Este trabalho foi financiado por subvenções dos Institutos Nacionais de Saúde (AR-49419, DD), Associação de Distrofia Muscular (DD), e treinamento NIH concessão T90DK70105 (CH).

1. Avaliação das propriedades contráteis e passiva da EDL vivo Muscle Ex As propriedades contráteis e passiva do músculo EDL são medidos ex vivo utilizando o Scientific Aurora in vitro sistema de teste muscular. Consulte a Tabela 1 para materiais e equipamentos. 1.1 Preparação Equipment <ol><li> Montar o banho de tecido de órgãos, assegurando o oxytube ao banho de tecidos da água da camisa. Anexar o banho montadas para o aparelho de montagem de músculo. Conecte a linha de gás para o oxytube. Fixar as linhas de circulação de água para o banho de tecido de jaqueta de água e colocar a válvula de agulha no interior do banho de drenagem. </li><li> Ligar o banho de água circulante e ajustar a temperatura a 30 ° C 7. Permitir 5 PSI (libras por polegada quadrada) de 95% de O 2 -5% CO 2 a fluir através do oxytube. Encha a banheira com tampão de Ringer. Equilibre a memória intermédia para, pelo menos,10 min, com um fluxo de gás constante, ajustando a válvula de oxytube. </li><li> Ligue os instrumentos (estimulador, de modo duplo sistema de alavanca, e interface de sinal). Carregue a dinâmica muscular controlo de software (DMC) de acordo com as instruções do fabricante. </li></ol> 1,2 dissecção músculo EDL Todos os estudos com animais devem ser aprovados pelo Animal Care Institucional e Comitê de uso. <ol><li> Anestesiar o rato com injeção intraperitoneal de 2,5 ul / g de peso corporal do coquetel anestésico (consulte a seção de materiais). Durante todo o procedimento cirúrgico, a profundidade de sedação foi verificada através da realização de um aperto do dedo do pé. Um suplemento de 10% da dose inicial do anestésico é administrado quando necessário para manter o animal sob anestesia. Raspar o membro posterior. Manter a temperatura interna do corpo a 37 ° C antes do procedimento de dissecção colocando o rato sobre uma almofada de aquecimento. A temperatura do corpo é monitorizada por medição da temperat constante rectalure utilizando uma sonda térmica. </li><li> Posicione o mouse sobre a supina bordo dissecção (Figura 1). Retire a pele da perna para expor os músculos dos membros posteriores. Fixar a perna no bloco Sylgard usando dois pinos costureira, uma em pé e outra no músculo gracilis. Coloque uma lâmpada de calor acima do corpo do rato para manter a temperatura corporal a 37 ° C. Constantemente superfuse todos os músculos expostos com tampão de Ringer. Drenar o excesso de tampão por meio de uma linha de vácuo. </li><li> Expor o tendão distal TA eo ligamento extensor sob estereomicroscópio dissecando a pele para o pé. Remova cuidadosamente a fáscia que cobre o músculo TA. Cortar o ligamento extensor para liberar o tendão distal TA. </li><li> Cortar o tendão distal TA e usá-lo para descolar do músculo TA. Remova cuidadosamente o músculo TA em seu anexo proximal. Coloque um pedaço fino de algodão embebido em tampão de Ringer ao lado do músculo EDL para absorver hemorragia causada pela ruptura da vasculatura do músculo TA. Utilizar a linha de vácuo para remover o excesso de tampão e sangue. </li><li> Atar um nó duplo quadrados seguido de um nó do laço usando uma sutura de seda de pão na junção tendão do músculo (MTJ) do músculo EDL distal (Figura 2). Fazer uma incisão na porção distal do músculo biceps femoris para expor o músculo EDL proximal. Repetir o mesmo conjunto de nós (Figura 2) na MTJ do tendão proximal EDL. Prenda o gancho do braço de alavanca para tanto o proximal ou os nós distais com um nó duplo quadrado usando a mesma linha de sutura. Cortar a linha de sutura restante. </li><li> Cortar o tendão proximal EDL superior ao nó de sutura proximal. Levantar-se o músculo EDL com o gancho e cortar a vasculatura por baixo do músculo. Cortar o tendão distal EDL inferior para o nó de sutura distal para remover o músculo EDL a partir do membro posterior. Cobrir o membro exposto posterior com um pedaço de algodão Ringer tampão encharcado. </li><li> Prenda o gancho ao braço de alavanca. Alinhar o músculo verticalmenteentre dois eletrodos. Fixe a linha de sutura distal ao posto fixo. Levante o banho de tecido para submergir o músculo em tampão de Ringer. Ajustar a tensão de repouso de 1,0 g utilizando o estágio de translação dupla grossa / fina e permitir que o músculo se equilibrar durante pelo menos 10 min. </li></ol> 1,3 medir as propriedades contráteis e passiva do músculo EDL Use a Tabela 2 para configurar os parâmetros no software DMC para cada uma das medidas a seguir. Analisar os dados usando a análise muscular dinâmica (DMA) de software. 1.3.1 A medição das propriedades contráteis do músculo EDL <ol><li> Estimular o músculo EDL três vezes a 150 Hz com 60 seg para além de estabilizar a musculatura 8. </li><li> Estimular o músculo EDL com diferentes tensões de repouso para determinar o comprimento óptimo (Lo). O comprimento ideal é o comprimento no qual o músculo desenvolve tensão contração máxima. Permitir que o músculorelaxar durante 2 minutos. </li><li> Ajuste a tensão de repouso para Lo. Medir a força muscular em contração estimulação única. Determinar a força de contracção absoluta (Pt), tempo para o pico de tensão (TPT) e tempo de semi-relaxamento (½ RT) do Pt. Permitir que o músculo para relaxar durante 2 minutos. </li><li> Ajuste a tensão de repouso para Lo. Medir a força muscular tetânica gerado em diferentes frequências de estimulação (50, 80, 100, 120, 150 e 200 Hz). Determine a força muscular absoluta tetânica máxima (Po), onde a força muscular atinge o máximo. Meça a TPT e ½ RT do Pó 9. </li><li> Permitir a relaxar o músculo durante 5 min. Ajuste a tensão de repouso para Lo. Aplicar 10 ciclos de contrações excêntricas com 2 min de repouso entre os ciclos. Calcular a perda de força relativa do Po após cada ciclo de contração excêntrica. </li><li> Separe o músculo EDL do aparelho e cortar os tendões no local da sutura. Determinar o peso do músculo molhado e calcular a área transversal muscular seccional (CSA)6,10. </li></ol> 1.3.2 A medição das propriedades passivas do músculo EDL <ol><li> Dissecar o músculo contralateral EDL e anexá-lo ao aparelho, como descrito na Seção 1.2, as etapas de 2 a 7. </li><li> Submeter o músculo EDL com um protocolo de seis passos de alongamento em que o músculo é esticado em 160% Lo com um incremento de 10% Lo. Analisar o perfil 6 tensão-deformação. </li><li> Avaliar a propriedade viscoso do músculo EDL através da medição da taxa de relaxação de tensão (SRR) nos seguintes intervalos de tempo após o alongamento e segurando o músculo em Lo de 10%: de pico-a-pico de 0,1 s de pós-(pp), de 0,1 a 0,2 s pp, de 0,2 a 0,5 s pp, de 0,5 a 1s pp e de 1 a 1,5 s pp </li><li> No final do estudo, a eutanásia por deslocamento cervical do rato e / ou a decapitação, enquanto o rato é ainda sob anestesia. Separe o músculo EDL do aparelho e cortar os tendões no local da sutura. Determinar o peso do músculo molhado e calcular o músculo cruz sectional área (CSA) 6, 10. </li></ol> 2. Avaliação das Propriedades contrátil do músculo TA in situ As propriedades contráteis do músculo TA são mensurados usando a Scientific Aurora no sistema músculo situ teste. Consulte a Tabela 1 para materiais e equipamentos. 2.1 Preparação de Equipamento <ol><li> Aquece-se a fase de termo-controlado dos animais a 37 ° C usando a água circulante banho. </li><li> Ligue os instrumentos (estimulador, de modo duplo sistema de alavanca, e interface de sinal). Carregue o software DMC de acordo com as instruções do fabricante. </li></ol> 2.2 Preparação do músculo TA na medição de força situ <ol><li> Anestesiar o rato, fazer a barba do membro posterior e expor o músculo TA, como descrito nos passos 1 a 3 na Seção 1.2. </li><li> Dê um nó duplo quadrado ao redor da patela ligamento using de uma sutura de seda de pão. Dê um nó duplo quadrado seguido por um nó do laço no MTJ do músculo TA distal (Figura 2), amarrar outro nó duplo quadrado deixando um laço ~ 10 mm a partir do nó distal TA tendão utilizando a mesma linha de sutura. Coloque o nó duplo segundo quadrado no lado do circuito. </li><li> Remova os pinos do membro posterior e posicionar o animal de bruços. Expor o músculo bíceps femoral. Faça uma incisão na linha média para revelar o nervo ciático. Dê um nó duplo quadrado ao redor da extremidade proximal do nervo ciático. Aparar um dos lados das linhas de sutura e cortar o nervo superior ao nó. Delicadamente, puxe o nervo ciático em direção ao joelho usando a linha de sutura e limpar o tecido conectivo a livre ~ 5 mm do seu comprimento. Não esticar o nervo durante este procedimento e constantemente superfuse o nervo com tampão de campainha. </li><li> Prepare o músculo TA contralateral como descrito nos passos 1 a 3. Cobrir um do membro posterior exposta com um pedaço de Ringer tampão de algodão embebido. Constantemente superfuse ambos os membros posteriores com pré-aquecido (37 ° C) de tampão de Ringer. Remover o excesso de tampão por meio de uma linha de vácuo. </li><li> Posicione o animal propenso na plataforma animal. Instale o suporte de fixação do joelho para a plataforma animal e proteger os joelhos para o pino de metal com o dobro nós quadrados usando as linhas de sutura do ligamento patelar. Pin os dois pés sobre o bloco Sylgard usando pinos costureira. Fixe a plataforma de animais no palco termo-controlada. Posicionar a lâmpada de aquecimento para manter a temperatura corporal central de animais, a 37 ° C. </li><li> Fixar o suporte de eléctrodo para a plataforma de animais e colocar o nervo ciático no eléctrodo utilizando a linha de sutura. Manter o eléctrodo de distância dos músculos dos membros posteriores. Cortar o tendão TA distal do membro posterior descoberta no local da sutura MTJ. Fixe a distal TA laço de sutura do tendão ao gancho do braço de alavanca. Cubra o músculo do membro exposto posterior com um algodão Ringer quente de tampão encharcado. </li></ol><ol><li> Use a Tabela 2 para definir os parâmetros no software DMC. Siga o mesmo protocolo descrito na Seção 1.3.1 para determinar as propriedades contráteis do músculo TA. Analisar os dados usando o software DMA. </li><li> Após a medição propriedade contrátil, retire a distal TA laço de sutura do tendão do gancho braço nivelador. Retire o músculo TA. Determinar o peso do músculo molhado e calcular o CSA 10. </li><li> Medir as propriedades contrácteis do músculo TA contralateral acordo com os passos 1-3 descritos acima. Eutanásia do rato de acordo com directrizes institucionais, no final do estudo. </li></ol>

<ol>
	<li>Huijing, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Muscle+as+a+collagen+fiber+reinforced+composite:+a+review+of+force+transmission+in+muscle+and+whole+limb.">Muscle as a collagen fiber reinforced composite: a review of force transmission in muscle and whole limb.</a> J. Biomech. 32, 329-345 (1999).</li><li>Moss, R. L., Halpern, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Elastic+and+viscous+properties+of+resting+frog+skeletal+muscle.">Elastic and viscous properties of resting frog skeletal muscle.</a> Biophys. J. 17, 213-228 (1977).</li><li>Hoffman, E. P., Brown, R. H., Kunkel, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dystrophin:+the+protein+product+of+the+Duchenne+muscular+dystrophy+locus.">Dystrophin: the protein product of the Duchenne muscular dystrophy locus.</a> Cell. 51, 919-928 (1987).</li><li>Petrof, B. J., Shrager, J. B., Stedman, H. H., Kelly, A. M., Sweeney, H. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dystrophin+protects+the+sarcolemma+from+stresses+developed+during+muscle+contraction.">Dystrophin protects the sarcolemma from stresses developed during muscle contraction.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 90, 3710-3714 (1993).</li><li>Pastoret, C., Sebille, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=mdx+mice+show+progressive+weakness+and+muscle+deterioration+with+age.">mdx mice show progressive weakness and muscle deterioration with age.</a> J. Neurol. Sci. 129, 97-105 (1995).</li><li>Hakim, C. H., Grange, R. W., Duan, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+passive+mechanical+properties+of+the+extensor+digitorum+longus+muscle+are+compromised+in+2-+to+20-mo-old+mdx+mice.">The passive mechanical properties of the extensor digitorum longus muscle are compromised in 2- to 20-mo-old mdx mice.</a> J. Appl. Physiol. 110, 1656-1663 (2011).</li><li>Segal, S. S., Faulkner, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temperature-dependent+physiological+stability+of+rat+skeletal+muscle+in+vitro.">Temperature-dependent physiological stability of rat skeletal muscle in vitro.</a> Am. J. Physiol. 248, 265-270 (1985).</li><li>Grange, R. W., Gainer, T. G., Marschner, K. M., Talmadge, R. J., Stull, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fast-twitch+skeletal+muscles+of+dystrophic+mouse+pups+are+resistant+to+injury+from+acute+mechanical+stress.">Fast-twitch skeletal muscles of dystrophic mouse pups are resistant to injury from acute mechanical stress.</a> Am. J. Physiol. Cell Physiol. 283, 1090-1101 (2002).</li><li>Hakim, C. H., Duan, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gender+differences+in+contractile+and+passive+properties+of+mdx+extensor+digitorum+longus+muscle.">Gender differences in contractile and passive properties of mdx extensor digitorum longus muscle.</a> Muscle Nerve. 45, 250-256 (2012).</li><li>Hakim, C. H., Li, D., Duan, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Monitoring+murine+skeletal+muscle+function+for+muscle+gene+therapy.">Monitoring murine skeletal muscle function for muscle gene therapy.</a> Methods Mol. Biol. 709, 75-89 (2011).</li></ol>

Não há conflitos de interesse declarados.

Neste protocolo, que ilustramos ensaios fisiológicos para medir as propriedades contráteis e passiva músculo EDL e as propriedades contráteis do músculo TA. Uma grande preocupação em estudos de fisiologia do músculo é a oxigenação do músculo alvo. Para grandes músculos (tais como o músculo TA), o na abordagem in situ é a preferida porque a difusão de oxigénio a partir de tampão de Ringer não pode atingir o centro do músculo em um ensaio in vitro. Na abordagem situ não perturbe suprimento de sangue normal e hipóxia associada efeitos artificiais são evitados. O músculo EDL é um dos músculos mais comumente utilizado no estudo da fisiologia. Oxigenação adequada do músculo inteiro pode ser conseguida em um sistema in vitro devido à pequena dimensão do músculo. Além disso, o sistema in vitro fornece um ambiente fechado para manipular a concentração de iões (Ca 2 +, Na + e K +) e chemicals (ATP e glicose), que são necessárias para a produção óptima força muscular. Isto oferece uma grande oportunidade para estudar o efeito dessas variáveis ​​na produção de força. Uma medição precisa das propriedades contrácteis e passiva do músculo do membro é crítica para estudar a função do músculo esquelético. Alterações características dessas propriedades são muitas vezes consideradas como as características de várias doenças musculares. As mudanças nestes parâmetros também são indicadores importantes para determinar se uma terapia experimental é eficaz ou não.

<table border="1"><tbody><tr><td> Material </td><td> Fabricante </td><td></td><td> Especificações e comentários </td></tr><tr><td> Tecido do órgão-banho </td><td> Radnoti LLC, CA, EUA </td><td></td><td> De jaqueta de água banho de tecido (Cat # 158351-LL), tubo de oxigênio dispersor (Cat # 160192), válvula Luer (Cat # 120722) </td></tr><tr><td> Circulando banho de água </td><td> Fisher Scientific, Waltham, MA, EUA </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Mistura de gases </td><td> Airgas Nacional, Charlotte, NC, EUA </td><td></td><td> 95% O 2 e 5% CO 2 </td></tr><tr><td> In vitro aparelho de ensaio da função muscular </td><td> Aurora Científica, Aurora, ON, Canadá </td><td></td><td> O sistema consiste de um estimulador (Modelo # 701A), um sistema de alavanca de modo duplo (Modelo # 300C ou 305C), uma interface de sinal (Modelo # 604B) e um teste aplhos (Modelo # 800A) para montar verticalmente banho de órgãos de tecidos </td></tr><tr><td> No ensaio in vitro de software da função muscular </td><td></td><td></td><td> Dinâmica muscular controle de software (DMC) e dinâmica muscular controle de análise de dados (DMA), software </td></tr><tr><td> Cocktail rato anestesia misturados em NaCl a 0,9% </td><td> Consulte as diretrizes institucionais </td><td></td><td> De cetamina (25 mg / ml), xilazina (2,5 mg / ml) e acepromazina (0,5 mg / ml). Durante todo o procedimento cirúrgico, um suplemento de 10% da dose inicial pode ser necessário para manter animais sob anestesia. </td></tr><tr><td> Sylgard </td><td> Instrumento de precisão mundo </td><td> Cat # SYLG184 </td><td></td></tr><tr><td> A custom-made bordo dissecção Plexiglas </td><td> Na casa projetada </td><td></td><td> Consulte a Figura 1 </td></tr><tr><td> Lâmpada de aquecimento </td><td> Tensor Companhia Luz,Boston, MA, EUA </td><td></td><td> 15 Watt lâmpada para manter o aquecimento do mouse durante a dissecção </td></tr><tr><td> Tampão de Ringer </td><td> Os produtos químicos são adquiridos de Fisher Scientific, Waltham, MA, EUA </td><td></td><td> Composição em mM: 1,2 NaH 2 PO 4 (Cat # S369), 1 MgSO4 (Cat # M63), 4,83 KCl (Cat # P217), 137 NaCl (Cat # 217), 24 NaHCO 3 (Cat # S233), 2 CaCl 2 (Cat # C79) e 10 de glucose (Cat # D16). Dissolver e misturar os produtos químicos individualmente na ordem listada acima. Armazenar a 4 ° C. </td></tr><tr><td> Microscópio de dissecação estéreo </td><td> Nikon, Melville, NY, EUA </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Instrumentos de dissecação </td><td> Belas Ferramentas ciência, Foster City, CA, EUA </td><td></td><td> Fórceps, tesoura grosseiros grosseiros, pinças finas (reto e ângulo de 45 °) </td></tr><tr><td> Trançado fio de seda # 4-0 </td><td> SofSilk USSC Suturas, Norwalk, CT, EUA </td><td> Cat # SP116 </td><td></td></tr><tr><td> A custom-made gancho de aço inoxidável </td><td> Peças pequenas, Inc. </td><td></td><td> 2&#39;&#39; de comprimento S / S 304V (0,18&#39;&#39; de diâmetro) para transdutor de força 305C ou 2,5&#39;&#39; de comprimento S / S 304V (0,012&#39;&#39; de diâmetro) para o transdutor 300C (Cat # ASTM A313) </td></tr><tr><td> No sistema de ensaio in situ da função muscular </td><td> Aurora Científica, Aurora, ON, Canadá </td><td></td><td> O sistema (809B, num aparelho de rato in situ) são constituídos de um estimulador (modelo # 701B), um sistema de alavanca de modo duplo (Modelo # 305C), uma interface de sinal (Modelo # 604A) e um aparelho de termo-platina controlada (Modelo # 809A ) </td></tr><tr><td> No ensaio in vitro de software da função muscular </td><td> Aurora Científica, Aurora, ON, Canadá </td><td></td><td> Dinâmica muscular controle de software (DMC) e dinâmica muscular controle de análise de dados (DMA), software </td></tr><tr><td> A custom-made TA plataforma de animais de ensaio </td><td> Na casa projetada </td><td></td><td> Consulte a Figura 2 </td></tr><tr><td> A custom-made gancho de aço inoxidável </td><td> Peças pequenas, Inc. </td><td> Cat # ASTM A313 </td><td> 0,5&#39;&#39; de comprimento S / S 304V (0,18&#39;&#39; de diâmetro) </td></tr><tr><td> Custom-made 25G eletrodos de platina </td><td> Chalgren Enterprises, Gilroy, CA </td><td></td><td> Solda dois 0,016&#39;&#39; grossos fios de platina para dois 24G fios elétricos </td></tr></tbody></table> Tabela 1. Materiais e equipamento.

evaluation of muscle function of the extensor digitorum longus muscle ex vivo and tibialis anterior muscle in situ in mice

Os movimentos do corpo são fornecidos principalmente por função mecânica do músculo esquelético. O músculo esquelético é composta de feixes de numerosos miofibras que são revestidos por tecidos conjuntivos intramusculares. Cada fibra muscular contém muitas miofibrilas que correm longitudinalmente ao longo do comprimento da fibra muscular. Miofibrilas são o aparato contrátil do músculo e que são compostos de unidades repetidas contrácteis conhecidos como sarcômeros. Uma unidade sarcômero contém filamentos de actina e miosina que estão espaçados pelos discos Z e proteína titina. A função mecânica do músculo esquelético é definido pelas propriedades contrácteis e passiva do músculo. As propriedades contrácteis são utilizadas para caracterizar a quantidade de força gerada durante a contracção do músculo, o tempo de geração de força e do tempo de relaxamento muscular. Qualquer fator que afeta a contração muscular (como a interação entre filamentos de actina e miosina, homeostase do cálcio, ATP / ADP relação, etc) influencia a prope contrátilrties. As propriedades passivas referem-se às propriedades elásticas e viscosas (rigidez e viscosidade) do músculo, na ausência de contracção. Estas propriedades são determinadas pela extracelular e os componentes estruturais intracelulares (tais como titina) e tecido conjuntivo (principalmente colagénio) 1-2. As propriedades contráteis e passiva são dois aspectos inseparáveis ​​da função muscular. Por exemplo, a flexão do cotovelo é conseguida pela contracção dos músculos do compartimento anterior do braço superior e estiramento passivo dos músculos no compartimento posterior da parte superior do braço. Para compreender verdadeiramente a função muscular, ambas as propriedades contráteis e passiva deve ser estudado. As propriedades contráteis e / ou passiva mecânicas do músculo são muitas vezes comprometida em doenças musculares. Um bom exemplo é distrofia muscular de Duchenne (DMD), um músculo desperdiçando grave doença causada por deficiência de distrofina 3. Distrofina é uma prote cytoskeletalna medida em que estabiliza a membrana celular do músculo (sarcolema) durante 4 contracção muscular. Na ausência de distrofina, o sarcolema é danificado pela força de corte geradas durante a transmissão da força. Esta membrana rasgando inicia uma reacção em cadeia que leva à morte da célula muscular e perda de maquinaria contráctil. Como consequência, a força muscular é reduzida e miofibras mortas são substituídos pelos tecidos fibróticos 5. Esta alteração posterior aumenta rigidez muscular 6. A medição precisa destas mudanças fornece guia importante para avaliar a progressão da doença e para determinar a eficácia terapêutica do novo gene / célula / intervenções farmacológicas. Aqui, apresentamos dois métodos para avaliar as propriedades contráteis e passiva mecânicas do extensor longo dos dedos (EDL) muscular e as propriedades contráteis do músculo tibial anterior (TA).

Os resultados seguintes são uma representação dos seus relatórios anteriores 6,9. Os dados são apresentados como média ± erro padrão da média. A Tabela 3 mostra as propriedades morfométricas do músculo EDL em BL10 normais e deficientes em distrofina (mdx) ratos em 4 a 6 meses de idade. Figura 4 mostra representativos propriedades contrácteis e passiva do músculo EDL de BL10 e mdx ratos. As propriedades contrácteis do músculo EDL são descritos pelos termos seguintes, incluindo o (força absoluta dividida pela CSA) específico força twitch (Figura 4A), a força tetânica específica máxima (Figura 4B), TPT e ½ RT da força máxima absoluta tetânica (Figura 4C e D). O TPT e ½ RT também pode ser calcular a força de contração absoluta. O perfil de tensão-deformação (Figura 4E) e SRR (Figura 4F) umre utilizado para descrever as propriedades passivas do músculo EDL. Ausência de distrofina tem um impacto significativo sobre as propriedades contráteis e passiva do músculo EDL 6,9. Twitch específico e as forças tetânica são reduzidos significativamente no músculo EDL mdx. O TPT é significativamente mais rápido, enquanto o ½ RT é significativamente mais lenta no músculo EDL mdx. O perfil de tensão-deformação sugere que a rigidez é aumentada significativamente no músculo EDL mdx. O mdx músculo EDL também produz uma força de resistência significativamente muito maior (stress passiva) antes de chegar ao pico de tensão, enquanto as tensões pós-pico declinar muito mais rápido. Além disso, o SRR foi significativamente mais elevada no músculo EDL mdx em comparação com a do músculo EDL BL10. A análise estatística Significância estatística entre os dois grupos é analisada pelo teste t de Student. Para ssignificado tatistical entre vários grupos, de uma forma ou de duas vias análise de variância, seguido de análise post hoc Bonferroni é recomendada a utilização do software SAS (SAS Institute Inc., Cary, NC). Diferença é considerado significativo quando p &lt;0,05. Tabela 1. Materiais e equipamento. <table border="1"><tbody><tr><td class="jove_content_small"> Experiência </td><td class="jove_content_small"> A tensão de repouso (grama) </td><td class="jove_content_small"> Pulso de freqüência (Hz) </td><td class="jove_content_small"> Largura de pulso (ms) </td><td class="jove_content_small"> Duração da estimulação (ms) </td><td class="jove_content_small"> Comprimento trecho </td><td class="jove_content_small"> Estiramento duração (ms) </td><td class="jove_content_small"> Taxa de alongamento </td><td class="jove_content_small"> Comentários </td></tr><tr><td colspan="9"> 1. A avaliação das propriedades contráteis e passiva do músculo EDL vivo ex </td></tr><tr><td colspan="9"> 1.3.1 A medição das propriedades contráteis do músculo EDL </td></tr><tr><td> 1. Aqueça-se </td><td> 1,0 </td><td> 150 </td><td> 0,2 </td><td> 300 </td><td></td><td></td><td></td><td> Descansar o músculo por 60 segundos entre cada estímulo. Essas contrações tetânicas preliminares estabilizar o músculo para medições posteriores. </td></tr><tr><td> 2. Comprimento muscular ótimo (Lo) </td><td> 0,5, 1,0, 1,5 e 2,0 </td><td> 1 </td><td> 0,2 </td><td> 300 </td><td></td><td></td><td></td><td> Permitir que o músculo a relaxar por 30 segundos entre cada estímulo. Meça o comprimento muscular ótimo utilizando um paquímetro digital. </td></tr><tr><td> 3. Twi únicotch vigor (Pt) </td><td> Ajuste a tensão de repouso para Lo </td><td> 1 </td><td> 0,2 </td><td> 300 </td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> 4. Força muscular tetânica </td><td> Ajuste a tensão de repouso para Lo </td><td> 50, 80, 100, 120, 150 e 200 </td><td> 0,2 </td><td> 300 </td><td></td><td></td><td></td><td> Permitir que o músculo a relaxar por 1 min entre cada estímulo. Determinar a freqüência que geram a máxima absoluta força tetânica (Po). </td></tr><tr><td> 5. Contração excêntrica </td><td> Ajuste a tensão de repouso para Lo </td><td> Use a freqüência que gera a força tetânica máxima (Po) </td><td> 0,2 </td><td> 700 </td><td> Lo 10% </td><td> últimos 200 ms da duração estimulação </td><td> 0,5 Lo / seg </td><td> Repita a contração excêntrica por 10 ciclos com 2 min de repouso entre os ciclos. </td></tr><tr><td> 6. CSA do músculo EDL </td&gt; <td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td> CSA = (massa muscular (g) / [1,06 g / cm 3 x (Lo x 0,44)]. 1,06 g / cm 3 de densidade é o músculo e 0,44 é o comprimento da fibra muscular EDL em Lo ratio. </td></tr><tr><td colspan="9"> 1.3.2 A medição das propriedades passivas do músculo EDL </td></tr><tr><td> 1. Seis passo protocolo de alongamento </td><td> Ajuste a tensão de repouso para Lo </td><td></td><td></td><td></td><td> Lo 10% </td><td></td><td> 2 cm / seg </td><td> Repita o protocolo de alongamento com um incremento de 10% até 160 Lo Lo% é atingido. Alow 1,5 segundos entre os ciclos de alongamento. </td></tr><tr><td> 2. SRR </td><td> Ajuste a tensão de repouso para Lo </td><td></td><td></td><td></td><td> Lo 10% </td><td></td><td> 2 cm / seg </td><td> SSR é calculado dividindo-se a diferença de o stress com o time decorrido entre dois momentos em um espaço de tempo. </td></tr><tr><td colspan="9"> 2,3 medição das propriedades contráteis do músculo TA </td></tr><tr><td> 1. Aqueça-se </td><td> 4,0 </td><td> 150 </td><td> 0,2 </td><td> 300 </td><td></td><td></td><td></td><td> Descansar o músculo por 60 segundos entre cada estímulo. </td></tr><tr><td> 2. Comprimento muscular ótimo (Lo) </td><td> 3.0, 4.0, 5.0, 6.0 e 7.0 </td><td> 1 </td><td> 0,2 </td><td> 300 </td><td></td><td></td><td></td><td> Permitir que o músculo a relaxar por 30 segundos entre cada estímulo. Meça o comprimento muscular ótimo utilizando um paquímetro digital. </td></tr><tr><td> 3. CSA do músculo TA </td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td> CSA = (massa muscular (g) / [1,06 g / cm 3 x (Lo x 0,6)]. 0,6 é o comprimento da fibra muscular TA para Lo ratio. </td></tr></tbody></table> Tabela 2. Parâmetros para a avaliação das propriedades mecânicas dos músculos EDL e TA. <table border="1"><tbody><tr><td> Tensão </td><td> Idade (meses) </td><td> Peso corporal (g) </td><td> EDL peso (mg) </td><td> EDL Lo (mm) </td><td> EDL CSA (mm 2) </td></tr><tr><td> BL10 </td><td> 6 </td><td> 32,03 ± 0,57 </td><td> 13,90 ± 0,77 </td><td> 14,09 ± 0,04 </td><td> 2,12 ± 0,12 </td></tr><tr><td> mdx </td><td> 6 </td><td> 35,44 ± 0,42 * </td><td> 16,73 ± 0,42 * </td><td> 13,93 ± 0,05 * </td><td> 2,57 ± 0,07 * </td></tr></tbody></table> Tabela 3. Propriedades morfométricas do músculo EDL. *, O valor em mdratinhos x é significativamente diferente do da mesma idade BL10 ratos. <img src="/files/ftp_upload/50183/50183fig1.jpg" alt="Figura 1" fo:src="/files/ftp_upload/50183/50183fig1highres.jpg" fo:content-width="5.5in"/> Figura 1. Um diagrama esquemático da placa de dissecção custom-made mouse. Dissecção A placa é feita de um acrílico ½ polegada de espessura e foi fabricado na loja institucional. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50183/50183fig1large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver maior figura</a> . <img src="/files/ftp_upload/50183/50183fig2.jpg" alt="Figura 2" fo:src="/files/ftp_upload/50183/50183fig2highres.jpg" fo:content-width="4in"/> /&gt; Figura 2. Uma série de imagens digitais que mostram os passos de atar um nó duplo quadrada seguido por um nó laço na MTJ. Asterisk, oMúsculo EDL; Arrow, do tendão distai do músculo EDL. <img src="/files/ftp_upload/50183/50183fig3.jpg" alt="Figura 3" fo:src="/files/ftp_upload/50183/50183fig3highres.jpg" fo:content-width="6in"/> /&gt; Figura 3. Um diagrama esquemático da plataforma feito por medida para ensaio in situ da função muscular TA. A plataforma animais plexiglass e do titular do joelho de aço inoxidável foram concebidos para a montagem sobre o aparelho 809B de rato in situ. *, Haste de aço inoxidável (Cat # MPR-2.0 , Siskiyou, Grants Pass, OR); #, porta-eletrodo Universal (Cat # MXB, Siskiyou, Grants Pass, OR) §, haste de fixação do eletrodo (Cat # MPR-3.0, Siskiyou, Grants Pass, OR); ** Sylgard bloco. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50183/50183fig3large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver maior figura</a> . <p class="jove_content" fo:keep-together.within-page = &quot;always&quot;&gt; <img src="/files/ftp_upload/50183/50183fig4.jpg" alt="Figura 4" fo:src="/files/ftp_upload/50183/50183fig4highres.jpg" fo:content-width="4in"/> /&gt; Figura 4. Os resultados representativos para as propriedades contráteis e passiva do músculo EDL. Contráteis do músculo EDL caracterizam-se por a força de contração específica (A), a força tetânica específica (B), o tempo para o pico de tensão (C) e o tempo de relaxação da metade (D). As propriedades passivas do músculo EDL são avaliados pelo perfil de tensão de esforço (E) e o SSR. *, Camundongos mdx são significativamente diferentes de mesma idade BL10 ratos.

Watch this Scientific Journal Video about Evaluation of Muscle Function of the Extensor Digitorum Longus Muscle Ex vivo and Tibialis Anterior Muscle In situ in Mice at JoVE.com

Evaluation of Muscle Function of the Extensor Digitorum Longus Muscle Ex vivo and Tibialis Anterior Muscle In situ in Mice

Mudanças nos membros musculares contráteis e passiva propriedades mecânicas são biomarcadores importantes para doenças musculares. Este manuscrito descreve ensaios fisiológicos para medir estas propriedades no longus murino extensores dos dedos e tibial anterior.

Avaliação da função muscular do músculo extensor longo dos dedos<em&gt; Ex vivo</em&gt; E músculo tibial anterior<em&gt; Em situ</em&gt; Em Ratos

Body  movements are mainly provided by mechanical function of skeletal muscle. Skeletal  muscle is composed of numerous bundles of myofibers that are ...

evaluation-muscle-function-extensor-digitorum-longus-muscle-ex-vivo

Research

JoVE Journal

Biology

Evaluation of Muscle Function of the Extensor Digitorum Longus Muscle Ex vivo and Tibialis Anterior Muscle In situ in Mice

42.1K visualizações.  University of Missouri. Mudanças nos membros musculares contráteis e passiva propriedades mecânicas são biomarcadores importantes para doenças musculares. Este manuscrito descreve ensaios fisiológicos para medir estas propriedades no longus murino extensores dos dedos e tibial anterior.

Vídeo: Evaluation of Muscle Function of the Extensor Digitorum Longus Muscle Ex vivo and Tibialis Anterior Muscle In situ in Mice

Myo-mechanical Analysis of Isolated Skeletal Muscle

To assess the in vivo effects of therapeutic interventions for the treatment of muscle disease 1,2,3, quantitative methods are needed that measure force generation and fatigability in treated muscle. We describe a detailed approach to evaluating myo-mechanical properties in freshly explanted hindlimb muscle from the mouse. We describe the atraumatic harvest of mouse extensor digitorum longus muscle, mounting the muscle in a muscle strip myograph (Model 820MS; Danish Myo Technology), and the measurement of maximal twitch and tetanic tension, contraction time, and half-relaxation time, using a square pulse stimulator (Model S48; Grass Technologies). Using these measurements, we demonstrate the calculation of specific twitch and tetanic tension normalized to muscle cross-sectional area, the twitch-to-tetanic tension ratio, the force-frequency relationship curve and the low frequency fatigue curve 4. This analysis provides a method for quantitative comparison between therapeutic interventions in mouse models of muscle disease 1,2,3,5, as well as comparison of the effects of genetic modification on muscle function 6,7,8,9.

To assess the in vivo effects of therapeutic interventions for muscle disease, methods are needed to quantitate force generation and fatigability in treated muscle. We detail an approach to evaluating myo-mechanical properties in explanted mouse hindlimb muscle. This analysis provides a robust approach to quantitating the effects of genetic modification on muscle function, as well as comparison of therapies in mouse models of muscle disease.

Myo-mecânico Análise do músculo esquelético isolado

To assess the in vivo effects of therapeutic interventions for the treatment of muscle disease 1,2,3, quantitative methods are needed that measure force ...

Medicina

Applications of In Vivo Functional Testing of the Rat Tibialis Anterior for Evaluating Tissue Engineered Skeletal Muscle Repair

Despite the regenerative capacity of skeletal muscle, permanent functional and/or cosmetic deficits (e.g., volumetric muscle loss (VML) resulting from traumatic injury, disease and various congenital, genetic and acquired conditions are quite common. Tissue engineering and regenerative medicine technologies have enormous potential to provide a therapeutic solution. However, utilization of biologically relevant animal models in combination with longitudinal assessments of pertinent functional measures are critical to the development of improved regenerative therapeutics for treatment of VML-like injuries. In that regard, a commercial muscle lever system can be used to measure length, tension, force and velocity parameters in skeletal muscle. We used this system, in conjunction with a high power, bi-phase stimulator, to measure in vivo force production in response to activation of the anterior crural compartment of the rat hindlimb. We have previously used this equipment to assess the functional impact of VML injury on the tibialis anterior (TA) muscle, as well as the extent of functional recovery following treatment of the injured TA muscle with our tissue engineered muscle repair (TEMR) technology. For such studies, the left foot of an anaesthetized rat is securely anchored to a footplate linked to a servomotor, and the common peroneal nerve is stimulated by two percutaneous needle electrodes to elicit muscle contraction and dorsiflexion of the foot. The peroneal nerve stimulation-induced muscle contraction is measured over a range of stimulation frequencies (1-200 Hz), to ensure an eventual plateau in force production that allows for an accurate determination of peak tetanic force. In addition to evaluation of the extent of VML injury as well as the degree of functional recovery following treatment, this methodology can be easily applied to study diverse aspects of muscle physiology and pathophysiology. Such an approach should assist with the more rational development of improved therapeutics for muscle repair and regeneration.

Applications of In Vivo Functional Testing of the Rat Tibialis Anterior for Evaluating Tissue Engineered Skeletal Muscle Repair

We describe an in vivo protocol to measure dorsiflexion of the foot following stimulation of the peroneal nerve and contraction of the anterior crural compartment of the rat hindlimb. Such measurements are an indispensable translational tool for evaluating skeletal muscle pathology and tissue engineering approaches to muscle repair and regeneration.

aplicações de<em&gt; In Vivo</em&gt; Teste Funcional do Rato tibial anterior para a Avaliação da engenharia de tecidos Repair Músculo Esquelético

Despite the regenerative capacity of skeletal muscle, permanent functional and/or cosmetic deficits (e.g., volumetric muscle loss (VML) resulting from ...

Bioengenharia

An In Vitro Adult Mouse Muscle-nerve Preparation for Studying the Firing Properties of Muscle Afferents

Muscle sensory neurons innervating muscle spindles and Golgi tendon organs encode length and force changes essential to proprioception. Additional afferent fibers monitor other characteristics of the muscle environment, including metabolite buildup, temperature, and nociceptive stimuli. Overall, abnormal activation of sensory neurons can lead to movement disorders or chronic pain syndromes. We describe the isolation of the extensor digitorum longus (EDL) muscle and nerve for in vitro study of stretch-evoked afferent responses in the adult mouse. Sensory activity is recorded from the nerve with a suction electrode and individual afferents can be analyzed using spike sorting software. In vitro preparations allow for well controlled studies on sensory afferents without the potential confounds of anesthesia or altered muscle perfusion. Here we describe a protocol to identify and test the response of muscle spindle afferents to stretch. Importantly, this preparation also supports the study of other subtypes of muscle afferents, response properties following drug application and the incorporation of powerful genetic approaches and disease models in mice.

An In Vitro Adult Mouse Muscle-nerve Preparation for Studying the Firing Properties of Muscle Afferents

Muscle sensory neurons are involved in proprioceptor signaling and also report on metabolic state and injury related events. We describe an adult mouse in vitro muscle-nerve preparation for studies on stretch-activated muscle afferents.

Um<em&gt; In Vitro</emPreparação Muscle-nervo&gt; Adulto mouse para estudar as propriedades de queima de músculos aferentes

Muscle sensory neurons innervating muscle spindles and Golgi tendon organs encode length and force changes essential to proprioception. Additional ...

Neurociência

Semi-automated Analysis of Mouse Skeletal Muscle Morphology and Fiber-type Composition

For years, distinctions between skeletal muscle fiber types were best visualized by myosin-ATPase staining. More recently, immunohistochemical staining of myosin heavy chain (MyHC) isoforms has emerged as a finer discriminator of fiber-type. Type I, type IIA, type IIX and type IIB fibers can now be identified with precision based on their MyHC profile; however, manual analysis of these data can be slow and down-right tedious. In this regard, rapid, accurate assessment of fiber-type composition and morphology is a very desirable tool. Here, we present a protocol for state-of-the-art immunohistochemical staining of MyHCs in frozen sections obtained from mouse hindlimb muscle in concert with a novel semi-automated algorithm that accelerates analysis of fiber-type and fiber morphology. As expected, the soleus muscle displayed staining for type I and type IIA fibers, but not for type IIX or type IIB fibers. On the other hand, the tibialis anterior muscle was composed predominantly of type IIX and type IIB fibers, a small fraction of type IIA fibers and little or no type I fibers. Several image transformations were used to generate probability maps for the purpose of measuring different aspects of fiber morphology (i.e., cross-sectional area (CSA), maximal and minimal Feret diameter). The values obtained for these parameters were then compared with manually-obtained values. No significant differences were observed between either mode of analysis with regards to CSA, maximal or minimal Feret diameter (all p &#62; 0.05), indicating the accuracy of our method. Thus, our immunostaining analysis protocol may be applied to the investigation of effects on muscle composition in many models of aging and myopathy.

Immunohistochemical staining of myosin heavy chain isoforms has emerged as the state-of-the-art discriminator of skeletal muscle fiber-type (i.e., type I, type IIA, type IIX, type IIB). Here, we present a staining protocol along with a novel semi-automated algorithm that facilitates rapid assessment of fiber-type and fiber morphology.

Semi automatizados de análise da morfologia do músculo esquelético de rato e composição de fibra-tipo

For years, distinctions between skeletal muscle fiber types were best visualized by myosin-ATPase staining. More recently, immunohistochemical staining of ...

Ex Vivo Assessment of Contractility, Fatigability and Alternans in Isolated Skeletal Muscles

Described here is a method to measure contractility of isolated skeletal muscles. Parameters such as muscle force, muscle power, contractile kinetics, fatigability, and recovery after fatigue can be obtained to assess specific aspects of the excitation-contraction coupling (ECC) process such as excitability, contractile machinery and Ca2+ handling ability. This method removes the nerve and blood supply and focuses on the isolated skeletal muscle itself. We routinely use this method to identify genetic components that alter the contractile property of skeletal muscle though modulating Ca2+ signaling pathways. Here, we describe a newly identified skeletal muscle phenotype, i.e., mechanic alternans, as an example of the various and rich information that can be obtained using the in vitro muscle contractility assay. Combination of this assay with single cell assays, genetic approaches and biochemistry assays can provide important insights into the mechanisms of ECC in skeletal muscle.

Ex Vivo Assessment of Contractility, Fatigability and Alternans in Isolated Skeletal Muscles

We describe a method to directly measure muscle force, muscle power, contractile kinetics and fatigability of isolated skeletal muscles in an in vitro system using field stimulation. Valuable information on Ca2+ handling properties and contractile machinery of the muscle can be obtained using different stimulating protocols.

Avaliação ex vivo de Fatigabilidade Contratilidade e Alternans em músculos esqueléticos isolados

 
Described here is a method to measure contractility of isolated skeletal muscles. Parameters such as muscle force, muscle power, contractile kinetics, ...

Biologia

Isometric and Eccentric Force Generation Assessment of Skeletal Muscles Isolated from Murine Models of Muscular Dystrophies

Critical to the evaluation of potential therapeutics for muscular disease are sensitive and reproducible physiological assessments of muscle function. Because many pre-clinical trials rely on mouse models for these diseases, isolated muscle function has become one of the standards for Go/NoGo decisions in moving drug candidates forward into patients. We will demonstrate the preparation of the extensor digitorum longus (EDL) and diaphragm muscles for functional testing, which are the predominant muscles utilized for these studies. The EDL muscle geometry is ideal for isolated muscle preparations, with two easily accessible tendons, and a small size that can be supported by superfusion in a bath. The diaphragm exhibits profound progressive pathology in dystrophic animals, and can serve as a platform for evaluating many potential therapies countering fibrosis, and promoting myofiber stability. Protocols for routine testing, including isometric and eccentric contractions, will be shown. Isometric force provides assessment of strength, and eccentric contractions help to evaluate sarcolemma stability, which is disrupted in many types of muscular dystrophies. Comparisons of the expected results between muscles from wildtype and dystrophic muscles will also be provided. These measures can complement morphological and biochemical measurements of tissue homeostasis, as well as whole animal assessments of muscle function.

Muscle function measurements contribute to the evaluation of potential therapeutics for muscle pathology, as well as to the determination of mechanisms underlying physiology of this tissue. We will demonstrate the preparation of the extensor digitorum longus and diaphragm muscles for functional testing. Protocols for isometric and eccentric contractions will be shown, as well as differences in results between dystrophic muscles, representing a pathological state, and wildtype muscles.

Avaliação Geração isométrica e excêntrica Força dos músculos esqueléticos Isolado de modelos murinos de Distrofias Musculares

Critical to the evaluation of potential  therapeutics for muscular disease are sensitive and reproducible physiological  assessments of muscle function. ...

Non-invasive Assessment of Dorsiflexor Muscle Function in Mice

Assessment of skeletal muscle contractile function is an important measurement for both clinical and research purposes. Numerous conditions can negatively affect skeletal muscle. This can result in a loss of muscle mass (atrophy) and/or loss of muscle quality (reduced force per unit of muscle mass), both of which are prevalent in chronic disease, muscle-specific disease, immobilization, and aging (sarcopenia). Skeletal muscle function in animals can be evaluated by a range of different tests. All tests have limitations related to the physiological testing environment, and the selection of a specific test often depends on the nature of the experiments. Here, we describe an in vivo, non-invasive technique involving a helpful and easy assessment of force frequency-curve (FFC) in mice that can be performed on the same animal over time. This permits monitoring of disease progression and/or efficacy&#160;of a potential therapeutic treatment.

Measurement of rodent skeletal muscle contractile function is a useful tool that can be used to track disease progression as well as efficacy of therapeutic intervention. We describe here the non-invasive, in vivo assessment of the dorsiflexor muscles that can be repeated over time in the same mouse.

Avaliação não-invasiva da função de músculos levantadores em ratos

Assessment of skeletal muscle contractile function is an important measurement for both clinical and research purposes. Numerous conditions can negatively ...

Dosage-Adjusted Resistance Training in Mice with a Reduced Risk of Muscle Damage

Progressive resistance training (PRT), which involves performing muscle contractions against progressively greater external loads, can increase muscle mass and strength in healthy individuals and in patient populations. There is a need for precision rehabilitation tools to test the safety and effectiveness of PRT to maintain and/or restore muscle mass and strength in preclinical studies on small and large animal models. The PRT methodology and device described in this article can be used to perform dosage-adjusted resistance training (DART). The DART device can be used as a standalone dynamometer to objectively assess the concentric contractile torque generated by the ankle dorsiflexors in mice or can be added to a pre-existing isokinetic dynamometry system. The DART device can be fabricated with a standard 3D printer based on the instructions and open-source 3D print files provided in this work. The article also describes the workflow for a study to compare contraction-induced muscle damage caused by a single bout of DART to muscle damage caused by a comparable bout of isometric contractions (ISOM) in a mouse model of limb-girdle muscular dystrophy type 2B/R2 (BLAJ mice). The data from eight BLAJ mice (four animals for each condition) suggest that less than 10% of the tibialis anterior (TA) muscle was damaged from a single bout of DART or ISOM, with DART being less damaging than ISOM.

The present protocol describes a unique technique called dosage-adjusted resistance training (DART), which can be incorporated into precision rehabilitation studies performed in small animals, such as mice.

Treinamento de resistência ajustado pela dosagem em camundongos com um risco reduzido de dano muscular

Progressive resistance training (PRT), which involves performing muscle contractions against progressively greater external loads, can increase muscle ...

Measurement of Insulin- and Contraction-Stimulated Glucose Uptake in Isolated and Incubated Mature Skeletal Muscle from Mice

Skeletal muscle is an insulin-responsive tissue and typically takes up most of the glucose that enters the blood after a meal. Moreover, it has been reported that skeletal muscle may increase the extraction of glucose from the blood by up to 50-fold during exercise compared to resting conditions. The increase in muscle glucose uptake during exercise and insulin stimulation is dependent on the translocation of glucose transporter 4 (GLUT4) from intracellular compartments to the muscle cell surface membrane, as well as phosphorylation of glucose to glucose-6-phosphate by hexokinase II. Isolation and incubation of mouse muscles such as m. soleus and m. extensor digitorum longus (EDL) is an appropriate ex vivo model to study the effects of insulin and electrically-induced contraction (a model for exercise) on glucose uptake in mature skeletal muscle. Thus, the ex vivo model permits evaluation of muscle insulin sensitivity and makes it possible to match muscle force production during contraction ensuring uniform recruitment of muscle fibers during measurements of muscle glucose uptake. Moreover, the described model is suitable for pharmacological compound testing that may have an impact on muscle insulin sensitivity or may be of help when trying to delineate the regulatory complexity of skeletal muscle glucose uptake.
Here we describe and provide a detailed protocol on how to measure insulin- and contraction-stimulated glucose uptake in isolated and incubated soleus and EDL muscle preparations from mice using radiolabeled [3H]2-deoxy-D-glucose and [14C]mannitol as an extracellular marker. This allows accurate assessment of glucose uptake in mature skeletal muscle in the absence of confounding factors that may interfere in the intact animal model. In addition, we provide information on metabolic viability of incubated mouse skeletal muscle suggesting that the method&#160;applied possesses some caveats under certain conditions when studying muscle energy metabolism.

Intact regulation of muscle glucose uptake is important for maintaining whole body glucose homeostasis. This protocol presents assessment of insulin- and contraction-stimulated glucose uptake in isolated and incubated mature skeletal muscle when delineating the impact of various physiological interventions on whole body glucose metabolism.

Medição da absorção de glicose estimulada por insulina e contração em músculo esquelético maduro isolado e incubado de camundongos

Skeletal muscle is an insulin-responsive tissue and typically takes up most of the glucose that enters the blood after a meal. Moreover, it has been ...

In vivo Measurement of Knee Extensor Muscle Function in Mice

Skeletal muscle plasticity in response to countless conditions and stimuli mediates concurrent functional adaptation, both negative and positive. In the clinic and the research laboratory, maximal muscular strength is widely measured longitudinally in humans, with knee extensor musculature the most reported functional outcome. Pathology of the knee extensor muscle complex is well documented in aging, orthopedic injury, disease, and disuse; knee extensor strength is closely related to functional capacity and injury risk, underscoring the importance of reliable measurement of knee extensor strength. Repeatable, in vivo assessment of knee extensor strength in pre-clinical rodent studies offers valuable functional endpoints for studies exploring osteoarthritis or knee injury. We report an in vivo and non-invasive protocol to repeatedly measure isometric peak tetanic torque of the knee extensors in mice across time. We demonstrate consistency using this novel method to measure knee extensor strength with repeated assessment in multiple mice producing similar results.

Quantification of knee extensor maximal strength is imperative to understand functional adaptations to aging, disease, injury, and rehabilitation. We present a novel method to repeatedly measure in vivo knee extension isometric peak tetanic torque.

Medição in vivo da função muscular extensor do joelho em camundongos

Skeletal muscle plasticity in response to countless conditions and stimuli mediates concurrent functional adaptation, both negative and positive. In the ...

Avaliação da função muscular do músculo extensor longo dos dedos

Resumo

Explore mais vídeos

Capítulos neste vídeo