O estudo foi suportado por concessões do transplante de órgãos Roche Research Foundation (ROTRF) e Astellas pesquisa. Markus Selzner foi apoiado por uma concessão do Desenvolvimento ASTS carreira. Matthias Knaak foi apoiado pelo Bolsa Astellas Research. Agradecemos Uwe Mummenhoff ea família Birmingham para o seu apoio generoso.

Uma visão geral esquemática do protocolo é apresentado na Figura 1. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/51419/51419fig1highres.jpg" /> Figura 1 Protocolo do estudo. O desenho do estudo suíno de lesão hepática é baseada em uma doação pós-morte cardíaca modelo (DCD). Após a dissecção de todos os vasos do fígado, morte cardíaca é induzida seguido de 45 min de isquemia do enxerto quente. Para simular um transporte do enxerto entre o doador eo receptor hospitais em um ambiente clínico, o enxerto é armazenado no gelo durante 4 h após a frio, dual flush. Após o armazenamento a frio, o órgão é perfundido subnormothermic de 6 horas, a fim de avaliar a estabilidade de perfusão. Em um modelo de transplante, o tempo de perfusão podia ser encurtado, a fim de recarregar as baterias de armazenamento de energia e para avaliar a viabilidade de órgãos. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51419/51419fig1large.jpg" target="_blank">Ao clicar ele</a>re para ver uma versão maior desta figura. 1. Os animais NOTA: suínos machos Yorkshire, 30-35 kg, foram utilizados para este estudo. Todos os animais receberam cuidados de acordo com as &#39;&#39; Princípios de Laboratório Animal Care &#39;&quot;formulados pela Sociedade Nacional de Pesquisa Médica e do&#39; Guia para o Cuidado de Animais de Laboratório &#39;&quot;, publicado pelo National Institutes of Health. O Comitê do Instituto Geral de Toronto Research Animal Care aprovado todos os estudos. 2 Órgão Retrieval <ol><li> Casa masculinos porcos Yorkshire em unidades de investigação para uma semana antes da perfusão / transplante para reduzir o nível de estresse e para acostumar os animais às condições habitacionais. Menos de 2 dias de alojamento dentro da instalação levará a uma reação física induzida pelo estresse, o que pode alterar o resultado da perfusão 22,23. </li><li> Anestesiar porcospor uma via intramuscular (im) a injecção de uma mistura de cetamina (25 mg / kg), a atropina (0,04 mg / kg) e midazolam (0,15 mg / kg). </li><li> Antes da intubação, garantir o porco respira espontaneamente 2 L de O 2 tratados com 5% de isoflurano. Pulverizar as cordas vocais com lidocaína a 2% 2 min antes da intubação para evitar espasmos nas cordas vocais. Por exemplo, para um porco 35 kg utilizar uma fr 6,5. tubo traqueal. Bloqueie o tubo traqueal com 3-5 ml de ar ambiente. </li><li> Após a intubação, use a capnografia para confirmar a intubação correta. Abaixe o gás isoflurano a 2%. Defina o ventilador para 14-16 ciclos / min e um volume corrente de 10 ml / kg de peso corporal. </li><li> Coloque a 20 L por via intravenosa (iv) do cateter numa das veias da orelha para permitir a infusão de uma solução de lactato de Ringer (200 ml por hora). Em seguida, esfregue o porco e cobri-lo com campos estéreis. </li><li> Fazer uma incisão na linha média, seguido por uma extensão lateral esquerda. Use uma toalha para cobrir grandes e pequenas entranhas e movê-los para o lado esquerdo. </li><li> INFE separadoveia cava rior (IVC) e aorta distais do outro; ramos da aorta ligam a parte de trás; isolar e artérias renais livres do tecido aderente. </li><li> Divida o ligamento falciforme e do ligamento triangular com bisturi. </li><li> Solte a veia porta por uma incisão do peritônio entre o pâncreas ea veia portal. Empate fora veias de drenagem do pâncreas para a veia porta. </li><li> Dissecar o tronco celíaco abaixo da veia porta e segui-lo para trás, para a aorta. Cerque-se a artéria mesentérica com um empate 2-0; circundam as artérias esplênica e gástrica esquerda, que posteriormente ao ramo do tronco celíaco. Dissecar o tronco celíaco fora da veia portal. </li><li> Ligadura dos vasos linfáticos dentro do ligamento hepatoduodenal para evitar vazamento linfático. Divida a artéria gástrica direita entre laços. Ligadura veias menores. Separe o ducto biliar do ligamento e dividi-lo distal após a ligadura. </li><li> Dissecar a aorta por trás do diafragma entre coração e tr celíacaunk; colocar um laço 2-0 em torno da aorta. </li><li> Solte o fígado a partir da cava inferior, no lado direito com bisturi eletro; use uma tesoura para a parte superior entre cava e fígado. </li><li> Remover a vesícula biliar e cauterizar sangradores de leito da vesícula biliar. </li><li> Administrar iv 1.000 IU / kg de peso do dador de heparina. Para um modelo de DCD, induzir parada cardíaca por injeção intracardíaca de 40 mval KCl 3 min após a administração de heparina. Definir parada cardíaca como o ponto de partida de isquemia quente. </li><li> Para a perfusão, coletar 1,6 L de sangue de porco em CPDA sacos (citrato, fosfato, dextrose, adenosina) imediatamente após a morte cardíaca. Realizar uma rotação suave (2.000 xg sem freio). Remover o plasma eo creme leucocitário sob condição estéril (biossegurança classe gabinete II) e armazenar os eritrócitos no CPDA bolsas para transfusão. </li><li> Veia portal e aorta canular com linhas de descarga do órgão. Amarre os laços estabelecidos anteriormente em torno femoral, renais, baço, mesentérica e arte gástrica esquerdaérie bem como a aorta superior. Para um modelo de coração batendo doador (HBD), realizar a punção da aorta e veia porta em condições coração batendo. </li><li> Após 45 min de isquemia quente, lave o fígado com a solução (UW) da Universidade de Wisconsin usando dupla perfusão via aorta (saco de pressão) e da veia porta (gravidade driven). </li><li> Corte o fígado de porco, deixando os restantes navios de comprimento. </li><li> Durante a preparação para trás da mesa, prender o IVC superior usando um Satinsky prender e lavar o fígado uma segunda vez com cerca de 0,5 L de solução UW retrógrada via menor IVC até a saída da veia porta é clara. </li><li> Empate fora todos os ramos arteriais da aorta e tronco celíaco. Executar uma perfusão pressão arterial back-mesa com cerca de 0,5 L de solução de UW. </li><li> Lave o ducto biliar utilizando solução UW. </li><li> Canular as partes superiores e inferiores do IVC usando meia &quot;x 3/8&quot;, com redutores de Luer Lock; canular a veia porta e da artéria hepática por meio de 3/8 &quot;; x 1/4 &quot;e 1/4&quot; x 3/8 &quot;redutores com Luer Lock. Use a veia cava superior e inferior, como a drenagem venosa. </li><li> Inserir o fígado num saco de órgãos, fechar o saco de órgãos, e armazenar o fígado em gelo até a perfusão foi iniciada. </li></ol> 3 Ex vivo fígado Perfusão <ol><li> Preparar a solução de perfusão contendo solução de 2,000 ml de Steen, 400 ml de eritrócitos lavados, 550 mg de piruvato de sódio, 100 ml de solução de amino ácido (10% Travasol), 10 mg de gluconato de cálcio, 1000 IE de insulina de acção rápida, 1 g de cefazolina, 500 mg de metronidazol e 10.000 UI de heparina. Adicionar outras moléculas para vasodilatação, imunossupressão, a eliminação de espécies reativas de oxigênio, ou o tratamento de células do fígado com base no protocolo de estudo particular. </li><li> Para a componente de diálise, utilizar dialisado padrão contendo 3,5 mM de potássio, 25 mM de bicarbonato, glicose 27 mM, assim como 275 mg / l de piruvato. </li><li> Configure o circuito de perfusão (esquema veja a Figura 2). <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/51419/51419fig2highres.jpg" /> Figura 2 circuito configurado. Vindo do reservatório principal como o ponto de partida e final, a solução de perfusão é impulsionado por uma bomba centrífuga por meio de um oxigenador. Logo após a oxigenação da solução, o circuito é dividida em uma linha de menor corrente para uma unidade para a homeostase do dialisador, e uma linha de electrólito maior execução de um filtro de leucócitos para a redução dos glóbulos brancos (WBC) remanescentes. A solução que funciona através do dialisador retorna para o reservatório principal. Depois de o filtro de leucócitos, o circuito divide-se novamente em duas linhas iguais. Uma linha funciona a alta pressão (cerca de 60 mm Hg) directamente no interior da aorta para perfundir a artéria hepática. A outra linha de drena para um segundo reservatório. A partir deste reservatório da veia porta é perfundido. A pressão da perfusão portal depende da energia de elevação do nível de solução do reservatório (cerca de 2-6 mm Hg). Todos os fluidos são drained elevação através da infra e supra-hepática cava de volta para o reservatório principal. Para a redução da gravidade e da perfusão homogénea, o fígado é colocado numa piscina cheia de água com temperatura regulada. Ele é separado da água por uma membrana impermeável e nada em uma suspensão de perfusão. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51419/51419fig2large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <ol><li> Colete todos os fluidos do circuito em um 3 L reservatório (reservatório principal) e apertar a saída. </li><li> Conecte a saída de uma bomba centrífuga seguido por um oxigenador comercial. </li><li> Atrás do oxigenador, dividir o tubo em duas linhas. Conecte uma linha de um dialisador e drená-lo de volta para o reservatório principal. Conecte a segunda linha para um filtro de redução de leucócitos. </li><li> Dividir a linha após o filtro de redução de leucócitos para uma linha arterial, que fornece solução de perfusão da artéria hepática e um portal vlinha genas entregar solução de perfusão para um segundo reservatório, que escoa para dentro da veia portal de saída por gravidade. Prenda o ingresso portal. </li><li> Conecte a linha arterial para uma linha de veia cava drenando para o principal reservatório para o recolhimento do fluido. </li><li> Para a recolha de ascite ou de vazamento de solução de perfusão do fígado, preparar uma linha de sucção ligada ao reservatório principal. </li></ol></li><li> Libertar a braçadeira de saída do reservatório principal e encher o circuito com a solução de perfusão. Inicie a bomba centrífuga a 1500 rounds / min. A solução de perfusão irá conduzir através da linha arterial na linha de veia cava volta para o reservatório principal. Certifique-se de que todo o ar é expulso do circuito. </li><li> Ligue o fornecimento de gás para o oxigenador. </li><li> Pegue o fígado fora do gelo. Lave a solução UW utilizando solução salina. </li><li> Inserir o fígado, com o seu lado convexo para baixo para facilitar o acesso aos recipientes, de preferência em um ambiente livre de gravidade para evitarcompressão de órgãos na superfície de contato. Use um banho de água calor e coolable. Ajuste da temperatura a partir do circuito de banho e água a 20 ° C. Cobrir o banho de água com uma membrana impermeável e colocar o fígado para que a membrana. Reduzir a gravidade compressão conduzido por submergir o fígado com solução de perfusão. </li><li> Reduzir a velocidade da bomba centrífuga de 1000 voltas / min e colocar duas pinças para a ligação de linhas arteriais e vena cava. Em seguida, corte o tubo entre os grampos. Usando um conector de 3 vias, juntar as duas saídas de cava e conectá-los à linha de veia cava. </li><li> Solte o grampo da linha arterial, derrame solução de perfusão na cânula arterial para se livrar de bolhas, e conecte a linha para a cânula. Aumentar a bomba centrífuga de 1500 voltas / min. Solte o segundo grampo da linha de veia cava. </li><li> Solte o grampo do reservatório venoso portal, a fim de preenchê-lo. Vamos solução de perfusão despeje na Cannu portalla e ligá-lo. Tome especial cuidado dos níveis de fluido no reservatório estáveis ​​portal. </li><li> Conecte as linhas de pressão para as Luer Locks das cânulas arterial, portal e de veia cava. </li><li> Para imitar as condições fisiológicas, se aplicam os tratamentos para o vaso de direita. Injectar glicose na veia portal e não na linha arterial, a fim de estabelecer um gradiente de mimetizar um aumento do gradiente de glicose na veia porta e de induzir a síntese de glicogénio 24,25. </li><li> Depois de ligar o fígado para o circuito, aumentar a temperatura até 33 ° C dentro de 60 min. </li><li> Apontar para um escoamento a partir arterial em cerca de 250 ml / min a 40 mmHg. Isto pode chegar a 700 ml / min durante a perfusão, uma vez que a pressão é aumentada até 70 mmHg. </li><li> Ao iniciar a temperatura, apontar para um fluxo da veia portal de 500-600 ml / min em 3-5 mmHg. Depois de elevar a temperatura, monitorar o fluxo venoso portal, que irá aumentar até 1.100 ml / min a 4-6 mmHg. Evitar de ultrapassar a pressão portal acima Physiologicavalores l (cerca de 8 mmHg) para proteger fenestrações sinusoidais 26. Evitar exceder fluxo total acima de 2.000 ml / min, de modo a evitar danificar o órgão. Defina o seu escoamento para -2 mmHg, diminuindo o reservatório principal para evitar congestão hepática por obstrução do fluxo funcional. </li><li> Adicionar o componente de diálise para o circuito de modo a equilibrar a solução de perfusão para valores predeterminados 27. Definir o fluxo de dialisato de 500 ml / h. Tome especial atenção para ajustar o fluxo de saída de diálise de modo a que a solução de perfusão que não é diluído nem concentrada. Na primeira hora da perfusão o principal reservatório deve ser visto com cuidado! </li><li> Assegurar a oxigenação do tecido homogéneo para recuperar e manter a função do órgão por meio de um componente principal da mistura de gases de O 2 (95-98%) e CO 2 (2-5%). Use gás variável durante a perfusão uma vez que o fígado muda o seu metabolismo e sua demanda pH durante a perfusão. </li><li> Manter o pH baixo durante o início daperfusão para proteger o órgão com o conceito paradoxo pH 28 e evitar danos nos tecidos grave que pode resultar a partir de ligações rápidas para pH fisiológico sob reoxigenação, uma vez que depois de armazenamento em solução UW, o órgão tem um pH abaixo de 7 acidótica Ajuste da pressão parcial de CO 2 continuamente para baixo para 25-30 mmHg de forma a que o pH vai atingir um nível fisiológico a 1 hr. </li><li> Adicionar bicarbonato de sódio-potássio ou para o circuito para atingir uma concentração fisiológica de bicarbonato de padrão na solução de perfusão. Injetá-lo cuidadosamente sob gás de sangue repetitivo e controle de eletrólitos. </li><li> Monitorar a perfusão por gás de sangue venoso e arterial periódica e AST analisa. O PO venoso 2 permanece acima de 175 mmHg durante a perfusão. Monitorar o fluxo ea pressão vascular e observe a perfusão estável por uma resistência vascular constante. </li><li> Manter o sistema de perfusão estável durante até 8 horas. No final do período de ex vivo de perfusão, frescoo sistema de perfusão a 20 ° C e, depois de desligar a tubagem do circuito do fígado, lavar a solução de perfusão para o fígado duplamente com uma solução de gelo frio de UW. Armazenar o fígado, uma vez mais colocados em gelo em um saco estéril de órgãos. </li></ol>

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V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hypothermic+Machine+Preservation+of+Human+Liver+Allografts:+Markers+of+Reperfusion+Injury+[abstract#+1282].">Hypothermic Machine Preservation of Human Liver Allografts: Markers of Reperfusion Injury [abstract# 1282].</a> Am J Transpl. 7, 476 (2007).</li><li>Tolboom, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Subnormothermic+machine+perfusion+at+both+20&#176;C+and+30&#176;C+recovers+ischemic+rat+livers+for+successful+transplantation.">Subnormothermic machine perfusion at both 20&#176;C and 30&#176;C recovers ischemic rat livers for successful transplantation.</a> J Surg Res. 175 (1), 149-156 (2012).</li><li>Vollmar, B., Menger, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+hepatic+microcirculation:+mechanistic+contributions+and+therapeutic+targets+in+liver+injury+and+repair.">The hepatic microcirculation: mechanistic contributions and therapeutic targets in liver injury and repair.</a> Physiol Rev. 89 (4), 1269-1339 (2009).</li><li>Jamieson, R. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hepatic+steatosis+and+normothermic+perfusion-preliminary+experiments+in+a+porcine+model.">Hepatic steatosis and normothermic perfusion-preliminary experiments in a porcine model.</a> Transplantation. 92 (3), 289-295 (2011).</li></ol>

Os autores não têm nada a revelar.

Em um modelo de porco que imita o transplante de fígado DCD, demonstramos que a perfusão hepática subnormothermic com uma solução de perfusão celular resulta em parâmetros estáveis ​​de perfusão, lesão hepática mínima, e metabolização hepática ativa. Nossa perfusão subnormothermic configurar demonstrou recuperar um homeostase hepatocelular e metabolismo. Armazenamento de glicogênio é restaurado e metabólitos são descartados. Ex vivo de perfusão do fígado como a técnica de preservação oferece, pela primeira vez, a oportunidade de avaliar os marcadores da função do enxerto e lesão durante a conservação de órgãos e antes do transplante. Ao lado da avaliação macroscópica da homogeneidade de perfusão do enxerto, os valores de fluxo fornecer um bom indicador da viabilidade do enxerto e da extensão da lesão isquêmica que tinha sofrido anteriormente 29. O consumo de oxigênio e produção de bile são os marcadores da função metabólica. Os níveis de enzimas hepáticas, como AST podem ser utilizados comoSess o grau ea dinâmica de lesão hepatocelular 30. Essa avaliação enxerto completa pode permitir que uma discriminação segura entre órgãos marginais transplantados e não-transplantados. Escolhemos uma temperatura subnormothermic de 33 ° C no nosso sistema de perfusão, porque a temperatura é suficiente para permitir que o metabolismo, bem como ATP e a síntese de glicogénio. Ao mesmo tempo, ele fornece uma demanda de oxigênio diminuiu em relação a configurações de perfusão normotérmica que fornece segurança adicional contra a lesão isquêmica. Em geral, as temperaturas de perfusão acima de 30 ° C mostraram a minimizar a lesão de isquemia fria e proporcionar atividade metabólica suficiente 31. Ao contrário de outros grupos, não usamos sangue como perfusato, mas uma solução de albumina normo-osmótica (Steen) com glóbulos vermelhos lavados e filtrados. Ao excluir os componentes do plasma, bem como trombócitos e leucócitos, a solução de perfusão é deassinado para minimizar a sinalização pró-inflamatória durante a perfusão ex-vivo. Para além da avaliação do enxerto, condições de perfusão estáveis ​​ao longo de várias horas permitir o tratamento do enxerto. Numerosas moléculas têm demonstrado para atenuar a lesão de reperfusão em condições experimentais 32. No entanto, quase nenhum regime de tratamento fez o seu caminho para a prática clínica, ainda. Uma das razões parece ser a falta de oportunidade de aplicar os tratamentos durante o armazenamento refrigerado. Um fígado metabolicamente ativo em um sistema de perfusão ex vivo é o ideal para a aplicação de qualquer tipo de tratamento. Neste sentido, não apenas os tratamentos para melhorar as condições de reperfusão como atenuação da atividade das células Kupffer ou eliminação de espécies reativas de oxigênio são concebíveis, mas também tratamentos como a terapia genética para condicionar o enxerto, por exemplo, contra a Hepatite C recorrência. Outras estratégias potenciais podem incluir redução de esteatose durante a perfusão ex vivoperíodo de 33. Em resumo, ex vivo de perfusão hepática é uma nova estratégia para minimizar a lesão de isquemia fria e avaliar enxertos hepáticos marginais antes do transplante de fígado. A definição ex vivo de perfusão proporciona oportunidade única para reparar e enxertos condição antes do transplante.

O transplante de fígado é a única opção de tratamento para pacientes com doença hepática em fase terminal ou carcinoma hepatocelular avançado. Durante os últimos 25 anos, o número de espera em lista candidatos tem aumentado gradualmente e excedeu o número de enxertos disponíveis. O número de doadores de coração batendo tem diminuído ao longo da última década. Ao mesmo tempo, o número de enxertos marginais, como doação após a morte cardíaca (DCD), bem como a idade e os fígados gordos aumentaram 1,2. Enxertos marginais são muitas vezes diminuiu para transplante de fígado devido à maior chance de enxerto função principal não ou atrasado. Em enxertos DCD, o desenvolvimento do tipo isquêmico estenose biliar (EBTs) é de especial preocupação. Com a técnica de preservação a frio estática convencional, ITBS ocorrem em cerca de 10-40% dos enxertos de DCD. Na maioria dos pacientes, ITBS leva a re-transplante ou morte do paciente. Especialmente tempos isquêmicos quentes e frios prolongados são riscofatores para ITBS 3-7. A idade do doador, predisposições genéticas (como CCR5 delta 32), e a escolha de solução de preservação, também têm sido discutidas como factores de risco adicional 7-10. Microtrombose parcial dos vasos peribiliary tem sido sugerido como um mecanismo potencial para ITBS após o transplante de fígado com DCD enxertos 11. Antes da introdução clínica do transplante de fígado, ex vivo perfusões fígado têm sido usadas para estudar o metabolismo hepático e fisiologia 12,13. Após transplante de fígado encontrou seu caminho para o cenário clínico na década de 1960, inúmeras tentativas foram feitas para usar ex vivo de perfusão hepática como um método de conservação, imitando as condições de nutrição e oxigenação fisiológicas. Sua utilidade para a preservação de enxertos marginais foi investigado na última década, mas não chegou a cuidados clínicos padrão. Nós recentemente descrita uma redução na bile lesão do duto em DCD transplante hepático por ex vivo perfusão preservação 14. Diferentes abordagens em relação à solução de perfusão foram feitas. A selecção das soluções varia celulares como sangue total a partir do animal dador ou eritrócitos em combinação com o plasma humano, para abordagens acelulares como máquina Universidade de Wisconsin solução, solução IGL, ou solução Steen 14-19. A temperatura varia 4-37 ° C 20. A nomenclatura em hipotermia, subnormothermic e normotérmica é muito variável e inconsistente. Todas as técnicas, soluções e diferentes configurações de temperatura visam 1) condições de perfusão estáveis, 2) oxigenação suficiente, e 3) o restabelecimento da função do órgão. Uma capacidade de preservação reforçada, bem como a capacidade de avaliação e tratamento de órgãos durante a perfusão normotérmica e subnormothermic enfrenta maior complexidade técnica e os custos em comparação com perfusão hipotérmica 20,21. Desenvolvemos um sistema de perfusão ex vivo de fígado subnormothermic durante os últimos 4 anos. O sistema pode ser utilizado para 1) &quot;recarregar&quot; o teor de energia hepática, 2) para avaliar a qualidade do enxerto, e 3) reparar fígados marginais antes do transplante. O protocolo a seguir contém todas as informações para uma perfusão hepática estável.

<table><tbody><tr><td>circuit</td><td>Maquet (Hirrlingen, GER)</td><td>custom made</td><td>main reservoir (3 L, 3/8&quot; outflow)&lt;br /&gt;
portal reservoir (1.5 L, 1/4&quot;, outflow)&lt;br /&gt;
centrifugal pump&lt;br /&gt;
oxygenator&lt;br /&gt;
lycocyte filter&lt;br /&gt;</td></tr><tr><td>Tubing (1/4&quot; x 1/16&quot;)</td><td>Raumedic (Helmbrechts, GER)</td><td>MED7506</td><td></td></tr><tr><td>Tubing (3/8&quot; x 3/32&quot;)</td><td>Raumedic (Helmbrechts, GER)</td><td>MED7536</td><td></td></tr><tr><td>Tubing connectors</td><td>Raumedic (Helmbrechts, GER)</td><td></td><td>various sizes</td></tr><tr><td>Dialysis filter, Optiflux F160NR</td><td>Fresenius Medical Care (Waltham, MA)</td><td>F160NR</td><td></td></tr><tr><td>STEEN solution</td><td>XVIVO (G&amp;ouml;teborg, SWE)</td><td>19004</td><td>2 L</td></tr><tr><td>Dialysis acid concentrate A</td><td>Baxter (Mississauga, ON)</td><td>D12188M</td><td>45 ml</td></tr><tr><td>Amino acid, Travasol 10%</td><td>Baxter (Mississauga, ON)</td><td>JB6760</td><td>100 ml</td></tr><tr><td>Sodium pyruvate</td><td>Sigma-Aldrich (St. Louis, MO)</td><td>P2256</td><td>1.1 g</td></tr><tr><td>Heparin</td><td>Sandoz Canada Inc (Toronto, ON)</td><td>10750</td><td>40,000 iU</td></tr><tr><td>Calcium gluconate</td><td>Pharmaceutical Partners of Canada (Richmond Hill, ON)</td><td>C31110</td><td>10 mg</td></tr><tr><td>Fast acting insulin</td><td>various vendors</td><td></td><td>1,000 iU</td></tr><tr><td>Cefazoline</td><td>various vendors</td><td></td><td>1 g</td></tr><tr><td>Metronidazole</td><td>Baxter (Mississauga, ON)</td><td>JB3401</td><td>500 mg</td></tr></tbody></table>

technique of subnormothermic ex vivo liver perfusion for the storage, assessment, and repair of marginal liver grafts

O sucesso do transplante de fígado resultou numa dramática escassez de órgãos. Na maioria das regiões de transplante 20-30% dos pacientes em lista de espera para transplante de fígado morrem sem receber um transplante de órgão ou são retiradas para a progressão da doença. Uma estratégia para aumentar a lista de dadores é a utilização de enxertos marginais, tais como fígado gorduroso, enxertos de doadores mais velhos, ou doação após morte cardíaca (DCD). A técnica de conservação atual de armazenagem estática frio só é pouco tolerado por fígados marginais, resultando em danos significativos nos órgãos. Além disso, o armazenamento órgão estático frio não permite a avaliação do enxerto ou reparo antes do transplante. Estas deficiências de preservação estática frio provocaram um interesse em quente preservação de órgãos perfundidos para reduzir as lesões de isquemia fria, avaliar enxertos hepáticos durante a preservação, e explorar a oportunidade de reparar fígados marginais antes do transplante. Os pres ideaiscerteza e condições de fluxo, temperatura, composição da perfusão da solução de perfusão e a necessidade de um veículo de oxigénio tem sido controversa no passado. Apesar dos resultados promissores em vários estudos em animais, a complexidade e os custos impediram uma aplicação clínica mais ampla até agora. Recentemente, com a tecnologia melhorada e uma melhor compreensão da fisiologia do fígado durante a perfusão ex-vivo, o resultado do aquecimento de perfusão do fígado melhorou e consistentemente bons resultados podem ser conseguidos. Este artigo irá fornecer informações sobre a recuperação do fígado, técnicas de armazenamento, e isolado de fígado de perfusão em porcos. Vamos ilustrar a) os requisitos para garantir o suprimento de oxigênio suficiente para o órgão, b) As considerações técnicas sobre a máquina de perfusão ea solução de perfusão, e c) aspectos bioquímicos de órgãos isolados.

A seguir, apresentamos os resultados de cinco experimentos de perfusão com DCD-enxertos após 45 min quente- e isquemia fria 4 horas antes do início do subnormothermic ex vivo de perfusão. O principal objetivo de uma perfusão de fígado ex vivo é garantir um suprimento de oxigênio suficiente ao órgão. Isquemia provoca vasoconstrição, aumentando assim a resistência de perfusão. Alcançar fluxos vasculares constantes com pressões estáveis ​​é um bom indicador de oxigenação adequada. Durante um período de indução de 1-2 horas, a solução de perfusão do órgão e são aquecidos até 33 ° C, o que deceases a resistência vascular do fígado. Uma vez que seja alcançado o objectivo de temperatura a 33 ° C, os valores de fluxo em um nível de alcance constante, quase fisiológica durante o resto do tempo de perfusão de 6 horas (Figuras 3A-3D). Ao mesmo tempo, o órgão torna-se metabolicamente activo. Figura 4A mostra a pO venosa &lt;sub&gt; 2, um marcador do consumo de oxigênio. Dentro da 2 hr inicial os venosos pO 2 quedas para um patamar constante. Neste estado metabolicamente activo, o fígado começa a produzir biliar (Figura 4B). O dialisador fornece uma homeostase eletrolítica balanceada (Figuras 4C-4D). Uma hipercalemia inicial é nivelado rapidamente. Medição AST online serve como monitoramento de dano hepatocelular. Figura 5 apresenta apenas um aumento de AST linear rasas ao longo de todo o período de perfusão. H &amp; E coloração após 6 horas da perfusão revela necrose de hepatócitos &lt;5%, com uma estrutura intacta e lobular sinusoidal (Figura 6). Coloração PAS no mesmo ponto do tempo mostra reabastecido armazenamento de glicogênio celular em relação ao armazenamento esgotada no frio preservados DCD-enxertos (Figura 7). <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/51419/51419fig3highres.jpg" /> Figura 3. fluxos de perfusão e de pressão (n = 5, barras de erro mostram o desvio padrão). (A, B) artéria hepática (HA) fluxo e pressão: Durante a fase de aquecimento no primeiro 1-2 horas, os aumentos de fluxo em pressões estáveis ​​e é constante depois. Olhando para a pressão venosa portal decrescente (C), o aumento de fluxo de HA para o fim da perfusão pode ser uma reacção de auto-regulador do fígado. (C, D) A venoso portal (PV), os aumentos de fluxo correspondentes para o fluxo de HA durante a primeira 2 horas de aquecimento. As pressões permanecem relativamente estáveis. <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/51419/51419fig4highres.jpg" /> Figura 4. parâmetros de monitoramento (n = 5, barras de erros mostram o desvio padrão). (A) O pO 2 venosa como um marcador de carência de oxigénio e a actividade metabólica diminui no decurso da fase inicial de aquecimento, devido ao cellula activadar metabolismo; que se mantém estável depois (B) a produção de bílis como um marcador de actividade metabólica começa a temperaturas em torno de 30 ° C e, assim, entre a primeira e segunda hora de perfusão (C, D) O dialisador assegura a homeostasia de electrólito..; um hipercalemia inicial é rapidamente equilibrada. <img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/51419/51419fig5highres.jpg" /> Figura 5 AST (n = 5, barras de erro mostram o desvio padrão), de AST é um marcador sensível da lesão hepatocelular.; o aumento superficial sugere que não há danos significativos durante ex vivo de perfusão. <img alt="Figura 6" src="/files/ftp_upload/51419/51419fig6highres.jpg" /> Figura 6 H &amp; E coloração (ampliação de 20X). (A) amostra Sham fígado antes de isquemia quente, um lóbulo representante fígado com architectur intactae. (B) de uma amostra de fígado, após 45 min de isquemia quente, 4 h de isquemia fria e 6 horas da perfusão subnormothermic, a arquitectura lobular é intacto, sem necrose e apenas inchaço celular mínima, os espaços sinusoidais são ligeiramente dilatados em comparação com o amostra farsa.

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Technique of Subnormothermic Ex Vivo Liver Perfusion for the Storage, Assessment, and Repair of Marginal Liver Grafts

Enxertos marginais, tais como fígado gorduroso, enxertos de doadores mais velhos, ou fígados recuperados após a morte cardíaca (DCD) tolerar estática de armazenagem convencional, o frio só mal. Foi desenvolvido um novo modelo de subnormothermic ex vivo de perfusão hepática para a preservação, avaliação e reparo de enxertos de fígado marginais antes do transplante.

Técnica de Subnormothermic<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Fígado de Perfusão para o armazenamento, Avaliação e Reparação de enxertos de fígado Marginal

The success of liver transplantation has resulted in a dramatic organ shortage. In most transplant regions 20-30% of patients on the waiting list for ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

Technique of Subnormothermic Ex Vivo Liver Perfusion for the Storage, Assessment, and Repair of Marginal Liver Grafts

14.7K visualizações.  Toronto General Hospital.  Enxertos marginais, tais como fígado gorduroso, enxertos de doadores mais velhos, ou fígados recuperados após a morte cardíaca (DCD) tolerar estática de armazenagem convencional, o frio só mal. Foi desenvolvido um novo modelo de subnormothermic ex vivo de perfusão hepática para a preservação, avaliação e reparo de enxertos de fígado marginais antes do transplante. 

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Steps for the Autologous Ex vivo Perfused Porcine Liver-kidney Experiment

The use of ex vivo perfused models can mimic the physiological conditions of the liver for short periods, but to maintain normal homeostasis for an extended perfusion period is challenging. We have added the kidney to our previous ex vivo perfused liver experiment model to reproduce a more accurate physiological state for prolonged experiments without using live animals. Five intact livers and kidneys were retrieved post-mortem from sacrificed pigs on different days and perfused for a minimum of 6 hr. Hourly arterial blood gases were obtained to analyze pH, lactate, glucose and renal parameters. The primary endpoint was to investigate the effect of adding one kidney to the model on the acid base balance, glucose, and electrolyte levels. The result of this liver-kidney experiment was compared to the results of five previous liver only perfusion models. In summary, with the addition of one kidney to the ex vivo liver circuit, hyperglycemia and metabolic acidosis were improved. In addition this model reproduces the physiological and metabolic responses of the liver sufficiently accurately to obviate the need for the use of live animals. The ex vivo liver-kidney perfusion model can be used as an alternative method in organ specific studies. It provides a disconnection from numerous systemic influences and allows specific and accurate adjustments of arterial and venous pressures and flow.

Steps for the Autologous Ex vivo Perfused Porcine Liver-kidney Experiment

Study of the animal organ physiology can be achieved by performing an experimental ex vivo perfusion system. The addition of a porcine kidney, as a homeostatic organ to our previously developed ex vivo liver perfusion model can be a principal step to achieve a better physiological environment.

The use of ex vivo perfused models can mimic the physiological conditions of the liver for short periods, but to maintain normal homeostasis for an ...

Medicina

Normothermic Ex Vivo Liver Machine Perfusion in Mouse

This protocol presents an optimized erythrocytes-free NEVLP system using mouse livers. Ex vivo preservation of mouse livers was achieved by employing modified cannulas and techniques adapted from conventional commercial ex vivo perfusion equipment. The system was utilized to evaluate the preservation outcomes following 12 h of perfusion. C57BL/6J mice served as liver donors, and the livers were explanted by cannulating the portal vein (PV) and bile duct (BD), and subsequently flushing the organ with warm (37 &#176;C) heparinized saline. Then, the explanted livers were transferred to the perfusion chamber and subjected to normothermic oxygenated machine perfusion (NEVLP). Inlet and outlet perfusate samples were collected at 3 h intervals for perfusate analysis. Upon completion of the perfusion, liver samples were obtained for histological analysis, with morphological integrity assessed using modified Suzuki-Score through Hematoxylin-Eosin (HE) staining. The optimization experiments yielded the following findings: (1) mice weighing over 30 g were deemed more suitable for the experiment due to the larger size of their bile duct (BD). (2) a 2 Fr (outer diameter = 0.66 mm) polyurethane cannula was better suited for cannulating the portal vein (PV) when compared to a polypropylene cannula. This was attributed to the polyurethane material&#39;s enhanced grip, resulting in reduced catheter slippage during the transfer from the body to the organ chamber. (3) for cannulation of the bile duct (BD), a 1 Fr (outer diameter = 0.33 mm) polyurethane cannula was found to be more effective compared to the polypropylene UT - 03 (outer diameter = 0.30 mm) cannula. With this optimized protocol, mouse livers were successfully preserved for a duration of 12 h without significant impact on the histological structure. Hematoxylin-Eosin (HE) staining revealed a well-preserved morphological architecture of the liver, characterized by predominantly viable hepatocytes with clearly visible nuclei and mild dilation of hepatic sinusoids.

Normothermic Ex Vivo Liver Machine Perfusion in Mouse

A normothermic ex vivo liver perfusion (NEVLP) system was created for mouse livers. This system requires experience in microsurgery but allows for reproducible perfusion results. The ability to utilize mouse livers facilitates the investigation of molecular pathways to identify novel perfusate additives and enables the execution of experiments focused on organ repair.

Perfusão de máquina hepática normotérmica ex vivo em camundongos

This protocol presents an optimized erythrocytes-free NEVLP system using mouse livers. Ex vivo preservation of mouse livers was achieved by employing ...

Engenharia

Ex Situ Normothermic Machine Perfusion of Donor Livers

In contrast to conventional static cold preservation (0-4 &#176;C), ex situ machine perfusion may provide better preservation of donor livers. Continuous perfusion of organs provides the opportunity to improve organ quality and allows ex situ viability assessment of donor livers prior to transplantation. This video article provides a step by step protocol for ex situ normothermic machine perfusion (37 &#176;C) of human donor livers using a device that provides a pressure and temperature controlled pulsatile perfusion of the hepatic artery and continuous perfusion of the portal vein. The perfusion fluid is oxygenated by two hollow fiber membrane oxygenators and the temperature can be regulated between 10 &#176;C and 37 &#176;C. During perfusion, the metabolic activity of the liver as well as the degree of injury can be assessed by biochemical analysis of samples taken from the perfusion fluid. Machine perfusion is a very promising tool to increase the number of livers that are suitable for transplantation.

Ex Situ Normothermic Machine Perfusion of Donor Livers

Here we present a protocol describing oxygenated ex situ machine perfusion of donor liver grafts. This article contains a step by step protocol to procure and prepare the liver graft for machine perfusion, prepare the perfusion fluid, prime the perfusion machine and perform oxygenated normothermic machine perfusion of the liver graft.

Ex Situ Normotérmica máquina de perfusão de fígados doados

In contrast to conventional static cold preservation (0-4 &#176;C), ex situ machine perfusion may provide better preservation of donor livers. Continuous ...

Functional Human Liver Preservation and Recovery by Means of Subnormothermic Machine Perfusion

There is currently a severe shortage of liver grafts available for transplantation. Novel organ preservation techniques are needed to expand the pool of donor livers. Machine perfusion of donor liver grafts is an alternative to traditional cold storage of livers and holds much promise as a modality to expand the donor organ pool. We have recently described the potential benefit of subnormothermic machine perfusion of human livers. Machine perfused livers showed improving function and restoration of tissue ATP levels. Additionally, machine perfusion of liver grafts at subnormothermic temperatures allows for objective assessment of the functionality and suitability of a liver for transplantation. In these ways a great many livers that were previously discarded due to their suboptimal quality can be rescued via the restorative effects of machine perfusion and utilized for transplantation. Here we describe this technique of subnormothermic machine perfusion in detail. Human liver grafts allocated for research are perfused via the hepatic artery and portal vein with an acellular oxygenated perfusate at 21 &#176;C.

We describe a method of ex vivo machine perfusion of human liver grafts at subnormothermic temperature (21 &#176;C).

Fígado Preservação Human Funcional e cobrança através de Subnormothermic Máquina de Perfusão

There is currently a severe shortage of liver grafts available for transplantation.  Novel organ preservation techniques are needed to expand the pool of ...

Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion for the Preservation of Kidney Grafts prior to Transplantation

Kidney transplantation has become a well-established treatment option for patients with end-stage renal failure. The persisting organ shortage remains a serious problem. Therefore, the acceptance criteria for organ donors have been extended leading to the usage of marginal kidney grafts. These marginal organs tolerate cold storage poorly resulting in increased preservation injury and higher rates of delayed graft function. To overcome the limitations of cold storage, extensive research is focused on alternative normothermic preservation methods.
Ex vivo normothermic organ perfusion is an innovative preservation technique. The first experimental and clinical trials for ex vivo lung, liver, and kidney perfusions demonstrated favorable outcomes.
In addition to the reduction of cold ischemic injury, the method of normothermic kidney storage offers the opportunity for organ assessment and repair. This manuscript provides information about kidney retrieval, organ preservation techniques, and isolated ex vivo normothermic kidney perfusion (NEVKP) in a porcine model. Surgical techniques, set up for the perfusion solution and the circuit, potential assessment options, and representative results are demonstrated.

Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion for the Preservation of Kidney Grafts prior to Transplantation

The severe organ shortage has resulted in increased use of marginal kidney grafts for transplantation. This has triggered interest in alternative storage methods, since marginal grafts especially tolerate cold storage poorly. The technique of normothermic ex vivo kidney perfusion (NEVKP) represents a novel preservation method for kidney grafts prior to &#160;transplantation.

Normotérmica<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Perfusão rim para a Preservação do rim Os enxertos antes do transplante

Kidney transplantation has become a well-established treatment option for patients with end-stage renal failure. The persisting organ shortage remains a ...

A Novel Surgical Technique As a Foundation for In Vivo Partial Liver Engineering in Rat

Organ engineering is a novel strategy to generate liver organ substitutes that can potentially be used in transplantation. Recently, in vivo liver engineering, including in vivo organ decellularization followed by repopulation, has emerged as a promising approach over ex vivo liver engineering. However, postoperative survival was not achieved. The aim of this study is to develop a novel surgical technique of in vivo selective liver lobe perfusion in rats as a prerequisite for in vivo liver engineering. We generate a circuit bypass only through the left lateral lobe. Then, the left lateral lobe is perfused with heparinized saline. The experiment is performed with 4 groups (n = 3 rats per group) based on different perfusion times of 20 min, 2 h, 3 h, and 4 h. Survival, as well as the macroscopically visible change of color and the histologically determined absence of blood cells in the portal triad and the sinusoids, is taken as an indicator for a successful model establishment. After selective perfusion of the left lateral lobe, we observe that the left lateral lobe, indeed, turned from red to faint yellow. In a histological assessment, no blood cells are visible in the branch of the portal vein, the central vein, and the sinusoids. The left lateral lobe turns red after reopening the blocked vessels. 12/12 rats survived the procedure for more than one week. We are the first to report a surgical model for in vivo single liver lobe perfusion with a long survival period of more than one week. In contrast to the previously published report, the most important advantage of the technique presented here is that perfusion of 70% of the liver is maintained throughout the whole procedure. The establishment of this technique provides a foundation for in vivo partial liver engineering in rats, including decellularization and recellularization.

A Novel Surgical Technique As a Foundation for In Vivo Partial Liver Engineering in Rat

We establish a novel surgical technique for an in vivo single liver lobe perfusion model in rat as a prerequisite for further studying in vivo partial liver engineering in the future.

Uma nova técnica cirúrgica como fundamento na Vivo parcial engenharia fígado de rato

Organ engineering is a novel strategy to generate liver organ substitutes that can potentially be used in transplantation. Recently, in vivo liver ...

Bioengenharia

A Small Animal Model of Ex Vivo Normothermic Liver Perfusion

There is a significant shortage of liver allografts available for transplantation, and in response the donor criteria have been expanded. As a result, normothermic ex vivo liver perfusion (NEVLP) has been introduced as a method to evaluate and modify organ function. NEVLP has many advantages in comparison to hypothermic and subnormothermic perfusion including reduced preservation injury, restoration of normal organ function under physiologic conditions, assessment of organ performance, and as a platform for organ repair, remodeling, and modification. Both murine and porcine NEVLP models have been described. We demonstrate a rat model of NEVLP and use this model to show one of its important applications &#8212; the use of a therapeutic molecule added to liver perfusate. Catalase is an endogenous reactive oxygen species (ROS) scavenger and has been demonstrated to decrease ischemia-reperfusion in the eye, brain, and lung. Pegylation has been shown to target catalase to the endothelium. Here, we added pegylated-catalase (PEG-CAT) to the base perfusate and demonstrated its ability to mitigate liver preservation injury. An advantage of our rodent NEVLP model is that it is inexpensive in comparison to larger animal models. A limitation of this study is that it does not currently include post-perfusion liver transplantation. Therefore, prediction of the function of the organ post-transplantation cannot be made with certainty. However, the rat liver transplant model is well established and certainly could be used in conjunction with this model. In conclusion, we have demonstrated an inexpensive, simple, easily replicable NEVLP model using rats. Applications of this model can include testing novel perfusates and perfusate additives, testing software designed for organ evaluation, and experiments designed to repair organs.

A Small Animal Model of Ex Vivo Normothermic Liver Perfusion

There is a significant liver donor shortage, and criteria for liver donors have been expanded. Normothermic ex vivo liver perfusion (NEVLP) has been developed to evaluate and modify organ function. This study demonstrates a rat model of NEVLP and tests the ability of pegylated-catalase, to mitigate liver preservation injury.

Um pequeno modelo Animal de perfusão de fígado normotérmica Ex Vivo

There is a significant shortage of liver allografts available for transplantation, and in response the donor criteria have been expanded. As a result, ...

<meta charset="utf8"></head><body>Preservação de transplante ortotópico de fígado de porco usando perfusão de máquina

Preservation of Porcine Donation after Circulatory Death (DCD) Liver by Perfusion and Orthotopic Liver Transplantation

Conventional static cold storage (SCS) exacerbates ischemic injury in the DCD liver, leading to severe complications for transplant recipients. To address this issue, clinical application of MP technology for donor liver preservation is underway. Simultaneously, efforts are focused on the development of various MP instruments, validated through relevant animal model experiments. Effective large animal trials play a pivotal role in clinical applications. However, challenges persist in the ex vivo preservation of DCD livers and the transplantation procedure in pigs. These hurdles encompass addressing the prolonged preservation of donor livers, conducting viability tests, alleviating ischemic injuries, and shortening the anhepatic phase. The use of a variable temperature-controlled MP device facilitates the prolonged preservation of DCD livers through sequential Dual Hypothermic Oxygenated Machine Perfusion (DHOPE) and Normothermic Machine Perfusion (NMP) modes. This protocol enhances the porcine OLTx model by improving the quality of DCD livers, optimizing the anastomosis technique, and reducing the duration of the anhepatic phase.

<meta charset="utf8"></head><body>Autor em destaque: Avanços e desafios na perfusão por máquina para transplante de fígado

This protocol outlines the methodology of establishing a porcine model utilizing variable temperature-controlled Machine Perfusion (MP) for the preservation of the donor liver, followed by orthotopic liver transplantation (OLTx). It aims to promote the success rate of OLTx using donor donation after circulatory death (DCD) liver and establish a stable model.

Preservação da Doação de Suínos após Morte Circulatória (DCD) Hepática por Perfusão e Transplante Hepático Ortotópico

Conventional static cold storage (SCS) exacerbates ischemic injury in the DCD liver, leading to severe complications for transplant recipients. To address ...

Técnica de Subnormothermic

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Steps for the Autologous Ex vivo Perfused Porcine Liver-kidney Experiment

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Normotérmica

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