Este trabalho foi financiado por doações do Canadian Institutes of Health Research MOP-81158.

1. Extracção de proteína alvo a partir de neurónios do hipocampo em cultura primária <ol><li> Antes da colheita de proteína endógena de células primárias de hipocampo, preparar um tampão de lise (LB; Tabela 1), com inibidores de protease. A 10 ml de tampão de lise, adicionar 0,1 ml de solução de fluoreto de fenilmetano (PMSF) para uma concentração final de 10 mM, e adicionar uma protease comprimido cocktail inibidor. </li><li> Preparar N-etilmaleimida (NEM) solução (Tabela 1) a partir de pó liofilizado. Gentilmente dissolver em EtOH a 100% à temperatura ambiente (RT). Sempre preparar solução NEM fresco para o dia do experimento. </li><li> Em seguida combinam o tampão de lise e NEM. Adicionar 0,5 ml de solução 2M de NEM para um tubo cónico de 50 ml. Adicionam-se 20 ml de LB mais alto, e rapidamente LB lugar + NEM (concentração final de 50 mM) numa plataforma de agitação a 4 ° C para misturar completamente durante 5 min. Sempre adicionar NEM / EtOH segunda primeira solução e LB, de modo a adequadamente misturar os dois. </li><li> Remover neurônios cultivados de incubadora e coloque em * gelo. Remova cuidadosamente mídia celulares, e lavar cuidadosamente duas vezes com solução salina tamponada com fosfato de frio (PBS) 1x. Adicionar 300 ml de LB + 50 mM NEM ao primeiro poço de neurónios do hipocampo, e células scrape usando um levantador de células descartáveis. Recolher o lisado celular, em seguida, descarregar o lisado para o poço seguinte desse grupo. Raspe as células dentro do segundo poço usando o levantador célula, recolher, e repita usando um terceiro poço, se necessário, para concentrar ainda mais o lisado. </li><li> Recolher o lisado celular em um pré-arrefecida (em gelo), o tubo de microcentrífuga de 1,5 ml. Repita o passo 1.4, utilizando 100 ul de LB + NEM 50mm a recolher qualquer lisado celular restante. Passe lisado celular total através de uma seringa de calibre 26 ½ 5-6 vezes para ajudar a lise mecânica, tomando cuidado para não estourar bolhas na solução. Pode-se, em vez sonicate por 15 segundos no gelo, se o equipamento está disponível. Nutar lisado celular durante ≥ 30 min a 4 ° C. </li><li> Esclarecer a Lysa celularte por centrifugação a 16.000 xg / 30 min, de modo a pelota não-lisadas células e insolúvel em detergente materiais. </li><li> Colete limpou lisado celular (sobrenadante) em um novo tubo de ml pré-arrefecido em gelo 1,5. Repita protocolo colheita para todos os grupos de células. Concentração medida de proteína em todas as amostras de lisado usando BCA ensaio, e normalizar o volume de todas as amostras de lisados ​​a partir de grupos de células a ter exactamente iguais de proteína total, com um mínimo recomendado de 500 ug. Complete todas as amostras com LB + NEM 50mm a 500 ul de volume total. </li><li> Adicionar 1-5 ug de anticorpo primário dirigida contra a proteína alvo para cada amostra de lisado. Nutar as amostras de anticorpos com lisado-misturados durante a noite a 4 ° C. </li></ol> * Neurónios primários do hipocampo do rato deverá ser cultivadas a uma densidade de cerca de 250.000 células / poço numa placa de 6 poços, em meio isento de soro, contendo um suplemento de B27 neuronal, como descrito anteriormente 5, e cultivadas durante a desejod período de tempo, tipicamente 14-16 dias in-vitro (DIV), para atingir a maturidade. Um mínimo de 500 ug de proteína total é recomendado para imunoprecipitar com sucesso e biotinylate uma proteína alvo neuronal, o que requer tipicamente 2-3 poços de uma placa de 6 poços. 2. Precipitação de anticorpo ligada Proteína Alvo <ol><li> Antes de precipitação e de imobilização de uma proteína-alvo, preparar uma suspensão de 50% de proteína A ou proteína G-esferas revestidas de sefarose. Especificamente, adiciona ≥ ul 60 de esferas de sefarose por amostra para tubos de 1,5 ml, assegurando que todas as amostras têm a mesma quantidade de grânulos. Esferas magnéticas são também adequados se o equipamento disponível. </li><li> Adicionar um volume igual de suspensão de 50% para cada uma das amostras de anticorpo ligado, e para nutar ≥ 1 hora a 4 ° C. </li></ol> 3. Acil-Biotina Exchange: Hidroxilamina clivagem (HAM) <ol><li> Embora a execução da etapa 2.2, preparar uma série de tubos com tampão de lise (LB) de dipHs fferent. O pH é muito importante para estes passos e deve ser sempre ajustada usando um medidor de pH. Preparar 2 ml de LB pH 7,2 por amostra, e 0,5 ml de Tampão rigorosa por amostra (Tabela 1). Também preparar 0,5 ml LB + 10 mM NEM, por exemplo, tal como nos passos 1,1-1,3. Adicionar PMSF e comprimidos inibidores de protease para todas as soluções tampão de lise, tal como no passo 1.1. </li><li><ol class="lalpha"><li> Hidroxilamina (HAM) é um potente agente redutor, cuja clivagem de palmitato de cisteínas é necessária para a biotinilação (Figura 1), e a omissão da clivagem HAM serve como um controlo negativo. Dividir cada amostra de grânulos em duas amostras, uma omitindo o passo de clivagem HAM (HAM-), e um que inclui o passo de HAM (+ HAM). Para normalizar para a degradação de proteínas provocada por tratamento HAM, deve-se dividir cada uma das amostras em terços, com 1/3 das pérolas utilizadas para o controlo da HAM-, e os restantes 2/3 utilizado para o tratamento de HAM +. </li><li> Preparar um adicional.5 ml tubos em gelo, rotulados como a HAM-controlo para cada amostra. Seguindo a etapa 2.2, centrifugar suavemente grânulos todas amostras de 0,5 xg / 1 min a 4 ° C (centrifugadora a esta velocidade, duração e temperatura para todas as etapas restantes, a menos indicação em contrário), coloque os tubos em gelo, remover o sobrenadante, e re-suspender as pérolas em 600 ul de 10 mM de LB + NEM. </li></ol></li><li> Após re-suspensão das amostras pérolas em tampão de lise + NEM 10 mM, recolher imediatamente 200 pi de suspensão da amostra de lisado de-conta, e a descarga para que a amostra do tubo de HAM-se em gelo. Adicionar um adicional de 300 jil de LB + 10 mM de NEM a amostra a HAM-, e um adicional de 100 ul de amostra de HAM + para um total de 500 ul de cada amostra. Incubar os tubos durante 10 min em gelo. </li><li> Re-suspender (lavar) o HAM-HAM e amostras + delicadamente com 0,5 ml de tampão rigorosos, por amostra. Executar este passo de forma rápida, como mais tempo de incubação de SDS irá resultar na remoção do anticorpo ligado a partir dagrânulos. </li><li> Lavar cuidadosamente todas as amostras três vezes em 0,5 ml / amostra de pH 7,2 LB, e girar entre lavagens como em 3.2b passo. </li><li> Embora a execução da etapa 3.5, preparar um tampão HAM (Tabela 1). Adicionar o volume apropriado de solução de hidroxilamina para um novo tubo, para atingir uma concentração final de 1 M em um volume de 0,5 ml de pH LB 7,2, por exemplo + HAM. Sempre preparar o tampão de HAM fresco para o dia do experimento. Adicionar 0,5 ml / amostra de pH 7,2 a todos os LB-HAM amostras, e 0,5 ml / amostra de tampão de HAM a todos os exemplos de HAM +. </li><li> Nutar todas as amostras durante 1 h à temperatura ambiente (RT). Não exceder 1 hora. </li></ol> 4. Acil-Biotina Exchange: Biotina-BMCC Etiquetagem <ol><li> Embora a execução da etapa 3.6, preparar 2 ml de LB pH 6,2 por amostra (Tabela 1), como descrito no passo 3.1. Coloque a pH 6,2 LB em gelo até ser necessária. Também preparar uma solução stock de Biotina-BMCC (Tabela 1), imediatamente antes de usar. Pesar exacerbartly 2,1 mg de biotina-BMCC, recolhe em um tubo de 1,5 ml, e gentilmente dissolver em 0,5 ml de sulfóxido de dimetilo (DMSO), colocando numa plataforma oscilante à temperatura ambiente, para atingir a concentração 8mM (não utilizar uma pipeta para dispersar o pó ). </li><li> Uma vez passo 3.6 é completado, lavar cuidadosamente as pérolas uma vez em tampão de lise de pH 6,2, para remover o tampão residual HAM. Remover o sobrenadante e colocar as amostras em gelo. </li><li> Biotina-BMCC é uma molécula de biotina maliemide conjugado que possui uma elevada afinidade para grupos tiol livres de cisteinas (Figura 1). Embora a execução da etapa 4.2, preparar 0,5 ml de biotina-BMCC Buffer (Quadro 1) por exemplo, a concentração de trabalho entre 0,5 pM a 5 pM. As concentrações superiores a 5 uM serão provavelmente saturar a proteína alvo 6, e normalmente não devem ser excedidos, no entanto esta pode variar, dependendo da proteína alvo desejado. Adicionar 0,5 ml de biotina-BMCC tampão para cada amostra, e para nutar exactamente 1 hora a 4 &amp;deg; C. Não exceder 1 hora. </li></ol> 5. A eluição de biotina-conjugado proteína-alvo e SDS-PAGE <ol><li> Uma vez que passo 4.3 for concluída, lavar cuidadosamente todas as amostras de vez em pH 6,2 LB. Mantenha todas as amostras em gelo, entre lavagens. Remover 2x Tampão de amostra de SDS sem agentes redutores (tabela 1) de armazenamento de -20 ° C e, lentamente, descongelar em gelo. </li><li> Lavar suavemente as amostras três vezes em LB pH 7,5 + PMSF / Inhibitors, e manter as amostras em gelo, entre lavagens. </li><li> Remover o sobrenadante do terceira lavagem, deixando as pérolas peletizadas em uma pasta fluida com um tampão que permanece no fundo do tubo. Mergulhe uma pipeta com uma ponta de pequeno diâmetro (a ponta de carga gel ou ponta P2 pipeta são suficientes) para o fundo do tubo através da lama, e recolher rapidamente qualquer solução restante, com cuidado para não tomar quaisquer contas. </li><li> Suplementar o Tampão de amostra de SDS 2x com DL-ditiotreitol (DTT) para atingir uma concentração final de 5 mM. Adicionar40-50 ul de tampão de amostra 2x + DTT 5 mM a cada amostra. Se necessário, os grânulos de vórtice para misturar completamente com o tampão de amostra e centrifugar imediatamente em alta velocidade para recolher todos os grânulos em um pellet, submerso, em tampão de amostra. </li><li> Ferver as amostras durante 10 min a 75-80 ° C. Deixe as amostras arrefecer para a temperatura ambiente durante 10 min ≥ em cima da bancada, e centrifuga-se a 16.000 xg / 3 min para sedimentar as pérolas completamente. </li><li> Adicionar o volume total de proteína eluída (sobrenadante) a partir de cada amostra para dentro de uma única pista de um gel de poliacrilamida adequado para transferência de western, utilizando SDS-PAGE 7. Organizar todas as amostras de modo a que a HAM-eluente e controlo eluente HAM + para uma única amostra são executados imediatamente adjacentes um ao outro durante a SDS-PAGE (Fig. 2). Na sequência de SDS-PAGE, transferidos para uma membrana de nitrocelulose ou PVDF. </li></ol> 6. Western Blotting e Detecção de palmitoilação da Proteína Alvo <ol><li> Uma vez que 5,6 etapa é concluída, lava-se a membranaduas vezes em solução salina tamponada com Tris (TBS 1x) durante 10 min numa plataforma de agitação à temperatura ambiente. </li><li> Preparar um tampão de bloqueio para bloquear o não-específica pela rotulagem pesando Albumina de Soro Bovino (BSA), para atingir o peso de 3% em volume de TBS 1x + Tween-20 a 0,05% (TBS-T), que é suficiente para submergir completamente a membrana . Para estreptavidina blotting, sempre bloquear com BSA e não leite em pó. Bloquear a membrana durante 1 hora à temperatura ambiente numa plataforma oscilante. </li><li> Prepara-se uma solução de anticorpo de TBS-T + BSA a 0,3%. Adicionar Estreptavidina-HRP anticorpo reconstituído em 1 mg / ml em água destilada, diluiu-se a 1:5,000-1:10,000. Uma vez passo 6.2 é completado, lava-se a membrana uma vez em TBS-T, durante 10 min, depois incubar a membrana em solução de estreptavidina anticorpo numa plataforma oscilante durante ou durante 1 hora à temperatura ambiente, ou durante a noite a 4 ° C. </li><li> Lava-se a membrana três vezes em TBS-T, durante 10 minutos numa plataforma oscilante. A fim de detectar o sinal de palmitoilação, expor a luminescência HRP utilizando um chemkit de substrato iluminescent. </li><li> A fim de normalizar os níveis de palmitoilação para a quantidade de proteína de interesse que foi imunoprecipitado, descascar a membrana com tampão de transferência de Western de extracção durante 5-10 min numa plataforma de agitação à temperatura ambiente. Repita os passos 6,1-6,4 utilizando o anticorpo primário contra a proteína de interesse que foi originalmente usado para a imunoprecipi tacão. </li><li> Palmitoilação de quantificar a proteína de interesse utilizando o software de análise de imagem, e normalizar os níveis de palmitoilação para a quantidade de proteína imunoprecipitada. </li></ol>

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Não há conflitos de interesse declarados.

O ensaio IP-ABE apresentado aqui é um método simples e altamente sensível para a detecção de proteínas em culturas primárias palmitoilados neurônios do hipocampo, utilizando principalmente técnicas bioquímicas padrão. Isso faz com que o ensaio facilmente adaptável para laboratórios já equipados com western blotting materiais. O ensaio de IP-ABE combina um protocolo de imunoprecipitação padrão para isolar e imobilizar a própria proteína alvo, seguindo-se a química descrita anteriormente ABE 2-4 para rapidamente detectar níveis de uma proteína de palmitato de substrato. A técnica ABE tem uma ampla gama de aplicações para a análise de proteínas palmitoilados em vários tecidos e linhas celulares, incluindo em grande escala de triagem palmitoil-proteomic de perfis palmitoilação globais, e a rápida detecção de níveis de palmitoilação de uma proteína alvo único. Descrições anteriores de ABE química têm utilizado a lise das células e diferentes métodos de extracção com detergente prot neuronaleins 2, 9, tiol livre-bloqueamento 10, 11, biotinilação, e purificação da proteína alvo 4, dependendo da aplicação do experimento. A adição de palmitato de resultados neuronais proteínas no seu direccionamento para as membranas celulares, e a detecção da fracção palmitoilada de uma proteína alvo irá requerer a sua extracção a partir de tais membranas. Metodologias descritas anteriormente ABE têm utilizado uma variedade de 9 iónica e detergentes não iónicos 8 para extrair proteínas-alvo desejadas, bem como a utilização de um detergente em particular depende da proteína alvo e do seu transporte de membrana conhecida. Aqui, nós utilizamos o não desnaturante e detergente não iónico IGEPAL CA-630 para extrair proteínas palmitoilados, que temos validados para a extracção e detecção da proteína neuronal palmitoilada δ-catenina (Figura 2). A estrutura de IGEPAL CA-630 inclui um grupo de cabeça volumosos e rígidos não-polar que não fazperturbar a conformação da proteína nativa ou interacções, mas que permite a sua associação com as regiões hidrofóbicas de proteínas de membrana associadas ao, conferindo assim a miscibilidade com eles e que permite a sua extracção. Muitas proteínas neuronais localizadas na membrana sináptica ou pós-sináptica densidade de sinapses devem ser extraídos usando IGEPAL CA-630, no entanto, alguns podem não solubilizar completamente, e pode requerer o uso de um detergente não desnaturante diferente como Triton X-100, que possui sido previamente utilizado para a ABE química 2, 8. Várias descrições de ABE química têm também utilizado um reagente de biotinilação diferente tiol-reactiva da molécula aqui descrita, chamado Biotina-HPDP (Thermo Scientific), que também necessita de um meio diferente de purificação de proteínas 4. Biotina-HPDP é outro tiol reactivo, a molécula de biotina-conjugado maliemide que contém uma ligação dissulfureto na estrutura adaptadora maliemide, estruturalmente differentiating lo de Biotina-BMCC, que não contém essa ligação dissulfureto. Seguindo tiol biotinilação de cisteína livre ou palmitoilada de uma proteína de Biotina-HPDP, a ligação dissulfureto resultante entre a proteína alvo e o grupo biotina pode ser clivado por redução de reagentes para libertar o grupo de biotina e regenerar a proteína na sua forma não modificada, tornando biotinilação por Biotina-HPDP transitória e reversível. Por conseguinte, a utilização deste reagente de biotinilação exige a purificação de uma proteína alvo por meio de reagentes de avidina imobilizada, tais como grânulos revestidas com estreptavidina. No entanto, a biotinilação-tiol de uma proteína-alvo, Biotina-BMCC, como descrito aqui, é estável e relativamente permanente, e requer a purificação da proteína alvo por um anticorpo dirigido contra o alvo, e imobilizada em esferas de sefarose. Ambas as técnicas de ABE foram anteriormente utilizados em grande escala telas, e detecção de palmitoilação de proteínas individuais 2, 8-10, 12, e oIP-ABE ensaio aqui descrita é ideal para a detecção rápida de palmitoilação de proteínas-alvo individuais neuronais. A esmagadora maioria dos palmitoilação celular envolve a adição de palmitato reversível com o grupo tiol de cisteínas (denominado S-palmitoilação, que generaliza como &#39;palmitoilação&#39; neste protocolo), no entanto, um grupo muito limitado de proteínas são submetidas a palmitoilação irreversível em glicina e os resíduos de cisteína através da formação de ligações amida estáveis, denominado N-palmitoilação 13. Uma limitação de ABE química é a sua incapacidade para detectar N-palmitoilação devido à estabilidade da ligação amida, e de modo de rastreio de uma proteína alvo para novos palmitoilação deve ser confirmado utilizando 3H-palmitato de marcação metabólica 1. Como mencionado anteriormente, o ensaio IP-ABE pode ser facilmente adaptado para o exame palmitoilação em extractos de proteína a partir de várias fontes, incluindo a transfected linhas de células heterólogas, tecido primário, e culturas primárias neuronais a partir de múltiplas regiões cerebrais. O ensaio de IP-ABE tem sido utilizado para o exame de suficiência palmitoilação mutantes cisteína para serina-proteínas para identificar a localização de uma cisteína palmitoilada ao longo de uma proteína alvo 8, para análise de rotação palmitato dinâmico em proteínas sinápticas em neurónios cultivados sob condições basais 10, e alterações nos níveis de palmitoilação de proteínas neuronais após a indução da actividade neuronal 9. A sensibilidade e capacidade de adaptação do ensaio de IP-ABE o tornam ideal para a análise de perfis palmitoylation de proteínas neuronais, e ideal para a detecção de mudanças dinâmicas na palmitoylation.

<table border="1"><tbody><tr><td> Nome do reagente </td><td> Companhia </td><td> Número de Catálogo </td><td> Comentários </td></tr><tr><td> IGEPAL CA-630 </td><td> Sigma </td><td> I8896 </td><td></td></tr><tr><td> PMSF </td><td> Fluka </td><td> 93482 </td><td></td></tr><tr><td> Cocktail Inibidor de Protease </td><td> Roche Mini completa </td><td> 11 836 153 001 </td><td></td></tr><tr><td> NEM </td><td> Sigma </td><td> E3876 </td><td></td></tr><tr><td> Solução HAM </td><td> Sigma </td><td> 46.780-4 </td><td></td></tr><tr><td> BCA Protein Assay Kit </td><td> Thermo Scientific </td><td> 23225 </td><td> Garantir a compatibilidade com detergente escolhido </td></tr><tr><td> Esferas de proteína G / A-Sepharose revestida </td><td> GE Healthcare </td><td> 17-6002-35 </td><td></td></tr><tr><td> Biotina-BMCC </td><td> Thermo Scientific </td><td> 21900 </td><td></td></tr><tr><td> Estreptavidina-HRP </td><td> Thermo Scientific </td><td> 21126 </td><td> Reconstituir a 1 mg / ml em água </td></tr><tr><td> Western Blot Tampão Stripping </td><td> Thermo Scientific </td><td> 21059 </td><td></td></tr></tbody></table>

detection of protein palmitoylation in cultured hippocampal neurons by immunoprecipitation and acyl-biotin exchange (abe)

Palmitoilação é uma modificação pós-traducional lipídica que envolve a ligação de um 16-carbono do ácido gordo saturado, o palmitato, para os resíduos de cisteína da proteína de substrato por meio de uma ligação tioéster lábil [revisto em 1]. Palmitoilação de uma proteína substrato aumenta a sua hidrofobicidade e, normalmente, facilita o seu tráfico para as membranas celulares. Estudos recentes têm mostrado palmitoilação para ser uma das modificações mais comuns de lípidos nos neurônios 1, 2, o que sugere que a rotação de palmitato é um importante mecanismo pelo qual as células regulam a segmentação e o tráfico de proteínas. A identificação e a detecção de substratos palmitoilados pode, por conseguinte, melhorar a nossa compreensão do tráfico de proteína em neurónios. A detecção de proteína palmitoilação no passado tem sido tecnicamente dificultada devido à falta de uma sequência de consenso entre as proteínas de substrato, e a dependência de labeli metabólicang de palmitoil-proteínas com 3H-palmitato, um ensaio bioquímico demorado com baixa sensibilidade. Desenvolvimento da Acil-Biotina Troca ensaio (ABE), permite a detecção de sensibilidade mais rápido e elevado de proteínas palmitoilados 2-4, e é óptima para a medição do volume de negócios dinâmico de palmitato de proteínas neuronais. O ensaio de ABE é composta de três etapas bioquímicas (Figura 1): 1) bloqueio irreversível de grupos tiol não modificadas de cisteína utilizando N-ethylmaliemide (NEM), 2) a clivagem específica e desmascaramento do grupo tiol da cisteína palmitoilada do por hidroxilamina (HAM), e 3) marcação selectiva da cisteína palmitoilada usando um reagente de biotinilação reactivo tiol, biotina-BMCC. A purificação das proteínas tiol biotinilados, seguindo os passos de ABE diferiu, dependendo do objectivo global da experiência. Aqui, nós descrevemos um método para purificar uma proteína de interesse em palmitoilada hippocamp primárioal neurónios por uma imunoprecipitação inicial (IP) a passo utilizando um anticorpo dirigido contra a proteína, seguido pelo ensaio de ABE e western blotting para medir directamente os níveis de palmitoilação de que a proteína, o que é denominado o ensaio de IP-ABE. Baixa densidade culturas de neurónios de hipocampo de rato embrionário têm sido amplamente utilizado para estudar a localização, a função, e o tráfico de proteínas neuronais, tornando-os idealmente adequados para o estudo de palmitoilação proteína neuronal utilizando o ensaio de IP-ABE. O ensaio de IP-ABE principalmente requer IP padrão e western blotting reagentes, e é apenas limitado pela disponibilidade de anticorpos contra o substrato alvo. Este ensaio pode ser facilmente adaptado para a purificação e detecção de proteínas palmitoilados transfectadas em cultura de células heterólogas, culturas neuronais primárias derivadas de vários tecidos de cérebro de rato e de ambos os ratos, e no tecido cerebral primário mesmo em si.

O ensaio de IP-ABE detecta especificamente palmitoilação tiol dos resíduos de cisteína ao longo do substrato de proteínas, e podem ser usados ​​para detectar a palmitoilação de imunoprecipitadas proteínas neuronais de uma maneira representada na Figura 1. Tratamento da proteína neuronal imunoprecipitado com HAM (Figura 1) cliva a ligação tioéster entre palmitato e um grupo tiol da cisteína, permitindo por incorporação específica de biotina-BMCC para o grupo tiol recentemente disponível, que pode ser subsequentemente detectados utilizando @ Western blotting @. A omissão de HAM clivagem (menos-HAM) impede a incorporação de biotina-BMCC, e funciona como um controlo negativo para a biotinilação específica palmitoil-da amostra plus-HAM, e devem, portanto, ser executado sempre adjacente à amostra plus-HAM para oeste blotting por SDS-PAGE (Figura 2). Em uma experiência optimizado (Figura 2A), a palmitoilaçãosinal da proteína neuronal δ-catenina 2 pode ser prontamente detectada por blotting para biotina-BMCC, a uma concentração de 1 uM, utilizando estreptavidina conjugada com HRP, contra amostras paralelas minus-plus-e HAM. O sinal específico para palmitoilação δ-catenina aparece no seu tamanho previsto de 160kD, apenas na amostra de plus-HAM. A especificidade deste sinal foi confirmada por reprobing para δ-catenina com o anticorpo específico que foi inicialmente utilizado para imunoprecipitar lo, resultando num sinal em ambos os tratamentos HAM com o mesmo tamanho previsto. Optimização do ensaio IP-ABE (Figura 2A) irá resultar num perfil de western blotting de uma amostra minus-HAM que é facilmente distinguível da amostra plus-HAM, e exibe um mínimo ou nenhum sinal de palmitoilação. A concentração de biotina-BMCC usado para rotular cisteínas palmitoilados requer optimização cuidada, e se uma concentração de saturação de super-biOtin-BMCC é usado durante as etapas da química ABE (Figura 2B), fundo excessivo e sinais não específicos serão visíveis. Uma curva de resposta linear para a biotinilação de uma proteína neuronal palmitoilada, a α7 receptor de acetilcolina nicotínico, utilizando biotina-BMCC tenha sido previamente determinado 6, e mostra próxima da saturação completa a uma concentração de 5-10 mM. Apesar da concentração ideal de biotina-BMCC irá desviar-se ligeiramente, dependendo da proteína alvo neuronal, o tratamento com biotina-BMCC, a uma concentração em excesso de 5 uM provavelmente super-saturar a proteína alvo, e resultam num perfil de Western blot com fundo visível e os sinais não específicos. Uma concentração de 0,5 uM para a biotina-BMCC foi anteriormente utilizada para detectar palmitoilação de outras proteínas neuronais incluindo SNAP-25, huntingtina, subunidades do receptor de AMPA e GluA1 GluA2 e paralemmin 8, e determinação da concentração óptima para um novoproteína alvo pode ser obtida por ensaio e erro de modo linear, com início no intervalo de 0,5-5 uM que descrevemos aqui. Os perfis resultantes estreptavidina western blot entre as amostras e minus-plus-HAM para δ-catenina palmitoilação parecem semelhantes quando tratados com 4 ^ M de biotina-BMCC (Figura 2B), com sinais de fundo adicionais em diferentes tamanhos, o que indica que a biotinilação inadequado ocorreu. Hidroxilamina é um poderoso agente de redução que resulta na degradação limitada da proteína alvo para além da sua clivagem eficiente do tioéster de ligação. Por conseguinte, a optimização da ABE química exige uma para normalizar a quantidade de proteínas imunoprecipitadas utilizado para as amostras-minus e plus-HAM (passos 3,2-3,3). Normalização requer o uso de o dobro da quantidade de proteína alvo imobilizado na plus-minus versus a amostra-HAM, que se traduz em wester indistinguíveln blotting perfis para a proteína alvo, tal como mostrado por δ-catenina (Figura 2A, B). No entanto, se a quantidade de proteína alvo imobilizado não é normalizada entre amostras minus-plus-HAM e, o sinal resultante western blot para a proteína alvo na amostra plus-HAM podem ser perdidas, como mostrado por δ-catenina quando quantidades iguais de proteína foram utilizadas em ambos os tratamentos HAM (Figura 2C). A especificidade da ABE química para rotular proteínas palmitoilados é muito sensível e requer otimização. As armadilhas comuns encontrados durante o ensaio IP-ABE incluem os resultados sub-óptimos mostradas nas Figuras 2B e 2C, e degradação da proteína alvo, independentemente do tratamento HAM, que são normalmente provocadas por reagentes e tampões mais velhos, e pH incorreto. De modo a evitar estas armadilhas e corrigir para a sub-óptima química ABE, a frescura e da concentração dos reagentes necessários para obuffers listados na Tabela 1 deve sempre ser examinada, e os ajustes de pH de todos os amortecedores devem sempre ser verificadas antes de executar o experimento. <table border="1"><tbody><tr><td colspan="2"> Tampão </td><td> A concentração de trabalho </td><td> Comentários </td></tr><tr><td> Tampão de Lise (LB) </td><td> Em H2O destilada: 1% IGEPAL CA-630 a 50 mM de Tris-HCl pH 7,5 150 mM de NaCl a 10% Glicerol </td><td> N / A </td><td> Prepare-se antes experimentar e armazenar a 4 ° C </td></tr><tr><td> Solução NEM </td><td> Em EtOH a 100%: pó liofilizado NEM </td><td> 2 M </td><td> Preparar fresco, imediatamente antes da utilização. </td></tr><tr><td> Tampão rigorosas </td><td> Em LB: 10 mM MEM SDS a 0,1% </td><td> N / A </td><td> Prepare imediatamente antes da utilização, manter em gelo. </td></tr><tr><td> LB pH 7,2 </td><td> Em LB: ajustar o pH para 7,2 exatamente </td><td> N / A </td><td> Usar um medidor de pH para ajustar o pH imediatamente antes da utilização. </td></tr><tr><td> Tampão HAM </td><td> Em pH 7,2 LB: Banco solução HAM </td><td> 1 M (concentração final de HAM) </td><td> Preparar imediatamente antes da utilização. </td></tr><tr><td> LB pH 6,2 </td><td> Em LB: Ajuste pH exactamente 6,2 </td><td> N / A </td><td> O mesmo que para o pH 7,2 LB </td></tr><tr><td> Solução estoque Biotina-BMCC </td><td> Em DMSO: 2,1 mg Biotina-BMCC solução </td><td> 8 mM </td><td> Preparar imediatamente antes da utilização. </td></tr><tr><td> Biotina-BMCC Tampão </td><td> Em pH 6,2 LB: Adicionar Biotina-BMCC solução </td><td> 1-5 uM (concentração de biotina-BMCC final) </td><td> Preparar imediatamente antes da utilização. </td></tr><tr><td> 2x tampão de amostra SDS, não redutores </td><td> Em H2O destilada: 5% de SDS a 5% de glicerol 125 mM Tris-HCL pH 6,8 0,01% Azul de Bromofenol </td><td> N / A </td><td> Preparar antes da experiência, e armazenar a -20 ° C até à sua utilização. Suplemento com DTT 5 mM antes da utilização. </td></tr></tbody></table> Tabela 1. Os tampões e reagentes necessários para o teste IP-ABE. Muitos dos tampões de lise pode ser preparado antes de começar a experiência, no entanto o pH deve ser verificado e ajustado imediatamente antes da utilização com um medidor de pH, para garantir o sucesso da química ABE. A maioria das soluções de reserva deve ser preparada fresca para cada experiência, imediatamente antes da utilização. Muitos dos buffers requerem reagentes comuns para a maioria dos laboratórios equipados para a bioquímica, e reagentes de especialidade com informações de fornecedores são listados na tabela de reagentes e equipamento. <p class="jove_content" fo:keep-together.within-page = &quot;always&quot;&gt; <img src="/files/ftp_upload/50031/50031fig1.jpg" alt="Figura 1" fo:content-width="6in" fo:src="/files/ftp_upload/50031/50031fig1highres.jpg" /> Figura 1. Esquemática da imunoprecipitação e Acil-Biotina Troca ensaio (IP-ABE) para purificar e detectar palmitoilação de proteínas neuronais. Neurónios do hipocampo em cultura são lisadas, (1) uma proteína-alvo é então purificada usando um anticorpo alvo específico, e imobilizada em Sepharose pérolas revestidas com proteína G ou A. A proteína alvo purificada é depois (2) tratada com N-ethylmaliemide (NEM) para se ligar irreversivelmente e bloquear tiol livres (-SH), ao longo de grupos de cisteínas não modificados (C). A proteína alvo é, em seguida, (3), submetido a tratamento com hidroxilamina (HAM), resultando numa clivagem específica de ligações tioéster em cisteínas e palmitoilados o desmascaramento de um grupo livre palmitoilada tiol (-SH). Em seguida, a proteína alvo é (4) treated com uma molécula de biotina-tiol reactivo, biotina-BMCC, resultando em biotinilação específica da cisteína palmitoilada. Finalmente, (5) a proteína alvo biotinilado é eluído e removido a partir do anticorpo e do grânulo. A proteína alvo com o seu palmitoilada cisteína (s) marcado com biotina é agora adequado para electroforese em gel de SDS-poli-acrilamida (SDS-PAGE) e transferência Western com estreptavidina para detectar palmitoilação da proteína purificada neuronal. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50031/50031fig1large.jpg" target="_blank">para ver figura maior</a> . <img src="/files/ftp_upload/50031/50031fig2.jpg" alt="Figura 2" fo:content-width="6in" fo:src="/files/ftp_upload/50031/50031fig2highres.jpg"/> Figura 2. Detecção de palmitoilação da δ-catenina neuronal de proteína utilizando o ensaio de IP-ABE. Neurónios primários do hipocampo de rato foram cultivadas como previamenteriormente descritas 5, a uma densidade de 130 células / mm 2, até a maturidade em 14DIV, foram depois lisadas e sujeitas a ensaio de IP-ABE para detectar palmitoilação de um substrato recentemente identificado palmitoilada neuronal, δ-catenina 2. Purified imunoprecipitados (IP) de δ-catenina (proteína alvo) foram isolados utilizando 5 ug de anticorpo δ-catenina por amostra (BD Transduction Laboratories), e foram então sujeitas a SDS-PAGE, em paralelo e minus-plus-hidroxilamina (HAM) amostras. Palmitoilação foi detectada por transferência Western (WB) com estreptavidina-HRP (palmitoilação), e a membrana foi despida e submetido a um WB reprobe para δ-catenina. (A) Um representante resultado optimizado IP-ABE para palmitoilada δ-catenina (ponta de seta), tratadas com 1 uM de biotina-BMCC, ilustrando a especificidade da ABE química para a detecção de tiol-palmitoilados proteínas a partir de amostras de IP. (B) A repre sub-óptimaresultado IP-tante para ABE δ-catenina, em que um excesso de concentração de 4 uM de biotina-BMCC, que resultou em sinais não específicos e de fundo em ambas as amostras e minus-plus-HAM (setas). (C) Um outro representante sub-óptima IP-ABE WB para δ-catenina, em que uma concentração excessiva uM 4 de biotina-BMCC foi utilizado, e a quantidade de proteína utilizada para a amostra IP plus-HAM não foi normalizado para HAM mediada degradação de proteínas, resultando em uma perda de sinal na WB reprobe para δ-catenina. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50031/50031fig2large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver maior figura</a> .

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Detection of Protein Palmitoylation in Cultured Hippocampal Neurons by Immunoprecipitation and Acyl-Biotin Exchange ABE

A adição de palmitato reversível às proteínas é um importante regulador do tráfico intracelular de proteínas. Isto é de particular interesse, onde os neurónios em muitas proteínas sinápticas são palmitoilada. Nós utilizamos um método simples bioquímica para detectar proteínas palmitoilados em neurónios em cultura, que podem ser adaptadas para vários tipos de células e tecidos.

Detecção de palmitoylation proteína em neurônios cultivados por imunoprecipitação e Acil-Biotina Exchange (ABE)

Palmitoylation is a post-translational lipid  modification involving the attachment of a 16-carbon saturated fatty acid,  palmitate, to cysteine residues ...

detection-protein-palmitoylation-cultured-hippocampal-neurons

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Detection of Protein Palmitoylation in Cultured Hippocampal Neurons by Immunoprecipitation and Acyl-Biotin Exchange (ABE)

35.2K visualizações.  University of British Columbia. A adição de palmitato reversível às proteínas é um importante regulador do tráfico intracelular de proteínas. Isto é de particular interesse, onde os neurónios em muitas proteínas sinápticas são palmitoilada. Nós utilizamos um método simples bioquímica para detectar proteínas palmitoilados em neurónios em cultura, que podem ser adaptadas para vários tipos de células e tecidos.

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Nucleofection and Primary Culture of Embryonic Mouse Hippocampal and Cortical Neurons

Hippocampal and cortical neurons have been used extensively to study central nervous system (CNS) neuronal polarization, axon/dendrite outgrowth, and synapse formation and function. An advantage of culturing these neurons is that they readily polarize, forming distinctive axons and dendrites, on a two dimensional substrate at very low densities. This property has made them extremely useful for determining many aspects of neuronal development. Furthermore, by providing glial conditioning for these neurons they will continue to develop, forming functional synaptic connections and surviving for several months in culture. In this protocol we outline a technique to dissect, culture and transfect embryonic mouse hippocampal and cortical neurons. Transfection is accomplished by electroporating DNA into the neurons before plating via nucleofection. This protocol has the advantage of expressing fluorescently-tagged fusion proteins early in development (~4-8hrs after plating) to study the dynamics and function of proteins during polarization, axon outgrowth and branching. We have also discovered that this single transfection before plating maintains fluorescently-tagged fusion protein expression at levels appropriate for imaging throughout the lifetime of the neuron (&gt; 2 months in culture). Thus, this methodology is useful for studying protein localization and function throughout CNS development with little or no disruption of neuronal function.

This protocol outlines the steps required to dissect, transfect via electroporation and culture mouse hippocampal and cortical neurons. Short-term cultures may be used for studies of axon outgrowth and guidance, while long-term cultures can be used for studies of synaptogenesis and dendritic spine analysis.

Nucleofection e Cultura Primária de Neurônios do hipocampo do rato embrionárias e Cortical

Hippocampal and cortical neurons have been used extensively to study central nervous system (CNS) neuronal polarization, axon/dendrite outgrowth, and ...

Neurociência

Fluorescence Recovery After Photobleaching (FRAP) of Fluorescence Tagged Proteins in Dendritic Spines of Cultured Hippocampal Neurons

FRAP has been used to quantify the mobility of GFP-tagged proteins. Using a strong excitation laser, the fluorescence of a GFP-tagged protein is bleached in the region of interest. The fluorescence of the region recovers when the unbleached GFP-tagged protein from outside of the region diffuses into the region of interest. The mobility of the protein is then analyzed by measuring the fluorescence recovery rate. This technique could be used to characterize protein mobility and turnover rate.
In this study, we express the (enhanced green fluorescent protein) EGFP vector in cultured hippocampal neurons. Using the Zeiss 710 confocal microscope, we photobleach the fluorescence signal of the GFP protein in a single spine, and then take time lapse images to record the fluorescence recovery after photobleaching. Finally, we estimate the percentage of mobile and immobile fractions of the GFP in spines, by analyzing the imaging data using ImageJ and Graphpad softwares.
This FRAP protocol shows how to perform a basic FRAP experiment as well as how to analyze the data.

Fluorescence Recovery After Photobleaching FRAP of Fluorescence Tagged Proteins in Dendritic Spines of Cultured Hippocampal Neurons

FRAP has been used to quantify the mobility of Green Fluorescence Protein (GFP)-tagged proteins in cultured cells. We examined the mobile/immobile fractions of the GFP by analyzing the fluorescence recovery percentage after photobleaching. In this study, FRAP was performed at spines of hippocampal neurons.

Recuperação de fluorescência Após Fotodegradação (FRAP) de fluorescência Proteínas Tagged em espinhas dendríticas dos neurônios do hipocampo Cultivadas

FRAP has been used to quantify the mobility of GFP-tagged proteins. Using a strong excitation laser, the fluorescence of a GFP-tagged protein is bleached ...

Neuromodulation and Mitochondrial Transport: Live Imaging in Hippocampal Neurons over Long Durations

To understand the relationship between mitochondrial transport and neuronal function, it is critical to observe mitochondrial behavior in live cultured neurons for extended durations1-3. This is now possible through the use of vital dyes and fluorescent proteins with which cytoskeletal components, organelles, and other structures in living cells can be labeled and then visualized via dynamic fluorescence microscopy. For example, in embryonic chicken sympathetic neurons, mitochondrial movement was characterized using the vital dye rhodamine 1234. In another study, mitochondria were visualized in rat forebrain neurons by transfection of mitochondrially targeted eYFP5. However, imaging of primary neurons over minutes, hours, or even days presents a number of issues. Foremost among these are: 1) maintenance of culture conditions such as temperature, humidity, and pH during long imaging sessions; 2) a strong, stable fluorescent signal to assure both the quality of acquired images and accurate measurement of signal intensity during image analysis; and 3) limiting exposure times during image acquisition to minimize photobleaching and avoid phototoxicity.
Here, we describe a protocol that permits the observation, visualization, and analysis of mitochondrial movement in cultured hippocampal neurons with high temporal resolution and under optimal life support conditions. We have constructed an affordable stage-top incubator that provides good temperature regulation and atmospheric gas flow, and also limits the degree of media evaporation, assuring stable pH and osmolarity. This incubator is connected, via inlet and outlet hoses, to a standard tissue culture incubator, which provides constant humidity levels and an atmosphere of 5-10% CO2/air. This design offers a cost-effective alternative to significantly more expensive microscope incubators that don't necessarily assure the viability of cells over many hours or even days. To visualize mitochondria, we infect cells with a lentivirus encoding a red fluorescent protein that is targeted to the mitochondrion. This assures a strong and persistent signal, which, in conjunction with the use of a stable xenon light source, allows us to limit exposure times during image acquisition and all but precludes photobleaching and phototoxicity. Two injection ports on the top of the stage-top incubator allow the acute administration of neurotransmitters and other reagents intended to modulate mitochondrial movement. In sum, lentivirus-mediated expression of an organelle-targeted red fluorescent protein and the combination of our stage-top incubator, a conventional inverted fluorescence microscope, CCD camera, and xenon light source allow us to acquire time-lapse images of mitochondrial transport in living neurons over longer durations than those possible in studies deploying conventional vital dyes and off-the-shelf life support systems.

We describe a protocol that allows imaging of mitochondria in living neurons via fluorescence microscopy over long durations. Imaging over extended periods is accomplished through lentivirus-mediated expression of a mitochondrially targeted fluorescent protein and use of an inexpensive stage-top incubator that was designed and built in our laboratory.

Neuromodulação e Transportes mitocondrial: Imagens ao vivo em neurônios do hipocampo durante muito tempo

To understand the relationship between mitochondrial transport and neuronal function, it is critical to observe mitochondrial behavior in live cultured ...

Analysis of Dendritic Spine Morphology in Cultured CNS Neurons

Dendritic spines are the sites of the majority of excitatory connections within the brain, and form the post-synaptic 
compartment of synapses. These structures are rich in actin and have been shown to be highly dynamic. In response to classical Hebbian plasticity 
as well as neuromodulatory signals, dendritic spines can change shape and number, which is thought to be critical for the refinement of neural 
circuits and the processing and storage of information within the brain. Within dendritic spines, a complex network of proteins link extracellular 
signals with the actin cyctoskeleton allowing for control of dendritic spine morphology and number. Neuropathological studies have demonstrated that 
a number of disease states, ranging from schizophrenia to autism spectrum disorders, display abnormal dendritic spine morphology or numbers. 
Moreover, recent genetic studies have identified mutations in numerous genes that encode synaptic proteins, leading to suggestions that these 
proteins may contribute to aberrant spine plasticity that, in part, underlie the pathophysiology of these disorders. In order to study the potential 
role of these proteins in controlling dendritic spine morphologies/number, the use of cultured cortical neurons offers several advantages. Firstly, 
this system allows for high-resolution imaging of dendritic spines in fixed cells as well as time-lapse imaging of live cells. Secondly, this in 
vitro system allows for easy manipulation of protein function by expression of mutant proteins, knockdown by shRNA constructs, or pharmacological 
treatments. These techniques allow researchers to begin to dissect the role of disease-associated proteins and to predict how mutations of these 
proteins may function in vivo.

Numerous recent studies have identified mutations in synaptic proteins associated with brain pathologies. Primary cultured cortical neurons offer great flexibility in examining the effects of these disease-associated proteins on dendritic spine morphology and motility.

Análise de Morfologia Spine dendríticas em neurônios cultivados CNS

Dendritic spines are the sites of the majority of excitatory connections within the brain, and form the post-synaptic 
compartment of synapses. These ...

Inducing Dendritic Growth in Cultured Sympathetic Neurons

The shape of the dendritic arbor determines the total synaptic input a neuron can receive 1-3, and influences the types and distribution of these inputs 4-6. Altered patterns of dendritic growth and plasticity are associated with impaired neurobehavioral function in experimental models 7, and are thought to contribute to clinical symptoms observed in both neurodevelopmental disorders 8-10 and neurodegenerative diseases 11-13. Such observations underscore the functional importance of precisely regulating dendritic morphology, and suggest that identifying mechanisms that control dendritic growth will not only advance understanding of how neuronal connectivity is regulated during normal development, but may also provide insight on novel therapeutic strategies for diverse neurological diseases.
Mechanistic studies of dendritic growth would be greatly facilitated by the availability of a model system that allows neurons to be experimentally switched from a state in which they do not extend dendrites to one in which they elaborate a dendritic arbor comparable to that of their in vivo counterparts. Primary cultures of sympathetic neurons dissociated from the superior cervical ganglia (SCG) of perinatal rodents provide such a model. When cultured in defined medium in the absence of serum and ganglionic glial cells, sympathetic neurons extend a single process which is axonal, and this unipolar state persists for weeks to months in culture 14,15. However, the addition of either bone morphogenetic protein-7 (BMP-7) 16,17 or Matrigel 18 to the culture medium triggers these neurons to extend multiple processes that meet the morphologic, biochemical and functional criteria for dendrites. Sympathetic neurons dissociated from the SCG of perinatal rodents and grown under defined conditions are a homogenous population of neurons 19 that respond uniformly to the dendrite-promoting activity of Matrigel, BMP-7 and other BMPs of the decapentaplegic (dpp) and 60A subfamilies 17,18,20,21. Importantly, Matrigel- and BMP-induced dendrite formation occurs in the absence of changes in cell survival or axonal growth 17,18.
Here, we describe how to set up dissociated cultures of sympathetic neurons derived from the SCG of perinatal rats so that they are responsive to the selective dendrite-promoting activity of Matrigel or BMPs.

We describe a protocol for using bone morphogenetic protein-7 (BMP-7) or Matrigel to selectively induce dendritic growth in primary sympathetic neurons dissociated from the superior cervical ganglia (SCG) of perinatal rats.

Induzir o crescimento dendrítico no cultivadas neurônios simpáticos

The shape of the dendritic arbor determines the total synaptic input a neuron can receive 1-3, and influences the types and distribution of these inputs ...

Isolation and Culture of Hippocampal Neurons from Prenatal Mice

Primary cultures of rat and murine hippocampal neurons are widely used to reveal cellular mechanisms in neurobiology. By isolating and growing individual neurons, researchers are able to analyze properties related to cellular trafficking, cellular structure and individual protein localization using a variety of biochemical techniques. Results from such experiments are critical for testing theories addressing the neural basis of memory and learning. However, unambiguous results from these forms of experiments are predicated on the ability to grow neuronal cultures with minimum contamination by other brain cell types. In this protocol, we use specific media designed for neuron growth and careful dissection of embryonic hippocampal tissue to optimize growth of healthy neurons while minimizing contaminating cell types (i.e. astrocytes). Embryonic mouse hippocampal tissue can be more difficult to isolate than similar rodent tissue due to the size of the sample for dissection. We show detailed dissection techniques of hippocampus from embryonic day 19 (E19) mouse pups. Once hippocampal tissue is isolated, gentle dissociation of neuronal cells is achieved with a dilute concentration of trypsin and mechanical disruption designed to separate cells from connective tissue while providing minimum damage to individual cells. A detailed description of how to prepare pipettes to be used in the disruption is included. Optimal plating densities are provided for immuno-fluorescence protocols to maximize successful cell culture. The protocol provides a fast (approximately 2 hr) and efficient technique for the culture of neuronal cells from mouse hippocampal tissue.

We provide a protocol for the culture of highly purified hippocampal neurons from prenatal mouse brains without the use of a feeder glial cell layer.

Isolamento e Cultura de neurônios do hipocampo de ratos pré-natal

Primary cultures of rat and murine hippocampal neurons are widely used to reveal cellular mechanisms in neurobiology. By isolating and growing individual ...

Assaying DNA Damage in Hippocampal Neurons Using the Comet Assay

A number of drugs target the DNA repair pathways and induce cell kill by creating DNA damage. Thus, processes to directly measure DNA damage have been extensively evaluated. Traditional methods are time consuming, expensive, resource intensive and require replicating cells. In contrast, the comet assay, a single cell gel electrophoresis assay, is a faster, non-invasive, inexpensive, direct and sensitive measure of DNA damage and repair. All forms of DNA damage as well as DNA repair can be visualized at the single cell level using this powerful technique.
	The principle underlying the comet assay is that intact DNA is highly ordered whereas DNA damage disrupts this organization. The damaged DNA seeps into the agarose matrix and when subjected to an electric field, the negatively charged DNA migrates towards the cathode which is positively charged. The large undamaged DNA strands are not able to migrate far from the nucleus. DNA damage creates smaller DNA fragments which travel farther than the intact DNA. Comet Assay, an image analysis software, measures and compares the overall fluorescent intensity of the DNA in the nucleus with DNA that has migrated out of the nucleus. Fluorescent signal from the migrated DNA is proportional to DNA damage. Longer brighter DNA tail signifies increased DNA damage. Some of the parameters that are measured are tail moment which is a measure of both the amount of DNA and distribution of DNA in the tail, tail length and percentage of DNA in the tail. This assay allows to measure DNA repair as well since resolution of DNA damage signifies repair has taken place. The limit of sensitivity is approximately 50 strand breaks per diploid mammalian cell 1,2. Cells treated with any DNA damaging agents, such as etoposide, may be used as a positive control. Thus the comet assay is a quick and effective procedure to measure DNA damage.

The comet assay is an efficient way of detecting single- and double-strand breaks, including alkali-labile sites and DNA-DNA/DNA-protein cross-links on the DNA in all cells including hippocampal neurons. The method takes advantage of the differential migration of DNA in an electric field due to differences in amount of DNA damage.

Ensaio danos no DNA em neurônios do hipocampo Usando o Ensaio Cometa

A number of drugs target the DNA repair pathways and induce cell kill by creating DNA damage. Thus, processes to directly measure DNA damage have been ...

Calcium Phosphate Transfection of Primary Hippocampal Neurons

Calcium phosphate precipitation is a convenient and economical method for transfection of cultured cells. With optimization, it is possible to use this method on hard-to-transfect cells like primary neurons. Here we describe our detailed protocol for calcium phosphate transfection of hippocampal neurons cocultured with astroglial cells.

Fosfato de cálcio transfecção de primário neurônios do hipocampo

Calcium phosphate precipitation is a convenient and economical method for transfection of cultured cells. With optimization, it is possible to use this ...

Fluorescence and Bioluminescence Imaging of Subcellular Ca2+ in Aged Hippocampal Neurons

Susceptibility to neuron cell death associated to neurodegeneration and ischemia are exceedingly increased in the aged brain but mechanisms responsible are badly known. Excitotoxicity, a process believed to contribute to neuron damage induced by both insults, is mediated by activation of glutamate receptors that promotes Ca2+ influx and mitochondrial Ca2+ overload. A substantial change in intracellular Ca2+ homeostasis or remodeling of intracellular Ca2+ homeostasis may favor neuron damage in old neurons. For investigating Ca2+ remodeling in aging we have used live cell imaging in long-term cultures of rat hippocampal neurons that resemble in some aspects aged neurons in vivo. For this end, hippocampal cells are, in first place, freshly dispersed from new born rat hippocampi and plated on poli-D-lysine coated, glass coverslips. Then cultures are kept in controlled media for several days or several weeks for investigating young and old neurons, respectively. Second, cultured neurons are loaded with fura2 and subjected to measurements of cytosolic Ca2+ concentration using digital fluorescence ratio imaging. Third, cultured neurons are transfected with plasmids expressing a tandem of low-affinity aequorin and GFP targeted to mitochondria. After 24 hr, aequorin inside cells is reconstituted with coelenterazine and neurons are subjected to bioluminescence imaging for monitoring of mitochondrial Ca2+ concentration. This three-step procedure allows the monitoring of cytosolic and mitochondrial Ca2+ responses to relevant stimuli as for example the glutamate receptor agonist NMDA and compare whether these and other responses are influenced by aging. This procedure may yield new insights as to how aging influence cytosolic and mitochondrial Ca2+ responses to selected stimuli as well as the testing of selected drugs aimed at preventing neuron cell death in age-related diseases.

Fluorescence and Bioluminescence Imaging of Subcellular Ca2+ in Aged Hippocampal Neurons

Intracellular Ca2+ remodeling in aging may contribute to excitotoxicity and neuron damage, processes mediated by Ca2+ overload. We aimed at investigating Ca2+ remodeling in the aging brain using fluorescence and bioluminescence imaging of cytosolic and mitochondrial Ca2+ in long-term cultures of rat hippocampal neurons, a model of neuronal aging.

Fluorescência e imagem de bioluminescência subcelular Ca<sup&gt; 2+</sup&gt; Aged em neurônios do hipocampo

Susceptibility to neuron cell death associated to neurodegeneration and ischemia are exceedingly increased in the aged brain but mechanisms responsible ...

Stripe Assay to Study the Attractive or Repulsive Activity of a Protein Substrate Using Dissociated Hippocampal Neurons

Growing axons develop a highly motile structure at their tip, termed the growth cone. The growth cone contacts extracellular environmental cues to navigate axonal growth. Netrin, slit, semaphorin, and ephrins are known guidance molecules that can attract or repel axons upon binding to receptors and co-receptors on the axon. The activated receptors initiate various signaling molecules in the growth cone that alter the structure and movement of the neuron. Here, we describe the detailed protocol for a stripe assay to assess the ability of a guidance molecule to attract or repel neurons. In this method, dissociated hippocampal neurons from E15.5 mice are cultured on laminin-coated dishes processed with alternating stripes of ectodomain of fibronectin and leucine-rich transmembrane protein-2 (FLRT2) and control immunoglobulin G (IgG) fragment crystallizable region (Fc) protein. Both axons and cell bodies were strongly repelled from the FLRT2-coated stripe regions after 24 h of culture. Immunostaining with tau1 showed that ~90% of the neurons were distributed on the Fc-coated stripes compared to the FLRT2-Fc-coated stripes (~10%). This result indicates that FLRT2 has a strong repulsive effect on these neurons. This powerful method is applicable not only for primary cultured neurons but also for a variety of other cells, such as neuroblasts.

Axon guidance molecules regulate neuronal migration and targeted growth-cone navigation. We present a powerful method, the stripe assay, to assess the ability of guidance molecules to attract or repulse neurons. In this protocol, we demonstrate the stripe assay by showing FLRT2's ability to repel cultured hippocampal neurons.