(스케일 바: 400 μm)에서 획득한 하나의 시야를 나타냅니다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65413/65413fig03large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65413/65413fig04.jpg"> 그림 4: 직접 색상 염색을 통한 BMP-2 유도 ALP 활성의 생화학적 평가. (A,B) ALP 활성은 성장 인자가 없거나 다른 농도의 BMP-2 또는 FGF-2가 50ng/mL로 존재할 때 성장한 배양물의 세포 용해물에서 (A) 4일 또는 (B) 7 일간의 공동 배양. ALP 활성은 각 용해물 샘플의 DNA 함량으로 정규화되어 나타난다. 데이터는 평균 ± 표준 편차로 표시됩니다. 통계 분석은 GraphPad Prism 9.5.1을 사용하여 수행되었습니다. Dunnett의 다중 비교 검정을 사용한 일반적인 일원 분산 분석은 n = 5로 수행되었습니다. P < 0.0001입니다. (C) 7일간의 공동 배양 동안 50ng/mL FGF-2 또는 BMP-2의 존재 하에서 성장한 틈새에서 ALP 활성의 직접적인 색상 염색. 왼쪽의 이미지는 2.5x 배율(스케일 바: 1,000μm)에서 획득한 이미지의 스티칭된 전체 웰 오버뷰를 나타내고 오른쪽의 이미지는 5배 배율(스케일 바: 400μm)에서 획득한 하나의 시야를 나타냅니다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65413/65413fig04large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65413/65413fig05.jpg"> 그림 5: 진행된 암 모델에서 골형성, 혈관화된 틈새의 사용. (A) BMP-2의 존재 하에서 성장한 배양의 GFP 신호는 대조군 용액(왼쪽) 또는 10μg/mL(오른쪽)의 베바시주맙을 2일 동안 첨가하기 전에 공동 배양 4일째에 이미지화한 후 배양물을 다시 이미지화했습니다(공동 배양 6일). 스케일 바: 600 μm. (B) 베바시주맙 처리된 배양물의 고배율 이미지가 A에 표시됩니다. 스케일 바: 250 μm. (C) A에 나타낸 바와 같이 내피 네트워크의 전체 길이는 매일 획득된 이미지로부터 ImageJ용 혈관신생 분석기 를 사용하여 정량화되었습니다. n ≥ 3. (D) BMP-2의 존재 하에서 성장한 4일간의 공동 배양에 CellTrace FarRed-labeled MDA-MB-231 유방암 세포를 첨가하고, 암세포 첨가 후 2일부터 타임랩스 이미지를 획득하였다. 스케일 바: 100μm. (E) D 에 기재된 바와 같이 생성된 삼중 공동 배양의 공초점 스택(총 높이: 70μm; z-단계: 2.4μm)의 최대 강도 투영을 F-액틴에 대해 고정 및 염색했습니다. 왼쪽: MDA-MB-231 유방암 세포를 특징으로 하는 틈새; 오른쪽: U2OS 골육종 세포를 특징으로 하는 틈새. 왼쪽 이미지의 축척 막대: 200μm; 오른쪽 이미지의 축척 막대: 50μm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65413/65413fig05large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>

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골수 혈관 틈새의 시험관 내 모델은 중간엽 및 내피 세포를 프리캐스트 3D PEG 하이드로겔에 파종하여 설정됩니다. 틈새의 내피 네트워크, ECM 성분 및 ALP 활성은 사용된 성장 인자에 따라 다릅니다. 이 플랫폼은 진행된 암 모델에 사용할 수 있습니다.

The bone and bone marrow are highly vascularized and structurally complex organs, and are sites for cancer and metastasis formation. In vitro models ...

대부분의 체외 혈관 형성 연구는 자연적으로 파생된 매트릭스를 사용합니다. 일반적으로 생물학적 과정에 매우 전도성이 높지만 고유한 생물학적 활성은 단일 매개변수의 영향에 대한 연구를 복잡하게 만듭니다. 여기에서 관심 있는 플레이어를 선택적으로 추가하고 시스템이 어떻게 변경되는지 평가할 수 있습니다.우리의 빈 슬레이트 합성 하이드로겔에 세포를 순차적으로 파종하면 매우 정의된 틈새를 형성할 수 있습니다. 여기에서 hBMMS는 하이드로겔을 식민지화하고 고유한 세포외 기질을 침착시킵니다. 이것은 후속적으로 시딩된 내피 세포에 대한 기질을 제공한다.이 기능은 다른 3D 체외 모델에서는 일반적으로 볼 수 없습니다. 서로 다른 세포 유형을 순차적으로 추가할 수 있어 매우 복잡한 고처리량 호환 in vitro 모델을 생성할 수 있습니다. 이러한 모델은 보다 구체적인 골형성 혈관 틈새를 생성하고 세포 및 분자 플레이어의 기능을 조사하는 데 적용할 수 있습니다.

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Research

JoVE Journal

Bioengineering

Simple Establishment of a Vascularized Osteogenic Bone Marrow Niche Using Pre-Cast Poly(ethylene Glycol) (PEG) Hydrogels in an Imaging Microplate

1.1K 조회수.  University Hospital Zurich, University of Zurich. 대부분의 체외 혈관 형성 연구는 자연적으로 파생된 매트릭스를 사용합니다. 일반적으로 생물학적 과정에 매우 전도성이 높지만 고유한 생물학적 활성은 단일 매개변수의 영향에 대한 연구를 복잡하게 만듭니다. 여기에서 관심 있는 플레이어를 선택적으로 추가하고 시스템이 어떻게 변경되는지 평가할 수 있습니다.우리의 빈 슬레이트 합성 하이드로겔에 세포를 순차?...

비디오: 저자 스포트라이트: 이미징 마이크로플레이트에서 프리캐스트 폴리(에틸렌 글리콜)(PEG) 하이드로겔을 사용하여 혈관화된 골형성 골수 틈새의 간단한 확립  

The bone and bone marrow are highly vascularized and structurally complex organs, and are sites for cancer and metastasis formation. In vitro models recapitulating bone- and bone marrow-specific functions, including vascularization, that are compatible with drug screening are highly desirable. Such models can bridge the gap between simplistic, structurally irrelevant two-dimensional (2D) in vitro models and the more expensive, ethically challenging in vivo models. This article describes a controllable three-dimensional (3D) co-culture assay based on engineered poly(ethylene glycol) (PEG) matrices for the generation of vascularized, osteogenic bone-marrow niches. The PEG matrix design allows the development of 3D cell cultures through a simple cell seeding step requiring no encapsulation, thus enabling the development of complex co-culture systems. Furthermore, the matrices are transparent and pre-cast onto glass-bottom 96-well imaging plates, rendering the system suitable for microscopy. For the assay described here, human bone marrow-derived mesenchymal stromal cells (hBM-MSCs) are cultured first until a sufficiently developed 3D cell network is formed. Subsequently, GFP-expressing human umbilical vein endothelial cells (HUVECs) are added. The culture development is followed by bright-field and fluorescence microscopy. The presence of the hBM-MSC network supports the formation of vascular-like structures that otherwise&#160;would not form and that remain stable for at least 7 days. The extent of vascular-like network formation can easily be quantified. This model can be tuned toward an osteogenic bone-marrow niche by supplementing the culture medium with bone morphogenetic protein 2 (BMP-2), which promotes the osteogenic differentiation of the hBM-MSCs, as assessed by increased alkaline phosphatase (ALP) activity at day 4 and day 7 of co-culture. This cellular model can be used as a platform for culturing various cancer cells and studying how they interact with bone- and bone marrow-specific vascular niches. Moreover, it is suitable for automation and high-content analyses, meaning it would enable cancer drug screening under highly reproducible culture conditions.

An in vitro model of the bone marrow vascular niche is established by seeding mesenchymal and endothelial cells onto pre-cast 3D PEG hydrogels. The endothelial networks, ECM components, and ALP activity of the niches vary depending on the growth factor used. The platform can be used for advanced cancer models.

연구

생체공학

Establishing the 3D Stromal Monoculture

To begin, take a tube of hBM-MSCs and pellet them by centrifugation. Discard the supernatant and resuspend the pellet in an appropriate volume of basal medium. Then, prepare 50 milliliter conical centrifuge tubes containing the required volume of basal medium supplemented with the respective growth factors.Finally, add the hBM-MSCs from the stock solution at a dilution of one to 66.67 to achieve a concentration of 1.5 times 10 to the fifth cells per milliliter. Remove the polypropylene adhesive film covering the 96 well hydrogel plate to seed the plate. Carefully aspirate the storage buffer covering the hydrogels by positioning the aspirator tip against the wall of the well and slowly moving toward the edge of the inner well.While seeding, mix the cell suspension periodically to keep the mixture homogenous and add 200 microliters of the cell suspension to each well of the plate. Then, maintain the cultures at 37 degrees Celsius and 5%carbon dioxide in a humidified atmosphere. Alternatively, use an automated plate washer with the aspiration nozzles set at least 3.8 millimeters from the plate carrier and toward the edge of the well and aspirate the storage buffer.Seed the plate by mixing the cells with a serological pipette and dispensing equal numbers of cells to the well of the plate. Monitor the development of the cultures by Bright-field microscopy with a five times objective and acquire reference images approximately 30 minutes after seeding to evaluate the number of cells added.

3D Stromal 단일 문화 구축

Establishing the 3D Stromal-Endothelial Cell Co-Culture

To begin, take the pellet of the GFP-HUVECs grown to a confluence level of 80 to 100%and resuspend the cells in an appropriate volume of basal medium to achieve a concentration of one times 10 to the seventh cells per milliliter of stock solution. Prepare 50-milliliter conical centrifuge tubes containing the required volume of basal medium supplemented with the respective growth factors. Add the GFP-HUVECs from the stock solution at a dilution of one to 66.67 to achieve a concentration of 1.5 times 10 to the fifth cells per microliter.Then aspirate the medium from the plate containing the stromal monoculture and add 200 microliters per well of the prepared GFP-HUVECs suspension. Incubate at 37 degrees Celsius in 5%carbon dioxide in a humidified atmosphere, changing the medium every three to four days. Monitor the development of the culture by bright-field and fluorescence microscopy using a five times objective.Differences between the cultures could be observed from the bright-field and fluorescence images showing only the GFP-HUVECs. The cultures appeared less developed without any growth factor, However, faster development was observed in the presence of FGF-2. In contrast, the bright-field images showed the densest cultures in the presence of BMP-2.However, vascular like networks formed in both growth factor-containing conditions and the most extensive and interconnected networks were formed with FGF-2.

3D Stromal-Endothelial Cell Co-Culture 확립

Quantifying the Endothelial Cell Network Formation After the 3D Stromal-Endothelial Cell Co-Culture

After establishing the stromal endothelial cell co-culture, acquire the GFP signal from the GFP huvec using fluorescence microscopy with settings suitable for quantification. Pre-process all the images acquired on the same day to further enhance the contrast. If using fiji or image J open all the enhanced GFP channel images at the same time point and open the brightness and contrast menu.Select an image representing an intermediate condition and auto adjust the contrast by selecting auto. Click set and check propagate to all other open images. Visually assess whether the automatically selected range fits all the images of the current time point.If needed, manually readjust and repropagate the range to all the images and save the adjusted images as TIFF files. Next, apply a median blur filter to all the images. Reduce the size by binning and save them as gray scale RGB color TIFF files in a folder for quantification.This could be done manually or in batch mode using macros. Analyze all the created images using the batch process mode in the angiogenesis analyzer for image J.Then validate the quantification results by examining the overlays of the recognized structures and the original images. Adjust pre-processing parameters, reanalyze original images, or exclude problematic areas if the algorithm detects artificial structures with few or no cells visible in the original image.Finally normalize the obtained values to an area of one square millimeter by multiplying the values of each sample by the ratio of the analyzed area to one square millimeter. Quantified parameters of the GFP huvec networks showed that the total network length was highest in the presence of FGF-2 and lowest in the absence of growth factors. The number of junctions indicating branching points in the networks followed the same trend as the total length.Conversely, both growth factors featured significantly fewer isolated segments indicating higher interconnectivity than the condition without any growth factor.

3D 기질-내피세포 공동배양 후 내피세포 네트워크 형성 정량화

Assessing the Osteogenic Differentiation of 3D Stromal-Endothelial Cells by Monitoring the Alkaline Phosphatase Activity

To begin, take the hBM-MSCs and GFP-HUVECs co-culture and wash once with 200 microliters per well of PBS. Add the BCIP/NBT substrate solution and incubate the cultures at 37 degrees Celsius while periodically monitoring the color development. Once the color develops in non-osteogenic conditions, immediately washed with 200 microliters per well of PBS.After fixing the samples in 4%paraformaldehyde, acquire color images of the stained samples. To quantify the ALP activity in cell lysates, add 200 microliters per well of 0.25%Trypsin-EDTA to the cultures washed with PBS and incubate at 37 degrees Celsius. Agitate the cultures every 10 minutes by vigorously pipetting up and down to facilitate digestion and monitor the culture morphology with a standard cell culture microscope.Then transfer the samples to 2-milliliter tubes and add 200 microliters of mesenchymal stem cell basal medium to inhibit the Trypsin. After centrifusing and discarding the supernatant, freeze the pellets at 80 degrees Celsius or proceed directly to the next step. Thaw the cell pellets, add 500 microliters of lysis buffer, and incubate for 30 minutes on ice.Next centrifuge at 16, 100 G for 10 minutes at four degrees Celsius and keep the samples on ice. Without disturbing any pelleted debris, dispense 50 microliters of the supernatant into each well of a transparent tissue culture 96-well plate in duplicates. Add 50 microliters of the prepared alkaline phosphatase reagent to the wells of the 96-well tissue culture plate.Shake the plate briefly and incubate it at 37 degrees Celsius for 10 minutes protected from light. Stop the reaction by adding 100 microliters of 1-molar sodium hydroxide using a multi-channel pipette. Using a plate reader, read the optical density at 410 nanometers.For DNA quantification, thaw the frozen samples, centrifuge them, and place them on ice. Without disturbing any pelleted debris, dispense 50 microliters of the cell lysate supernatant into the wells of a black 96-well plate in duplicates. Add the DNA standards in duplicates.Next, use a multi-channel pipette to add 50 microliters of the DNA staining agent, then incubate and read the fluorescence intensity according to the manufacturer's instructions. Utilize the standard curve values to determine and apply the conversion of the measured intensity values to the DNA concentrations. Finally, normalize the alkaline phosphatase values by dividing them by the respective DNA concentration of each sample.Quantification of alkaline phosphatase activity to characterize the osteogenic potential of the cultures showed that the normalized alkaline phosphatase activity varied greatly across conditions with a trend of increasing activity with higher concentrations of BMP-2 and a plateau at 100 nanograms per milliliter. The lowest activity levels were identified for the condition containing 50 nanograms per milliliter FGF-2. More extensive and intense purple staining was observed in the presence of BMP-2 as compared to FGF-2.