Técnicas para investigar a anatomia do sistema Visual de formiga

Resumo

Este artigo descreve um conjunto de técnicas de luz e microscopia eletrônica de varredura para estudar a anatomia interna e externa do olho de insetos. Estes incluem várias técnicas tradicionais otimizadas para trabalhar em olhos de formiga, detalhados de solução de problemas e sugestões para otimização de espécimes diferentes e regiões de interesse.

Resumo

Este artigo descreve um conjunto de técnicas em microscopia de luz (LM) e microscopia de elétron (EM) que pode ser usada para estudar a anatomia interna e externa do olho de insetos. Estes incluem técnicas histológicas tradicionais otimizado para trabalhar em olhos de formiga e adaptado para trabalhar em conjunto com outras técnicas, como a microscopia eletrônica de transmissão (TEM) e microscopia eletrônica de varredura (MEV). Essas técnicas, embora muito útil, podem ser difícil para a microscopista iniciante, então grande ênfase foi colocada neste artigo sobre solução de problemas e otimização para espécimes diferentes. Podemos fornecer informações sobre técnicas de imagem para o espécime inteiro (foto-microscopia e SEM) e discutir as suas vantagens e desvantagens. Destaca-se a técnica utilizada na determinação de diâmetros de lente para o olho inteiro e discutir novas técnicas para melhoria. Por fim, discutimos as técnicas envolvidas na preparação de amostras para LM e TEM, corte, coloração e estas amostras de imagem. Vamos discutir os obstáculos que um pode vir do outro lado quando preparar amostras e melhor forma de navegar ao redor deles.

Introdução

Visão é uma modalidade sensorial importante para a maioria dos animais. Visão é especialmente crucial no contexto de navegação para identificar objetivos, estabelecendo e aderindo às rotas e obter informações bússola^1,2. Insetos detectam informação visual usando um par de olhos compostos e, em alguns casos, uma a três colocados dorsalmente simples olhos chamados ocelos^3,4,5.

Os olhos das formigas são de particular interesse porque, enquanto as formigas são maravilhosamente diversificadas, eles conservar algumas características chaves em toda a espécie. Apesar da dramática variação no tamanho, anatomia e ecologia, a grande maioria das espécies é eussociais e vive em colônias; Como resultado, diferentes espécies enfrentam desafios visuais similares em termos de navegação e para trás entre um lugar central e recursos. Através de formigas a mesma bauplan olho básico pode ser observado nos animais que variam de 0,5-26 mm de comprimento, de exclusivamente diurnos a espécie estritamente noturno e de lento andar subterrâneo para saltar predadores visual^{6,7, 8,9,10}. Todas estas diferenças de escalonamento em ecologia e comportamento dão origem a inúmeras permutações das estruturas básicas de olho mesmo para se adequar a diferentes ambientes, estilos de vida e corpo-tamanhos^11,12. Como consequência, estudar a ecologia visual de formigas fornece um verdadeiro tesouro de possibilidades para o investigador determinado.

Compreender o sistema visual de insetos é essencial na obtenção de uma visão sobre suas capacidades comportamentais. Isto é evidente de estudos integrativo que combinam muito bem a anatomia com a ecologia e comportamento de um grande sucesso em alguns grupos de insetos (por exemplo, referências^{13,14,15,16, 17}). embora o campo da formiga navegação e comportamento de formigas em geral tem sido muito bem sucedido, muito pouca ênfase foi colocada na visão de formiga fora algumas espécies selecionadas. Aqui, nós irá elaborar sobre as técnicas envolvidas no projeto de olho de formigas a investigar. Enquanto vamos nos concentrar em formigas, estas técnicas podem ser aplicadas, com pequenas modificações, para outros insetos, também.

Protocolo

1. preparação das amostras

Nota: É necessário primeiro compreender o local relativo o olho composto e ocelos uns aos outros e para a cabeça. Isto pode ser conseguido através da aquisição de imagens da vista dorsal da cabeça. Por isso, recomendamos o processamento de amostras para Fotomicrografia ou usando técnicas SEM. Abaixo estão as etapas envolvidas em ambos os processos.

1. Coleta de amostras
   1. Coletar e armazenar amostras diretamente em etanol a 70%. Recolha as castas diferentes, sempre que possível.
   2. Rotular espécimes com hora, data e local, bem como quaisquer outras observações relevantes (por exemplo, coletados durante o forrageamento, acasalamento de agregação, ninho dentro de um galho, etc.)
   3. Colete as amostras suficiente para ter várias repetições em cada tratamento.
2. Fotomicrografia e Z-empilhamento
   1. Ar secos espécimes e montá-los em cartões de ponto triangular, usando cola solúvel em água e, em seguida, um pino de insetos. Para obter detalhes, consulte referência¹⁸.
   2. Imagem usando um microscópio de alta magnificação com um motor de passo-Z e uma câmera de cor.
   3. Use um difusor para iluminação uniforme para espécimes.
   4. Capturar imagens em diferentes planos focais e salvar imagens em um formato de arquivo sem perdas (tais como tiff) e pilha de foco-los usando o software disponível comercialmente.
3. Elétron-micrografias de digitalização
   Nota: Limpe cuidadosamente todas as ferramentas e superfícies de trabalho com álcool etílico para evitar a contaminação da amostra com poeira e outras partículas.
   1. Desidratar as amostras em etanol durante a noite e ar seco em um prato de Petri.
   2. Use uma lâmina afiada para separar a cabeça do resto do corpo.
   3. Montar a cabeça com o ângulo de visualização necessária (por exemplo, dorsal voltada para cima) na stubs de alumínio usando fita de carbono condutivo ou guias. Corte a fita de carbono em tiras finas e dobre-o para apoiar a cabeça da cápsula.
   4. Use um sputter coater para aplicar ouro na superfície da amostra por 2 min a 20 mA com um palco giratório. O tempo e a corrente podem precisar ser ajustada dependendo do instrumento.
   5. Transferi as amostras para um novo esboço de alumínio com fita de carbono fresco ou guias.
      Nota: O carbono não revestido irá fornecer um fundo preto, mas transferir amostras pode danificar o revestimento de ouro.
   6. Verifique se a orientação do espécime é ainda correta usando um microscópio de dissecação e ajustar, se necessário com um par de pinças bem ou ferramenta semelhante. Tome cuidado para não riscar o revestimento de ouro; Pega o mínimo possível.
   7. Carregar amostras no suporte SEM esboço, fazendo a anotação da posição de stubs e espécimes em relação uns aos outros.
      Nota: Alguns SEMs estão equipados com uma câmera de palco, mas muitos não são e pode ser difícil localizar pequenos espécimes em alta ampliação.
   8. Os espécimes da imagem. Use uma baixa tensão de aceleração para evitar o carregamento e uma pequena abertura para boa profundidade de campo.
      Nota: As configurações são melhor otimizadas em consulta com um técnico especializado no instrumento específico a ser usado.

2. quantificação dos números de faceta e diâmetros

1. Réplicas de córnea
   1. Use as formigas conservados em etanol ou montado em um pino para esta finalidade (etapa 1.1.1).
   2. Monte o animal em um pino de insetos ou em plasticina. Se a cabeça é relativamente grande, as restantes partes do corpo podem ser removidas.
   3. Use um inseto pino ou um palito de dente fino para pegar uma pequena gota de esmalte secagem rápida incolor e rapidamente, espalhe-o sobre o olho. Certifique-se que o pino não coçar o olho. O esmalte deve cobrir o olho inteiro e alguns da cabeça cápsula circundante.
      Nota: É importante que o esmalte seja de espessura relativamente uniforme em todo o olho.
   4. Deixe o unha polonês para definir a temperatura de quarto.
   5. Uma vez que é totalmente definido, use um alfinete inseto para levante suavemente a réplica da cápsula cabeça em torno do olho.
   6. Use um belo par de pinça limpa para levantar a réplica, segure a parte da réplica que cobre a cabeça e não para o olho.
   7. Certifique-se de consciência da orientação do olho: região anterior, posterior, dorsal e ventral.
   8. Coloque a réplica sobre uma lâmina de vidro. Use uma lâmina de barbear para a réplica, removendo cuidadosamente o material em excesso ao redor dos olhos. Use uma agulha ou um par de pinças para impedir que a réplica de mover.
   9. Se o olho é muito convexo, use uma lâmina de barbear para fazer 3-4 incisões parciais bem radiais em torno da borda para ajudar 'achatar' a réplica. Se o olho é relativamente 'plano', não há nenhuma necessidade de fazer tais incisões.
   10. Coloca uma lamínula suavemente na réplica de olho, garantindo que a orientação da réplica é conhecida. Não aplique pressão como isto pode eliminar a impressão da córnea sobre o esmalte.
   11. Sele a lamela usando muito pouco de esmalte nos quatro cantos. Se o esmalte dos fluxos entre a lamínula e lâminas de vidro, danificará a réplica.
   12. Imagem do slide em um microscópio composto.
       Nota: se apenas algumas facetas estão em foco, então isto sugere que a réplica do olho não é achatada suficiente. Descartar e começar de novo da etapa 2.1.3.
   13. Importe a imagem para programas livremente disponíveis como ImageJ/Fiji, onde o número de omatídeos e tamanho de cada omatídeos podem ser medidos.
       Nota: Este método pode ser usado para preparar réplicas de ocelos, também. Uma vez que é uma lente única, recomendamos manter todos os ocelos juntos em uma réplica.

3. analisar a estrutura do olho

Nota: Para estudar a anatomia do olho requer na maioria dos casos duas complementares técnicas de LM e temperatura. Os estágios de processamento inicial exigem técnicas semelhantes para LM e temperatura. A diferença surge desde a fase de corte em diante. Processamento de amostras requer o uso de produtos químicos perigosos, que devem ser manuseadas com cuidado e descartados com responsabilidade. Usar equipamento de proteção pessoal, trabalho em uma coifa, sempre ler o sheets(SDS) de dados de segurança e realizar avaliações de risco antes de iniciar.

1. Dissecação
   1. Anestesiar as amostras por refrigeração ou por exposição a gases de CO₂.
      1. CO₂ anestesia é muito rápido (geralmente menos de 1 min) e deve ter cuidado para evitar a superexposição, pois isto pode resultar na morte do espécime. Se utilizar pastilhas de gelo seco (sólido CO₂) Evite o contato direto com as amostras pois pode causar queimaduras de frias.
      2. Anestesia fria é mais lenta; 4 ° C é suficiente, e temperaturas mais frias não são recomendadas. Estabelece um tempo de arrefecimento adequado para a espécie. Frias ou grandes formigas resistentes como formigas touro podem exigir > 10 min tornar-se totalmente imobilizado, enquanto espécies menores podem precisar de apenas 1-2 min. de resfriamento excessivo vai matar o espécime (Evite o contato direto com gelo). Espécimes de preferência devem ser realizadas em recipientes pequenos, rolhado de espuma, plásticos e colocados em uma geladeira, onde eles podem ser observados em vez de um refrigerador elétrico ou no congelador.
   2. Colocar a amostra em uma placa de Petri e ajustar para visualização sob um microscópio de dissecação. Trabalhando rapidamente é importante preservar a anestesia e evitar a degeneração do tecido, uma vez que são feitas incisões (este pode) acontecer em poucos segundos.
   3. Retire as antenas com fórceps. Se trabalhar com um inseto pica, é aconselhável amputar a Suíça primeiro para evitar ser picado.
   4. Retire as peças de boca usando uma lâmina de barbear afiada; fórceps pode ser usado para segurar o espécime. Corte a parte anterior do olho (grandes espécimes) ou tão perto dos olhos quanto possível (pequenas amostras) sem puxar sobre o cérebro como isto podem rasgar a retina.
   5. Prepare-se para abrir a cápsula de cabeça. O espécime do ângulo para que a primeira incisão é apontando para cima; Isso pode ser feito tanto ao microscópio de dissecação, mantendo a amostra no fórceps ou sob controle visual, mantendo a amostra entre o dedo polegar e primeiro plano.
   6. Faça uma incisão transversal na cabeça para remover a porção ventral da cabeça; parte do olho ventral pode ser removido em grandes espécies para melhorar a fixação e a infiltração. A cabeça ainda deve ser fixada ao corpo neste momento.
   7. Cortar a cabeça cápsula do corpo fazendo uma incisão coronal só posterior para o olho composto.
   8. Colocar a cápsula dissecada da cabeça com os olhos compostos em fixador frio gelo: 2,5% paraformaldeído glutaraldeído e 2% em tampão fosfato (pH 7,2-7,5).
      Atenção: O fixador é corrosivo e tóxico; usar proteção adequada e em uma coifa.
      Nota: É importante trabalhar rapidamente para prender a degeneração do tecido neural. A dissecação deve ser concluído em 2 min ou menos (dissecação eficiente pode exigir um pouco de prática).
      Nota: Se o olho precisa ser adaptado às condições clara ou escuras, então primeiro expor os animais para a necessária condição de luz por algumas horas. Realize as dissecções em condições de luz respectivas. Dissecações podem efectuar-se sob luzes vermelhas para simular a escuridão.
2. Espécime de processamento
   1. Mantenha as amostras no fixador em temperatura ambiente com movimento em um agitador orbital, para grandes espécimes de h. 2 podem exigir mais tempos de fixação.
   2. Retire o fixador e descartá-lo adequadamente. Lave as amostras em temperatura ambiente de tampão de fosfato (3 vezes, 5 min cada) no agitador.
      Nota: O tampão fosfato é composto por 8 g NaCl, 0,2 g de KCl, 1,44 g Na₂HPO₄e 0,244 g KH₂PO₄ em 1 litro de água destilada H₂O (pH 7,2).
   3. Retire o tampão fosfato e adicionar 2% OsO_4. Coloque o frasco de amostra no agitador na coifa para 1-2 h. Este é um passo de pós-fixação para corrigir as gorduras e também fornecer contraste de temperatura.
      Nota: Tempos de fixação de ósmio são sujeitas a tamanho da amostra; como uma regra de ouro bruto, calcule 1 h de fixação por 1 mm³.
   4. Remover a solução de ósmio e descartá-lo adequadamente. Lave as amostras em temperatura ambiente buffer (3 vezes, 5 min cada) no agitador.
   5. Desidratar os espécimes, colocando-os em concentrações crescentes de etanol ou acetona; por exemplo, 50, 70, 80 e 95% por 10 min cada e finalmente 100% (2 vezes, 15 min cada). Coloca as amostras no agitador entre mudanças de solução.
      Nota: Se necessário, as amostras podem ser armazenadas em etanol a 70% durante a noite.
   6. Escorra o etanol e adicionar acetona 100%. Deixe por 20 min no agitador (pule esta etapa se desidrata-lo em acetona). Substituir com acetona fresca e deixá-lo por um adicional de 20 min.
   7. Infiltrar os tecidos com resina usando os seguintes rácios de acetona para resina: 2:1 (3 h), 1:1 (noite), 1:2 (4h) e resina pura (overnight). A cada passo deixar amostras no agitador dentro da coifa e tampar o recipiente para todos, mas as duas últimas etapas.
      Nota: A resina é demasiado viscosa para ser drenado por espécimes devem ser movidas para um novo recipiente descartável em cada etapa.
   8. Prepare blocos de montar as amostras. Blocos podem ser feito por vidro acrílico corte em pequenos blocos retangulares (1.5 x 0.5 x 0,3 cm). Blocos também podem ser feitos pelo derramamento resina epóxi (há muitos kits comerciais disponíveis) em um molde de silicone e depois curá-lo no forno por 12-14 h a 60 ° C.
      Cuidado: Resina (líquida) não polimerizada é cancerígena e deve ser retornada ao forno até totalmente endurecido.
   9. Coloque o bloco verticalmente no molde. Cuidadosamente pegue os espécimes da resina líquida, permitir que o excesso de resina drenar e coloque a amostra no topo do bloco. Uma pequena quantidade de resina adicional pode ser usada para vincular o espécime para o bloco.
   10. Rotule o bloco. Imprimir as etiquetas de papel e incorporá-lo no bloco ou anexá-lo para uma face do bloco.
   11. Manter o molde com os blocos incorporados no forno por 12-14 h a 60 ° C.
   12. Armazene o bloco de amostra em um envelope limpo. Isto pode ser armazenado desta maneira ao longo de vários meses a anos.
   13. Deixe os recipientes usados, luvas sujas e outros equipamentos contaminados na coifa para permitir que a acetona evaporar completamente (mínimo 12 h).
   14. Resina de cura no forno antes de descartar o equipamento descartável ou raspagem resina fora outros itens tais como fórceps.
3. De corte
   1. Observe o bloco sob o microscópio dissecação para garantir que a orientação de amostra é adequada para o plano de corte.
   2. Se a orientação não é apropriada, use a serra de um joalheiro para cortar a amostra e re-orientar usando fragmentos de conjunto de resina e resina fresca para re-sede o espécime. A cabeça também pode ser dividida em duas metades a secção os dois olhos separadamente. Cura da resina novamente antes de prosseguir.
   3. Monte o bloco sobre o chuck micrótomo removível. Remover o mandril e coloque no suporte.
   4. Apare o bloco de resina usando uma lâmina de barbear sob o microscópio de dissecação.
      Cuidado: Não faça isso quando o mandril é montado sobre o braço do micrótomo que pode abalar o braço e danificar os rolamentos.
   5. Remontar o chuck sobre o braço do micrótomo e ângulo da amostra.
   6. Montar a faca sobre o titular no ângulo apropriado (0° para facas de vidro, consulte as instruções do fabricante para bisturis de diamante).
      Nota: Facas de vidro podem ser feitas mais barato com um fabricante de faca de vidro mas devem ser substituídas periodicamente, como eles perdem sua borda; Bisturis de diamante de alta qualidade podem ser comprados, mas são caros, necessitam de cuidados especiais e não são adequados para iniciantes.
   7. Encha o barco de faca com água destilada, usando uma seringa equipada com um filtro (tamanho de poro de 0,45 µm).
   8. O barco, encher até o nível da água atinge a borda da faca; o menisco pode ser convexo em outras áreas do barco.
   9. Drene o barco até o menisco é ligeiramente côncavo, mas ainda atinge a borda da faca. O nível da água pode ser ajustado a qualquer momento, mas sempre longe da borda da faca.
   10. Cuidadosamente, trago a faca em direção ao modelo e alinhar o bloco para a faca. Este é o melhor feito lentamente, periodicamente, verificando a proximidade da faca através da ocular e do lado.
       Nota: Verifique o manual do instrumento para obter instruções específicas como instrumentos variam.
   11. Defina a espessura de corte em micrótomo. Selecionar a espessura correta será dependente do tamanho da amostra, a região de interesse e o tipo de faca sendo usado.
   12. Se usando uma faca de vidro seleccionar um ajuste mais alto (por exemplo, 4 µm), se um monte de material deve ser cortado antes de atingir a área de interesse. Se uma faca de diamante está sendo usada ou se a amostra é muito pequena, 1-2 µm pode ser mais apropriado.
   13. Inicie o "corte" (girar a roda do micrótomo) quando a faca é estreita, mas ainda não corte da amostra para realizar a última parte da abordagem. Seções devem começam a aparecer dentro de algumas rotações; Se não, pare e cuidadosamente trazer a faca um pouco mais perto.
   14. Ajustar a seção coleta de espessura (1 µm para cortes semifinos) quando se aproxima a região de interesse.
   15. Colete quaisquer seções usando uma ferramenta de cílios.
       Nota: Ferramentas de cílios podem ser feitas com um cílio montado em uma vara fina com as unhas pintadas.
   16. Se um monte de material deve ser removido, permitem que as seções acumular e remover em massa , removendo a faca e expulsando-o com água. Se usando uma faca de vidro, isto pode ser a hora certa para mudar para uma nova seção da faca ou uma faca nova.
   17. Lugar uma série de pequenas gotas de água destilada em um slide usando uma pipeta Pasteur ou idealmente, o filtro equipado seringa.
   18. Cuidadosamente flutue a seção coletada sobre os cílios para a gota de água.
   19. Recolha seções como essa até que é apropriado verificar a profundidade de corte.
       Nota: Embora pode ser entediante, é sempre melhor verificar frequentemente.
   20. Coloque o slide em uma chapa de fogão conjunto para 60 ° C. Permitir que toda a água evapore e a seção de aderir ao slide.
   21. Tingir as seções com toluidina azul para 10-60 s (tempo de coloração varia com espessura de corte). Dispense a tinta com uma seringa, equipada com um filtro (como acima).
   22. Coloque uma gota do corante em uma extremidade do slide e espalhá-lo usando o lado da agulha sem tocar ou raspar as seções. Coloque o slide sobre a chapa por aproximadamente 10-20 anos.
   23. Enxágue o slide por pulverização com água destilada em um frasco de lavagem e coloque-o sobre a chapa para secá-la.
   24. Verifique sob o microscópio composto e a imagem deles.
   25. Repita até a região de interesse é alcançado.
   26. Para seções ultra-finas: definir a espessura de corte entre 40-60 nm para recolher seções TEM.
   27. Corte sobre o 3-5 seções e espessura de seleção usando uma cartela de cores de interferência. Seções devem refletir luz cinza quando visto em um ângulo.
       Nota: Os vapores de clorofórmio podem ser pipetados sobre seções de relaxar qualquer vincos. Isso é mais relevante para usuários experientes e iniciantes não precisam se preocupar. Muito clorofórmio lançado perto demais para a seção pode danificar as seções.
   28. Pega uma grade de slot Formvar revestido de cobre, com pinça com o lado de Formvar retida. Tenha cuidado para não perfurar o revestimento de Formvar.
   29. Mergulhe a grade do barco de soslaio e longe das seções, então trazer a grade acima paralelo à superfície sob as seções. Se necessário utilize o cílio para guiar as seções sobre a grelha.
   30. Com cuidado, pincele ao redor da ponta da pinça com filtro de papel para absorver a água preso entre os braços. Se isso não for feito, tensão de água pode puxar a grade entre os braços ou fazê-lo ficar de lado. Isso pode resultar em contaminação ou danos mecânicos.
   31. Remova cuidadosamente o excesso de água da grade do próprio pé grade soslaio no papel de filtro.
   32. Coloque a grade em um suporte de grade.
   33. Repita até bastante seções foram recolhidas.
   34. Cortes semifinos podem ser fotografadas diretamente com qualquer microscópio composto equipado com uma câmera. Óleo de imersão pode ser colocado diretamente sobre as seções. Slides devem ser armazenados em uma caixa de slides, para evitar a descoloração.
4. Seção ultra fina para contraste TEM a coloração
   Nota: As etapas a seguir devem efectuar sob a tampa como as tinturas são luz e CO₂ sensível. Além disso, tinturas EM usam metais pesados para produzir contraste e, portanto, são substâncias perigosas. Apropriado deve ter cuidado ao manusear essas manchas.
   1. Cobrir alguns grandes placas de Petri com papel de alumínio para bloquear a luz. Trabalhar sob estas para as etapas seguintes. Parcialmente descobri-los para permitir que o espaço de trabalho, mas coloque as tampas volta logo que possível.
   2. Corte um pedaço de filme de cera e cuidadosamente coloque cinco gotas de acetato de uranilo 6% saturada nele usando uma pipeta Pasteur.
      1. Para preparar a solução, misture 2 g de acetato de uranilo com 100 mL de metanol 50% em água destilada e filtrar a solução antes de usar. A solução não pode ser armazenada e deve ser feita fresco cada vez¹⁹.
   3. Cuidadosamente pegue as grades TEM com fórceps e equilíbrio em cima gotas de corante com o lado da seção abaixo. Deixe por 25 min.
   4. Enxágue grades individualmente, mergulhando-os rapidamente dentro e fora de água destilada; progresso através de quatro diferentes frascos de água destilada.
   5. Coloque cinco gotas de citrato de chumbo em um pedaço de filme de fresco. Organizar algumas pelotas de NaOH em torno das gotas de tintura (isto absorve atmosférica de CO₂ para evitar a precipitação de carbonato de chumbo).
      1. Para fazer a solução de citrato de chumbo, preparar água bi-destilada por água destilada fervente para 0,5 h. permitir a água esfriar e em um recipiente selável, adicionar citrato de chumbo de 0,3 g para 100 mL de água bi-destilada. Adicione 1 mL 10 M NaOH, feche bem o recipiente e agitar até dissolvidos¹⁹.
   6. Coloque as grades sobre as gotas de corante conforme descrito em 4.3 e capa. Mancha por 5 min.
   7. Enxaguar em água destilada como antes, mergulhando as grades dentro e fora de água destilada a 20 vezes. Progresso através de três navios de água destilada.
   8. Absorver o excesso de água com papel de filtro e permitem que as grades secar em uma caixa de grade.
   9. Imagem em uma temperatura em baixa tensão de aceleração.

Resultados

Os métodos descritos aqui permitem o estudo detalhado da simples e olhos compostos das formigas. A vista dorsal da cabeça usando técnicas de fotomicrografia de Z-pilha de imagem permite obter uma visão geral do layout do sistema visual (Figura 1). Esta é uma boa preparação para as dissecções e para determinar o ângulo de corte desejado. Esta técnica também é útil para a tomada de medidas tais como a largura da cabeça, comprimento do olho e diâ...

Discussão

O conjunto de métodos indicados acima permitem uma investigação eficaz sobre o sistema óptico de formigas e outros insetos. Estas técnicas informam nossa compreensão da resolução de amostragem, sensibilidade óptica e potencial sensibilidade de polarização do olho a ser estudado. Esse conhecimento fornece uma base importante para a investigação fisiológica e comportamental em suas capacidades visuais. Além disso, enquanto os métodos detalhados aqui concentraram-se em sistemas visuais de formiga, estas téc...

Materiais

Name	Company	Catalog Number	Comments
Ant	Myrmecia midas
Stereomicroscope	Leica M205 FA
Sputter coater	Pro Sci Tech
Ethanol	Sigma Aldrich
Petri dish	ProSciTech
Dissecting microscope	Leica MZ6
Insect Pin	ProSciTech
Colourless nail polish	Non branded: from any cosmetic store
Glass slide	ProSciTech
Razor blade	ProSciTech
Foreceps	ProSciTech
Cover slip	ProSciTech
Compound microscope	Leica DM5000 B
Glutaraldehyde	Sigma Aldrich
Paraformalydehyde	Sigma Aldrich
Potassium Chloride (KCl)	Sigma Aldrich
di-Sodium Hydrogen phosphate (Na2HPO4)	Sigma Aldrich
Potassium di-Hydrogen Phosphate (KH2PO4)	Sigma Aldrich
Sodium Chloride (NaCl)	Sigma Aldrich
Osmium tetroxide	Sigma Aldrich
Acetone	Sigma Aldrich
Araldite Epoxy Resin	Sigma Aldrich
Pasteur pipette	Sigma Aldrich
Toluidie Blue	Sigma Aldrich
Hotplate	Riechert HK120