Estamos particularmente endividados com pacientes do Centro Médico da Universidade vanderbilt que forneceram material de pesquisa inestimável para o Molecular Neurosurgical Tissue Bank. Agradecemos àqueles que estabeleceram e mantiveram o Banco de Tecidos, Reid C. Thompson MD (principal investigador), Cherryl Kinnard RN (enfermeira de pesquisa) e Larry A. Pierce MS (gerente). Os serviços histológicos foram realizados, em parte, pelo Recurso Compartilhado de Patologia Translacional (VUMC) do Vanderbilt University Medical Center (apoiado pelo prêmio 5P30 CA068485 ao Vanderbilt-Ingram Cancer Center). Este trabalho foi apoiado por subvenções ao MKC do NINDS (1R21NS070139), do Burroughs Wellcome Fund e dos fundos de desenvolvimento VMC. O MKC é apoiado pelo Departamento de Assuntos dos Veteranos, Administração de Saúde dos Veteranos, Escritório de Pesquisa e Desenvolvimento, Pesquisa e Desenvolvimento de Laboratórios Biomédicos através da bolsa 1 I01 BX000744-01. O conteúdo não representa as opiniões do Departamento de Assuntos dos Veteranos ou do Governo dos Estados Unidos.

1. Preparação da suspensão das células tumorais
Nota: As aprovações institucionais adequadas para o uso de material do paciente e animais são necessárias para estabelecer e manter xenoenxertos ortotópicos primários de glioma. No Vanderbilt University Medical Center, o material tumoral ressecado que é superior ao necessário para fins diagnósticos é coletado com o consentimento do paciente para um repositório de tecido de pesquisa. As amostras são rotuladas com um número de banco de dados REDcap de 5 dígitos randomizado e todos os identificadores específicos do paciente são removidos. O banco de dados REDcap contém dados clínicos desidentidos para cada amostra no repositório de tecidos que incluem sexo, idade (em anos), raça, estado de sobrevivência, patologia, tratamentos de câncer, ano de ressecção e tempo de progressão. Para manter a esterilidade e otimizar o sucesso do método xenerto primário, todos os reagentes, instrumentos cirúrgicos autoclavados a vapor e o local cirúrgico devem ser montados ou preparados com antecedência.
Nota: Os espécimes de glioma geralmente contêm grandes quantidades de mielina e detritos. Dependendo do tamanho da amostra, pode ser necessário usar mais de 4 tubos de gradiente descontínuos para a remoção adequada de mielina e detritos.
Nota: O processo é concluído quando não há, ou pouco, tecido claramente visível não distincionado restante. Evite a introdução de bolhas durante o processo de trituração.
Nota: A viabilidade celular após a dissociação é tipicamente >90%. Viabilidades mais baixas podem refletir muitas variáveis, incluindo manuseio de tecido subótimo ou tempo de transporte da sala de cirurgia, método de criopreservação ou técnica de dissociação de papain. Viabilidades celulares mais baixas ainda podem ser adequadas, no entanto, desde que um número suficiente de viável possa ser transplantado no volume apropriado. Para cada rato, 50.000-200.000 células viáveis são implantadas em volume de 2 μl. Devido à ponta chanfrada da agulha de seringa, deve-se incluir um adicional de 5 μl de suspensão celular no volume final para garantir que o material adequado possa ser arrastado para a seringa para cada injeção. Por exemplo, para injetar 2 μl/mouse para 5 ratos o volume final deve ser de 15 μl (15 μl = (5 x 2 μl) + 5 μl).
<ol><li>Coloque material de paciente recém-ressecado e desidentiado em um recipiente estéril e tampado no gelo para transporte ao laboratório. Processe a amostra diretamente para transplante ou criopreserve a amostra em nitrogênio líquido (veja abaixo) para armazenamento em nitrogênio líquido e posterior utilização.</li>
	<li>Prepare as soluções de dissociação papain (solução papain, solução inibidora de lavagem/protease e solução gradiente descontínua) em uma capa estéril com os componentes do kit e instruções fornecidas pelo fabricante. Rotule tubos cônicos de poliestireno estéreis de 15 ml e distribua as soluções da seguinte forma:<ul>
<li>Tubo 1: 5 ml de solução papain</li>
			<li>Tubo 2: 3 ml de solução inibidora de lavagem/protease</li>
			<li>Tubos 3-6: 5 ml cada uma da solução gradiente descontínua</li>
		</ul>
</li>
	<li>Coloque a amostra de glioma no tubo 1 com 5 ml de solução de papain e triturate com uma pipeta de 5 ml durante um período de tempo de 10-20 min.</li>
	<li>Pipeta o material para cima e para baixo 10 vezes e, em seguida, incubar o material por 2-3 minutos à temperatura ambiente antes de iniciar o próximo ciclo de trituração.</li>
	<li>Posicione a ponta da pipeta de 5 ml mais perto da parte inferior do tubo cônico a cada ciclo de trituração de tal forma que a ponta esteja tocando a parte inferior do tubo para os últimos 2 ciclos.</li>
	<li>Centrifugar a 300 x g por 5 min a temperatura ambiente. Remova o supernatante e pipeta a pelota para cima e para baixo 10x em 3 ml da solução inibidora de lavagem/protease.</li>
	<li>Camada cuidadosamente um volume igual da suspensão sobre cada uma das soluções de gradiente descontínuo de 5 ml (tubos 3-6), com um conjunto de pipettor na velocidade de dispensação "gravidade".</li>
	<li>Coloque os tubos em uma centrífuga equipada com um rotor de balde balançando, com a velocidade de aceleração reduzida ao ajuste mais baixo e o freio desligado. Centrifugar a 76 x g por 12 min a temperatura ambiente. Com o freio desligado, a centrifugação é geralmente concluída após 20 minutos.</li>
	<li>Remova o supernaspetivo, resuspend e combine cada pelota em 5 ml de solução de sal estéril e balanceada e coloque as células no gelo.</li>
	<li>Remova uma porção (10-100 μl) da suspensão celular e determine a densidade de células viáveis por exclusão azul trypan com um hemócito.</li>
	<li>Centrifugar a 300 x g por 5 min. Remova o supernasce e resuspense a pelota celular a uma densidade de 25.000-125.000 células viáveis por μl.</li>
	<li>Transfira um volume adequado da suspensão celular para um tubo de microcentrifuge de 200 μl (tubo PCR) e coloque no gelo.</li>
</ol>2. Preparação de Local Cirúrgico e Instrumentos
Nota: Luvas cirúrgicas estéreis são usadas durante o procedimento. Dependendo dos requisitos de cada instituição, podem ser necessários vestidos cirúrgicos, bonés e protetores faciais.
<ol><li>Prepare um banco desinfetado para cirurgia de roedores com áreas adjacentes separadas para preparação animal, campo de operação e recuperação animal.</li>
	<li>Esterilize instrumentos cirúrgicos em uma autoclave a vapor. Posteriormente, use um esterilizador de contas quentes para esterilizar instrumentos de flash ao fazer a transição de um animal sujeito para o outro.</li>
</ol>3. Indução, Anestesia e Analgesia
Nota: Cirurgias superiores a 15 minutos a partir do momento em que os camundongos são anestesiados requerem uma fonte de calor de contato. Para prevenir hipotermia, os camundongos recebem uma fonte de calor (manta de água quente circulante) durante os períodos pré e pós-operatório. 
<ol><li>Prepare o coquetel de cetamina/xilazina para anestesia por indução, de modo que cada rato receba cetamina 100 mg/kg e xilazina 10 mg/kg injetando 10 μl do coquetel por grama de peso corporal.</li>
	<li>
Mesa 1. Coquetel de anestesia.
		<table><tbody>
<tr>
<td rowspan="2"></td>
					<td rowspan="2">Concentração de estoque</td>
					<td colspan="3">Volume para se preparar </td>
				</tr>
<tr>
<td>um rato</td>
					<td>cinco ratos</td>
					<td>dez ratos</td>
				</tr>
<tr>
<td>Cetamina</td>
					<td>100 mg/ml</td>
					<td>25 μl</td>
					<td>125 μl</td>
					<td>250 μl</td>
				</tr>
<tr>
<td>Xylazine</td>
					<td>100 mg/ml</td>
					<td>2,5 μl</td>
					<td>12,5 μl</td>
					<td>25 μl</td>
				</tr>
<tr>
<td>Soro fisiológico isotônico</td>
					<td></td>
					<td>223 μl</td>
					<td>1.113 μl</td>
					<td>2.225 μl</td>
				</tr>
<tr>
<td colspan="2">total</td>
					<td>250 ul</td>
					<td>1.250 μl</td>
					<td>2.500 μl</td>
				</tr>
</tbody></table>
</li>
	<li>Prepare a solução de cetoprofeno para analgesia diluindo a solução de estoque (10 mg/ml) 1:20 em água estéril e sem pyogen, de modo que cada rato receba uma dose de 5 mg/kg injetando 10 μl da solução por grama de peso corporal.</li>
	<li>Pesar e registrar peso pré-cirúrgico. Os pesos individuais do mouse variam, mas geralmente variam de 18 a 22 g.</li>
	<li>Injete 10 μl do coquetel de cetamina/xilazina por grama de peso corporal do rato no espaço intraperitoneal com uma seringa de insulina. Por exemplo, injete 200 μl para um mouse de 20 g.</li>
	<li>Determine se o mouse está totalmente anestesiado pela pitada do dedo do pé da perna traseira. Geralmente leva 3-5 minutos para o mouse não se retirar mais da pitada.</li>
	<li>Injete 10 μl da solução de cetoprofeno por grama de peso corporal do rato subcutâneamente na pele solta do flanco com uma seringa de insulina. Por exemplo, injete 200 μl para um mouse de 20 g.</li>
	<li>Raspe o cabelo sobre o crânio com cortadores, esfregue o couro cabeludo exposto com povidone-iodo usando um aplicador de ponta de algodão e, em seguida, limpe uma almofada de álcool. Repita estes passos, esfregão povidone-iodo e álcool wipe, mais duas vezes.</li>
	<li>Aplique pomada oftálmica aos olhos do mouse.</li>
	<li>Faça uma incisão de 1 cm de linha média estendendo-se de trás das orelhas para apenas na frente dos olhos com uma lâmina de bisturi estéril.</li>
	<li>Coloque o mouse sob um escopo de dissecação e exponha o crânio para identificar as linhas de sutura. Utilizando movimentos circulares com uma broca, centralizar um orifício de rebarba 2,5 mm lateral para o bregma e 1 mm posterior à sutura coronal.</li>
</ol>4. Transplante intracraniano
Nota: Volumes de injeção superiores a 2,5 μl podem ser letais para ratos.
<ol><li>Posicione o mouse sobre uma estrutura estereotática, enganchando os incisivos superiores sobre a barra do incisivo e aplicando o grampo do nariz para que o crânio fique firmemente preso em uma posição neutra.</li>
	<li>Desenhe 5-10 μl das células em um tubo de microcentrífuga para cima e para baixo várias vezes em uma seringa Hamilton de 10 μl presa no suporte da sonda do manipulador estereotático para misturar a suspensão e eliminar bolhas. Pressione o êmbolo para que a seringa esteja carregada com 2 μl (o volume adequado para injetar um animal).</li>
	<li>Puxe a borda lateral da incisão da pele para expor o orifício da rebarba e, com o micromanipulador, introduza a agulha no orifício da rebarba para que a porção chanfrada fique logo abaixo da superfície do crânio.<ol>
<li>Avance a agulha 3 mm e, em seguida, retire a agulha 0,5 mm para criar um espaço para injeção.</li>
			<li>Avance o êmbolo lentamente por mais de 30 segundos e, em seguida, deixe a agulha permanecer no cérebro por mais 2 minutos. Retire a agulha gradualmente subindo 0,5 mm e esperando por mais 30 segundos antes de remover a agulha do cérebro.</li>
		</ol>
</li>
	<li>Remova o mouse da estrutura estereotática e feche a ferida com um clipe automático.</li>
	<li>Coloque o mouse em uma almofada de aquecimento para manter a temperatura corporal e monitore continuamente o padrão de respiração e cor das membranas mucosas e tecidos expostos (solas dos pés).</li>
	<li>Coloque o rato em uma gaiola microisoladora estéril uma vez que ele se recupere totalmente da anestesia (sternal e ambulatorial), e devolva-o ao centro de habitação animal.</li>
</ol>5. Cuidados e Observação Animal pós-implantação
Nota: A indicação mais confiável de enenxerção tumoral e crescimento infiltrado é a perda gradual e sustentada de peso acompanhada pelo desenvolvimento de postura curvada e revestimento de cabelo áspero. Em raras ocasiões, são observados déficits neurológicos que incluem ataxia, paresis e convulsões. Xenoenxertos primários ortotópicos são altamente invasivos e se desenvolvem por um longo período de tempo. Camundongos normalmente manifestam sintomas de crescimento do tumor 3-6 meses após o transplante.
<ol><li>Observe camundongos com xenoenxertos ortotópicos diariamente para ingestão de alimentos e água, comportamento, aliciamento e sinais de infecção no local da incisão.</li>
	<li>Administrar cetoprofeno (5 mg/kg subcutâneamente, 1-2x por dia) se a dor ou a angústia for observada no pós-operatório.</li>
	<li>Remova os clipes automáticos 8-10 dias após a cirurgia.</li>
	<li>Pese ratos semanalmente.</li>
	<li>Monitore sinais e sintomas de enxerto tumoral.</li>
</ol>6. Colheita de tumores
Nota: Por este método, a primeira fatia coronal (#1) contém o aspecto posterior das lâmpadas olfativas e o aspecto anterior dos lóbulos frontais. O tumor engrafado é mais abundante no hemisfério direito das 3 fatias coronais subsequentes (#2 fatias, #3 e #4) e a visão de injeção está rotineiramente contida em #3 de fatia coronal. Dependendo das necessidades experimentais, o material pode ser usado para passagem de tumor, seções de tecido congelado, seções de tecido incorporado parafina fixa formalina, citometria de fluxo de tecido dissociado, cultura celular ou lises para análise de DNA, RNA ou proteína. Porções do tumor podem ser criopreservadas para necessidades futuras com viabilidade celular variando de 80 a 95%.
<ol><li>Eutanize camundongos por exposição prolongada ao dióxido de carbono seguido de luxação cervical.</li>
	<li>Decapitar camundongos eutanizados na base do cérebro (nível magnum forame) com um par maior de tesoura cirúrgica, e puxar a pele da incisão para a frente para expor totalmente o crânio.</li>
	<li>Remova o cérebro.<ol>
<li>Insira uma ponta de uma tesoura cirúrgica fina no aspecto lateral do foramen magnum ao nível da carne auditiva externa externa esquerda para cortar o osso occipital ao longo do lado esquerdo do crânio. Faça o mesmo corte no lado direito.</li>
			<li>Corte o osso occipital ao longo de um plano coronal de um meatus auditivo externo para o outro e remova o osso para expor o cerebelo.</li>
			<li>Corte as placas ósseas nasais entre os olhos.</li>
			<li>Corte a sutura sagital cortando posteriormente ao longo da sutura sagital das placas ósseas nasais para o bregma. Complete a incisão midline ao longo da sutura sagital cortando anteriormente da lambda para o bregma.</li>
			<li>Insira cuidadosamente a ponta de um belo par de fórceps ao longo da abertura sagital de cada lado para rasgar qualquer aderência dural do crânio ao cérebro e, em seguida, descascar as duas metades do crânio lateralmente para expor o cérebro e lâmpadas olfativas dorsalmente.</li>
			<li>Deslize as fórceps entre o aspecto ventral das lâmpadas olfativas e o crânio para liberar quaisquer aderências.</li>
			<li>Incline o crânio para trás para permitir que o cérebro seja retraído para que a óptica e outros nervos cranianos sejam expostos. Corte os nervos cranianos para liberar o cérebro em um prato contendo PBS estéril.</li>
		</ol>
</li>
	<li>Transfira o cérebro com uma espátula de pesagem para um cortador de matriz e gere fatias coronais de 2 mm com lâminas de barbear.</li>
	<li>Disponha as fatias coronais em um prato contendo PBS estéril para maior inspeção visual e processamento de tecidos.</li>
</ol>7. Criopreservação tumoral
<ol><li>Prepare uma solução de estoque de meio criopreservador.<ol>
<li>Adicione 50 ml de suplemento de proliferação, 5 ml de solução de penicilina e estreptomicina de 100x e 450 μl de heparina de 0,2% a 450 ml de meio basal.</li>
			<li>Armazene a solução de estoque a 4 °C protegida contra a luz.</li>
		</ol>
</li>
	<li>Prepare uma solução de trabalho do meio criopreservador.<ol>
<li>Combine 47,5 ml de criopreservação média e 2,5 ml de DMSO estéril em um tubo cônico de polipropileno de 50 ml e misture bem.</li>
			<li>Alíquota de 1,0 ml de solução de trabalho para cada criovial e armazenar a 4 °C protegido da luz.</li>
		</ol>
</li>
	<li>Coloque uma fatia coronal de 2 mm de cérebro xenoenxerado em um criovial contendo meio criopreservador no gelo.</li>
	<li>Tampe firmemente o frasco e coloque-o em um recipiente de congelamento a -80 °C. Transfira o criovial no dia seguinte para um tanque de nitrogênio líquido para maior armazenamento.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Johnson, J. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Relationships+between+drug+activity+in+NCI+preclinical+in+vitro+and+in+vivo+models+and+early+clinical+trials.">Relationships between drug activity in NCI preclinical in vitro and in vivo models and early clinical trials.</a> Br. 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Os autores declaram que não têm interesses financeiros concorrentes.

Linhas celulares cultivadas, xenoenxertos e camundongos geneticamente modificados são os métodos mais comuns para modelar gliomas, e há benefícios e limitações distintas para cada sistema modelo3,13,14. Os benefícios relevantes dos xenoenxertos ortotópicos primários incluem o crescimento infiltrado que tipifica gliomas difusos e a retenção de alterações genéticas e mecanismos de sinalização importantes que podem ser extremamente difíceis de manter em células de glioma cultivadas. Por exemplo,...

Gliomas malignos são tumores gliais primários do sistema nervoso central que ocorrem no cérebro e ocasionalmente na medula espinhal. Os gliomas são classificados pela Organização Mundial da Saúde (OMS) de acordo com a semelhança histológica com astrócitos, oligodendrócitos ou células ependímicas e, em seguida, numericamente classificados (I a IV) para características patológicas da malignidade. Os subtipos histológicos mais comuns são astrocitomas, oligodendrogliomas e oligoastrocitomas mistos. Gliomas malignos que englobam os graus II a IV da OMS são caracterizados pelo crescimento invasivo e recalcitrância às terapias atuais. Todos os anos, nos Estados Unidos, cerca de 15.750 indivíduos são diagnosticados com glioma maligno e estima-se que 12.740 pacientes sucumbem a essa doença. Estas estatísticas destacam a natureza particularmente letal dos gliomas malignos e a importante necessidade de maior eficácia terapêutica.
Modelos de câncer são essenciais para investigar biologia tumoral e terapias. As linhas celulares cancerígenas humanas representam um importante primeiro passo para manipulações in vitro e estudos de xenoenxerto in vivo (xenoenxertos secundários)1. No entanto, as culturas de células cancerígenas padrão sofrem transformação fenotípica e genotipada2-4 que pode não ser restaurada em xenoenxertos secundários5. Além disso, alterações genéticas como mutações isocitadas de desidrogenase(IDH)6, populações distintas de células-tronco7 e dependência de caminhos-chave de sinalização8 podem ser perdidas nas culturas celulares cancerosas. Perfis genômicos podem ser mantidos em melhor medida na cultura da esfera do câncer, embora ainda não se espelhem totalmente o genótipo dos tumores primários2,3. O transplante ortotópico direto nega as influências da cultura in vitro, fornece um microambiente adequado e preserva a integridade das células iniciantes do tumor9,10. Portanto, os xenoenxertos primários representam um modelo pré-clínico poderoso e relevante para testar rigorosamente agentes-alvo para auxiliar no desenho racional de futuros ensaios clínicos5,11,12.

<table border="1" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			Phosphate buffered saline
			</td>
			<td style="width:142px;">
			Life Technologies
			</td>
			<td style="width:140px;">
			14040-133
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			Papain dissociation system
			</td>
			<td style="width:142px;">
			Worthington Biochemical Corp.
			</td>
			<td style="width:140px;">
			LK003150
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			Trypan blue solution 0.4%
			</td>
			<td style="width:142px;">
			Life Technologies
			</td>
			<td style="width:140px;">
			15250061
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			Ketamine HCl
			</td>
			<td rowspan="4" style="width:142px;">
			Obtained from institutional pharmacy or local veterinary supply company
			</td>
			<td style="width:140px;">
			
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			Xylazine HCl
			</td>
			<td style="width:140px;">
			
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			Ketoprofen
			</td>
			<td style="width:140px;">
			
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			Ophthalmic ointment
			</td>
			<td style="width:140px;">
			
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			Povidone-iodine
			</td>
			<td style="width:142px;">
			Fisher Scientific
			</td>
			<td style="width:140px;">
			190061617
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			Cryopreservation medium and proliferation supplement
			</td>
			<td style="width:142px;">
			StemCell Technologies
			</td>
			<td style="width:140px;">
			05751
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			0.2% Heparin sodium salt in PBS
			</td>
			<td style="width:142px;">
			StemCell Technologies
			</td>
			<td style="width:140px;">
			07980
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			Penicillin-streptomycin
			</td>
			<td style="width:142px;">
			Life Technologies
			</td>
			<td style="width:140px;">
			15140-122
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			Dimethyl sulfoxide
			</td>
			<td style="width:142px;">
			Sigma-Aldrich
			</td>
			<td style="width:140px;">
			D6250-5X10ML
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			NOD.Cg-Prkdcscid I/2rgtm1Wjl/SzJ mice
			</td>
			<td style="width:142px;">
			The Jackson Laboratory
			</td>
			<td style="width:140px;">
			005557
			</td>
			<td style="width:97px;">
			NSG mice
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			Anti-human vimentin antibody
			</td>
			<td style="width:142px;">
			Dako
			</td>
			<td style="width:140px;">
			M7020
			</td>
			<td style="width:97px;">
			Use 1:200 to 1:800
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			Anti-human IDH1 R132H antibody
			</td>
			<td style="width:142px;">
			Dianova
			</td>
			<td style="width:140px;">
			DIA-H09
			</td>
			<td style="width:97px;">
			Use 1:100 to 1:400
			</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>




<table border="1" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Material 
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Company
			</td>
			<td style="width:143px;">
			Catalogue Number
			</td>
			<td style="width:97px;">
			Comments
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Centrifuge with swinging bucket rotor
			</td>
			<td style="width:140px;">
			
			</td>
			<td style="width:143px;">
			
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Pipetter with dispensing speed control
			</td>
			<td style="width:140px;">
			
			</td>
			<td style="width:143px;">
			
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Disposable hemocytometer
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Fisher Scientific
			</td>
			<td style="width:143px;">
			22-600-100
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Sterile surgical gloves
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Fisher Scientific
			</td>
			<td style="width:143px;">
			11-388128
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Disposable gown
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Fisher Scientific
			</td>
			<td style="width:143px;">
			18-567
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Surgical mask
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Fisher Scientific
			</td>
			<td style="width:143px;">
			19-120-1256
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Tuberculin syringe
			</td>
			<td style="width:140px;">
			BD
			</td>
			<td style="width:143px;">
			305620
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Alcohol pads
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Fisher Scientific
			</td>
			<td style="width:143px;">
			22-246-073
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Portable electronic scale
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Fisher Scientific
			</td>
			<td style="width:143px;">
			01-919-33
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Zoom stereomicroscope
			</td>
			<td style="width:140px;">
			
			</td>
			<td style="width:143px;">
			
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Surgical clipper
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Stoelting
			</td>
			<td style="width:143px;">
			51465
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Scalpel handle
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Fine Science Tools
			</td>
			<td style="width:143px;">
			10003-12
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Scalpel blades, #10
			</td>
			<td style="width:140px;">
			
			</td>
			<td style="width:143px;">
			
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Stereotaxic instrument
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Stoelting
			</td>
			<td style="width:143px;">
			51730
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			High-speed drill
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Stoelting
			</td>
			<td style="width:143px;">
			51449
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">Drill bit, 0.6 mm</td>
			<td style="width:140px;">Stoelting</td>
			<td style="width:143px;">514552</td>
			<td style="width:97px;"></td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Hamilton syringe
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Hamilton
			</td>
			<td style="width:143px;">
			80336
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Autoclip, 9 mm
			</td>
			<td style="width:140px;">
			BD
			</td>
			<td style="width:143px;">
			427630
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Circulating water warming pad
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Kent Scientific
			</td>
			<td style="width:143px;">
			TP-700
			TP-1215EA
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Hot bead dry sterilizer
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Kent Scientific
			</td>
			<td style="width:143px;">
			INS300850
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Surgical scissors
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Fine Science Tools
			</td>
			<td style="width:143px;">
			14101-14
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Fine scissors
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Fine Science Tools
			</td>
			<td style="width:143px;">
			14094-11
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Spring scissors
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Fine Science Tools
			</td>
			<td style="width:143px;">
			15018-10
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Dumont forceps
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Fine Science Tools
			</td>
			<td style="width:143px;">
			11251-30
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Semimicro spatulas
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Fisher Scientific
			</td>
			<td style="width:143px;">
			14374
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Mouse brain slicer matrix
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Zivic Instruments
			</td>
			<td style="width:143px;">
			BSMAS002-1
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Cryogenic storage vials
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Fisher Scientific
			</td>
			<td style="width:143px;">
			12-567-501
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

primary orthotopic glioma xenografts recapitulate infiltrative growth and isocitrate dehydrogenase i mutation

Gliomas malignos constituem um grupo heterogêneo de neoplasias gliais altamente infiltrativas com características clínicas e moleculares distintas. Xenograftos ortotópicos primários recapitulam as características histopatológicas e moleculares de subtipos de glioma malignos em modelos animais pré-clínicos. Para modelar gliomas malignos de grau III e IV em ensaios de transplante, as células tumorais humanas são xenoengrafadas em um sítio ortotópico, o cérebro, de camundongos imunocomprometidos. Em contraste com os xenoenxertos secundários que utilizam células tumorais cultivadas, as células de glioma humano são dissociadas de espécimes ressecados e transplantadas sem passagem prévia na cultura tecidual para gerar xenoenxertos primários. O procedimento deste relatório detalha a preparação da amostra de tumores, transplante intracraniano em camundongos imunocomprometidos, monitoramento de enenxerção tumoral e colheita de tumores para posterior passagem em animais receptores ou análise. A preparação das células tumorais requer 2 horas e o procedimento cirúrgico requer 20 minutos/animal.

Células de glioma dissociadas são transplantadas diretamente no cérebro de camundongos imunocomprometidos para obter linhas ortotópicas primárias de xenoenxerto. Cada amostra tumoral recebe um número randomizado antes do transplante, como parte do processo de desidentificação para remover informações de saúde protegidas. Usamos um número de banco de dados REDcap de 5 dígitos para este fim. A Figura 1 ilustra o processo e a nomenclatura para estabelecer uma linha de xenoenxerto a partir de um...

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Primary Orthotopic Glioma Xenografts Recapitulate Infiltrative Growth and Isocitrate Dehydrogenase I Mutation

Gliomas malignos constituem um grupo heterogêneo de neoplasias gliais altamente infiltrativas com características clínicas e moleculares distintas. Xenograftos ortotópicos primários recapitulam as características histopatológicas e moleculares de subtipos de glioma malignos em modelos animais pré-clínicos.

Glioma Xenoenxertos Ortotópicos Primários Recapitulam crescimento infiltrativo e isocitar mutação desidrogenase I

Malignant gliomas constitute a heterogeneous group of highly infiltrative glial neoplasms with distinct clinical and molecular features. Primary ...

primary-orthotopic-glioma-xenografts-recapitulate-infiltrative-growth

Research

JoVE Journal

Medicine

7.9K visualizações.  Vanderbilt University Medical Center. Gliomas malignos constituem um grupo heterogêneo de neoplasias gliais altamente infiltrativas com características clínicas e moleculares distintas. Xenograftos ortotópicos primários recapitulam as características histopatológicas e moleculares de subtipos de glioma malignos em modelos animais pré-clínicos.

Vídeo: Primary Orthotopic Glioma Xenografts Recapitulate Infiltrative Growth and Isocitrate Dehydrogenase I Mutation

An Orthotopic Model of Murine Bladder Cancer

In this straightforward procedure, bladder tumors are established in female C57 mice through the use of catheterization, local cauterization, and subsequent cell adhesion. After their bladders are transurethrally catheterized and drained, animals are again catheterized to permit insertion of a platinum wire into bladders without damaging the urethra or bladder. The catheters are made of Teflon to serve as an insulator for the wire, which will conduct electrical current into the bladder to create a burn injury. An electrocautery unit is used to deliver 2.5W to the exposed end of the wire, burning away extracellular layers and providing attachment sites for carcinoma cells that are delivered in suspension to the bladder through a subsequent catheterization. Cells remain in the bladder for 90 minutes, after which the catheters are removed and the bladders allowed to drain naturally. The development of tumor is monitored via ultrasound. Specific attention is paid to the catheterization technique in the accompanying video.

Bladder tumors are established in female mice in a minimally invasive fashion through catheterization, local cauterization, and subsequent adhesion of carcinoma cells to the burn sites.

Um modelo ortotópico de câncer de bexiga murino

In this straightforward procedure, bladder tumors are established in female C57 mice through the use of catheterization, local cauterization, and ...

Medicina

Orthotopic Small Bowel Transplantation in Rats

Small bowel transplantation has become an accepted clinical option for patients with short gut syndrome and failure of parenteral nutrition (irreversible intestinal failure). In specialized centers improved operative and managing strategies have led to excellent short- and intermediate term patient and graft survival while providing high quality of life 1,3. Unlike in the more common transplantation of other solid organs (i.e. heart, liver) many underlying mechanisms of graft function and immunologic alterations induced by intestinal transplantation are not entirely known6,7. Episodes of acute rejection, sepsis and chronic graft failure are the main obstacles still contributing to less favorable long term outcome and hindering a more widespread employment of the procedure despite a growing number of patients on home parenteral nutrition who would potentially benefit from such a transplant. The small intestine contains a large number of passenger leucocytes commonly referred to as part of the gut associated lymphoid system (GALT) this being part of the reason for the high immunogenity of the intestinal graft. The presence and close proximity of many commensals and pathogens in the gut explains the severity of sepsis episodes once graft mucosal integrity is compromised (for example by rejection). To advance the field of intestinal- and multiorgan transplantation more data generated from reliable and feasible animal models is needed. The model provided herein combines both reliability and feasibility once established in a standardized manner and can provide valuable insight in the underlying complex molecular, cellular and functional mechanisms that are triggered by intestinal transplantation. We have successfully used and refined the described procedure over more than 5 years in our laboratory 8-11. The JoVE video-based format is especially useful to demonstrate the complex procedure and avoid initial pitfalls for groups planning to establish an orthotopic rodent model investigating intestinal transplantation.

Small bowel transplantation has become an accepted treatment option for patients with irreversible intestinal failure. Our experimental model of orthotopic small bowel transplantation in rats serves as a reliable tool to address underlying immunologic and inflammatory processes that complicate intestinal transplantation.

Transplante de intestino delgado de ratos ortotópico

Small  bowel transplantation has become an accepted clinical option for patients with  short gut syndrome and failure of parenteral nutrition ...

Orthotopic Liver Transplantation in Rats

Clinical progress in the field of liver transplantation has been largely supported by animal models1,2. Since the publication of the first orthotopic rat liver transplantation in 1979 by Kamada et al.3, this model has remained the gold standard despite various proposed alternative techniques4. Nevertheless, its broader use is limited by its steep learning curve5.
In this video paper, we show a simple and easy-to-establish revision of Kamada's two-cuff technique. The suprahepatic vena cava anastomosis is performed manually with a running suture, and the vena porta and infrahepatic vena cava anastomoses are performed utilizing a quick-linker cuff system6. Manufacturing the quick-linker kit is shown in a separate video paper.

We present an easy-to-establish revision of the classical two-cuff technique for orthotopic liver transplantation in rat.

Transplante hepático ortotópico experimental em ratos

Clinical progress in the field of liver transplantation has been largely supported by animal models1,2. Since the publication of the first orthotopic rat ...

Imaging Glioma Initiation In Vivo Through a Polished and Reinforced Thin-skull Cranial Window

Glioma is the one of the most lethal forms of human cancer. The most effective glioma therapy to date-surgery followed by radiation treatment-offers patients only modest benefits, as most patients do not survive more than five years following diagnosis due to glioma relapse 1,2. The discovery of cancer stem cells in human brain tumors holds promise for having an enormous impact on the development of novel therapeutic strategies for glioma 3. Cancer stem cells are defined by their ability both to self-renew and to differentiate, and are thought to be the only cells in a tumor that have the capacity to initiate new tumors 4. Glioma relapse following radiation therapy is thought to arise from resistance of glioma stem cells (GSCs) to therapy 5-10. In vivo, GSCs are shown to reside in a perivascular niche that is important for maintaining their stem cell-like characteristics 11-14. Central to the organization of the GSC niche are vascular endothelial cells 12. Existing evidence suggests that GSCs and their interaction with the vascular endothelial cells are important for tumor development, and identify GSCs and their interaction with endothelial cells as important therapeutic targets for glioma. The presence of GSCs is determined experimentally by their capability to initiate new tumors upon orthotopic transplantation 15. This is typically achieved by injecting a specific number of GBM cells isolated from human tumors into the brains of severely immuno-deficient mice, or of mouse GBM cells into the brains of congenic host mice. Assays for tumor growth are then performed following sufficient time to allow GSCs among the injected GBM cells to give rise to new tumors-typically several weeks or months. Hence, existing assays do not allow examination of the important pathological process of tumor initiation from single GSCs in vivo. Consequently, essential insights into the specific roles of GSCs and their interaction with the vascular endothelial cells in the early stages of tumor initiation are lacking. Such insights are critical for developing novel therapeutic strategies for glioma, and will have great implications for preventing glioma relapse in patients. Here we have adapted the PoRTS cranial window procedure 16and in vivo two-photon microscopy to allow visualization of tumor initiation from injected GBM cells in the brain of a live mouse. Our technique will pave the way for future efforts to elucidate the key signaling mechanisms between GSCs and vascular endothelial cells during glioma initiation.

Imaging Glioma Initiation In Vivo Through a Polished and Reinforced Thin-skull Cranial Window

By combining a polished and reinforced thin-skull (PoRTS) cranial window and glioblastoma (GBM) cell injection, we can observe glioma initiation and growth from injected GBM cells in the brain of a live mouse longitudinally.

Imagem Glioma Iniciação<em&gt; Em Vivo</em&gt; Através de um polido e reforçado Janela crânio-Thin craniana

Glioma is the one of the most lethal forms of human cancer. The most effective glioma therapy to date-surgery followed by radiation treatment-offers ...

An Orthotopic Bladder Tumor Model and the Evaluation of Intravesical saRNA Treatment

We present a novel method for treating bladder cancer with intravesically delivered small activating RNA (saRNA) in an orthotopic xenograft mouse bladder tumor model. The mouse model is established by urethral catheterization under inhaled general anesthetic. Chemical burn is then introduced to the bladder mucosa using intravesical silver nitrate solution to disrupt the bladder glycosaminoglycan layer and allows cells to attach. Following several washes with sterile water, human bladder cancer KU-7-luc2-GFP cells are instilled through the catheter into the bladder to dwell for 2 hours. Subsequent growth of bladder tumors is confirmed and monitored by in vivo bladder ultrasound and bioluminescent imaging. The tumors are then treated intravesically with saRNA formulated in lipid nanoparticles (LNPs). Tumor growth is monitored with ultrasound and bioluminescence. All steps of this procedure are demonstrated in the accompanying video.

Establishing an orthotopic bladder tumor model to evaluate antitumor effects of intravesically delivered saRNA and monitoring tumor growth by ultrasound and bioluminescent imaging.

Um modelo de tumor de bexiga ortotópico e Avaliação de Tratamento de sarna intravesical

We present a novel method for treating bladder cancer with intravesically delivered small activating RNA (saRNA) in an orthotopic xenograft mouse bladder ...

Fetal Echocardiography and Pulsed-wave Doppler Ultrasound in a Rabbit Model of Intrauterine Growth Restriction

Fetal intrauterine growth restriction (IUGR) results in abnormal cardiac function that is apparent antenatally due to advances in fetoplacental Doppler ultrasound and fetal echocardiography. Increasingly, these imaging modalities are being employed clinically to examine cardiac function and assess wellbeing in utero, thereby guiding timing of birth decisions. Here, we used a rabbit model of IUGR that allows analysis of cardiac function in a clinically relevant way. Using isoflurane induced anesthesia, IUGR is surgically created at gestational age day 25 by performing a laparotomy, exposing the bicornuate uterus and then ligating 40-50% of uteroplacental vessels supplying each gestational sac in a single uterine horn. The other horn in the rabbit bicornuate uterus serves as internal control fetuses. Then, after recovery at gestational age day 30 (full term), the same rabbit undergoes examination of fetal cardiac function. Anesthesia is induced with ketamine and xylazine intramuscularly, then maintained by a continuous intravenous infusion of ketamine and xylazine to minimize iatrogenic effects on fetal cardiac function. A repeat laparotomy is performed to expose each gestational sac and a microultrasound examination (VisualSonics VEVO 2100) of fetal cardiac function is performed. Placental insufficiency is evident by a raised pulsatility index or an absent or reversed end diastolic flow of the umbilical artery Doppler waveform. The ductus venosus and middle cerebral artery Doppler is then examined. Fetal echocardiography is performed by recording B mode, M mode and flow velocity waveforms in lateral and apical views. Offline calculations determine standard M-mode cardiac variables, tricuspid and mitral annular plane systolic excursion, speckle tracking and strain analysis, modified myocardial performance index and vascular flow velocity waveforms of interest. This small animal model of IUGR therefore affords examination of in utero cardiac function that is consistent with current clinical practice and is therefore useful in a translational research setting.

We describe examination of fetal cardiac function with contemporary functional fetal echocardiography and fetoplacental Doppler ultrasound using the VisualSonics VEVO 2100 microultrasound in a surgically induced model of intrauterine fetal growth restriction in a rabbit.

Ecocardiografia fetal e ultra-som Doppler pulsátil em um modelo de coelho de restrição do crescimento intra-uterino

Fetal intrauterine growth restriction (IUGR) results in abnormal cardiac function that is apparent antenatally due to advances in fetoplacental Doppler ...

Bioluminescent Orthotopic Model of Pancreatic Cancer Progression

Pancreatic cancer has an extremely poor five-year survival rate of 4-6%. New therapeutic options are critically needed and depend on improved understanding of pancreatic cancer biology. To better understand the interaction of cancer cells with the pancreatic microenvironment, we demonstrate an orthotopic model of pancreatic cancer that permits non-invasive monitoring of cancer progression. Luciferase-tagged pancreatic cancer cells are resuspended in Matrigel and delivered into the pancreatic tail during laparotomy. Matrigel solidifies at body temperature to prevent leakage of cancer cells during injection. Primary tumor growth and metastasis to distant organs are monitored following injection of the luciferase substrate luciferin, using in vivo imaging of bioluminescence emission from the cancer cells. In vivo imaging also may be used to track primary tumor recurrence after resection. This orthotopic model is suited to both syngeneic and xenograft models and may be used in pre-clinical trials to investigate the impact of novel anti-cancer therapeutics on the growth of the primary pancreatic tumor and metastasis.

Improved understanding of pancreatic cancer biology is critically needed to enable the development of better therapeutic options to treat pancreatic cancer. To address this need, we demonstrate an orthotopic model of pancreatic cancer that permits non-invasive monitoring of cancer progression using in vivo bioluminescence imaging.

Modelo ortotópico bioluminescente de progressão do câncer de pâncreas

Pancreatic cancer has an extremely poor five-year survival rate of 4-6%.  New therapeutic options are critically needed and depend on improved ...

Generation of Subcutaneous and Intrahepatic Human Hepatocellular Carcinoma Xenografts in Immunodeficient Mice

In vivo experimental models of hepatocellular carcinoma (HCC) that recapitulate the human disease provide a valuable platform for research into disease pathophysiology and for the preclinical evaluation of novel therapies. We present a variety of methods to generate subcutaneous or orthotopic human HCC xenografts in immunodeficient mice that could be utilized in a variety of research applications. With a focus on the use of primary tumor tissue from patients undergoing surgical resection as a starting point, we describe the preparation of cell suspensions or tumor fragments for xenografting. We describe specific techniques to xenograft these tissues i) subcutaneously; or ii) intrahepatically, either by direct implantation of tumor cells or fragments into the liver, or indirectly by injection of cells into the mouse spleen. We also describe the use of partial resection of the native mouse liver at the time of xenografting as a strategy to induce a state of active liver regeneration in the recipient mouse that may facilitate the intrahepatic engraftment of primary human tumor cells. The expected results of these techniques are illustrated. The protocols described have been validated using primary human HCC samples and xenografts, which typically perform less robustly than the well-established human HCC cell lines that are widely used and frequently cited in the literature. In comparison with cell lines, we discuss factors which may contribute to the relatively low chance of primary HCC engraftment in xenotransplantation models and comment on technical issues that may influence the kinetics of xenograft growth. We also suggest methods that should be applied to ensure that xenografts obtained accurately resemble parent HCC tissues.

Human tumor xenografts in immunodeficient mice are valuable tools to study cancer biology. Specific protocols to generate subcutaneous and intrahepatic xenografts from human hepatocellular carcinoma cells or tumor fragments are described. Liver regeneration induced by partial hepatectomy in recipient mice is presented as a strategy to facilitate intrahepatic engraftment.

Geração de subcutânea e intra-hepática Humanos carcinoma hepatocelular Xenoenxertos em Immunodeficient Ratos

In  vivo experimental models of hepatocellular carcinoma (HCC) that recapitulate  the human disease provide a valuable platform for research into disease  ...

Minimally Invasive Establishment of Murine Orthotopic Bladder Xenografts

Orthotopic bladder cancer xenografts are the gold standard to study molecular cellular manipulations and new therapeutic agents&#160;in vivo. Suitable cell lines are inoculated either by intravesical instillation (model of nonmuscle invasive growth) or intramural injection into the bladder wall (model of invasive growth). Both procedures are complex and highly time-consuming. Additionally, the superficial model has its shortcomings due to the lack of cell lines that are tumorigenic following instillation. Intramural injection, on the other hand, is marred by the invasiveness of the procedure and the associated morbidity for the host mouse.
With these shortcomings in mind, we modified previous methods to develop a minimally invasive approach for creating orthotopic bladder cancer xenografts. Using ultrasound guidance we have successfully performed percutaneous inoculation of the bladder cancer cell lines UM-UC1, UM-UC3 and UM-UC13 into 50 athymic nude. We have been able to demonstrate that this approach is time efficient, precise and safe. With this technique, initially a space is created under the bladder mucosa with PBS, and tumor cells are then injected into this space in a second step. Tumor growth is monitored at regular intervals with bioluminescence imaging and ultrasound. The average tumor volumes increased steadily in in all but one of our 50 mice over the study period.
In our institution, this novel approach, which allows bladder cancer xenograft inoculation in a minimally-invasive, rapid and highly precise way, has replaced the traditional model.

The established technique to inoculate primary invasive orthotopic bladder cancer xenografts requires laparotomy and mobilization of the bladder. This procedure inflicts significant morbidity on the mice, is technically challenging and time-consuming. We therefore developed a high-precision, percutaneous approach utilizing ultrasound guidance.

Minimamente Invasiva Estabelecimento de murino ortotópico bexiga Xenoenxertos

Orthotopic bladder cancer xenografts are the gold standard to study molecular cellular manipulations and new therapeutic agents&#160;in vivo. Suitable ...

Orthotopic Injection of Breast Cancer Cells into the Mammary Fat Pad of Mice to Study Tumor Growth.

Breast cancer growth can be studied in mice using a plethora of models. Genetic manipulation of breast cancer cells may provide insights into the functions of proteins involved in oncogenic progression or help to discover new tumor suppressors. In addition, injecting cancer cells into mice with different genotypes might provide a better understanding of the importance of the stromal compartment. Many models may be useful to investigate certain aspects of disease progression but do not recapitulate the entire cancerous process. In contrast, breast cancer cells engraftment to the mammary fat pad of mice better recapitulates the location of the disease and presence of the proper stromal compartment and therefore better mimics human cancerous disease. In this article, we describe how to implant breast cancer cells into mice orthotopically and explain how to collect tissues to analyse the tumor milieu and metastasis to distant organs. Using this model, many aspects (growth, angiogenesis, and metastasis) of cancer can be investigated simply by providing a proper environment for tumor cells to grow.

Cancer is a complex disease that is influenced by the tissue surrounding the tumor as well as local pro- and anti-inflammatory mediators. Therefore, orthotropic injection models, rather than subcutaneous models may be useful to study cancer progression in a manner that better mimics human pathology.