Estamos particularmente en deuda con los pacientes del Centro Médico de la Universidad de Vanderbilt que proporcionaron material de investigación invaluable para el Banco de Tejido Neuroquirúrgico Molecular. Agradecemos a aquellos que establecieron y mantienen el Banco de Tejidos, Reid C. Thompson MD (investigador principal), Cherryl Kinnard RN (enfermera de investigación) y Larry A. Pierce MS (gerente). Los servicios histológicos fueron realizados, en parte, por el Recurso Compartido de Patología Traslacional del Centro Médico de la Universidad de Vanderbilt (VUMC) (apoyado por el premio 5P30 CA068485 al Centro Oncológico Vanderbilt-Ingram). Este trabajo fue apoyado por subvenciones a MKC del NINDS (1R21NS070139), el Fondo Burroughs Wellcome y los fondos de desarrollo VMC. MKC cuenta con el apoyo del Departamento de Asuntos de Veteranos, Administración de Salud de Veteranos, Oficina de Investigación y Desarrollo, Investigación y Desarrollo de Laboratorios Biomédicos a través de la subvención 1 I01 BX000744-01. El contenido no representa los puntos de vista del Departamento de Asuntos de Veteranos o del Gobierno de los Estados Unidos.

1. Preparación de la suspensión de células tumorales
Nota: Las aprobaciones institucionales apropiadas para el uso del material paciente y de los animales se requieren para establecer y para mantener xenoinjertos ortotopic primarios de la glioma. En el Centro Médico de la Universidad de Vanderbilt, el material tumoral resecado que excede el requerido para fines de diagnóstico se recopila con el consentimiento del paciente para un repositorio de tejidos de investigación. Las muestras se etiquetan con un número de base de datos REDcap aleatorio de 5 dígitos y se eliminan todos los identificadores específicos del paciente. La base de datos REDcap contiene datos clínicos desidentificados para cada muestra en el repositorio de tejidos que incluyen el sexo, la edad (en años), la raza, el estado de supervivencia, la patología, los tratamientos contra el cáncer, el año de resección y el tiempo hasta la progresión. Para mantener esterilidad y optimizar el éxito del método primario del xenoinjerto, todos los reactivos, los instrumentos quirúrgicos vapor-autoclavados, y el sitio quirúrgico se deben ensamblar o preparar de antemano.
Nota: Los especímenes de glioma a menudo contienen grandes cantidades de mielina y escombros. Dependiendo del tamaño de la muestra, puede ser necesario utilizar más de 4 tubos de gradiente discontinuos para la eliminación adecuada de mielina y escombros.
Nota: El proceso se completa cuando no queda ningún tejido no disociado claramente visible, o poco. Evite la introducción de burbujas durante el proceso de trituración.
Nota: La viabilidad celular después de la disociación es típicamente >90%. Las viabilidades más bajas pueden reflejar muchas variables incluyendo la manipulación subóptima del tejido o el tiempo de transporte desde el quirófano, el método de criopreservación o la técnica de disociación de papaína. Sin embargo, las viabilidades celulares más bajas pueden seguir siendo adecuadas, siempre y cuando se pueda trasplantar un número suficiente de viables en el volumen apropiado. Por cada ratón, se implantan entre 50.000 y 200.000 células viables en volumen de 2 μl. Debido a la punta biselinada de la aguja de la jeringuilla, un adicional 5 μl de la suspensión de la célula se debería incluir en el volumen final para asegurarse de que el material adecuado se pueda dibujar en la jeringuilla para cada inyección. Por ejemplo, para inyectar 2 μl/ratón para 5 ratones el volumen final debe ser de 15 μl (15 μl = (5 x 2 μl) + 5 μl).
<ol><li>Coloque el material paciente recién resecado y desidentificado en un recipiente estéril y tapado sobre hielo para su transporte al laboratorio. Procesar la muestra directamente para su trasplante o criopreserva la muestra en nitrógeno líquido (ver más abajo) para su almacenamiento en nitrógeno líquido y su posterior uso.</li>
	<li>Prepare las soluciones de disociación de papaína (solución de papaína, solución inhibidora de lavado/proteasa y solución de gradiente discontinuo) en una campana estéril con los componentes del kit y las instrucciones suministradas por el fabricante. Etiquete los tubos cónicos estériles de poliestireno de 15 ml y distribuya las soluciones de la siguiente manera:<ul>
<li>Tubo 1: 5 ml de solución de papaína</li>
			<li>Tubo 2: 3 ml de solución inhibidora de lavado/proteasa</li>
			<li>Tubos 3-6: 5 ml cada uno de solución de gradiente discontinuo</li>
		</ul>
</li>
	<li>Coloque la muestra de glioma en el tubo 1 con 5 ml de solución de papaína y triturar con una pipeta de 5 ml durante un período de tiempo de 10-20 min.</li>
	<li>Pipetear el material hacia arriba y hacia abajo 10 veces y luego incubar el material durante 2-3 minutos a temperatura ambiente antes de iniciar el siguiente ciclo de trituración.</li>
	<li>Coloque la punta de la pipeta de 5 ml más cerca de la parte inferior del tubo cónico con cada ciclo de trituración de tal manera que la punta esté tocando la parte inferior del tubo durante los últimos 2 ciclos.</li>
	<li>Centrífuga a 300 x g durante 5 min a temperatura ambiente. Retire el sobrenadante y pipetee el pellet hacia arriba y hacia abajo 10 veces en 3 ml de la solución inhibidora de lavado/proteasa.</li>
	<li>Cuidadosamente capa un volumen igual de la suspensión sobre cada una de las soluciones de gradiente discontinuo de 5 ml (tubos 3-6), con un pipeteador establecido a la velocidad de dispensación "gravedad".</li>
	<li>Coloque los tubos en una centrífuga equipada con un rotor de cubo oscilante, con la velocidad de aceleración reducida al ajuste más bajo y el freno apagado. Centrífuga a 76 x g durante 12 min a temperatura ambiente. Con el freno apagado, la centrifugación generalmente se completa después de 20 minutos.</li>
	<li>Retiramos el sobrenadante, resuspend y combinamos cada pellet en 5 ml de solución salina balanceada estéril y colocamos las células sobre hielo.</li>
	<li>Retire una porción (10-100 μl) de la suspensión celular y determine la densidad de células viables por exclusión de tripano azul con un hemocitómetro.</li>
	<li>Centrífuga a 300 x g durante 5 min. Retire el sobrenadante y resuspend el pellet celular a una densidad de 25,000-125,000 células viables por μl.</li>
	<li>Transferir un volumen adecuado de la suspensión celular a un tubo de microcentrífuga de 200 μl (tubo PCR) y colocarlo sobre hielo.</li>
</ol>2. Preparación del sitio quirúrgico y los instrumentos
Nota: Guantes quirúrgicos estériles se usan durante el procedimiento. Dependiendo de los requisitos de cada institución, se pueden requerir batas quirúrgicas, gorras y protectores faciales.
<ol><li>Prepare un banco desinfectado para la cirugía de roedores con áreas contiguas separadas para la preparación de animales, el campo operativo y la recuperación de animales.</li>
	<li>Esterilizar instrumentos quirúrgicos en un autoclave de vapor. Posteriormente, utilice un esterilizador de perlas calientes para flash-esterilizar instrumentos al hacer la transición de un animal sujeto a otro.</li>
</ol>3. Inducción, anestesia y analgesia
Nota: Las cirugías que exceden los 15 minutos desde el momento en que los ratones son anestesiados requieren una fuente de calor de contacto. Para prevenir la hipotermia, los ratones reciben una fuente de calor (manta de agua caliente circulante) durante los períodos pre y postoperatorio. 
<ol><li>Prepare un cóctel de ketamina/xilazina para la anestesia por inducción de manera que cada ratón reciba ketamina 100 mg/kg y xilazina 10 mg/kg inyectando 10 μl del cóctel por gramo de peso corporal.</li>
	<li>
Tabla 1. Cóctel de anestesia.
		<table><tbody>
<tr>
<td rowspan="2"></td>
					<td rowspan="2">Concentración de existencias</td>
					<td colspan="3">Volumen para prepararse </td>
				</tr>
<tr>
<td>un ratón</td>
					<td>cinco ratones</td>
					<td>diez ratones</td>
				</tr>
<tr>
<td>ketamina</td>
					<td>100 mg/ml</td>
					<td>25 μl</td>
					<td>μl 125</td>
					<td>250 μl</td>
				</tr>
<tr>
<td>Xilazina</td>
					<td>100 mg/ml</td>
					<td>2,5 μl</td>
					<td>μl 12.5</td>
					<td>25 μl</td>
				</tr>
<tr>
<td>Solución salina isotónica</td>
					<td></td>
					<td>223 μl</td>
					<td>μl 1.113</td>
					<td>2.225 μl</td>
				</tr>
<tr>
<td colspan="2">total</td>
					<td>250 ul</td>
					<td>1.250 μl</td>
					<td>2.500 μl</td>
				</tr>
</tbody></table>
</li>
	<li>Prepare la solución de ketoprofeno para la analgesia diluyendo la solución común (10 mg/ml) 1:20 en agua estéril y libre de piógenos de tal manera que cada ratón reciba una dosis de 5 mg/kg inyectando 10 μl de la solución por gramo de peso corporal.</li>
	<li>Pesar y registrar el peso prequirúrgico. Los pesos individuales de los ratones varían, pero generalmente oscilan entre 18 y 22 g.</li>
	<li>Inyecte 10 μl del cóctel de ketamina/xilazina por gramo de peso corporal del ratón en el espacio intraperitoneal con una jeringa de insulina. Por ejemplo, inyecte 200 μl para un ratón de 20 g.</li>
	<li>Determine si el ratón está completamente anestesiado por la pizca del dedo del pie de la pata trasera. Por lo general, toma 3-5 minutos para que el ratón ya no se retire del pellizco.</li>
	<li>Inyecte 10 μl de la solución de ketoprofeno por gramo de peso corporal del ratón por vía subcutánea en la piel suelta del flanco con una jeringa de insulina. Por ejemplo, inyecte 200 μl para un ratón de 20 g.</li>
	<li>Afeite el cabello sobre el cráneo con cortadoras, frote el cuero cabelludo expuesto con povidona-yodo usando un aplicador de punta de algodón y luego limpie una almohadilla de alcohol. Repita estos pasos, exfoliante de povidona y yodo y toallita con alcohol, dos veces más.</li>
	<li>Aplique ungüento oftálmico a los ojos del ratón.</li>
	<li>Haga una incisión de línea media de 1 cm que se extienda desde detrás de las orejas hasta justo delante de los ojos con una hoja de bisturí estéril.</li>
	<li>Coloque el ratón bajo un ámbito de disección y exponga el cráneo para identificar las líneas de sutura. Usando movimientos circulares con un taladro, centre un agujero de rebabas 2,5 mm lateral a la bregma y 1 mm posterior a la sutura coronal.</li>
</ol>4. Trasplante intracraneal
Nota: Los volúmenes de inyección superiores a 2,5 μl pueden ser letales para los ratones.
<ol><li>Coloque el ratón en un marco estereotáctico enganchando los incisivos superiores sobre la barra incisivo y aplicando la abrazadera de la nariz para que el cráneo se sostengan firmemente en una posición neutra.</li>
	<li>Extraiga 5-10 μl de las células en un tubo de microcentrífuga hacia arriba y hacia abajo varias veces en una jeringa Hamilton de 10 μl sujetada en el soporte de la sonda del manipulador estereotáctico para mezclar la suspensión y eliminar burbujas. Deprima el émbolo para que la jeringa se cargue con 2 μl (el volumen adecuado para inyectar un animal).</li>
	<li>Tire del borde lateral de la incisión de la piel para exponer el orificio de las rebabas y, con el micromanipulador, introduzca la aguja en el orificio de las rebabas para que la parte biselinada esté justo debajo de la superficie del cráneo.<ol>
<li>Avance la aguja 3 mm y luego retire la aguja 0.5 mm para crear un espacio para la inyección.</li>
			<li>Avance el émbolo lentamente durante 30 segundos y luego deje que la aguja permanezca en el cerebro durante 2 minutos adicionales. Retire la aguja gradualmente ascendiendo 0,5 mm y esperando 30 segundos adicionales antes de retirar la aguja del cerebro.</li>
		</ol>
</li>
	<li>Retire el ratón del marco estereotáctico y cierre la herida con un autoclip.</li>
	<li>Coloque el ratón en una almohadilla de calentamiento para mantener la temperatura corporal y controlar continuamente el patrón de respiración y el color de las membranas mucosas y los tejidos expuestos (plantas de los pies).</li>
	<li>Coloque el ratón en una jaula microisoladora estéril una vez que se recupere completamente de la anestesia (esternal y ambulatoria), y devuélvalo a la instalación de alojamiento de animales.</li>
</ol>5. Cuidado y observación de animales después de la implantación
Nota: La indicación más confiable del engraftment del tumor y del crecimiento infiltrativo es pérdida de peso gradual, continua acompañada por el desarrollo de la postura encorvada y de la capa áspera del pelo. En raras ocasiones, se observan déficits neurológicos que incluyen ataxia, paresia y convulsiones. Los xenoinjertos primarios ortotópicos son altamente invasivos y se desarrollan durante un largo período de tiempo. Los ratones suelen manifestar síntomas de crecimiento tumoral 3-6 meses después del trasplante.
<ol><li>Observe a ratones con xenoinjertos ortotópicos diariamente para la ingesta de alimentos y agua, el comportamiento, el acicalamiento y los signos de infección en el sitio de la incisión.</li>
	<li>Administrar ketoprofeno (5 mg/kg por vía subcutánea, 1-2 veces al día) si se observa dolor o angustia postoperatoriamente.</li>
	<li>Retire los autoclips 8-10 días después de la cirugía.</li>
	<li>Pesar ratones semanalmente.</li>
	<li>Vigile si hay muestras y síntomas del engraftment del tumor.</li>
</ol>6. Cosecha de tumores
Nota: Por este método, la primera rebanada coronal (#1) contiene el aspecto posterior de los bulbos olfativos y el aspecto anterior de los lóbulos frontales. El tumor injertado es el más abundante en el hemisferio correcto de las 3 rebanadas coronales subsecuentes (#2 de la rebanada, #3, y #4) y la vista de la inyección se contiene rutinario en la rebanada coronal #3. Dependiendo de las necesidades experimentales, el material se puede utilizar para el paso del tumor, secciones de tejido congelado, secciones de tejido incrustado de parafina fija de formol, citometría de flujo de tejido disociado, cultivo celular o lisatos para análisis de ADN, ARN o proteínas. Las porciones del tumor se pueden cryopreserved para las necesidades futuras con la viabilidad de la célula que se extiende de de 80-95%.
<ol><li>Euthanize ratones por la exposición prolongada al dióxido de carbono seguido por la dislocación cervical.</li>
	<li>Decapitar ratones eutanásicos en la base del cerebro (nivel de foramen magnum) con un par más grande de tijeras quirúrgicas, y tire de la piel de la incisión hacia adelante para exponer completamente el cráneo.</li>
	<li>Extirpar el cerebro.<ol>
<li>Inserte una punta de par de tijeras quirúrgicas finas en el aspecto lateral del foramen magno al nivel del meato auditivo externo izquierdo para cortar el hueso occipital a lo largo del lado izquierdo del cráneo. Realice el mismo corte en el lado derecho.</li>
			<li>Corte el hueso occipital a lo largo de un plano coronal de un meato auditivo externo al otro y retire el hueso para exponer el cerebelo.</li>
			<li>Corte las placas óseas nasales entre los ojos.</li>
			<li>Corte la sutura sagital cortando posteriormente a lo largo de la sutura sagital de las placas óseas nasales al bregma. Complete la incisión de la línea media a lo largo de la sutura sagital cortando anterior de la lambda a la bregma.</li>
			<li>Inserte cuidadosamente la punta de un par fino de fiórceps a lo largo de la abertura sagital a cada lado para romper cualquier adhesión dural del cráneo al cerebro y luego pelar las dos mitades del cráneo lateralmente para exponer el cerebro y los bulbos olfativos dorsalmente.</li>
			<li>Deslice las esrcepillas entre el aspecto ventral de los bulbos olfativos y el cráneo para liberar cualquier adherencia.</li>
			<li>Incline el cráneo hacia atrás para permitir que el cerebro se retraiga para que los nervios ópticos y otros nervios craneales estén expuestos. Cortar los nervios craneales para liberar el cerebro en un plato que contiene PBS estéril.</li>
		</ol>
</li>
	<li>Transfiera el cerebro con una espátula de pesaje a una rebanadora de matriz y genere rebanadas coronales de 2 mm con cuchillas de afeitar.</li>
	<li>Coloque las rebanadas coronales en un plato que contenga PBS estéril para una inspección visual adicional y un mayor procesamiento de tejidos.</li>
</ol>7. Criopreservación tumoral
<ol><li>Preparar una solución común de medio de criopreservación.<ol>
<li>Añadir 50 ml de suplemento de proliferación, 5 ml de solución de penicilina y estreptomicina 100x, y 450 μl de heparina al 0,2% a 450 ml de medio basal.</li>
			<li>Guarde la solución común a 4 °C protegida de la luz.</li>
		</ol>
</li>
	<li>Preparar una solución de trabajo de medio de criopreservación.<ol>
<li>Combinar 47,5 ml de medio de criopreservación y 2,5 ml de DMSO estéril en un tubo cónico de polipropileno de 50 ml y mezclar bien.</li>
			<li>Alícuota 1,0 ml de solución de trabajo a cada criovial y conservar a 4 °C protegido de la luz.</li>
		</ol>
</li>
	<li>Coloque una rebanada coronal de 2 mm de cerebro xenoinjertado en un medio de criopreservación que contenga criopreservación sobre hielo.</li>
	<li>Tapar firmemente el vial y colocarlo en un recipiente de congelación a -80 °C. Transfiera el criovial al día siguiente a un tanque de nitrógeno líquido para un almacenamiento más largo.</li>
</ol>

<ol>
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D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Human+lymphoid+and+myeloid+cell+development+in+NOD/LtSz-scid+IL2R+gamma+null+mice+engrafted+with+mobilized+human+hemopoietic+stem+cells.">Human lymphoid and myeloid cell development in NOD/LtSz-scid IL2R gamma null mice engrafted with mobilized human hemopoietic stem cells.</a> J. Immunol. 174, 6477-6489 (2005).</li><li>Singh, S. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+human+brain+tumour+initiating+cells.">Identification of human brain tumour initiating cells.</a> Nature. 432, 396-401 (2004).</li></ol>

Los autores declaran que no tienen intereses financieros contrapuestos.

Las líneas celulares cultivadas, los xenoinjertos y los ratones genéticamente modificados son los métodos más comunes para modelar gliomas, y existen distintos beneficios y limitaciones para cada sistema modelo3,13,14. Las ventajas relevantes de xenoinjertos ortotópicos primarios del glioma incluyen el crecimiento infiltrativo que tipifica gliomas difusos y la retención de alteraciones genéticas y de los mecanismos importantes de la señalización que pueden ser excesivamente difíciles de mantener en c...

Los gliomas malignos son tumores gliales primarios del sistema nervioso central que ocurren en el cerebro y ocasionalmente en la médula espinal. Los gliomas son clasificados por la Organización Mundial de la Salud (OMS) según el parecido histológico con los astrocitos, oligodendrocitos o células ependimarias y luego se clasifican numéricamente (I a IV) por las características patológicas de la malignidad. Los subtipos histológicos más comunes son astrocitomas, oligodendrogliomas y oligoastrocitomas mixtos. Los gliomas malignos que abarcan los grados II a IV de la OMS se caracterizan por un crecimiento invasivo y una recalcitrante a las terapias actuales. Cada año en los Estados Unidos, aproximadamente 15,750 individuos son diagnosticados con un glioma maligno y se estima que 12,740 pacientes sucumben a esta enfermedad. Estas estadísticas destacan la naturaleza particularmente mortal de gliomas malas y la necesidad importante de la eficacia terapéutica aumentada.
Los modelos de cáncer son esenciales para investigar la biología y las terapias tumorales. Las variedades de células humanas del cáncer representan un primer paso importante para las manipulaciones ines vitro y los estudios in vivo del xenografting (xenoinjertos secundarios)1. Sin embargo, los cultivos celulares de cáncer estándar experimentan la transformación fenotípica y genotípica2-4 que puede no ser restaurada en xenoinjertos secundarios5. Además, las alteraciones genéticas como las mutaciones de la isocitrato deshidrogenasa(IDH)6,las distintas poblaciones de células madre7 y la dependencia de las vías de señalización clave8 pueden perderse en cultivos de células cancerosas. Los perfiles genómicos pueden mantenerse en mayor medida en el cultivo de la esfera del cáncer, aunque todavía no reflejan plenamente el genotipo de los tumores primarios2,3. El trasplante ortotópico directo niega las influencias del cultivo in vitro, proporciona un microambiente adecuado y preserva la integridad de las células iniciadoras de tumores9,10. Por lo tanto, los xenoinjertos primarios representan un modelo preclínico potente y relevante para probar rigurosamente agentes dirigidos para ayudar en el diseño racional de futuros ensayos clínicos5,11,12.

<table border="1" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			Phosphate buffered saline
			</td>
			<td style="width:142px;">
			Life Technologies
			</td>
			<td style="width:140px;">
			14040-133
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			Papain dissociation system
			</td>
			<td style="width:142px;">
			Worthington Biochemical Corp.
			</td>
			<td style="width:140px;">
			LK003150
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			Trypan blue solution 0.4%
			</td>
			<td style="width:142px;">
			Life Technologies
			</td>
			<td style="width:140px;">
			15250061
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			Ketamine HCl
			</td>
			<td rowspan="4" style="width:142px;">
			Obtained from institutional pharmacy or local veterinary supply company
			</td>
			<td style="width:140px;">
			
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			Xylazine HCl
			</td>
			<td style="width:140px;">
			
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			Ketoprofen
			</td>
			<td style="width:140px;">
			
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			Ophthalmic ointment
			</td>
			<td style="width:140px;">
			
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			Povidone-iodine
			</td>
			<td style="width:142px;">
			Fisher Scientific
			</td>
			<td style="width:140px;">
			190061617
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			Cryopreservation medium and proliferation supplement
			</td>
			<td style="width:142px;">
			StemCell Technologies
			</td>
			<td style="width:140px;">
			05751
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			0.2% Heparin sodium salt in PBS
			</td>
			<td style="width:142px;">
			StemCell Technologies
			</td>
			<td style="width:140px;">
			07980
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			Penicillin-streptomycin
			</td>
			<td style="width:142px;">
			Life Technologies
			</td>
			<td style="width:140px;">
			15140-122
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			Dimethyl sulfoxide
			</td>
			<td style="width:142px;">
			Sigma-Aldrich
			</td>
			<td style="width:140px;">
			D6250-5X10ML
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			NOD.Cg-Prkdcscid I/2rgtm1Wjl/SzJ mice
			</td>
			<td style="width:142px;">
			The Jackson Laboratory
			</td>
			<td style="width:140px;">
			005557
			</td>
			<td style="width:97px;">
			NSG mice
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			Anti-human vimentin antibody
			</td>
			<td style="width:142px;">
			Dako
			</td>
			<td style="width:140px;">
			M7020
			</td>
			<td style="width:97px;">
			Use 1:200 to 1:800
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			Anti-human IDH1 R132H antibody
			</td>
			<td style="width:142px;">
			Dianova
			</td>
			<td style="width:140px;">
			DIA-H09
			</td>
			<td style="width:97px;">
			Use 1:100 to 1:400
			</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>




<table border="1" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Material 
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Company
			</td>
			<td style="width:143px;">
			Catalogue Number
			</td>
			<td style="width:97px;">
			Comments
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Centrifuge with swinging bucket rotor
			</td>
			<td style="width:140px;">
			
			</td>
			<td style="width:143px;">
			
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Pipetter with dispensing speed control
			</td>
			<td style="width:140px;">
			
			</td>
			<td style="width:143px;">
			
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Disposable hemocytometer
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Fisher Scientific
			</td>
			<td style="width:143px;">
			22-600-100
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Sterile surgical gloves
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Fisher Scientific
			</td>
			<td style="width:143px;">
			11-388128
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Disposable gown
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Fisher Scientific
			</td>
			<td style="width:143px;">
			18-567
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Surgical mask
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Fisher Scientific
			</td>
			<td style="width:143px;">
			19-120-1256
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Tuberculin syringe
			</td>
			<td style="width:140px;">
			BD
			</td>
			<td style="width:143px;">
			305620
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Alcohol pads
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Fisher Scientific
			</td>
			<td style="width:143px;">
			22-246-073
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Portable electronic scale
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Fisher Scientific
			</td>
			<td style="width:143px;">
			01-919-33
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Zoom stereomicroscope
			</td>
			<td style="width:140px;">
			
			</td>
			<td style="width:143px;">
			
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Surgical clipper
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Stoelting
			</td>
			<td style="width:143px;">
			51465
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Scalpel handle
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Fine Science Tools
			</td>
			<td style="width:143px;">
			10003-12
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Scalpel blades, #10
			</td>
			<td style="width:140px;">
			
			</td>
			<td style="width:143px;">
			
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Stereotaxic instrument
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Stoelting
			</td>
			<td style="width:143px;">
			51730
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			High-speed drill
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Stoelting
			</td>
			<td style="width:143px;">
			51449
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">Drill bit, 0.6 mm</td>
			<td style="width:140px;">Stoelting</td>
			<td style="width:143px;">514552</td>
			<td style="width:97px;"></td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Hamilton syringe
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Hamilton
			</td>
			<td style="width:143px;">
			80336
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Autoclip, 9 mm
			</td>
			<td style="width:140px;">
			BD
			</td>
			<td style="width:143px;">
			427630
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Circulating water warming pad
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Kent Scientific
			</td>
			<td style="width:143px;">
			TP-700
			TP-1215EA
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Hot bead dry sterilizer
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Kent Scientific
			</td>
			<td style="width:143px;">
			INS300850
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Surgical scissors
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Fine Science Tools
			</td>
			<td style="width:143px;">
			14101-14
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Fine scissors
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Fine Science Tools
			</td>
			<td style="width:143px;">
			14094-11
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Spring scissors
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Fine Science Tools
			</td>
			<td style="width:143px;">
			15018-10
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Dumont forceps
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Fine Science Tools
			</td>
			<td style="width:143px;">
			11251-30
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Semimicro spatulas
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Fisher Scientific
			</td>
			<td style="width:143px;">
			14374
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Mouse brain slicer matrix
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Zivic Instruments
			</td>
			<td style="width:143px;">
			BSMAS002-1
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Cryogenic storage vials
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Fisher Scientific
			</td>
			<td style="width:143px;">
			12-567-501
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

primary orthotopic glioma xenografts recapitulate infiltrative growth and isocitrate dehydrogenase i mutation

Las gliomas malas constituyen un grupo heterogéneo de neoplasmas glial altamente infiltrativos con las características clínicas y moleculares distintas. Los xenografts orthotopic primarios recapitulan las características histopatológicas y moleculares de los subtipos malos de la glioma en modelos animales preclínicos. Para modelar gliomas malignos de grado III e IV de la OMS en ensayos de trasplante, las células tumorales humanas se xenoinjerten en un sitio ortotópico, el cerebro, de ratones inmunocomprometidos. En contraste con los xenoinjertos secundarios que utilizan las células cultivadas del tumor, las células humanas de la glioma se disocian de especímenes resecados y se trasplantan sin el paso anterior en cultura del tejido para generar xenoinjertos primarios. El procedimiento en este informe detalla la preparación de la muestra del tumor, el trasplante intracraneal en ratones immunocompromised, la supervisión para el engraftment del tumor y la cosecha del tumor para el paso subsecuente en animales o análisis receptores. La preparación de células tumorales requiere 2 horas y el procedimiento quirúrgico requiere 20 min/animal.

Las células disociadas del glioma se trasplantan directamente en los cerebros de ratones immunocompromised para obtener líneas ortotopic primarias del xenoinjerto. A cada muestra de tumor se le asigna un número aleatorio antes del trasplante, como parte del proceso de desidentificación para eliminar la información de salud protegida. Utilizamos un número de base de datos REDcap de 5 dígitos para este propósito. La Figura 1 ilustra el proceso y la nomenclatura para establecer una línea de xenoinj...

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Primary Orthotopic Glioma Xenografts Recapitulate Infiltrative Growth and Isocitrate Dehydrogenase I Mutation

Las gliomas malas constituyen un grupo heterogéneo de neoplasmas glial altamente infiltrativos con las características clínicas y moleculares distintas. Los xenografts orthotopic primarios recapitulan las características histopatológicas y moleculares de los subtipos malos de la glioma en modelos animales preclínicos.

Xenoinjertos de glioma ortotópico primario Recapitulan el crecimiento infiltrativo y la mutación de la isocitrato deshidrogenasa I

Malignant gliomas constitute a heterogeneous group of highly infiltrative glial neoplasms with distinct clinical and molecular features. Primary ...

primary-orthotopic-glioma-xenografts-recapitulate-infiltrative-growth

Research

JoVE Journal

Medicine

8.0K vistas.  Vanderbilt University Medical Center. Las gliomas malas constituyen un grupo heterogéneo de neoplasmas glial altamente infiltrativos con las características clínicas y moleculares distintas. Los xenografts orthotopic primarios recapitulan las características histopatológicas y moleculares de los subtipos malos de la glioma en modelos animales preclínicos.

Video: Primary Orthotopic Glioma Xenografts Recapitulate Infiltrative Growth and Isocitrate Dehydrogenase I Mutation

An Orthotopic Model of Murine Bladder Cancer

In this straightforward procedure, bladder tumors are established in female C57 mice through the use of catheterization, local cauterization, and subsequent cell adhesion. After their bladders are transurethrally catheterized and drained, animals are again catheterized to permit insertion of a platinum wire into bladders without damaging the urethra or bladder. The catheters are made of Teflon to serve as an insulator for the wire, which will conduct electrical current into the bladder to create a burn injury. An electrocautery unit is used to deliver 2.5W to the exposed end of the wire, burning away extracellular layers and providing attachment sites for carcinoma cells that are delivered in suspension to the bladder through a subsequent catheterization. Cells remain in the bladder for 90 minutes, after which the catheters are removed and the bladders allowed to drain naturally. The development of tumor is monitored via ultrasound. Specific attention is paid to the catheterization technique in the accompanying video.

Bladder tumors are established in female mice in a minimally invasive fashion through catheterization, local cauterization, and subsequent adhesion of carcinoma cells to the burn sites.

Un modelo ortotópico de cáncer de vejiga murino

In this straightforward procedure, bladder tumors are established in female C57 mice through the use of catheterization, local cauterization, and ...

Investigación

Medicina

Orthotopic Small Bowel Transplantation in Rats

Small bowel transplantation has become an accepted clinical option for patients with short gut syndrome and failure of parenteral nutrition (irreversible intestinal failure). In specialized centers improved operative and managing strategies have led to excellent short- and intermediate term patient and graft survival while providing high quality of life 1,3. Unlike in the more common transplantation of other solid organs (i.e. heart, liver) many underlying mechanisms of graft function and immunologic alterations induced by intestinal transplantation are not entirely known6,7. Episodes of acute rejection, sepsis and chronic graft failure are the main obstacles still contributing to less favorable long term outcome and hindering a more widespread employment of the procedure despite a growing number of patients on home parenteral nutrition who would potentially benefit from such a transplant. The small intestine contains a large number of passenger leucocytes commonly referred to as part of the gut associated lymphoid system (GALT) this being part of the reason for the high immunogenity of the intestinal graft. The presence and close proximity of many commensals and pathogens in the gut explains the severity of sepsis episodes once graft mucosal integrity is compromised (for example by rejection). To advance the field of intestinal- and multiorgan transplantation more data generated from reliable and feasible animal models is needed. The model provided herein combines both reliability and feasibility once established in a standardized manner and can provide valuable insight in the underlying complex molecular, cellular and functional mechanisms that are triggered by intestinal transplantation. We have successfully used and refined the described procedure over more than 5 years in our laboratory 8-11. The JoVE video-based format is especially useful to demonstrate the complex procedure and avoid initial pitfalls for groups planning to establish an orthotopic rodent model investigating intestinal transplantation.

Small bowel transplantation has become an accepted treatment option for patients with irreversible intestinal failure. Our experimental model of orthotopic small bowel transplantation in rats serves as a reliable tool to address underlying immunologic and inflammatory processes that complicate intestinal transplantation.

El trasplante ortotópico de intestino delgado en ratas

Small  bowel transplantation has become an accepted clinical option for patients with  short gut syndrome and failure of parenteral nutrition ...

Orthotopic Liver Transplantation in Rats

Clinical progress in the field of liver transplantation has been largely supported by animal models1,2. Since the publication of the first orthotopic rat liver transplantation in 1979 by Kamada et al.3, this model has remained the gold standard despite various proposed alternative techniques4. Nevertheless, its broader use is limited by its steep learning curve5.
In this video paper, we show a simple and easy-to-establish revision of Kamada's two-cuff technique. The suprahepatic vena cava anastomosis is performed manually with a running suture, and the vena porta and infrahepatic vena cava anastomoses are performed utilizing a quick-linker cuff system6. Manufacturing the quick-linker kit is shown in a separate video paper.

We present an easy-to-establish revision of the classical two-cuff technique for orthotopic liver transplantation in rat.

Trasplante ortotópico de hígado en ratas

Clinical progress in the field of liver transplantation has been largely supported by animal models1,2. Since the publication of the first orthotopic rat ...

Imaging Glioma Initiation In Vivo Through a Polished and Reinforced Thin-skull Cranial Window

Glioma is the one of the most lethal forms of human cancer. The most effective glioma therapy to date-surgery followed by radiation treatment-offers patients only modest benefits, as most patients do not survive more than five years following diagnosis due to glioma relapse 1,2. The discovery of cancer stem cells in human brain tumors holds promise for having an enormous impact on the development of novel therapeutic strategies for glioma 3. Cancer stem cells are defined by their ability both to self-renew and to differentiate, and are thought to be the only cells in a tumor that have the capacity to initiate new tumors 4. Glioma relapse following radiation therapy is thought to arise from resistance of glioma stem cells (GSCs) to therapy 5-10. In vivo, GSCs are shown to reside in a perivascular niche that is important for maintaining their stem cell-like characteristics 11-14. Central to the organization of the GSC niche are vascular endothelial cells 12. Existing evidence suggests that GSCs and their interaction with the vascular endothelial cells are important for tumor development, and identify GSCs and their interaction with endothelial cells as important therapeutic targets for glioma. The presence of GSCs is determined experimentally by their capability to initiate new tumors upon orthotopic transplantation 15. This is typically achieved by injecting a specific number of GBM cells isolated from human tumors into the brains of severely immuno-deficient mice, or of mouse GBM cells into the brains of congenic host mice. Assays for tumor growth are then performed following sufficient time to allow GSCs among the injected GBM cells to give rise to new tumors-typically several weeks or months. Hence, existing assays do not allow examination of the important pathological process of tumor initiation from single GSCs in vivo. Consequently, essential insights into the specific roles of GSCs and their interaction with the vascular endothelial cells in the early stages of tumor initiation are lacking. Such insights are critical for developing novel therapeutic strategies for glioma, and will have great implications for preventing glioma relapse in patients. Here we have adapted the PoRTS cranial window procedure 16and in vivo two-photon microscopy to allow visualization of tumor initiation from injected GBM cells in the brain of a live mouse. Our technique will pave the way for future efforts to elucidate the key signaling mechanisms between GSCs and vascular endothelial cells during glioma initiation.

Imaging Glioma Initiation In Vivo Through a Polished and Reinforced Thin-skull Cranial Window

By combining a polished and reinforced thin-skull (PoRTS) cranial window and glioblastoma (GBM) cell injection, we can observe glioma initiation and growth from injected GBM cells in the brain of a live mouse longitudinally.

Imágenes Glioma Iniciación<em&gt; En Vivo</em&gt; A través de un pulido y reforzado fina calavera ventana craneal

Glioma is the one of the most lethal forms of human cancer. The most effective glioma therapy to date-surgery followed by radiation treatment-offers ...

Fetal Echocardiography and Pulsed-wave Doppler Ultrasound in a Rabbit Model of Intrauterine Growth Restriction

Fetal intrauterine growth restriction (IUGR) results in abnormal cardiac function that is apparent antenatally due to advances in fetoplacental Doppler ultrasound and fetal echocardiography. Increasingly, these imaging modalities are being employed clinically to examine cardiac function and assess wellbeing in utero, thereby guiding timing of birth decisions. Here, we used a rabbit model of IUGR that allows analysis of cardiac function in a clinically relevant way. Using isoflurane induced anesthesia, IUGR is surgically created at gestational age day 25 by performing a laparotomy, exposing the bicornuate uterus and then ligating 40-50% of uteroplacental vessels supplying each gestational sac in a single uterine horn. The other horn in the rabbit bicornuate uterus serves as internal control fetuses. Then, after recovery at gestational age day 30 (full term), the same rabbit undergoes examination of fetal cardiac function. Anesthesia is induced with ketamine and xylazine intramuscularly, then maintained by a continuous intravenous infusion of ketamine and xylazine to minimize iatrogenic effects on fetal cardiac function. A repeat laparotomy is performed to expose each gestational sac and a microultrasound examination (VisualSonics VEVO 2100) of fetal cardiac function is performed. Placental insufficiency is evident by a raised pulsatility index or an absent or reversed end diastolic flow of the umbilical artery Doppler waveform. The ductus venosus and middle cerebral artery Doppler is then examined. Fetal echocardiography is performed by recording B mode, M mode and flow velocity waveforms in lateral and apical views. Offline calculations determine standard M-mode cardiac variables, tricuspid and mitral annular plane systolic excursion, speckle tracking and strain analysis, modified myocardial performance index and vascular flow velocity waveforms of interest. This small animal model of IUGR therefore affords examination of in utero cardiac function that is consistent with current clinical practice and is therefore useful in a translational research setting.

We describe examination of fetal cardiac function with contemporary functional fetal echocardiography and fetoplacental Doppler ultrasound using the VisualSonics VEVO 2100 microultrasound in a surgically induced model of intrauterine fetal growth restriction in a rabbit.

Ecocardiografía Fetal y Ecografía Doppler de onda pulsada en un modelo de conejo de Restricción del crecimiento intrauterino

Fetal intrauterine growth restriction (IUGR) results in abnormal cardiac function that is apparent antenatally due to advances in fetoplacental Doppler ...

Bioluminescent Orthotopic Model of Pancreatic Cancer Progression

Pancreatic cancer has an extremely poor five-year survival rate of 4-6%. New therapeutic options are critically needed and depend on improved understanding of pancreatic cancer biology. To better understand the interaction of cancer cells with the pancreatic microenvironment, we demonstrate an orthotopic model of pancreatic cancer that permits non-invasive monitoring of cancer progression. Luciferase-tagged pancreatic cancer cells are resuspended in Matrigel and delivered into the pancreatic tail during laparotomy. Matrigel solidifies at body temperature to prevent leakage of cancer cells during injection. Primary tumor growth and metastasis to distant organs are monitored following injection of the luciferase substrate luciferin, using in vivo imaging of bioluminescence emission from the cancer cells. In vivo imaging also may be used to track primary tumor recurrence after resection. This orthotopic model is suited to both syngeneic and xenograft models and may be used in pre-clinical trials to investigate the impact of novel anti-cancer therapeutics on the growth of the primary pancreatic tumor and metastasis.

Improved understanding of pancreatic cancer biology is critically needed to enable the development of better therapeutic options to treat pancreatic cancer. To address this need, we demonstrate an orthotopic model of pancreatic cancer that permits non-invasive monitoring of cancer progression using in vivo bioluminescence imaging.

Modelo ortotópico bioluminiscente de la progresión del cáncer de páncreas

Pancreatic cancer has an extremely poor five-year survival rate of 4-6%.  New therapeutic options are critically needed and depend on improved ...

Generation of Subcutaneous and Intrahepatic Human Hepatocellular Carcinoma Xenografts in Immunodeficient Mice

In vivo experimental models of hepatocellular carcinoma (HCC) that recapitulate the human disease provide a valuable platform for research into disease pathophysiology and for the preclinical evaluation of novel therapies. We present a variety of methods to generate subcutaneous or orthotopic human HCC xenografts in immunodeficient mice that could be utilized in a variety of research applications. With a focus on the use of primary tumor tissue from patients undergoing surgical resection as a starting point, we describe the preparation of cell suspensions or tumor fragments for xenografting. We describe specific techniques to xenograft these tissues i) subcutaneously; or ii) intrahepatically, either by direct implantation of tumor cells or fragments into the liver, or indirectly by injection of cells into the mouse spleen. We also describe the use of partial resection of the native mouse liver at the time of xenografting as a strategy to induce a state of active liver regeneration in the recipient mouse that may facilitate the intrahepatic engraftment of primary human tumor cells. The expected results of these techniques are illustrated. The protocols described have been validated using primary human HCC samples and xenografts, which typically perform less robustly than the well-established human HCC cell lines that are widely used and frequently cited in the literature. In comparison with cell lines, we discuss factors which may contribute to the relatively low chance of primary HCC engraftment in xenotransplantation models and comment on technical issues that may influence the kinetics of xenograft growth. We also suggest methods that should be applied to ensure that xenografts obtained accurately resemble parent HCC tissues.

Human tumor xenografts in immunodeficient mice are valuable tools to study cancer biology. Specific protocols to generate subcutaneous and intrahepatic xenografts from human hepatocellular carcinoma cells or tumor fragments are described. Liver regeneration induced by partial hepatectomy in recipient mice is presented as a strategy to facilitate intrahepatic engraftment.

Generación de subcutánea e intrahepática hepatocelular carcinoma humano xenoinjertos en ratones inmunodeficientes

In  vivo experimental models of hepatocellular carcinoma (HCC) that recapitulate  the human disease provide a valuable platform for research into disease  ...

Minimally Invasive Establishment of Murine Orthotopic Bladder Xenografts

Orthotopic bladder cancer xenografts are the gold standard to study molecular cellular manipulations and new therapeutic agents&#160;in vivo. Suitable cell lines are inoculated either by intravesical instillation (model of nonmuscle invasive growth) or intramural injection into the bladder wall (model of invasive growth). Both procedures are complex and highly time-consuming. Additionally, the superficial model has its shortcomings due to the lack of cell lines that are tumorigenic following instillation. Intramural injection, on the other hand, is marred by the invasiveness of the procedure and the associated morbidity for the host mouse.
With these shortcomings in mind, we modified previous methods to develop a minimally invasive approach for creating orthotopic bladder cancer xenografts. Using ultrasound guidance we have successfully performed percutaneous inoculation of the bladder cancer cell lines UM-UC1, UM-UC3 and UM-UC13 into 50 athymic nude. We have been able to demonstrate that this approach is time efficient, precise and safe. With this technique, initially a space is created under the bladder mucosa with PBS, and tumor cells are then injected into this space in a second step. Tumor growth is monitored at regular intervals with bioluminescence imaging and ultrasound. The average tumor volumes increased steadily in in all but one of our 50 mice over the study period.
In our institution, this novel approach, which allows bladder cancer xenograft inoculation in a minimally-invasive, rapid and highly precise way, has replaced the traditional model.

The established technique to inoculate primary invasive orthotopic bladder cancer xenografts requires laparotomy and mobilization of the bladder. This procedure inflicts significant morbidity on the mice, is technically challenging and time-consuming. We therefore developed a high-precision, percutaneous approach utilizing ultrasound guidance.

Mínimamente Invasiva Establecimiento de murino ortotópico xenoinjertos vejiga

Orthotopic bladder cancer xenografts are the gold standard to study molecular cellular manipulations and new therapeutic agents&#160;in vivo. Suitable ...

Orthotopic Injection of Breast Cancer Cells into the Mammary Fat Pad of Mice to Study Tumor Growth.

Breast cancer growth can be studied in mice using a plethora of models. Genetic manipulation of breast cancer cells may provide insights into the functions of proteins involved in oncogenic progression or help to discover new tumor suppressors. In addition, injecting cancer cells into mice with different genotypes might provide a better understanding of the importance of the stromal compartment. Many models may be useful to investigate certain aspects of disease progression but do not recapitulate the entire cancerous process. In contrast, breast cancer cells engraftment to the mammary fat pad of mice better recapitulates the location of the disease and presence of the proper stromal compartment and therefore better mimics human cancerous disease. In this article, we describe how to implant breast cancer cells into mice orthotopically and explain how to collect tissues to analyse the tumor milieu and metastasis to distant organs. Using this model, many aspects (growth, angiogenesis, and metastasis) of cancer can be investigated simply by providing a proper environment for tumor cells to grow.

Cancer is a complex disease that is influenced by the tissue surrounding the tumor as well as local pro- and anti-inflammatory mediators. Therefore, orthotropic injection models, rather than subcutaneous models may be useful to study cancer progression in a manner that better mimics human pathology.

Inyección ortotópico de células de cáncer de mama en el Mamaria Fat Pad de ratones para estudiar el crecimiento del tumor.

Breast cancer growth can be studied in mice using a plethora of models. Genetic manipulation of breast cancer cells may provide insights into the ...

Creating Anatomically Accurate and Reproducible Intracranial Xenografts of Human Brain Tumors

Orthotopic tumor models are currently the best way to study the characteristics of a tumor type, with and without intervention, in the context of a live animal &#8211;&#160;particularly in sites with unique physiological and architectural qualities such as the brain. In vitro and ectopic models cannot account for features such as vasculature, blood brain barrier, metabolism, drug delivery and toxicity, and a host of other relevant factors. Orthotopic models have their limitations too, but with proper technique tumor cells of interest can be accurately engrafted into tissue that most closely mimics conditions in the human brain. By employing methods that deliver precisely measured volumes to accurately defined locations at a consistent rate and pressure, mouse models of human brain tumors with predictable growth rates can be reproducibly created and are suitable for reliable analysis of various interventions. The protocol described here focuses on the technical details of designing and preparing for an intracranial injection, performing the surgery, and ensuring successful and reproducible tumor growth and provides starting points for a variety of conditions that can be customized for a range of different brain tumor models.

The brain is a unique site with qualities that are not well represented by in vitro or ectopic analyses. Orthotopic mouse models with reproducible location and growth characteristics can be reliably created with intracranial injections using a stereotaxic fixation instrument and a low pressure syringe pump.

Crear anatómicamente exactos y reproducibles intracraneal xenoinjertos de tumores cerebrales humanos

Orthotopic tumor models are currently the best way to study the characteristics of a tumor type, with and without intervention, in the context of a live ...