JoVE Logo
Autores
Entre em contato

Entrar

É necessária uma assinatura da JoVE para visualizar este conteúdo. Faça login ou comece sua avaliação gratuita.

Neste Artigo

  • Resumo
  • Resumo
  • Introdução
  • Protocolo
  • Resultados
  • Discussão
  • Divulgações
  • Agradecimentos
  • Materiais
  • Referências
  • Reimpressões e Permissões

Resumo

In this protocol, we demonstrate the fabrication of biomimetic cardiac cell culture substrata made from two distinct polymeric materials using capillary force lithography. The described methods provide a scalable, cost-effective technique to engineer the structure and function of macroscopic cardiac tissues for in vitro and in vivo applications.

Resumo

A doença cardiovascular continua a ser a principal causa de morte em todo o mundo 1. Engenharia de tecidos cardíacos muito promissora para entregar descobertas médicas inovadoras com os objectivos de desenvolvimento de tecidos funcionais para regeneração cardíaca, bem como ensaios in vitro de triagem. No entanto, a capacidade de criar modelos de alta fidelidade de tecido cardíaco tem sido difícil. Matriz extracelular do coração (ECM) é uma estrutura complexa composta de ambos os sinais bioquímicos e biomecânicos que variam a partir do micro-à escala nanométrica 2. Local condições de carga mecânica e interações célula-ECM foram recentemente reconhecidos como componentes vitais em engenharia de tecido cardíaco 3-5.

Uma grande parte do ECM cardíaco é composto por fibras de colágeno alinhados com diâmetros em escala nano que influenciam significativamente a arquitetura do tecido e acoplamento eletromecânico 2. Infelizmente, alguns métodos have foram capazes de imitar a organização das fibras de ECM para baixo para a escala nanométrica. Os recentes avanços em técnicas de nanofabricação, no entanto, permitiram o projeto e fabricação de andaimes escaláveis ​​que imitam os sinais in vivo de rigidez estrutural e substrato do ECM no coração 6-9.

Aqui apresentamos o desenvolvimento de duas reprodutíveis, os processos de microusinagem escaláveis ​​para o alinhamento funcional das células cardíacas usando o poli biocompatível polímero (ácido lático-co-glicólico) (PLGA) 8 e um poliuretano (PU) de polímero a base de custo-benefício, e. Estes substratos anisotropicamente nanofabricated (ANFS) imitar o ECM subjacente bem organizados, tecidos alinhados e pode ser utilizado para investigar o papel de nanotopografia na morfologia e função das células 10-14.

Usando um mestre de silício nanopatterned (NP), como um modelo, um acrilato de poliuretano (PUA) molde é fabricado. Este molde PUA é então utilizado para pattern o hidrogel PU ou PLGA via assistida por UV ou litografia força capilar mediada por solvente (CFL), respectivamente 15,16. Resumidamente, PU ou PLGA de pré-polímero é gota dispensada para uma lamela de vidro e o molde PUA é colocada em cima. Para CFL assistida por UV, a UP é então exposto à radiação ultravioleta (λ = 250-400 nm) para a cura. Para mediada por solvente CFL, o PLGA é gravado utilizando calor (120 ° C) e pressão (100 kPa). Após a cura, o molde PUA é retirado, deixando para trás um ANFS para cultura de células. Pilhas, como miócitos ventriculares de ratos neonatos, bem como cardiomiócitos derivados de células-tronco pluripotentes humanas, pode ser mantido no ANFS 2.

Introdução

A doença cardiovascular é a principal causa de morbidade e mortalidade no mundo e apresentar um peso sócio-econômico importante em uma 1,17 já tenso sistema de saúde global. Engenharia de tecidos cardíacos tem dois objetivos distintos: (1) para regenerar miocárdio danificado após doença isquêmica ou cardiomiopatia ou (2) para a criação de um modelo de alta fidelidade do coração para a triagem de drogas in vitro ou modelagem doença.

O coração é um órgão complexo que deve trabalhar constantemente para fornecer sangue para o corpo. Estruturas laminares densamente embalado de cardiomiócitos e tecidos de suporte são dispostos em padrões helicoidais em toda a parede do coração 18,19. O coração também é eletromecanicamente acoplada 20 em uma forma altamente coordenada para ejetar o sangue eficientemente para o corpo 21. Vários grandes obstáculos ainda precisam ser abordados, no entanto, antes de desenho intrincado da natureza pode ser reproduzido de forma confiável in vitro.Em primeiro lugar, embora os métodos de diferenciação de cardiomiócitos robustas continuam a ser desenvolvidos 22, HPSC-CMs ainda exibem fenótipos bastante imaturos. Suas propriedades eletromecânicas e morfologia mais se aproximam os níveis fetais 23. Em segundo lugar, quando mantidos em condições de cultivo tradicionais, tanto com células-tronco derivadas e cardiomiócitos primários não conseguem montar em, estruturas de tecido-como nativas. Pelo contrário, as células tornam-se orientadas aleatoriamente e não apresentam a aparência em forma de haste em faixas de miocárdio adulto 24.

O ambiente da matriz extracelular (ECM) com os quais interagem as células desempenha um papel importante em numerosos processos celulares 11,13,25. A ECM é composto por sinais moleculares e topográficos complexos, bem definidas, que influenciam de forma significativa a estrutura e função das células de 6,26. Dentro do coração, o alinhamento celular segue de perto as fibras ECM escala nanométrica subjacente 2. O impacto destes nanotopographpistas icas em células e a função do tecido, no entanto, está longe de ser completamente entendido. Estudos preliminares de interação célula-biomaterial escala nanométrica indicam a potencial importância eo impacto da sub-mícron sugestões topográficas para sinalização celular 27, adesão 28-30, crescimento de 31, e de diferenciação 32,33. No entanto, devido à dificuldade no desenvolvimento de substratos nanofabricated reprodutíveis e expansíveis, tais estudos podem não reproduzir os efeitos celulares multi-escala do complexo em ambiente de ECM in vivo. Neste protocolo, uma técnica de nanofabricação simples e de baixo custo para a produção de scaffolds de cultura celular que imita fibra de alinhamento ECM cardíaca nativa é descrito, permitindo uma ampla gama de novas investigações de interações cardiomiócitos-biomaterial. Entender como cardiomiócitos interagir com o ambiente ECM nanoescala pode permitir a capacidade de controlar o comportamento celular para mais de perto imitar func tecido nativoção. Além disso, as monocamadas de células são um sistema experimental simplificado em comparação com estruturas 3D, mas ainda apresentam um comportamento multicelular complexo para investigações criteriosas e triagem funcional 2,34-36. Finalmente, tais suportes pode ser usada para melhorar a função do enxerto celular quando implantado no coração para efeitos de regeneração 37.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocolo

Todos os procedimentos são realizados à temperatura ambiente (~ 23 ° C) a menos que indicado de outra forma.

1. Fabricação de Silicon Mestre

  1. Pastilha de silício Limpe com etanol ou xileno e seco de 100% em O 2 / N 2 gás.
  2. Coloque bolacha de silício em spin-coater a velocidades de rotação de 2.000-4.000 rpm para produzir um filme de espessura de 0,3-0,5 um.
  3. Padrão do filme foto-resistente com as dimensões correctas, usando um sistema de fotolitografia
  4. Totalmente mergulhar as pastilhas de silício revestido de fotossensíveis estampados em um volume adequado de solução photoresist desenvolvimento.
  5. Lavar as lâminas de silício revestido de fotossensíveis desenvolvidos com água deionizada.
  6. Para formar matrizes de sub-mícron cumes escala com perto de paredes laterais verticais, profundo etch iônica reativa o silício exposto usando um sistema de ataque.
  7. Remover o fotorresistente remanescente colocando a bolacha de silício em um sistema de incinerador do plasma.
  8. Corte o silício wAfers com um cortador em mestres de silício dimensionadas adequadamente com ponta de diamante para moldagem réplica posterior.

2. Fabricação de PUA molde de silicone Mestre

Nota: O volume a ser adicionado ao mestre de silício para nanofabrication irá variar, dependendo da área do mestre nanopatterned a ser replicado como também a viscosidade da solução (PUA) acrilato de poliuretano.

  1. Limpe a superfície mestre de silício com 100% de etanol ou xileno e seco sob O 2 / N 2 gás.
  2. Coloque padrão mestre de silício lado em uma placa de Petri.
  3. Para um mestre de silício com de 2 cm x 2 cm da superfície do teste padrão, pipeta 40 ul de PUA para a superfície do padrão.
  4. Colocar uma folha de 4 cm x 4 cm transparente de poliéster (PET) de película sobre o PUA dispensado.
  5. Pressione para baixo sobre a folha de PET e espalhar o PUA debaixo da folha em toda a face padrão, usando um rolo ou de superfície plana com arestas (tal como uma placa), de modo que a totalidadepadrão é coberto pelo pré-polímero PUA.
  6. Coloque mestre de silício, pré-polímero, e PET aproximadamente 10 cm abaixo de uma luz de 20 watts (115 V) UV (λ = 365 nm) por 50 segundos. Para ser eficaz, o comprimento de onda de luz ultravioleta pode ser em qualquer lugar entre 310-400 nm. A intensidade da luz é de 10-15 mW / cm 2, na superfície do substrato.
  7. Após a cura, remova filme PET lentamente com uma pinça. PUA deve anexar ao filme PET com uma negativa do mestre nanopattern silício.
  8. Cure nanopatterns PUA / PET sob UV, durante pelo menos 12 horas antes de usar. Superexposição não é um problema.
  9. Para limpar mestres de silício, coloque outro filme de PET em cima do mestre, sem a adição de PUA e expor à luz UV (λ = 365 nm) por 50 segundos e retire películas PET. Isto irá remover todos os monômeros não reagidos.
  10. Enxágüe mestre de silício com 100% de etanol ou xileno e seco sob O 2 / N 2 gás.

3-A. Microusinagem poliuretano Polímero

  1. Preparar 25 milímetros de diâmetro lâminas de vidro circulares, introduzindo num compartimento de tratamento de ozono durante 10 min.
  2. Coloque lâminas de vidro tratadas com ozônio em pequeno bloco PDMS para fácil manuseio.
  3. Aplicar fina camada de aderência promotor superfície com pincel para lâminas de vidro. Ar lâminas de vidro seco durante 30 min.
  4. Coloque a lâmina de vidro em um pedaço de papel da impressora.
  5. Largue dispensar 10 ml de poliuretano (PU) pré-polímero (NOA 76) para o centro da lâmina de vidro. Certifique-se sem bolhas estão presentes após a adição.
  6. Molde Lugar PUA, padrão de face para baixo, sobre a lâmina de vidro. Dispersar o PU uniformemente em toda a superfície da lâmina de vidro rolando um rolo de cilindro de borracha ao longo do molde PUA. Papel para impressora irá absorver excesso de polímero.
  7. Lâmpada UV Watt. Tempo de polimerização do PU é dependente da potência da fonte de UV.
  8. Retirar a amostra da fonte de luz UV e retire com cuidado o molde PUA de PU revestido lâmina de vidro. Polimerização do PU é considerado complete quando as cascas de molde PUA limpa distância a partir da amostra e a lamela de vidro de PU tem uma aparência iridiscente.
  9. Coloque amostras terminados em dessecador para o armazenamento durante o tempo que um mês.

3b. Microusinagem Poli (láctido-co-glicólido) Hidrogel

  1. Criar um molde PDMS plana por vigorosa mistura silicone base de elastômero de silicone e agente de cura de elastômero em uma proporção de 10:1.
  2. Despeje PDMS mistos solução precursora em uma placa de Petri de modo a que o precursor de PDMS atingir 5 mm até a borda do prato (isto é, de modo que o PDMS tem 5 mm de espessura).
  3. Colocar uma placa de Petri e PDMS precursor num exsicador durante 1 hora para desgaseificar.
  4. Mover uma placa de Petri e PDMS precursor num forno a 65 ° C durante pelo menos 2 horas para curar.
  5. Depois de PDMS é curado, use uma navalha para cortar os PDMS planas em três centímetros x 3 cm seções quadrados. Estes serão os PDMS planas moldes utilizados mais tarde no processo de modelação.
  6. Limpo 25 mm de diâmetro lâminas de vidro circular por plrastreio em álcool isopropílico, durante 30 min num sonicador de água.
  7. Lâminas de vidro limpo a seco com menos de O 2 / N 2 gás.
  8. Gota dispensar 100 ul de uma solução de PLGA (15% w / v de PLGA em clorofórmio) na lâmina de vidro.
  9. Coloque um molde PDMS plana no topo do PLGA dispensado para absorver o solvente e obter uma superfície plana de PLGA. Aplicar uma ligeira pressão (~ 10 kPa), colocando um peso de 200 g na parte superior do PDMS de 5 min.
  10. Lentamente descascar molde PDMS plana e colocar a tampa de vidro sobre um prato pré-aquecido (120 ° C) durante 5 minutos para remover o solvente residual e aumentar a aderência entre o PLGA e o vidro de cobertura.
  11. Coloque o molde NP PUA no topo do PLGA plana e aplicar pressão constante (~ 100 kPa) e de calor (120 ° C) colocando um peso de 1 kg, em cima do molde de PUA, enquanto na placa de aquecimento durante 15 min.
  12. Remover o peso de PLGA a tampa deslizante e permitir que o substrato arrefecer até à temperatura ambiente. Não retire o molde PUA até os substratos foramarrefecida.
  13. Uma vez que os substratos tenham esfriado o suficiente, cuidadosamente descascar o molde NP PUA, revelando o substrato NP PLGA. O substrato NP PLGA deve ter uma aparência iridescente.
  14. Coloque amostras terminados em dessecador para o armazenamento durante o tempo que um mês.

4. Sementeira e Cultura de Células

NOTA: Este protocolo descreve a cultura de miócitos ventriculares de rato neonatal (NRVMs) e derivados de células humanas cardiomiócitos H7 estaminais embrionárias (hESC-MC), mas outras fontes de células podem ser utilizados.

  1. Anexar as lamelas ANFS (PU ou PLGA) para de 35 mm de cultura de tecidos de poliestireno prato. Pipetar 20 l de Norland Optical Adhesive (NOA83H) para o fundo do prato e colocar suavemente a lamela ANFS no topo da NOA. Permitir cola para se espalhar e cobrir todo fundo lamela. Cure NOA expondo prato a UV por 10 min.
  2. Esterilizar ANFS lavando com 2 ml de solução aquosa de etanol a 70% durante 5 min, duas vezes. Remover eThanol por aspiração. Permitir ANFS para secar completamente ar por ~ 1 hora sob a esterilização lâmpada UV (λ = 200-290 nm) na cabine de segurança biológica.
  3. Adesão celular é aumentada por revestimento do ANFS em fibronectina durante a noite. Dilui-se a fibronectina em água Dl a 5 ug / ml. Pipetar 2 ml da solução de fibronectina no prato. Colocar na incubadora a 37 ° C e 5% de CO 2 durante a noite (pelo menos 6 horas).
  4. Obter NRVMs, hESC-CMs, ou outras células cardíacas de juros de acordo com os protocolos anteriores 22.
  5. Centrífuga amostra de células a 1000 rpm durante 3 min para sedimentar as células.
  6. Remova cuidadosamente o sobrenadante por aspiração. Certifique-se de não perturbar o sedimento.
  7. Ressuspender as células em meio de cultura adequado a uma concentração de 4,6 x 10 6 células / ml.
  8. Pipetar cuidadosamente 200 mL de suspensão de células para ANFS esterilizados. Certifique-se de suspensão de células permanece na lamela.
  9. Colocar as células em estufa a 37 ° C e 5%CO 2 para 4 horas para permitir que as células para anexar ao ANFS.
  10. Adicionar 2 ml de meio de cultura quente para prato e substituir as células em estufa nas mesmas condições.
  11. Após 24 h, retirar o suporte e lava-se com 2 mL de DPBS duas vezes para remover o excesso de células.
  12. Adicionar 2 ml de meio de cultura quente para prato e substituir as células em estufa nas mesmas condições. Cultura as células a confluência. Substituir mídia todos os dias.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Resultados

A Figura 1 é uma vista geral esquemática do processo de produção para os dois métodos de fabrico. Devido à difracção da luz causada pela topografia nanoescala, microusinagem deve resultar numa superfície iridescente ao ANFS. Figura 2 representa essa superfície iridescente num bem modelado 25 milímetros NP-PU lamela (Figura 2A) com rebordo 800 nm e ranhura largura (Figura 2B). A aparência iridescente do ANFS vai variar um pouco dependendo do ...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussão

Tecidos cardíacos funcionalmente maduros faltam para tanto in vivo e in vitro em aplicações de engenharia de tecido cardíaco. Os métodos de nanofabricação CFL aqui descritas são técnicas robustas para alcançar o alinhamento celular e influenciando a função do tecido macroscópico devido à escalabilidade do sistema. Grandes áreas podem ser facilmente modelado e usado para a cultura de células. Alinhamento celular macroscópica é essencial em engenharia de tecido cardíaco, a fim de criar...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Divulgações

Authors have nothing to disclose.

Agradecimentos

D. H. Kim thanks the Department of Bioengineering at the University of Washington for the new faculty startup fund. D. H. Kim is also supported by the Perkins Coie Award for Discovery, the Wallace H. Coulter Foundation Translational Research Partnership Award, the Washington State Life Science Discovery Fund, and the American Heart Association Scientist Development Grant (13SDG14560076). J. Macadangdang and A. Jiao thank the support from the NIH Bioengineering Cardiovascular Training Grant Fellowship.  Additional support for this work comes from the National Institutes of Health (NIH) grant R01HL111197 to M. Regnier.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materiais

NameCompanyCatalog NumberComments
FibronectinBD Biosciences354008
NOA 76Norland Products, Inc.7606B
Surface Adhesion Promotor (Glass Primer)Minuta Tech
PUAMinuta TechMINS-311RM
Soft Rubber RollerSpeedball
Silicon WafersNOVA Electronic MaterialsFA01-9900
PhotoresistShipleySPRT510
Photoresist DeveloperShipleyMF320
Electron-Beam Lithography SystemJEOLJBX-9300FS
Etching SystemSurface Technology SystemsNP10 8UJ
Plasma Asher SystemBMR Technology Co.DSF-200
Ozone Cure SystemMinuta TechMT-UV-O- 08
Fusion Cure SystemMinuta TechMT-UV-A 11
NOA 83HNorland Products, Inc.8301
Spin CoaterLaurel TechnologyWS-400-6NPP
Skyrol PET FilmSKC Co., Ltd.23038-59-9
25 mm Glass SlidesCorning2948
Sylgard 184 Silicone Elastomer KitDow Corning6/5/2553
Poly(D,L-lactide-co-glycolide)Sigma-AldrichP2191-1G
ChloroformSigma-Aldrich372978-1L
500 g WeightsGlobal InsustrialT9FB503120
Isopropyl AlcoholEMD MilliporePX1835-2
Hot PlateCorningPC-420D
SonicatorBransonB2510MTH

Referências

  1. Lozano, R., et al. Global and regional mortality from 235 causes of death for 20 age groups in 1990 and 2010: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2010. The Lancet. 380, 2095-2128 (2012).
  2. Kim, D. -H., et al. Nanoscale cues regulate the structure and function of macroscopic cardiac tissue constructs. Proceedings of the National Academy of Sciences. 107, 565-570 (2010).
  3. Tulloch, N. L., et al. Growth of Engineered Human Myocardium With Mechanical Loading and Vascular Coculture. Circulation Research. 109, 47-59 (2011).
  4. Bursac, N., Parker, K., Irvanian, S., Tung, L. Cardiomyocyte Cultures With Controlled Macroscopic Anisotropy: A Model for Functional Electrophysiological Studies of Cardiac Muscle. Circulation Research. 91, (2002).
  5. Fink, C., et al. Chronic stretch of engineered heart tissue induces hypertrophy and functional improvement. The FASEB Journal. 14, 669-679 (2000).
  6. Stevens, M. M. Exploring and Engineering the Cell Surface Interface. Science. 310, (2005).
  7. Mark, K., Park, J., Bauer, S., Schmuki, P. Nanoscale engineering of biomimetic surfaces: cues from the extracellular matrix. Cell Tissue Res. 339, 131-153 (2009).
  8. Lü, J. -M., Wang, X., Marin-Muller, C., Wang, H., Lin, P. H., Yao, Q., Chen, C. Current advances in research and clinical applications of PLGA-based nanotechnology. Expert. Rev. Mol. Diagn. 9, 325-341 (2009).
  9. Kim, H. N., et al. Patterning Methods for Polymers in Cell and Tissue Engineering. Ann Biomed Eng. 40, 1339-1355 (2012).
  10. Kim, D. -H., Provenzano, P. P., Smith, C. L., Levchenko, A. Matrix nanotopography as a regulator of cell function. The Journal of Cell Biology. 197, 351-360 (2012).
  11. Park, J., Kim, H. -N., Kim, D. -H., Levchenko, A., Kahp-Yang, S. Quantitative Analysis of the Combined Effect of Substrate Rigidity and Topographic Guidance on Cell Morphology. IEEE Trans.on Nanobioscience. 11, 28-36 (2012).
  12. Kim, D. -H., Lee, H., Lee, Y. K., Nam, J. -M., Levchenko, A. Biomimetic Nanopatterns as Enabling Tools for Analysis and Control of Live Cells. Adv. Mater. 22, 4551-4566 (2010).
  13. Kim, D. -H., Wong, P. K., Park, J., Levchenko, A., Sun, Y. Microengineered Platforms for Cell Mechanobiology. Annu. Rev. Biomed. Eng. 11, 203-233 (2009).
  14. Kim, D. -H., et al. Nanopatterned cardiac cell patches promote stem cell niche formation and myocardial regeneration. Integr Biol. 4, 1019 (2012).
  15. Kim, P., et al. Fabrication of nanostructures of polyethylene glycol for applications to protein adsorption and cell adhesion. Nanotechnology. 16, 2420-2426 (2005).
  16. Hwang, S. Y., et al. Adhesion Assays of Endothelial Cells on Nanopatterned Surfaces within a Microfluidic Channel. Anal. Chem. 82, 3016-3022 (2010).
  17. Heidenreich, P. A., et al. Forecasting the Future of Cardiovascular Disease in the United States: A Policy Statement From the American Heart Association. Circulation. 123, 933-944 (2011).
  18. Legrice, I. J., et al. Laminar structure of the heart: ventricular myocyte arrangement and connective tissue architecture in the dog. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 269, 1-12 (2002).
  19. Sosnovik, D. E., Wang, R., Dai, G., Reese, T. G., Wedeen, V. J. Diffusion MR tractography of the heart. J Cardiovasc Magn Reson. 11, 47 (2009).
  20. Bers, D. M. Calcium Fluxes Involved in Control of Cardiac Myocyte Contraction. Circulation Research. 87, 275-281 (2000).
  21. Mohrman, D. E., Heller, L. J. Cardiovascular Physiology. , McGraw Hill Medical. (2010).
  22. Burridge, P. W., Keller, G., Gold, J. D., Wu, J. C. Production of De Novo Cardiomyocytes: Human Pluripotent Stem Cell Differentiation and Direct Reprogramming. Stem Cell. 10, 16-28 (2012).
  23. Zhang, J., et al. Functional Cardiomyocytes Derived From Human Induced Pluripotent Stem Cells. Circulation Research. 104, (2009).
  24. Qian, J. -Y., Guo, L. Altered cytosolic Ca2+ dynamics in cultured Guinea pig cardiomyocytes as an in vitro model to identify potential cardiotoxicants. Toxicology in Vitro. 24, 960-972 (2010).
  25. You, M. -H., et al. Synergistically Enhanced Osteogenic Differentiation of Human Mesenchymal Stem Cells by Culture on Nanostructured Surfaces with Induction Media. Biomacromolecules. 11, 1856-1862 (2010).
  26. Kim, H. N., et al. Nanotopography-guided tissue engineering and regenerative medicine. Advanced Drug Delivery Reviews. 65, 536-558 (2013).
  27. Mannix, R. J., et al. Nanomagnetic actuation of receptor-mediated signal transduction. Nature Nanotech. 3, 36-40 (2007).
  28. Karuri, N. W., et al. Biological length scale topography enhances cell-substratum adhesion of human corneal epithelial cells. J Cell Sci. 117, 3153-3164 (2007).
  29. Cavalcanti-Adam, E. A., et al. Cell Spreading and Focal Adhesion Dynamics Are Regulated by Spacing of Integrin Ligands. Biophysical Journal. 92, 2964-2974 (2007).
  30. Koo, L. Y., Irvine, D. J., Mayes, A. M., Lauffenburger, D. A., Griffith, L. G. Co-regulation of cell adhesion by nanoscale RGD organization and mechanical stimulus. J Cell Sci. 115, 1-11 (2002).
  31. Yim, E. K. F., et al. Nanopattern-induced changes in morphology and motility of smooth muscle cells. Biomaterials. 26, 5405-5413 (2008).
  32. Dalby, M. J., et al. The control of human mesenchymal cell differentiation using nanoscale symmetry and disorder. Nat Mater. 6, 997-1003 (2007).
  33. Park, J., Bauer, S., Mark, von der K., Schmuki, P. Nanosize and Vitality: TiO 2Nanotube Diameter Directs Cell Fate. Nano Lett. 7, 1686-1691 (2007).
  34. Entcheva, E., Bien, H. Macroscopic optical mapping of excitation in cardiac cell networks with ultra-high spatiotemporal resolution. Progress in Biophysics and Molecular Biology. 92, 232-257 (2006).
  35. Tung, L., Zhang, Y. Optical imaging of arrhythmias in tissue culture. Journal of Electrocardiology. 39, (2006).
  36. Himel, H. D., Bub, G., Lakireddy, P., El-Sherif, N. Optical imaging of arrhythmias in the cardiomyocyte monolayer. Heart Rhythm. 9, 2077-2082 (2012).
  37. Kim, J., Hayward, R. C. Mimicking dynamic in vivo environments with stimuli-responsive materials for cell culture. Trends in Biotechnology. 30, 426-439 (2012).
  38. Henderson, D. J., Anderson, R. H. The Development and Structure of the Ventricles in the Human Heart. Pediatr Cardiol. 30, 588-596 (2009).
  39. Badie, N., Bursac, N. Novel Micropatterned Cardiac Cell Cultures with Realistic Ventricular Microstructure. Biophysj. 96, 3873-3885 (2009).
  40. Badrossamay, M. R., McIlwee, H. A., Goss, J. A., Parker, K. K. Nanofiber Assembly by Rotary Jet-Spinning. Nano Lett. 10, 2257-2261 (2010).
  41. Rao, C., et al. The effect of microgrooved culture substrates on calcium cycling of cardiac myocytes derived from human induced pluripotent stem cells. Biomaterials. 34, 2399-2411 (2013).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reimpressões e Permissões

Solicitar permissão para reutilizar o texto ou figuras deste artigo JoVE

Solicitar Permissão

Explore Mais Artigos

Bioengenhariananotopografiaanisotr picaNanofabrica oCultura CelularEngenharia tecido card aco

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacidade

Termos de uso

Políticas

Entre em contato

recomende à biblioteca

Newsletter

Pesquisa

Educação

Autores

Bibliotecários

SOBRE A JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. Todos os direitos reservados