O trabalho de investigação realizado em laboratório foi apoiada por doações da Fundação de Pesquisa - Flandres (FWO; números concessão G.0545.08 e G.0298.11), o Programa Interuniversitário poloneses Atração (Ciência Política belga; número de concessão P6/28 e P7/13) e está inserida em uma comunidade de investigação FWO apoiado. CDH é uma bolsa de pós-doutorado da Fundação de Pesquisa - Flandres (FWO). Os autores são muito gratos a todos os membros atuais e antigos do Laboratory of Molecular and Cellular Signaling (KU Leuven), Dr. SP Srinivas (Indiana Escola de Optometria University, EUA), o laboratório de Dr. Leybaert (Universidade de Ghent) e de Dr. Vinken (VUB), que proporcionou discussões úteis, procedimentos otimizados ou estavam envolvidos no desenvolvimento de ferramentas para o estudo de hemichannels conexina.

1. Isolamento de células endoteliais da córnea Antes de começar: Isole as células dos olhos frescos, obtidos a partir de um matadouro local, logo que possível após a enucleação dos olhos. Certifique-se de que foi submetida à enucleação de uma vaca máximas de 18 meses de idade, cinco minutos após o abate e preservados em solução salina equilibrada de Earle - solução de iodo a 1% a 4 ° C durante o transporte para o laboratório. <ol><li> Pegue o olho de Solução Salina Balanceada do Earle - solução de iodo 1% e colocá-lo em uma placa de Petri (100 x 20 mm). </li><li> Esteriliza-se o olho com uma solução contendo etanol a 70% e lavagem com solução salina equilibrada de Earle contendo 1% de iodo. </li><li> A partir deste passo, trabalhar em uma capa estéril. Dissecar cuidadosamente a córnea do olho e coloca-se numa placa de Petri (35 x 10 mm), contendo solução salina equilibrada de Earle, com a camada de células epiteliais voltada para cima. Remova cuidadosamente qualquer sti tecido da íris remanescentell fixada na córnea, se necessário. </li><li> Transferir a córnea para a Solução Salina Equilibrada de Earle contendo um outro prato de Petri com a camada de células endoteliais para cima e lavar duas vezes com Solução Salina Balanceada de Earle. </li><li> Transferir a córnea, com a camada endotelial voltada para cima para uma ampulheta, o qual é um prato em forma de taça, e cobri-lo com um meio de crescimento. O meio de crescimento constituído por Meio de Eagle Modificado por Dulbecco contendo glucose 25 mM, 10% de soro fetal bovino, 6,6% de L-glutamina, 2,5 ug / ml de anfotericina-B e 1% de mistura de antibiótico-antimicótico contendo 10.000 unidades / ml de penicilina, 10.000 ug / ml de estreptomicina, e 25 ug / ml de anfotericina B. </li><li> Remover o meio com uma pipeta de aspiração. </li><li> Aplicar 300 ul de uma solução de tripsina (0,5 g / L) para a camada endotelial da córnea (todos os passos que incluem a tripsina são feitas usando a mesma concentração). </li><li> Coloque a ampulheta contendo a córnea em uma placa de Petri coberta e colocá-lo no incubator durante 30 min a 37 ° C e 5% de CO 2. </li><li> Raspe as células endoteliais da córnea de distância com um incêndio polido gancho em forma de pipeta de Pasteur de vidro numa câmara estéril. </li><li> Chupam a solução contendo as células endoteliais e adicioná-lo para frascos de cultura (25 cm 2), contendo 4 ml de meio de cultura. </li><li> Aplicar 300 l de meio de crescimento para a córnea e repetir o desbaste, e adicionar a solução contendo as células endoteliais para o balão de cultura. </li><li> Repetir esta etapa final (1,11) mais uma vez. </li><li> Coloque a frascos de cultura contendo as células endoteliais corneanas no meio de crescimento na incubadora a 37 ° C e 5% de CO 2. </li><li> Após dois dias, adicionar 6 mL de meio de cultura. </li><li> Recarregar o meio de crescimento a cada segundo dia. </li></ol> 2. Cultura de Células <ol><li> Remover o meio de cultura e lava-se as células duas vezes com Solução Salina Balanceada de Earle, quando for atingida a confluência (dentro About 10 dias após o isolamento). </li><li> Adicionar 1,5 ml de solução de tripsina às células para separar os e colocar o balão na incubadora (37 ° C, 5% CO2) durante 3-4 min. </li><li> Adicionar 12 ml de meio de crescimento. Pipeta as médias de três vezes dentro e fora para dispersar as células e contagem das células. </li><li> Semente as células com uma fração variável dependendo da densidade celular e colocá-los na incubadora. Prepara duas lâminas bem septadas (com uma área de 4,2 cm2), com uma contagem de células de 165.000 células (densidade de 39.286 células por cm2). Preparar 80 centímetros 2 frascos de cultura de uma nova passagem a uma densidade de 6,250 por cm 2, e adiciona-se meio de cultura fresco a um volume total de 25 ml. </li><li> Atualizar o meio a cada dois dias. </li><li> Confluência da camada de células é alcançada após 3 a 4 dias. Usar células para experimentos. </li><li> Quando a confluência da camada de células nos frascos é atingido, repetir os passos 2.1 a 2.6. Culturas de células até a passagem 2 pode ser usado fou experimentação. </li></ol> 3. Estimulação mecânica para induzir ondas de cálcio <ol><li> Carregar as células na lâmina câmaras com 10 pM de Fluo-4 AM no salino tamponado com fosfato durante 30 min a 37 ° C, agitando suavemente. </li><li> Remover o Fluo-04:00 solução, lavar as células cinco vezes com solução salina tamponada com fosfato, incubar as células com solução salina tamponada com fosfato e deixar as células durante pelo menos 5 min à temperatura ambiente antes da medição. </li><li> Excite a 488 nm com laser de argônio e uso divisor de feixe HFT 488, recolher a emissão de fluorescência em 530 nm usando um filtro de emissão longpass LP 505, definir o pinhole, no mínimo. Use uma imersão objetiva de 40X petróleo (Air, 1,2 NA). Em experimentos com ARL-67156, use uma objetiva de 10X (Air, 0,3 NA). </li><li> Procurar um campo em que as células estão confluentes no microscópio confocal. </li><li> Posição da pipeta de modo que é de 45 ° em relação à corrediça compartimentado e tocando a membrana celular.Provocar uma pequena estimulação mecânica (≈ 1 seg) para uma única célula. A estimulação mecânica consiste numa deformação aguda de curta duração, da célula ao tocar rapidamente inferior a 1% da membrana celular com uma micropipeta de vidro (diâmetro da ponta &lt;1 mm) acoplado a um nanopositioner cristal piezoeléctrico, operado através de um amplificador que está montado um micro-manipulador. As micropipetas de vidro são feitos com um puxador de microeléctrodos. Certifique-se de que o nanopositioner é operado por uma tensão entre 0,2 e 1,5 V durante a estimulação mecânica. Uma tensão mais elevada do que 1,5 V pode resultar em danos nas células. Para cada tipo de célula e da condição, a tensão óptima para a estimulação mecânica sem danos das células deve ser cuidadosamente determinada mediante a aplicação de uma série de tensões a partir de baixo (0,2 V) a elevada (1,5 V) de tensão. A tensão é uma medida da força do estímulo uma vez que este determina a tensão de tensão mecânica e de tensão que são aplicados à membrana celular. Oforça da estimulação mecânica pode ser calculada multiplicando a tensão mecânica com a área. Uma vez que tanto a área (&lt;3,14 mM 2) e a tensão mecânica é muito baixa, a força do estímulo mecânico é baixa. (Note-se que quando uma célula é danificada, as fugas de fluorescência para fora da célula e a célula torna-se escura.) </li><li> Medir as mudanças espaciais em [Ca 2 +] i após a estimulação mecânica com o microscópio confocal. </li><li> Coletar e armazenar as imagens. </li><li> Desenhar uma região poligonal de interesse para definir a área de superfície total de células que respondem (área activa, AA), utilizando o software do microscópio confocal. </li></ol>

Os autores não têm nada a revelar.

Neste artigo, nós descrevemos um método simples de medir intercelular Ca 2 + de propagação de ondas em monocamadas de células endoteliais corneanas bovinas primárias, fornecendo uma estimulação mecânica localizada e controlada usando uma micropipeta. Mecanicamente estimuladas células respondem com um aumento local intracelular IP3 e Ca 2 +, ambos os quais são moléculas de sinalização intracelular que conduzem essenciais intracelular de Ca 2 + de propagação de o...

Comunicação intercelular e de sinalização são essenciais para a coordenação dos processos fisiológicos em resposta aos agonistas extracelulares no tecido e nível de 1,2-órgão inteiro. A maneira mais direta de comunicação intercelular é criado pela ocorrência de junções. Junções são placas de canais de junção gap, que são canais protéicos formados pelo acoplamento cabeça-de-cabeça de dois (Cx) hemichannels conexina de células adjacentes 3,4 (Figura 1). Junções de hiato permitir a passagem de pequenas moléculas de sinalização, com um peso molecular de menos de 1,5 kDa, incluindo Ca 2 + ou de IP 3 5, causando modulação e Ca 2 + de libertação a partir das reservas intracelulares das células vizinhas 6 (Figura 2). Canais de junções são fortemente regulados por intra e intermolecular interações proteína e por processos de sinalização celular, como modificação redox efosforilação 7. GJS facilitar a resposta coordenada de células conectadas, agindo assim como um sincício elétrica e química. Por exemplo, a propagação do potencial de acção cardíaca entre os miócitos atriais e ventriculares é mediada pelos canais GJ baseados Cx 85. Cxs não só tem um papel como canais de junções de hiato, mas também formar hemichannels desemparelhados, funcionando desse modo como os canais de membranas de forma semelhante aos canais de iões regulares 8-10 (Figura 1). Hemichannels participar na sinalização parácrinas entre células vizinhas por controlar a troca de iões e moléculas de sinalização entre o ambiente intra-e extracelulares. Em muitos tipos de células (como células epiteliais, células osteoblásticas, astrócitos, células endoteliais, etc) e órgãos (como o cérebro, o fígado, retina, cóclea e na vasculatura), intercelular Ca 2 +-ondas são fundamentais para a coordenação das respostas multicelulares <sup&gt; 11. Aumentos nos níveis de Ca2 + intracelular em células de um determinado não estão limitados a esta célula, mas para propagar as células vizinhas adjacentes, estabelecendo assim uma intercelular Ca 2 + onda 12,13. Estes intercelular Ca 2 +-ondas são importantes para a regulação fisiológica normal de camadas de células como um sincício e sua desregulação tem sido associado com os processos patofisiológicos 11. No endotélio corneano e epitélio, diferentes grupos 14-24, incluindo o nosso próprio 25-33, estudou os mecanismos e as funções de comunicação intercelular. Em células não-excitáveis, como as células endoteliais corneanas, dois modos distintos de comunicação intercelular ocorrer 28,29, nomeadamente lacuna juncional comunicação intercelular e comunicação intercelular parácrina. Gap juncional comunicação intercelular envolve uma troca direta de moléculas de sinalização via junções gap 7. Gap junccomunicação intercelular internacional é fundamental para a manutenção da homeostase do tecido, controle da proliferação celular, e estabelecer uma resposta sincronizada ao estresse extracelular 10,34,35. Em uma série de patologias, acoplamento junção gap é reduzida devido à Cxs com defeito, e vem afetando lacuna juncional comunicação intercelular 36. Isto enfatiza a importância ea influência do fosso juncional comunicação intercelular em organismos multicelulares. Em contraste com a abertura juncional comunicação intercelular, a comunicação intercelular parácrina não é dependente de aposição célula-célula, uma vez que implica a libertação de mensageiros extracelulares difusíveis (Figura 2). Diferentes tipos de moléculas sinalizadoras são libertadas no meio extracelular pelas células de sinalização. A molécula é então transportado para a célula alvo, onde é detectado por uma proteína receptor específico. Subsequentemente, o complexo receptor de sinal induz uma resposta celular, queé terminada por remoção do sinal, ou inactivação de dessensibilização. Lançamentos lipofílicos mensageiros de sinalização extracelular penetrar a membrana e agem sobre os receptores intracelulares. Em contraste, os mensageiros hidrofílicas não atravessar a membrana plasmática da célula responder, mas actuar como um ligando que se liga a proteínas receptoras expressas na superfície, que então retransmitem o sinal para o ambiente intracelular. Três grandes famílias de proteínas receptoras de superfície celular participar neste processo: canais de íons ligados, enzyme-linked e proteína G ligada. A molécula mensageira libertados podem actuar sobre os receptores da mesma célula (autócrino), sobre as células-alvo, em estreita proximidade (parácrina), ou nas células alvo distantes que exigem que o sistema circulatório (endócrina). Em muitos tipos de células, incluindo endotélio corneano 28,29, o ATP é um dos principais factores parácrinos, hidrofílicos que conduzem à propagação intercelular da Ca2 +-ondas 37-40. During deformação mecânica, a hipoxia, a inflamação ou a estimulação por vários agentes, o ATP pode ser libertado a partir de células saudáveis ​​41-44, em resposta à tensão de corte, estiramento, ou inchaço osmótico 44,45. Mecanismos de libertação de ATP diferentes têm sido postulada, incluindo exocitose vesicular 44 e uma multiplicidade de mecanismos de transporte, tais como a cassete (ABC) transportadores de ligação a ATP, canais dependentes da voltagem aniónica plasmalemmal 46 canais dos receptores P2X7, 47,48, bem como conexina hemichannels 49-52 e pannexin hemichannels 43,49,53. O ATP extracelular pode ser rapidamente hidrolisado para o ADP, AMP e adenosina 54,55 por ectonucleotidases que estão presentes no ambiente extracelular. O ATP extracelular liberado e seu metabólito ADP 56 vai se espalhar por meio de difusão. A interacção subsequente destes nucleótidos com receptores purinérgicos nas células vizinhas tem sido implicada na propagation intercelular de Ca 2 +-ondas 28,37,51. Duas classes diferentes de receptores purinérgicos estão presentes: adenosina é o principal ligando natural para P1-purinoceptors, enquanto ambos purina (ATP, ADP) e pirimidina (UTP, UDP) nucleótidos actuar em mais purinoceptors P2-57. Comunicação intercelular pode ser investigada por vários métodos, tais como a carga raspagem, a transferência de corantes, uncaging locais de agonistas como IP3 e Ca 2 +, estimulação mecânica, etc. Aqui descrevemos o estudo de Ca 2 + de propagação da onda induzida por estimulação mecânica de uma única célula. A vantagem de se estudar Ca 2 + de propagação da onda de estimulação mecânica é que ela fornece uma ferramenta fácil de quantificar a propagação do Ca 2 + onda ao longo do tempo e que permite comparar quantitativamente diferentes pré-tratamentos das células. Nas endotélio corneano, estes intercelular Ca 2 +-ondas permitir um coresposta coordenada a partir da monocamada, actuando por este meio como um possível mecanismo de defesa do endotélio corneal não regenerativos ajudando o endotélio para suportar tensões extracelular durante a cirurgia intra-ocular, ou por exposição a mediadores inflamatórios, durante a rejeição imunológica ou uveíte 58,59.

<table border="1">
<tbody>
 <tr>
 <td>Name of Reagent/Material</td>
 <td>Company</td>
 <td>Catalog Number</td>
 <td>Column1</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Earle's Balanced Salt Solution (EBSS)</td>
 <td>Invitrogen-Gibco-Molecular Probes (Karlsruhe, Germany)</td>
 <td>14155-048</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Iodine</td>
 <td>Sigma-Aldrich (Deisenhofen, Germany)</td>
 <td>38060-1EA</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Dulbecco's Modified Eagle's Medium (DMEM)</td>
 <td>Invitrogen-Gibco-Molecular Probes (Karlsruhe, Germany)</td>
 <td>11960-044</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>L-glutamine (Glutamax)</td>
 <td>Invitrogen-Gibco-Molecular Probes (Karlsruhe, Germany)</td>
 <td>35050-038</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Amphotericin-B</td>
 <td>Sigma-Aldrich (Deisenhofen, Germany)</td>
 <td>A2942</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Antibiotic-antimycotic mixture</td>
 <td>Invitrogen-Gibco-Molecular Probes (Karlsruhe, Germany)</td>
 <td>15240-096</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Trypsin</td>
 <td>Invitrogen-Gibco-Molecular Probes (Karlsruhe, Germany)</td>
 <td>25300-054</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Dulbecco's PBS</td>
 <td>Invitrogen-Gibco-Molecular Probes (Karlsruhe, Germany)</td>
 <td>14190-091</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Fluo-4 AM</td>
 <td>Invitrogen-Gibco-Molecular Probes (Karlsruhe, Germany)</td>
 <td>F14217</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>ARL-67156 (6-N,N-Diethyl-b,g-dibromomethylene-D-ATP) </td>
 <td>Sigma-Aldrich (Deisenhofen, Germany)</td>
 <td>A265</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Apyrase VI</td>
 <td>Sigma-Aldrich (Deisenhofen, Germany)</td>
 <td>A6410</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Apyrase VII</td>
 <td>Sigma-Aldrich (Deisenhofen, Germany)</td>
 <td>A6535</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Gap26 (VCYDKSFPISHVR)</td>
 <td>Custom peptide synthesis</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Gap27 (SRPTEKTIFII)</td>
 <td>Custom peptide synthesis</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Control Peptide (SRGGEKNVFIV)</td>
 <td>Custom peptide synthesis</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>siRNA1 Cx43 (sense: 5'GAAGGAGGAGGAACU-CAAAdTdT) </td>
 <td>Annealed siRNA was purchased at Eurogentec (Luik, Belgium)</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>siRNA2 Cx43 (sense: 5'CAAUUCUUCCUGCCGCAAUdTdT) </td>
 <td>Annealed siRNA was purchased at Eurogentec (Luik, Belgium)</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>siRNA scramble: scrambled sequence of siCx43-1 (sense: 5'GGUAAACG-GAACGAGAAGAdTdT) </td>
 <td>Annealed siRNA was purchased at Eurogentec (Luik, Belgium)</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>TAT-L2 (TAT- DGANVDMHLKQIEIKKFKYGIEEHGK)</td>
 <td>Thermo Electron (Ulm, Germany)</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>TAT-L2-H126K/I130N (TAT-DGANVDMKLKQNEIKKFKYGIEEHGK) </td>
 <td>Thermo Electron (Ulm, Germany)</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Two chambered glass slides</td>
 <td>Laboratory-Tek Nunc (Roskilde, Denmark)</td>
 <td>155380</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Confocal microscope </td>
 <td>Carl Zeiss Meditec (Jena, Germany)</td>
 <td>LSM510</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Piezoelectric crystal nanopositioner (Piezo Flexure NanoPositioner)</td>
 <td>PI Polytech (Karlsruhe, Germany)</td>
 <td>P-280</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>HVPZT-amplifier</td>
 <td>PI Polytech (Karlsruhe, Germany)</td>
 <td>E463 HVPZT-amplifier</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Glass tubes (glass replacement 3.5 nanoliter)</td>
 <td>World Precision Instruments, Inc. Sarasota, Florida, USA</td>
 <td>4878</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Microelectrode puller </td>
 <td>Zeitz Instrumente (Munchen, Germany)</td>
 <td>WZ DMZ-Universal Puller</td>
 <td></td>
 </tr>
</tbody>
 </table>

mechanical stimulation-induced calcium wave propagation in cell monolayers: the example of bovine corneal endothelial cells

Comunicação intercelular é essencial para a coordenação dos processos fisiológicas entre as células de uma variedade de órgãos e tecidos, incluindo o cérebro, o fígado, a retina, na cóclea e vasculatura. Em condições experimentais, intercelular Ca 2 +-ondas pode ser obtida através da aplicação de um estímulo mecânico para uma única célula. Isto conduz à libertação das moléculas sinalizadoras intracelulares de IP 3 e Ca 2 + que iniciam a propagação do Ca 2 + onda concêntrica a partir da célula estimulada mecanicamente para as células vizinhas. As principais vias moleculares que controlam intercelular Ca 2 + propagação de ondas são fornecidos por canais de derivação lacuna através da transferência direta de IP 3 e por hemichannels através da liberação de ATP. A identificação e caracterização das propriedades de regulação e das diferentes isoformas de conexinas e pannexin como canais de junções de hiato e hemichannels são permitidas pelo quantification da disseminação intercelular do Ca 2 + onda, siRNA, e o uso de inibidores dos canais de junções de hiato e hemichannels. Aqui, nós descrevemos um método para medir intercelular Ca 2 + onda em monocamadas de células endoteliais da córnea primárias carregado com Fluo4-AM em resposta a um estímulo mecânico controlado e localizado provocado por uma deformação aguda de curta duração, da célula como resultado de tocar na membrana celular com uma micropipeta de vidro controlada por micromanipulador com um diâmetro de ponta de menos de 1 um. Descrevemos também o isolamento de bovinos células endoteliais corneanas primários e sua utilização como sistema modelo para avaliar a atividade Cx43-hemichannel como a força orientada para intercelular Ca 2 +-ondas através da liberação de ATP. Finalmente, discute-se a utilização, vantagens, limitações e alternativas deste método no contexto do canal de junção gap e pesquisa hemichannel.

Todos os experimentos são executados em conformidade com todas as diretrizes, regulamentos e agências reguladoras e do protocolo que está sendo demonstrado é realizada sob a orientação e aprovação do comitê de cuidados com os animais e uso da KU Leuven. Em células endoteliais da córnea de bovino (BCEC), para junções de hiato funcionais e ambos são expressos lacuna juncional comunicação intercelular e comunicação intercelular parácrina contribuir significativamente para a c...

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Mechanical Stimulation-induced Calcium Wave Propagation in Cell Monolayers: The Example of Bovine Corneal Endothelial Cells

Intercelular Ca<sup&gt; 2 +</sup&gt;-Ondas são conduzidos por canais de junção gap e hemichannels. Aqui, descrevemos um método para medir intercelular Ca<sup&gt; 2 +</sup&gt;-Ondas em monocamadas de células em resposta a um estímulo mecânico de uma única célula local e sua aplicação a investigar as propriedades e regulação dos canais de junções gap e hemichannels.

A estimulação mecânica induzida por cálcio Propagação de Ondas em monocamadas de células: O Exemplo de Bovinos endotélio corneano

Intercellular communication is essential for the coordination of physiological processes between cells in a variety of organs and tissues, including the ...

mechanical-stimulation-induced-calcium-wave-propagation-cell

Research

JoVE Journal

Biology

16.1K visualizações.  KU Leuven. Intercelular Ca 2 +-Ondas são conduzidos por canais de junção gap e hemichannels. Aqui, descrevemos um método para medir intercelular Ca 2 +-Ondas em monocamadas de células em resposta a um estímulo mecânico de uma única célula local e sua aplicação a investigar as propriedades e regulação dos canais de junções gap e hemichannels.

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Propagation of Human Embryonic Stem (ES) Cells

Propagation of Human Embryonic Stem ES Cells

Propagação de-tronco embrionárias humanas (ES) Células

Biologia

Isolation and Large Scale Expansion of Adult Human Endothelial Colony Forming Progenitor Cells

This paper introduces a novel recovery strategy for endothelial colony forming progenitor cells (ECFCs) from heparinized but otherwise unmanipulated adult human peripheral blood within a mean of 12 days. After large scale expansion &gt;1x108 ECFCs can be obtained for further tests. Advantageously by using pHPL the contact of human cells with bovine serum antigens can be excluded. By flow cytometry and immunohistochemistry the isolated cells can be characterized as ECFC and their in vitro functionality to form vascular like structures can be tested in a matrigel assay. Further these cells can be subcutaneously injected in a mouse model to form functional, perfused vessels in vivo. After long term expansion and cryopreservation proliferation, function and genomic stability appear to be preserved. 3,4
This animal-protein free isolation and expansion method is easily applicable to generate a large quantity of ECFCs.

Endothelial colony forming progenitor cells (ECFCs) are a promising tool to study vascular homeostasis and repair.1,2 This paper introduces a novel animal-serum free method for isolation and expansion of ECFC from heparinised adult human peripheral blood with pooled human platelet lysate (pHPL) diminishing the risk of anti-bovine immunisation.

Isolamento e expansão em grande escala de Adulto Humanos endotelial Colony Células Progenitoras Forming

This paper introduces a novel recovery strategy for endothelial colony forming progenitor cells (ECFCs) from heparinized but otherwise unmanipulated adult ...

Study of the Actin Cytoskeleton in Live Endothelial Cells Expressing GFP-Actin

The microvascular endothelium plays an important role as a selectively permeable barrier to fluids and solutes. The adhesive junctions between endothelial cells regulate permeability of the endothelium, and many studies have indicated the important contribution of the actin cytoskeleton to determining junctional integrity1-5. A cortical actin belt is thought to be important for the maintenance of stable junctions1, 2, 4, 5. In contrast, actin stress fibers are thought to generate centripetal tension within endothelial cells that weakens junctions2-5. Much of this theory has been based on studies in which endothelial cells are treated with inflammatory mediators known to increase endothelial permeability, and then fixing the cells and labeling F-actin for microscopic observation. However, these studies provide a very limited understanding of the role of the actin cytoskeleton because images of fixed cells provide only snapshots in time with no information about the dynamics of actin structures5. 
Live-cell imaging allows incorporation of the dynamic nature of the actin cytoskeleton into the studies of the mechanisms determining endothelial barrier integrity. A major advantage of this method is that the impact of various inflammatory stimuli on actin structures in endothelial cells can be assessed in the same set of living cells before and after treatment, removing potential bias that may occur when observing fixed specimens. Human umbilical vein endothelial cells (HUVEC) are transfected with a GFP-&beta;-actin plasmid and grown to confluence on glass coverslips. Time-lapse images of GFP-actin in confluent HUVEC are captured before and after the addition of inflammatory mediators that elicit time-dependent changes in endothelial barrier integrity. These studies enable visual observation of the fluid sequence of changes in the actin cytoskeleton that contribute to endothelial barrier disruption and restoration. 
Our results consistently show local, actin-rich lamellipodia formation and turnover in endothelial cells. The formation and movement of actin stress fibers can also be observed. An analysis of the frequency of formation and turnover of the local lamellipodia, before and after treatment with inflammatory stimuli can be documented by kymograph analyses. These studies provide important information on the dynamic nature of the actin cytoskeleton in endothelial cells that can used to discover previously unidentified molecular mechanisms important for the maintenance of endothelial barrier integrity.

Microscopic imaging of live endothelial cells expressing GFP-actin allows characterization of dynamic changes in cytoskeletal structures. Unlike techniques that use fixed specimens, this method provides a detailed assessment of temporal changes in the actin cytoskeleton in the same cells before, during, and after various physical, pharmacological, or inflammatory stimuli.

Estudo do citoesqueleto de actina em Live Células Endoteliais Expressando GFP-Actina

The microvascular endothelium plays an important role as a selectively permeable barrier to fluids and solutes. The adhesive junctions between endothelial ...

Assessment of Calcium Sparks in Intact Skeletal Muscle Fibers

Maintaining homeostatic Ca2+ signaling is a fundamental physiological process in living cells. Ca2+ sparks are the elementary units of Ca2+ signaling in the striated muscle fibers that appear as highly localized Ca2+ release events mediated by ryanodine receptor (RyR) Ca2+ release channels on the sarcoplasmic reticulum (SR) membrane. Proper assessment of muscle Ca2+ sparks could provide information on the intracellular Ca2+&#160;handling properties of healthy and diseased striated muscles. Although Ca2+ sparks events are commonly seen in resting cardiomyocytes, they are rarely observed in resting skeletal muscle fibers; thus there is a need for methods to generate and analyze sparks in skeletal muscle fibers.
Detailed here is an experimental protocol for measuring Ca2+ sparks in isolated flexor digitorm brevis (FDB) muscle fibers using fluorescent Ca2+ indictors and laser scanning confocal microscopy. In this approach, isolated FDB fibers are exposed to transient hypoosmotic stress followed by a return to isotonic physiological solution. Under these conditions, a robust Ca2+ sparks response is detected adjacent to the sarcolemmal membrane in young healthy FDB muscle fibers. Altered Ca2+ sparks response is detected in dystrophic or aged skeletal muscle fibers. This approach has recently demonstrated that membrane-delimited signaling involving cross-talk between inositol (1,4,5)-triphosphate receptor (IP3R) and RyR contributes to Ca2+ spark activation in skeletal muscle. In summary, our studies using osmotic stress induced Ca2+ sparks showed that this intracellular response reflects a muscle signaling mechanism in physiology and aging/disease states, including mouse models of muscle dystrophy (mdx mice) or amyotrophic lateral sclerosis (ALS model).

Described here is a method to directly measure calcium sparks, the elementary units of Ca2+ release from sarcoplasmic reticulum&#160;in intact skeletal muscle fibers. This method utilizes osmotic-stress-mediated triggering of Ca2+ release from ryanodine receptor in isolated muscle fibers. The dynamics and homeostatic capacity of intracellular Ca2+ signaling can be employed to assess muscle function in health and disease.

Avaliação do cálcio Faíscas intactas fibras musculares esqueléticas

Maintaining homeostatic Ca2+ signaling is a fundamental physiological process in living cells. Ca2+ sparks are the elementary units of Ca2+ signaling in ...

Endothelial Cell Tube Formation Assay for the In Vitro Study of Angiogenesis

Angiogenesis is a vital process for normal tissue development and wound healing, but is also associated with a variety of pathological conditions. Using this protocol, angiogenesis may be measured in vitro in a fast, quantifiable manner. Primary or immortalized endothelial cells are mixed with conditioned media and plated on basement membrane matrix. The endothelial cells form capillary like structures in response to angiogenic signals found in conditioned media. The tube formation occurs quickly with endothelial cells beginning to align themselves within 1&#160;hr and lumen-containing tubules beginning to appear within 2 hr. Tubes can be visualized using a phase contrast inverted microscope, or the cells can be treated with calcein AM prior to the assay and tubes visualized through fluorescence or confocal microscopy. The number of branch sites/nodes, loops/meshes, or number or length of tubes formed can be easily quantified as a measure of in vitro angiogenesis. In summary, this assay can be used to identify genes and pathways that are involved in the promotion or inhibition of angiogenesis in a rapid, reproducible, and quantitative manner.

Endothelial Cell Tube Formation Assay for the In Vitro Study of Angiogenesis

The tube formation assay is a fast, quantifiable method for measuring in vitro angiogenesis. Endothelial cells are combined with conditioned media and plated on basement membrane extract. Tube formation occurs within hours and newly formed tubules easily quantified.

Endotelial Tubo celular Formação ensaio para a<em&gt; In Vitro</em&gt; Estudo da angiogênese

Angiogenesis is a vital process for normal tissue development and wound healing, but is also associated with a variety of pathological conditions. Using ...

Measuring the Osmotic Water Permeability Coefficient (Pf) of Spherical Cells: Isolated Plant Protoplasts as an Example

Studying AQP regulation mechanisms is crucial for the understanding of water relations at both the cellular and the whole plant levels. Presented here is a simple and very efficient method for the determination of the osmotic water permeability coefficient (Pf) in plant protoplasts, applicable in principle also to other spherical cells such as frog oocytes. The first step of the assay is the isolation of protoplasts from the plant tissue of interest by enzymatic digestion into a chamber with an appropriate isotonic solution. The second step consists of an osmotic challenge assay: protoplasts immobilized on the bottom of the chamber are submitted to a constant perfusion starting with an isotonic solution and followed by a hypotonic solution. The cell swelling is video recorded. In the third step, the images are processed offline to yield volume changes, and the time course of the volume changes is correlated with the time course of the change in osmolarity of the chamber perfusion medium, using a curve fitting procedure written in Matlab (the &#8216;PfFit&#8217;), to yield Pf.

Measuring the Osmotic Water Permeability Coefficient Pf of Spherical Cells: Isolated Plant Protoplasts as an Example

Measuring the osmotic water permeability coefficient (Pf) of cells can help understand the regulatory mechanisms of aquaporins (AQPs). Pf determination in spherical plant cell protoplasts presented here involves protoplasts isolation and numerical analysis of their initial rate of volume change as a result of an osmotic challenge during constant bath perfusion.

Medindo o Coeficiente de Permeabilidade osmótica de água (P<sub&gt; F</sub&gt;) De células esféricas: protoplastos planta isolada como um exemplo

Studying AQP regulation mechanisms is crucial for the understanding of water relations at both the cellular and the whole plant levels. Presented here is ...

Isolation of Murine Valve Endothelial Cells

Normal valve structures consist of stratified layers of specialized extracellular matrix (ECM) interspersed with valve interstitial cells (VICs) and surrounded by a monolayer of valve endothelial cells (VECs). VECs play essential roles in establishing the valve structures during embryonic development, and are important for maintaining life-long valve integrity and function. In contrast to a continuous endothelium over the surface of healthy valve leaflets, VEC disruption is commonly observed in malfunctioning valves and is associated with pathological processes that promote valve disease and dysfunction. Despite the clinical relevance, focused studies determining the contribution of VECs to development and disease processes are limited. The isolation of VECs from animal models would allow for cell-specific experimentation. VECs have been isolated from large animal adult models but due to their small population size, fragileness, and lack of specific markers, no reports of VEC isolations in embryos or adult small animal models have been reported. Here we describe a novel method that allows for the direct isolation of VECs from mice at embryonic and adult stages. Utilizing the Tie2-GFP reporter model that labels all endothelial cells with Green Fluorescent Protein (GFP), we have been successful in isolating GFP-positive (and negative) cells from the semilunar and atrioventricular valve regions using fluorescence activated cell sorting (FACS). Isolated GFP-positive VECs are enriched for endothelial markers, including CD31 and von Willebrand Factor (vWF), and retain endothelial cell expression when cultured; while, GFP-negative cells exhibit molecular profiles and cell shapes consistent with VIC phenotypes. The ability to isolate embryonic and adult murine VECs allows for previously unattainable molecular and functional studies to be carried out on a specific valve cell population, which will greatly improve our understanding of valve development and disease mechanisms.

The ability to isolate heart valve endothelial cells (VECs) is critical for understanding mechanisms of valve development, maintenance, and disease. Here we describe the isolation of VECs from embryonic and adult Tie2-GFP mice using FACS that will allow for studies determining the contribution of VECs in developmental and disease processes.

O isolamento de células endoteliais de Murino Válvula

Normal valve structures consist of stratified layers of specialized extracellular matrix (ECM) interspersed with valve interstitial cells (VICs) and ...

Quantitation of Endothelial Cell Adhesiveness In Vitro

One of the cardinal processes of inflammation is the infiltration of immune cells from the lumen of the blood vessel to the surrounding tissue. This occurs when endothelial cells, which line blood vessels, become adhesive to circulating immune cells such as monocytes. In vitro measurement of this adhesiveness has until now been done by quantifying the total number of monocytes that adhere to an endothelial layer either as a direct count or by indirect measurement of the fluorescence of adherent monocytes. While such measurements do indicate the average adhesiveness of the endothelial cell population, they are confounded by a number of factors, such as cell number, and do not reveal the proportion of endothelial cells that are actually adhesive. Here we describe and demonstrate a method which allows the enumeration of adhesive cells within a tested population of endothelial monolayer. Endothelial cells are grown on glass coverslips and following desired treatment are challenged with monocytes (that may be fluorescently labeled). After incubation, a rinsing procedure, involving multiple rounds of immersion and draining, the cells are fixed. Adhesive endothelial cells, which are surrounded by monocytes are readily identified and enumerated, giving an adhesion index that reveals the actual proportion of endothelial cells within the population that are adhesive.

Quantitation of Endothelial Cell Adhesiveness In Vitro

We report an in vitro method that allows the quantitation of the actual number of adhesive cells within an endothelial cell monolayer.

A quantificação da Adesividade celular endotelial<em&gt; In Vitro</em

One of the cardinal processes of inflammation is the infiltration of immune cells from the lumen of the blood vessel to the surrounding tissue. This ...

High-resolution Time-lapse Imaging and Automated Analysis of Microtubule Dynamics in Living Human Umbilical Vein Endothelial Cells

The physiological process by which new vasculature forms from existing vasculature requires specific signaling events that trigger morphological changes within individual endothelial cells (ECs). These processes are critical for homeostatic maintenance such as wound healing, and are also crucial in promoting tumor growth and metastasis. EC morphology is defined by the organization of the cytoskeleton, a tightly regulated system of actin and microtubule (MT) dynamics that is known to control EC branching, polarity and directional migration, essential components of angiogenesis. To study MT dynamics, we used high-resolution fluorescence microscopy coupled with computational image analysis of fluorescently-labeled MT plus-ends to investigate MT growth dynamics and the regulation of EC branching morphology and directional migration. Time-lapse imaging of living Human Umbilical Vein Endothelial Cells (HUVECs) was performed following transfection with fluorescently-labeled MT End Binding protein 3 (EB3) and Mitotic Centromere Associated Kinesin (MCAK)-specific cDNA constructs to evaluate effects on MT dynamics. PlusTipTracker software was used to track EB3-labeled MT plus ends in order to measure MT growth speeds and MT growth lifetimes in time-lapse images. This methodology allows for the study of MT dynamics and the identification of how localized regulation of MT dynamics within sub-cellular regions contributes to the angiogenic processes of EC branching and migration.

Protocols for Human Umbilical Vein Endothelial Cell (HUVEC) culture, transient transfection of fluorescently-labeled markers of microtubule growth, live-cell imaging and automated analysis of interphase microtubule growth dynamics are detailed.

De alta resolução de imagem Time-lapse e análise automatizada de microtúbulos Dynamics em Viver umbilical humano Células Endoteliais da Veia

The physiological process by which new vasculature forms from existing vasculature requires specific signaling events that trigger morphological changes ...

A Graphical User Interface for Software-assisted Tracking of Protein Concentration in Dynamic Cellular Protrusions

Filopodia are dynamic, finger-like cellular protrusions associated with migration and cell-cell communication. In order to better understand the complex signaling mechanisms underlying filopodial initiation, elongation and subsequent stabilization or retraction, it is crucial to determine the spatio-temporal protein activity in these dynamic structures. To analyze protein function in filopodia, we recently developed a semi-automated tracking algorithm that adapts to filopodial shape-changes, thus allowing parallel analysis of protrusion dynamics and relative protein concentration along the whole filopodial length. Here, we present a detailed step-by-step protocol for optimized cell handling, image acquisition and software analysis. We further provide instructions for the use of optional features during image analysis and data representation, as well as troubleshooting guidelines for all critical steps along the way. Finally, we also include a comparison of the described image analysis software with other programs available for filopodia quantification. Together, the presented protocol provides a framework for accurate analysis of protein dynamics in filopodial protrusions using image analysis software.

We present a software solution for semi-automated tracking of relative protein concentration along the length of dynamic cellular protrusions.

Uma interface de usuário gráfica para rastreamento assistido por software da concentração de proteínas em protrusões celulares dinâmicas

Filopodia are dynamic, finger-like cellular protrusions associated with migration and cell-cell communication. In order to better understand the complex ...