Fluorescência-têmpera de um Fluoróforo encapsulado em lipossomas Near-infrared como ferramenta para<em&gt; In Vivo</em&gt; Imageamento óptico

Resumo

The use of fluorophores for in vivo imaging can be greatly limited by opsonization, rapid clearance, low detection sensitivity and cytotoxic effects on the host. Encapsulation of fluorophores in liposomes by film hydration and extrusion leads to fluorescence quenching and protection which enables in vivo imaging with high detection sensitivity.

Resumo

Optical imaging offers a wide range of diagnostic modalities and has attracted a lot of interest as a tool for biomedical imaging. Despite the enormous number of imaging techniques currently available and the progress in instrumentation, there is still a need for highly sensitive probes that are suitable for in vivo imaging. One typical problem of available preclinical fluorescent probes is their rapid clearance in vivo, which reduces their imaging sensitivity. To circumvent rapid clearance, increase number of dye molecules at the target site, and thereby reduce background autofluorescence, encapsulation of the near-infrared fluorescent dye, DY-676-COOH in liposomes and verification of its potential for in vivo imaging of inflammation was done. DY-676 is known for its ability to self-quench at high concentrations. We first determined the concentration suitable for self-quenching, and then encapsulated this quenching concentration into the aqueous interior of PEGylated liposomes. To substantiate the quenching and activation potential of the liposomes we use a harsh freezing method which leads to damage of liposomal membranes without affecting the encapsulated dye. The liposomes characterized by a high level of fluorescence quenching were termed Lip-Q. We show by experiments with different cell lines that uptake of Lip-Q is predominantly by phagocytosis which in turn enabled the characterization of its potential as a tool for in vivo imaging of inflammation in mice models. Furthermore, we use a zymosan-induced edema model in mice to substantiate the potential of Lip-Q in optical imaging of inflammation in vivo. Considering possible uptake due to inflammation-induced enhanced permeability and retention (EPR) effect, an always-on liposome formulation with low, non-quenched concentration of DY-676-COOH (termed Lip-dQ) and the free DY-676-COOH were compared with Lip-Q in animal trials.

Introdução

Os lipossomas têm sido intensivamente investigados e servir como um dos sistemas de fornecimento de drogas biomédicas mais biocompatíveis para aplicações clínicas ^1,2. Eles são compostos principalmente de fosfolípidos e colesterol, ambos os quais são compostos que imitam biocompatíveis partes de membranas celulares naturais. Considerando que as substâncias hidrofílicas podem ser encapsulados no interior aquoso, agentes lipofilicos podem ser incorporados no interior da bicamada fosfolipídica lipossomal ^3. A encapsulação de substâncias no interior aquoso dos lipossomas concede protecção contra a degradação in vivo e também evita que o sistema hospedeiro contra os efeitos tóxicos de fármacos citotóxicos utilizados para a terapia de doenças como, por exemplo, agentes quimioterapêuticos destinados a destruir as células tumorais. A modificação da superfície de lipossomas com polímeros como o polietilenoglicol (PEGuilação) estende-se ainda mais o tempo de circulação no sangue de lipossomas in vivo devido à estabilização estérico ^4. Moreover, os lipossomas podem sequestrar concentrações elevadas de várias substâncias, tais como proteínas, substâncias hidrófilas ^{5,6 7,8 9} e enzimas. Eles, portanto, servir de instrumentos terapêuticos e diagnósticos clínicos como confiáveis ​​que merecem a sua aprovação para a entrega de medicamentos citotóxicos, como a doxorrubicina para terapia de câncer ^4. Devido à sua flexibilidade, os lipossomas podem também ser carregadas com fluorocromos para fins cirúrgicos de diagnóstico e guiada por imagem.

Imagens de fluorescência fornece uma relação custo-benefício e não-invasivo em ferramenta de diagnóstico vivo que, no entanto, exige alguns requisitos básicos. Pode ser demonstrado que fluorocromos que se adequar melhor para a imagem in vivo têm absorção característica e máximos de emissão na faixa onde a dispersão de luz e espalhando bem como autofluorescência de tecidos de origem a partir da água e hemoglobina é baixo. Assim, tais sondas têm a sua maxima abs / em entre 650 e 900 nm ^10. Além disso, a estabilidade de fluorocromos tanto in vitro como in vivo é crítico, como a opsonização rápida depuração e pode limitar muito a sua aplicação para a imagem in vivo ^11. Outros efeitos como a má estabilidade e baixa sensibilidade ou efeitos citotóxicos em órgãos-alvo, como visto com indocianina verde (ICG) ^12-16, não são desejadas e devem ser levados em consideração na concepção de sondas para a imagem in vivo. Estas observações conduziram ao desenvolvimento activo de vários fluorocromos NIR pré-clínicos, nanopartículas assim como novas técnicas de imagiologia in vivo de processos inflamatórios, cancro e para cirurgia guiada por imagens ^17-20. Apesar de a estabilidade de mais (de fluorescência no infravermelho próximo) NIRF pré corantes in vitro, a sua perfusão rápida depuração e através do fígado e do rim impedir a sua utilização na imagiologia óptica in vivo de doenças e processos inflamatórios.

ntent "> Por isso, apresentam um protocolo para a encapsulação de fluorocromos tais como o bem caracterizado no infravermelho próximo corante fluorescente DY-676-COOH, conhecida pela sua tendência para a auto-arrefecimento rápido em concentrações relativamente elevadas ²¹ em lipossomas. A altas concentrações de H- a formação de dímeros e / ou interações entre as moléculas de fluoróforo localizados dentro resultado do outro raio Förster em Förster transferência de energia de ressonância (FRET) entre as moléculas de fluorocromo. Em baixas concentrações no espaço entre as moléculas de fluoróforo aumenta, impedindo assim a interacção de empilhamento de pi-empilhamento pi formação e resultando na emissão de fluorescência elevada H-dímero. O interruptor de entre alta e baixa concentração e a extinção da fluorescência de acompanhamento e de activação é uma estratégia promissora, que pode ser explorada para a imagiologia óptica ^22. A este respeito, a encapsulação de concentrações elevadas de corante NIRF DY-676-COOH no interior aquosa de lipossomas é mais fafavorá- para geração de imagens in vivo do que o corante livre. O desafio do método situa-se em primeiro lugar no encapsulamento correcta e em segundo lugar, na validação dos benefícios resultantes de elevadas concentrações de encapsulação do corante. Comparando as propriedades de imagem de lipossomas desactivada com o do corante livre e também com uma formulação de lipossomas não-temperada com baixas concentrações do corante é indispensável. Mostramos por um protocolo de hidratação do filme e extrusão simples, mas altamente eficaz combinado com congelamento e descongelamento ciclos alternados que o encapsulamento das concentrações de extinção de DY-676-COOH em lipossomas é viável. Outros métodos utilizados para preparar lipossomas, tais como o método de evaporação de fase inversa ²³ bem como o método de injecção de etanol ²⁴ permitir a preparação dos lipossomas com elevadas eficiências de encapsulação para muitas substâncias hidrófilas. No entanto, a natureza da substância a ser encapsulada pode influenciar a eficiência de encapsulação. Com efeito,o protocolo de hidratação do filme e extrusão aqui apresentados revelaram a maior eficiência para o encapsulamento de DY-676-COOH. Para ilustrar os benefícios de encapsulamento lipossomal de DY-676-COOH, um modelo de edema induzido pelo zimosano, que permite o estudo de processos inflamatórios no interior de algumas horas, foi usado. Aqui, demonstra-se que os lipossomas com concentrações elevadas do encapsulado DY-676-COOH são mais adequados para o corpo inteiro em imagiologia óptica vivo de processos inflamatórios do que a do corante livre ou a formulação lipossomal não-temperada com baixas concentrações de corantes. Assim, o protocolo subjacente proporciona um método simples e rápido para a produção de lipossomas fluorescentes temperados e a validação da sua activação e imagiologia potencial tanto in vitro como in vivo.

Protocolo

NOTA: Todos os procedimentos são aprovados pelo comitê de animais regional e de acordo com as diretrizes internacionais sobre o uso ético de animais.

1. Elaboração de Materiais e Instrumentos

1. Preparação da dispersão vesicular formam-se espontaneamente (SFV)
   1. Dissolve-se e preparar-se soluções de reserva dos seguintes fosfolípidos: 214 mg / mL de fosfatidilcolina de ovo (EPC), 134 mg / ml de colesterol e 122 mg / ml de 1,2-distearoyl- sn-glicero-3-phosphoethanolamine- N - [metoxi (polietileno glicol) -2000] (sal de amónio) (mPEG ₂₀₀₀ -DSPE) e 2 mg / ml de 1,2-dioleoyl- sn-glicero-3-phosphoethanolamine- N - (7-nitro-2-1,3-benzoxadiazol-4 il) (sal de amônio) (NBD-DOPE) em clorofórmio e armazenar em frascos de vidro.
   2. Fornecer cerca de 3 ml de clorofórmio, num balão de fundo redondo e transferir o volume apropriado de solução de estoque de fosfolípido para o balão de fundo redondo para preparar lipossomas compostos de EPC: Chol: mPEG ₂₀₀₀ -DSPE a uma razão molar de 6,5: 3: 0,5. Para a rotulagem de fluorescência dupla de lipossomas adicionar 0,3 mol% NBD-DOPE à solução lipídica.
   3. Evapora-se o clorofórmio a partir da solução de fosfolípido orgânica sob pressão reduzida (300 mbar) a 55 ° C utilizando um evaporador rotativo.
   4. Depois de uma película homogénea fosfolípido é formado, reduzir a pressão para 10 mbar durante 1-2 h para remover o depósito de clorofórmio residual.
   5. Enquanto o clorofórmio é evaporação, dissolve-se DY-676-COOH (6.181 uM) em tampão Tris 10 mM pH 7,4 e encher um recipiente Dewar com azoto líquido. Ligar um banho de ultra-sons e é ajustado a 50 ° C.
   6. Transferir um volume adequado (0,5-1 ml) de solução para o balão de fundo redondo para hidratar o filme de fosfolípido seco e vortex vigorosamente até que a vesícula formada espontaneamente (SFV) formas de dispersão DY-676-COOH (6.181 uM). Certifique-se de que todos os fosfolipídios são dispersas para evitar a perda de lipídios.
   7. Cuidadosamente transfer o balão de fundo redondo contendo a dispersão de SFV em azoto líquido e congelar a dispersão durante 3-5 min. Colocar o balão de fundo redondo em um banho de ultra-sons a 50 ° C para descongelar a dispersão, em seguida, a dispersão vortex vigorosamente durante 1-2 min. Repetir este processo seis vezes, perfazendo um total de sete ciclos de congelamento e descongelamento.
2. Extrusão de SFV para formar vesículas de lipossomas homogéneos
   1. Transferir a solução de SFV em uma seringa de 1 ml (uma seringa) e expulse a dispersão através de uma membrana de policarbonato de 100 nm, utilizando uma extrusora LiposoFast-básico em seringa-b.
   2. Expulse a dispersão de seringa-b, de volta para a seringa-a, em seguida, repita o ciclo de dez vezes. Devido ao processo de extrusão, a solução em que as alterações de seringa de um aspecto turvo a uma dispersão límpida com o tempo. Depois de dez ciclos (vinte passos individuais de extrusão) remover seringa-b a partir do dispositivo de extrusão da dispersão e pela última vez a partir de uma seringa directamente para uma estéril1,5 ml dos tubos de reacção.
3. A purificação do encapsulado em liposomas DY-676-COOH a partir de corante livre
   1. Prepara-se uma coluna de cromatografia em gel, utilizando G25 grânulos embebidos em 10 mM Tris pH 7,4 (coluna de comprimento 28 cm, diâmetro de 0,8 centímetros).
   2. Transferir 0,5 ml de dispersão vesicular extrudido sobre a camada de gel e deixar o ralo amostra na matriz de gel.
   3. Elui-se os lipossomas com tampão Tris 10 mM pH 7,4 (Figura 1A) e lava-se a coluna até os drenos de corantes completamente livres para fora da coluna. Se necessário, recolher e reciclar o corante livre por dessalinização e desidratação de acordo com as instruções do fabricante.
   4. Concentra-se os lipossomas eluídas por ultracentrifugação (200.000 x g, 2 horas a 8 ° C), em seguida, dispersá-los em volume adequado de solução estéril de 10 mM de Tris, pH, 7,4.
4. Quantificação da concentração encapsulada DY-676-COOH
   1. Prepare uma curva de calibração, dissolvendo DY-676-COOH (0, 82, 124,247, 494, 988 nM) em tampão Tris 10 mM, pH 7,4 contendo 0,1% de Triton X100.
   2. Dissolve-se 2 ul (100 nmol de lípido final de 50 mmol / L de estoque) dos lipossomas durante 5 min à temperatura ambiente em tampão 100 ul de Tris contendo 1% de Triton X-100 para destruir as vesículas e libertar o corante encapsulado. Depois dilui-se as amostras com tampão Tris 10 mM, pH 7,4 para uma concentração final de Triton-X100 a 0,1% (v / v) fazendo um volume total de 1 ml. Preparar todas as amostras em duplicado.
   3. Medir a absorção e emissão de todas as amostras (livre DY-676-COOH e Triton-X100 tratada lipossomas) a uma excitação λ = 645 nm e uma emissão λ = 700 nm. Estabelecer e utilizar uma curva de calibração do corante livre para determinar a concentração de corante encapsulado.
5. Caracterização Liposome
   1. Determine o tamanho e potencial zeta de lipossomas por espalhamento dinâmico de luz. Diluir as amostras de lipossomas com filtro esterilizados (0,2 um) de tampão Tris 10 mM, pH 7,4 a aconcentration de 100-300 uM (lípido). Transferem-se as amostras diluídas numa cuvete descartável de baixo volume e medir a amostra de acordo com as instruções do fabricante.
   2. Caracterizar os lipossomas por microscopia electrónica para substanciar o tamanho, a integridade e a homogeneidade de vesículas lipossomais de acordo com os protocolos normalizados.

2. Validação de Fluorescência-têmpera e Ativação de lipossomas preparados

1. Análise físico-química de extinção da fluorescência e ativação
   1. Preparar dois tubos de 1,5 ml para o Lip-Q e 2 tubos para a livre DY-676-COOH. Transferir 100 nmol lípidos totais (2,38 ul de uma solução de estoque / L Lip-Q 42 mmol, contendo 138 ug / ml do encapsulado DY-676-COOH) para os tubos correspondentes. Transferência livre equivalente DY-676-COOH ao teor de corante de Lip-Q (0,38 mg o que resulta, por exemplo, a partir de 138 mg / l 1.000 x 2,38 ul Lip-Q usado). Incubar uma banheirae de cada sonda, a 4 ° C e congelar o segundo tubo a -80 ° C durante a noite (16 h).
   2. Aquece-se um bloco de aquecimento a 30 ° C. Encha uma caixa de arrefecimento com gelo moído e equilibrar-se uma alíquota de tampão 10 mM Tris pH 7,4 à temperatura ambiente.
   3. Remover sondas de 4 ° C e equilibrar à temperatura ambiente (envolvido em folha de alumínio para proteger da luz) e descongelar rapidamente as sondas de -80 ° C a 30 ° C durante 5 min. Relaxar as sondas descongeladas em gelo durante 1 min antes de os transferir para a temperatura ambiente (também envolvido em folha de alumínio para proteger da luz).
   4. Adicionar tampão Tris 10 mM (pH 7,4) a cada uma das sondas ao volume final de 100 uL e equilibrar todas as sondas à temperatura ambiente durante 10 min.
   5. Pipeta 80 mL de cada sonda em um volume baixo tina de vidro e medir a absorção de cada sonda 400-900 nm em um espectrômetro. Retorne a sonda para seus tubos correspondentes.
   6. Transferir 80 mL de cada sonda em uma tina de vidro adequadoe medir a emissão de fluorescência em um espectrofluorómetro por excitantes as sondas a 674 nm, e medir a fluorescência de 694-800 nm.
2. A absorção celular e a activação de fluorescência
   1. Obter e cultura as seguintes linhas de células no seu meio de cultura correspondente de acordo com condições padrão (37 ° C, 5% CO ₂ e 95% de atmosfera humidificada). Aqui, o uso J774A.1 linha celular de macrófagos de murino (meio Dulbecco modificado de Eagle suplementado com 10% (v / v) de soro fetal de vitelo), a linha celular de glioblastoma humano, L-118 mg (MEM contendo vitaminas essenciais e 10% (v / v) de soro fetal de bezerro) e a linha de células de fibrossarcoma humano, HT-1080 (RPMI com 5% de FCS).
   2. Casaco-8 bem lâminas de câmaras com poli-L-lisina (adicionar 100 ul 0,001% poli-L-lisina a cada poço e incubar a 37 ° C durante 10 min. Aspirar solução e deixar que as lâminas de câmara para secar-se durante pelo menos 4 h à temperatura ambiente sobre uma bancada de trabalho estéril. Lavar as lâminas de câmara 3vezes com solução salina 200 mL de Hank, em seguida, feche-os com parafina e folha de alumínio e armazenar a 4 ° C até necessário.
   3. Enquanto as lâminas de câmara estão secando, filtro de esterilizar os lipossomas e solução de corante e armazenar a 4 ° C até necessário.
   4. Para a análise de absorção da sonda com todo o corpo in vivo NIR sistema de imagiologia por fluorescência, preparar 5 pequenos frascos de cultura de cada uma das três linhas de células de ensaio (frascos de 15 no total). Semente de 2 x 10 ⁶ J774A.1, L-118 mg e células HT-1080 por frasco de cultura com 5 mL do respectivo meio de cultura (em quíntuplos) e crescer durante 16-24 horas. Paralelas aos frascos de cultura, 30.000 células sementes de cada linha celular (J774A.1 e HT-1080) ou 20.000 células (L-118 mg) de 2 poços da corrediça câmara, respectivamente, e crescer em 500 ul de meio de cultura durante 16-24 hr .
   5. No dia seguinte, adicionar 100 nmol (montante final lipídica) de Lip-Q para 2 frascos por linha celular e para um bem de cada linha celular no slide câmara.Transferir imediatamente um balão por linha de células a 4 ° C e o segundo frasco de volta para a incubadora.
      NOTA: O volume das sondas adicionado aos frascos e as lâminas de câmara são o mesmo, tornando a concentração em lâminas de câmara de 10 vezes maior (5 ml é de 500 ul de meio de cultura). Isto é necessário porque a detecção microscópica é menos sensível do que o sistema de imagiologia NIR de fluorescência em que os grânulos de células a partir de balões são gravadas.
   6. Adicionar o livre DY-676-COOH em uma concentração equivalente ao conteúdo de corante Lip-Q para as células em 2 frascos por linha de células e a um poço de cada linha de células na câmara de corrediça, em seguida, imediatamente transferir um balão por linha de células a 4 ° C (depleção de energia) e o outro balão em conjunto com a lâmina de câmara de novo na incubadora. Incubar todas as células durante 24 horas nas condições correspondentes. As células no frasco sem sonda servir como controlo não tratado.
3. Imagiologia NIRF e análise semi-quantitativa
   1. Após 24 h de incubação duração, colher as células em frascos por lavagem as células 2 vezes com solução salina tamponada de Hanks (HBSS), em seguida, raspar células em 500 ul de HBSS e pelete por centrifugação (5 min a 200 xg) em 500 ul tubos.
   2. Colocar os tubos com os sedimentos celulares (e HBSS) em um imager NIRF e de imagem usando filtros para excitação (615-665 nm) e emissão (corte em> 700 nm).
   3. Deduzir autofluorescência e avaliar a intensidade do alvo contra autofluorescência de acordo com as instruções do fabricante. Isso dará aos níveis semi-quantitativas de intensidade de fluorescência como sinal médio (contagem escalados / s), o que representa níveis de contagem após a escala de tempo de exposição, o ganho de câmera, binning e profundidade de bits, de modo que as medições são comparáveis ​​entre si.
4. Análise microscópica confocal
   1. Após 24 h de incubação, a colheita das células sobre lâminas de câmara por lavagem duas vezes com 500 uL de HBSS.
   2. Fixar o cells com 200 ul de HBSS contendo 3,7% (v / v) de formaldeído, durante 30 min à TA.
   3. Enquanto fixação está acontecendo, diluir a mancha DNA, Hoechst-33258 1:50 com solução de montagem.
   4. Após a fixação, lavar as células duas vezes com HBSS, em seguida, separar as câmaras de lâminas de vidro. Adicionar a solução de montagem 50 ul contendo o ADN-mancha em cada mancha correspondente ao das cavidades das lâminas de câmara. Cubra as células com lamelas de vidro, selar bordas com transparente unha polonês e por 10 min de ar seco à temperatura ambiente (escuro).
   5. Células imagem em um microscópio de fluorescência adequado ou microscópio confocal. Use as seguintes configurações de excitação e emissão para a visualização dos componentes correspondentes: núcleos (Hoechst-33258: excitação 405 nm, emissão 420-480 nm). NBD-DOPE (lipídico lipossómico: excitação 488 nm, emissão 530 nm). DY-676-COOH (corante fluorescente NIR: excitação 633-645 nm, emissão de 650-700 nm).
      NOTA: Certifique-se de que o microscópio de fluorescência umvailable está equipado com filtros adequados que permitam a excitação e emissão de comprimentos de onda superior a 630 nm.

3. Liposome baseada-In Vivo imagens de fluorescência de Inflamação

1. Preparação dos animais e dos materiais
   1. Casa de 8-12 semanas de idade, ratinhos NMRI machos, pesando aproximadamente 36 g, em condições normalizadas, com alimentos e água ad libitum.
   2. Sete dias antes do início das experiências, todos os ratinhos dar uma dieta baixa feoforbida a fim de reduzir a autofluorescência de tecidos.
   3. Vinte e quatro horas antes do início de cada experiência, os ratos barbear na área desejada (por exemplo, toda a área de volta se a imagiologia do edema da perna posterior é desejado).
   4. Pese os animais e calcular a quantidade de sonda a ser injetado por rato (Lip-Q e Lip-dQ a 10 nmol (concentração de lipídios) por kg de peso e livre DY-676-COOH (equivalente a tingir o conteúdo de Lip-Q usado) .
   5. Imagem dos animais emum corpo inteiro NIR gerador de imagens de fluorescência com os mesmos parâmetros utilizados para as pelotas celulares. Esta medição fornece autofluorescência dos animais.
   6. Dissolvem-se 10 mg de zimosan-A em 1 ml de solução salina isotónica e armazenar durante a noite a 4 ° C.
2. A indução da inflamação in vivo e NIRF imagiologia
   1. Prepare 3 seringas por rato que contenham as seguintes soluções. Encher uma seringa com 50 ul zimosan-se uma solução (10 mg / mL) e a segunda seringa com 50 mL de solução salina isotónica. Encha a terceira seringa com as sondas, sendo que Lip-Q e Lip-DQ (10 mmol / kg de peso (lípidos)) são designados para animais de teste e livre DY-676-COOH (concentração como em Lip-Q) para animais de controle. Certifique-se que as sondas são diluídas com HBSS estéril a 150 volume final ul.
   2. Aplique o creme de olho nos olhos dos animais para evitar a secura e anestesiar animais com 2% de isoflurano até que eles estão dormindo profundamente e não reagem quando tocado nas patas (isto leva de cerca de 2 min).
   3. Posicione o mouse sobre um tapete quente (ainda sob anestesia) e injetar o zymosan-A via subcutânea solução na perna traseira direita e a solução salina sobre a perna esquerda. Injectar imediatamente a sonda intravenosa e imagem do animal, posteriormente, em seguida, tempo recorde de injeção / medição (como t = 0 h). Salve as imagens resultantes como cubos de imagem e repita os passos acima para todos os outros animais e respectivas sondas.
   4. Imagem os animais todos os 2 hr para 10 horas após injecção e às 24 horas após a injecção, assegurando-se que a fase da câmara de medição está quente (por exemplo, pela colocação de uma esteira quente por baixo), a fim de evitar a hipotermia. Após cada medição, colocar os animais numa gaiola com comida e água ad libitum e colocar a gaiola numa câmara de animais temperado. Eutanásia os animais por primeira anestesia com isoflurano a 2%, até os animais já não reagem ao toque, então sacrificá com dióxido de carbono para 5-10 min, fazendoCertifique-se de que os animais parar de respirar completamente e rigor mortis ocorre.
   5. Dissecar os ratos de acordo com protocolos padrão que podem ser avaliadas em linha (http://www.freebookez.com/mouse-dissection-lab-report/) e imagem dos órgãos.
   6. Avaliar os resultados da medição de acordo com as instruções do fabricante pela primeira dedução da fluorescência geral dos animais (desmistura), em seguida, as regiões atribuição de interesse para autofluorescência (esquerda perna com soro fisiológico) e alvo de fluorescência da área inflamada (pata traseira direita com zymosan-A).

Resultados

A encapsulação de concentrações elevadas de corantes fluorescentes, tais como o corante NIRF DY676-COOH utilizado aqui no interior aquoso dos lipossomas leva a um elevado nível de extinção de fluorescência. Supressão de fluorescência, um fenômeno visto com muitos fluorophores em alta concentração, pode ser explorada em vários em aplicações de imagem in vivo, onde a alta sensibilidade e detecção confiável da área-alvo são exigidas. O uso de lipossomas também fornece protecção do ...

Discussão

Uma vez que os lipossomas também podem servir como sistemas de entrega de corantes fluorescentes, que permitem imagiologia de doenças alvo. A encapsulação de concentrações elevadas de corantes fluorescentes, tais como o corante NIRF, DY676-COOH usado aqui, leva a um elevado nível de extinção de fluorescência do corante aprisionado. Extinção da fluorescência, um fenómeno observado com diversos fluoróforos em concentração elevada pode ser explorada em diversas aplicações em imagiologia in v...

Materiais

Name	Company	Catalog Number	Comments
Materials and equipments for preparation of liposomes
egg phospahtidylcholine	Avanti Polar Lipids	840051P	Dissolve in chloroform and store in glass vials (214 mg/ml)
cholesterol	Sigma	C8667	Dissolve in chloroform and store in glass vials (134 mg/ml)
1,2-distearoyl-sn-glycero-3-phosphoethanolamine-N-[methoxy(polyethylene glycol)-2000] (ammonium salt)	Avanti Polar Lipids	880120P	Dissolve in chloroform and store in glass vials (122 mg/ml)
1,2-dioleoyl-sn-glycero-3-phosphoethanolamine-N-(7-nitro-2-1,3-benzoxadiazol-4-yl) (ammonium salt)	Avanti Polar Lipids	810145P	Dissolve in chloroform and store in glass vials (2 mg/ml)
Sartorius MC1 (d = 0.01 mg)	Sartorius AG	Research RC 210 P	used for weighing the phospholipids
Rotavapor	Büchi Labortechnik AG	R-114	used for hydration of phospholipid film
Waterbath	Büchi Labortechnik AG	R-481	used for hydration of phospholipid film
Vacuum Controller	Büchi Labortechnik AG	B-720	used for hydration of phospholipid film
Vacobox	Büchi Labortechnik AG	B-177	used for hydration of phospholipid film
Circulation Chiller	LAUDA DR. R. WOBSER GMBH & CO. KG	WKL 230	used for hydration of phospholipid film
DY-676-COOH	Dyomics GmbH	676-00	Dissolve in 10 mM Tris and store stock at -20°C
Tris-(Hydroxymethyl)-aminomethan	Applichem	A1086	buffer 10 mM, pH 7.4
Trichlormethan	Carl Roth GmbH + Co. KG	Y015.2	used for liposome preparation
Sonicator	Merck Eurolab GmbH	USR 170 H	used for liposome preparation
Vortex Genie 2 (Pop-off Cup, No. 146-3011-00)	Scientific Industries Inc.	SI-0256	used for liposome preparation
Sephadex G25 medium	GE Healthcare Europe GmbH	17-0033-01	used for liposome purification
Triton X100	Ferak Berlin GmbH	505002	used to destruct liposomes  for dye quantification
LiposoFast-Basic	Avestin Inc.		used for the extrusion of liposomes
Polycarbonate filter membrane, 100 nm (Whatman Nucleopore Trans Etch Membrane, NUCLEPR PC 19 MM, 0.1 U)	VWR		used for the extrusion of liposomes via LiposoFast-Basic
Fluostar Optima	BMG Labtech		used for dye quantification
Zetasizer Nano ZS	Malvern		used for the determination of liposome size and zetapotential
Ultracentrifuge	Beckmann Coulter GmbH	XL 80	used for concentration of the samples
Rotor	Beckmann Coulter GmbH	SW 55 TI	used for concentration of the samples
Materials and equipments for the evaluation of liposome and optical imaging
Zymosan-A from Saccharomyces cereviciae	Sigma	Z4250-250MG	used for induction of inflammation
Isotonic Saline (0.9%)	Fresenius GmbH	PZN-2159621	used for the dilution of Zymosan-A
Isoflurane vaporizer	Ohmeda Isotec 4		used for anesthesizing animals
Isoflurane	Actavis GmbH	PZN-7253744	anesthesia
Thermo Mat Pro 20 W	Lucky Reptile	61202-HTP-20	used to keep animals warm during anesthesia
Omnican-F (1 ml injection)	Braun	PZN-3115465	used for subcutaneous and intravenous application of probes
Panthenol eye cream	Jenapharm	PZN-3524531	used to prevent dryness of the eyes of animals during anesthesia
Hanks buffered saline solution	PAA Laboratories /Biochrom AG	L2045	w/o Mg2+, Ca2+ and phenol red. For dilution of probes and for washing of cells
8-Well chamber slides	BD Biosciences	354108	used for cell culture followed by microscopy
Cell culture flasks	Greiner BioOne
Cell culture media	Gibco (life technologies GmbH)
Fetal calf serum	Invitrogen
Poly-L-Lysine solution (0.01%, 50 ml)	Sigma	P4832	used to coat cell culture chamber slides
Mountant Permafluor	ThermoScientific	S21022-3	Mounting solution for microscopy
Hoechst-33258	AppliChem		DNA stain for microscopy
Hera-Safe	Heraeus Instruments		sterile work bench used for cell culture
HERA cell	Heraeus Instruments		Incubator used for cell culture
LSM510-Meta	Zeiss		used for confocal microscopy
Maestro-TM in vivo fluorescence imaging system	CRi, Woburn		used for whole body fluorescence imaging of small animals
Spectrophotometer (Ultrospec 4300 pro UV)	GE Healthcare		used for measurement of absorption
Spectrofluorometer (Jasco FP-6200)	Jasco		used for measurement of fluorescence emission
Animals
NMRI mice (8-12 weeks old, male)	Elevage Janvier, France		used for inflammation trials