Die Studie wurde von Forschungsstipendien der Roche Organ Transplantation Research Foundation (ROTRF) und Astellas unterstützt. Markus Selzner wurde von einem ASTS Career Development Award unterstützt. Matthias Knaak wurde von der Astellas Forschungsstipendium unterstützt. Wir danken Uwe Mummenhoff und der Birmingham Familie für ihre großzügige Unterstützung.

Eine schematische Übersicht über das Protokoll ist in 1 dargestellt. <img alt="Figur 1" src="/files/ftp_upload/51419/51419fig1highres.jpg" /> Abbildung 1. Studienprotokoll. Schweinestudiendesign von Leberschäden ist auf eine Spende nach Herztod (DCD)-Modell. Nach der Sektion aller Lebergefäße, ist Herztod induziert durch 45 min warmer Ischämie gefolgt Transplantat. Um ein Pfropf Transport zwischen den Donor-und Empfänger Krankenhäusern in einer klinischen Umgebung zu simulieren, wird das Transplantat auf Eis für 4 Stunden nach dem Kalt, Zwei-Mengen gespeichert. Nach kalte Lagerung, ist das Organ subnormothermic perfundierten für 6 Stunden, um die Durchblutung Stabilität zu beurteilen. In einem Transplantationsmodell konnte die Durchblutung Zeit, um die Energiespeicher wieder aufzuladen und die Organe lebensfähig zu bewerten kürzer sein. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51419/51419fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken er</a>wieder um eine größere Version dieser Figur zu sehen. 1. Tiere HINWEIS: Männlich Yorkshire Schweine, 30-35 kg, wurden für diese Studie verwendet. Alle Tiere erhielten humane Pflege in Übereinstimmung mit den &#39;Grundlagen der Versuchstierpflege &quot;&quot; von der Nationalen Gesellschaft für Medizinische Forschung und dem&#39; Leitfaden für die Pflege von Labortieren &#39;&#39; von den National Institutes of Health formuliert. Das Animal Care Committee der Toronto General Research Institute stimmten allen Studien. 2. Organentnahme <ol><li> Haus männlichen Yorkshire Schweine in Forschungseinrichtungen für 1 Woche vor Perfusion / Transplantation das Niveau von Stress zu reduzieren und um die Tiere zu den Wohnbedingungen zu gewöhnen. Weniger als 2 Tage von Wohnungen in der Anlage zu einer Stress-induzierten physikalische Reaktion, die die Durchblutung des Ergebnisses 22,23 verändern kann führen. </li><li> Betäuben Schweinedurch eine intramuskuläre (im) Injektion einer Mischung aus Ketamin (25 mg / kg), Atropin (0,04 mg / kg) und Midazolam (0,15 mg / kg). </li><li> Vor der Intubation sicher das Schwein spontan atmet 2 l O 2 mit 5% Isofluran verabreicht. Sprühen Sie die Stimmbänder mit 2% Lidocain 2 min vor der Intubation zu Stimmbandkrämpfe zu vermeiden. Beispielsweise für einen 35 kg Schweine mit einem 6,5 fr. Trachealtubus. Sperrung der Trachealtubus mit 3-5 ml Raumluft. </li><li> Nach der Intubation Kapnometrie verwenden, um die korrekte Intubation bestätigen. Senken Sie die Isofluran-Gas bis 2%. Stellen Sie den Ventilator auf 14-16 Atemzüge / min und einem Atemvolumen von 10 ml / kg Körpergewicht. </li><li> Legen Sie eine 20 G intravenöse (iv) Katheter nach einem der Ohrvenen Infusion von Ringer-Laktat-Lösung (200 ml pro Stunde) zu ermöglichen. Dann reiben Sie das Schwein und bedecken Sie es mit sterilen Tüchern. </li><li> Machen Sie eine Mittellinienschnitt, gefolgt von einer linken seitlichen Erweiterung. Verwenden Sie ein Handtuch, um große und kleine Darm decken und verschieben Sie sie auf der linken Seite. </li><li> Separate InFElegene Hohlvene (IVC) und die distale Aorta voneinander; Ligat Aorta verzweigt in den Rücken; isolieren und kostenlos Nierenarterien von anhaftendem Gewebe. </li><li> Teilen Sie die falciforme Band und den dreieckigen Ligament mit Kauter. </li><li> Lassen Sie die Pfortader durch einen Einschnitt des Bauchfells zwischen Pankreas und Pfortader. Abbinden Venen aus der Bauchspeicheldrüse in die Pfortader. </li><li> Präparieren Sie die Zöliakie-Stamm unter der Pfortader und folgen ihm nach hinten, um die Aorta. Umgeben die A. mesenterica mit einem 2-0 Krawatte; umgeben die Milz und die linke Magenarterien, die Niederlassung nach hinten auf die Zöliakie-Stamm. Präparieren Sie die Zöliakie-Stamm aus der Pfortader. </li><li> Ligieren die Lymphgefäße im Ligamentum hepatoduodenale lymphatischen Auslaufen zu verhindern. Teilen Sie die richtige Magenarterie zwischen Krawatten. Ligieren kleineren Adern. Trennen Sie den Gallengang von der Band und teilen sie distal nach Ligation. </li><li> Präparieren Sie die Aorta hinter der Membran zwischen Herz und Zöliakie trunk; legen Sie eine Krawatte um 2-0 der Aorta. </li><li> Lassen Sie die Leber aus dem unteren Cava auf der rechten Seite mit Elektrokauter; mit einer Schere für den oberen Teil zwischen Sekt und Leber. </li><li> Entfernen der Gallenblase und der Gallenblase aus kauterisieren Bluter Bett. </li><li> Iv verabreichen 1.000 IE / kg Spendergewicht von Heparin. Für eine DCD-Modell, Herzstillstand herbei durch intra Injektion von 40 mval KCl 3 Minuten nach Heparingabe. Set Herzstillstand als Ausgangspunkt der warmen Ischämie. </li><li> Für die Durchblutung, sammeln 1,6 l Schweineblut in CPDA Beutel (Citrat, Phosphat, Dextrose, Adenosin) unmittelbar nach Herztod. Führen Sie einen Soft-Spin (2.000 × g ohne Bremse). Entfernen Sie das Plasma und die Buffy-Coat unter sterilen Bedingungen (Biosicherheitswerkbank Klasse II) und speichern die Erythrozyten in CPDA Taschen für die Transfusion. </li><li> Kanülieren Pfortader und Aorta mit Orgel bündig Linien. Binden Sie die zuvor eingestellte Krawatten um Oberschenkel, Nieren, Milz, mesenterialen und linken Magen-Kunstdeckungen sowie der oberen Aorta. Für einen Herzschlag Spender (HBD) Modell, führen Sie die Kanülierung der Aorta und Pfortader unter Herz schlagen Bedingungen. </li><li> Nach 45 min warme Ischämie, spülen Sie die Leber mit der University of Wisconsin (UW)-Lösung mit Dual-Perfusion über Aorta (Drucksack) und Pfortader (Schwerkraft angetrieben). </li><li> Schneiden Sie die Leber aus dem Schwein, lange verlassen alle verbleibenden Schiffe. </li><li> Während der Rück Tabelle Vorbereitung, klemmen die oberen IVC mit einem Satinsky klemmen und spülen der Leber ein zweites Mal mit etwa 0,5 l UW-Lösung retrograd über niedrigere IVC, bis die Pfortader Abfluss ist klar. </li><li> Binden Sie alle Arterienäste aus der Aorta und Truncus. Führen Sie einen arteriellen Druck zurück-Tabelle Perfusion mit etwa 0,5 l UW-Lösung. </li><li> Spülen Sie den Gallengang mit UW-Lösung. </li><li> Kanülieren die oberen und unteren Teile des IVC mit 2.1 &quot;x 8.3&quot; Minderer mit Luer-Lock; kanülieren die Pfortader und Leberarterie mit 8.3 &quot;; x 4.1 &quot;und 4.1&quot; x 8.3 &quot;Minderer mit Luer-Lock. Verwenden Sie die obere und untere Hohlvene als venöse Drainage. </li><li> Legen Sie die Leber in einem Organ Tasche, schließen Sie die Orgel Tasche, und speichern Sie die Leber auf Eis, bis die Durchblutung hat begonnen. </li></ol> 3. Ex-vivo-Perfusion Leber <ol><li> Bereiten Sie die Perfusionslösung mit 2000 ml Steen Lösung gewaschen, 400 ml Erythrozyten, 550 mg Natriumpyruvat, Aminosäuren 100 ml Säurelösung (10% Travasol), 10 mg Calcium-Gluconat, 1.000 IE schnell wirkenden Insulin, 1 g Cefazolin, 500 mg Metronidazol, und 10.000 IE Heparin. Andere Moleküle für die Gefäßerweiterung, Immunsuppression, Abfangen von reaktiven Sauerstoffspezies oder Leberzell-Therapie bezogen auf den jeweiligen Studienprotokoll. </li><li> Für die Dialyse-Komponente, verwenden Standard-Dialysat, das 3,5 mM Kalium, 25 mM Natriumbicarbonat, 27 mM Glucose, sowie 275 mg / l Pyruvat. </li><li> Einrichten der Perfusionskreislauf (Schema siehe Abbildung 2). <img alt="Figur 2" src="/files/ftp_upload/51419/51419fig2highres.jpg" /> Abbildung 2. Stromkreis einrichten. Aus dem Hauptreservoir als Ausgangspunkt und Ende wird die Perfusionslösung mit einer Kreiselpumpe durch einen Oxygenator angetrieben. Gleich nach Oxygenierung der Lösung teilt sich die Schaltung in einem kleineren Linie, um einen Dialysator Einheit für Elektrolyt-Homöostase und einer größeren Leitung zu einer Leukozyten-Filter zur Reduktion der Rest der weißen Blutzellen (WBC) läuft. Die Lösung, die durch den Dialysator führt zurück zum Hauptbehälter. Nach der Leukozyten-Filter, teilt die Schaltung wieder in 2 gleiche Zeilen. Eine Linie verläuft bei hohem Druck (ca. 60 mmHg) direkt in die Aorta, um die Leberarterie durchströmen. Die andere Linie läuft in einem zweiten Behälter. Aus diesem Reservoir der Pfortader perfundiert. Der Druck des Portals Perfusion hängt von der Höhe der Energiepegel der Lösung des Reservoirs (etwa 2-6 mm Hg). Alle Flüssigkeiten sind drüber die Infrastruktur und überLeberVenen zurück in das Hauptreservoir ained. Für Schwerkraftreduzierung und homogene Perfusion wird die Leber in einem Pool mit Wassertemperatur geregelt gefüllt war. Es ist aus dem Wasser durch eine undurchlässige Membran getrennt, und es in einer Perfusion Suspension schwimmt. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51419/51419fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <ol><li> Sammeln Sie alle Flüssigkeiten aus dem Kreislauf in einem 3 L Behälter (Hauptbehälter) und klemmen den Abfluss. </li><li> Verbinden der Abfluss zu einer Kreiselpumpe, gefolgt von einer kommerziellen Oxygenator. </li><li> Hinter dem Oxygenator, aufgeteilt den Schlauch in 2 Zeilen. Schließen Sie eine Leitung an einem Dialysegerät und lassen sie zurück in das Hauptreservoir. Schließen Sie die zweite Linie zu einer Reduktion der Leukozyten-Filter. </li><li> Split die Linie nach der Leukozytenreduktion Filter in einer arteriellen Linie, die Durchblutung Lösung der Leberarterie versorgt, und ein Portal vgene Linie liefern Perfusionslösung zu einem zweiten Reservoir, das in die Pfortader durch die Schwerkraft Abfluss entwässert. Spannen Sie den Zustrom Portal. </li><li> Schließen Sie den arteriellen Linie zu einer Hohlvene Linie Entwässerung in das Hauptreservoir für die Fluid Erinnerung. </li><li> Zum Sammeln der Aszites oder Leckage der Perfusionslösung aus der Leber, bereiten eine Saugleitung zu dem Hauptspeicher verbunden. </li></ol></li><li> Lassen Sie den Abfluss Klemme von dem Hauptbehälter und füllen Sie die Schaltung mit der Perfusionslösung. Starten Sie die Kreiselpumpe bei 1.500 U / min. Die Perfusion Lösung wird durch die arterielle Leitung in die Hohlvene line zurück in das Hauptreservoir zu fahren. Stellen Sie sicher, dass alle Luft aus der Schaltung angetrieben. </li><li> Schalten Sie die Gaszufuhr zu dem Oxygenator. </li><li> Nehmen Sie die Leber aus dem Eis. Spülen, die UW-Lösung mit Kochsalzlösung. </li><li> Platzieren der Leber, mit ihrer konvexen Seite nach unten, um den Zugriff zu den Behältern zu erleichtern, idealerweise in einer schwerelosen Umgebung zu vermeiden,Organ Kompression an der Kontaktfläche. Verwenden Sie eine Wärme und kühlbaren Wasserbad. Stellen Sie die Starttemperatur der Schaltung und Wasserbad auf 20 ° C. Decken Sie die Wasser-Bad mit einer undurchlässigen Membran und setzen Sie die Leber auf dieser Membran. Reduzieren Sie die Schwerkraft angetrieben Kompression durch Eintauchen der Leber mit Perfusion Lösung. </li><li> Reduzieren Sie die Geschwindigkeit der Kreiselpumpe zu 1.000 U / min und legen Sie zwei Klammern an der Verbindung der arteriellen und Hohlvene Linien. Dann schneiden Sie den Schlauch zwischen den Klemmen. Mit einem 3-Wege-Stecker, verbinden beide Cava Abflüsse und verbinden Sie diese mit der Vena Cava Linie. </li><li> Lösen Sie die Klemme von der arteriellen Linie, gießen Perfusionslösung in die arterielle Kanüle in der Luftblasen zu entfernen, und schließen Sie die Zeile mit der Kanüle. Erhöhen Sie die Kreiselpumpe zu 1.500 U / min. Lassen Sie die zweite Klemme von der Hohlvene Linie. </li><li> Lösen Sie die Klemme von der Pfortader-Reservoir, um sie zu füllen. Lassen Perfusionslösung in das Portal Cannu gießenla und anschließen. Besondere Vorsicht stabiler Flüssigkeitsspiegel im Reservoir-Portal. </li><li> Verbinden Druckleitungen zu den Luer Locks der arteriellen, portal, und Hohlvene Kanülen. </li><li> Physiologischen Bedingungen zu imitieren, gelten Behandlungen in die richtige Schiff. Injizieren Glukose in die Pfortader und nicht in die arterielle Linie, um einen Farbverlauf imitiert eine erhöhte Pfortader-Glukose Gradienten und Induktion Glykogensynthese 24,25 etablieren. </li><li> Nach dem Anschluss der Leber an der Rennstrecke und erhöhen die Temperatur auf 33 ° C innerhalb von 60 min. </li><li> Ziel für eine arterielle Startstrom bei etwa 250 ml / min bei 40 mmHg. Dies kann 700 ml / min während der Perfusion zu erreichen, sobald der Druck auf 70 mmHg erhöht. </li><li> Am Starttemperatur, Ziel für einen Pfortaderflusses von 500-600 ml / min bei 3-5 mmHg. Nach Erhöhung der Temperatur, die Überwachung der Pfortader-Flow, der bis 1100 ml / min bei 4-6 mmHg erhöhen wird bis. Nicht zu überschreiten Portal Druck über PhysiologicaL-Werte (etwa 8 mmHg), um sinusförmige Fensteranordnungen 26 zu schützen. Vermeiden Gesamtdurchfluss von mehr als über 2000 ml / min, um eine Beschädigung des Organs zu verhindern. Stellen Sie den Abfluss bis -2 mmHg durch Absenken der Hauptreservoir zu Leberüberlastung durch funktionelle Obstruktion zu verhindern. </li><li> Hinzufügen des Dialyse Komponente an die Schaltung, um die Perfusionslösung auf vorbestimmte Werte 27 äquilibrieren. Stellen Sie die Dialysatfluss bis 500 ml / h. Besondere Aufmerksamkeit auf die Dialyse Abfluss einstellen, so dass die Durchblutung Lösung wird weder verdünnt noch konzentriert. Innerhalb der ersten Stunde der Durchblutung das Hauptreservoir muss sorgfältig beobachtet werden! </li><li> Eine homogene Sauerstoffversorgung des Gewebes unter Verwendung einer Hauptkomponentengasgemisch von O 2 (95-98%) und CO 2 (2-5%) wiederherzustellen und zu erhalten Organfunktion. Verwenden variablen Gas während der Perfusion, da die Leber ändert seinen Stoffwechsel und sein pH-Nachfrage während der Perfusion. </li><li> Halten Sie einen niedrigen pH-Wert während des Beginns derPerfusion, um das Organ zu schützen, die das Paradox pH Konzept 28 und vermeiden Sie schwere Gewebeschäden, die von schnellen Verbindungen nach physiologischen pH-Wert unter Reoxygenierung führen kann, da nach der Lagerung in UW-Lösung, hat die Orgel eine azidotische pH-Wert unter 7. Stellen Sie den Partialdruck von CO 2 kontinuierlich bis auf 25-30 mm Hg, so daß der pH-Wert eines physiologischen Niveau innerhalb von 1 h zu erreichen. </li><li> Hinzufügen Natrium oder Kaliumbicarbonat zu der Schaltung, um eine physiologische Konzentration von Standard-Bicarbonat in der Perfusionslösung zu erzielen. Spritzen sie vorsichtig unter sich wiederholenden Blutgas und Elektrolytkontrolle. </li><li> Überwachen Sie die Durchblutung durch periodische venöse und arterielle Blutgasanalysen und AST. Die venöse PO 2 bleibt über 175 mmHg während der Perfusion. Überwachen Gefäßstrom und Druck, und beachten Sie eine stabile Durchblutung durch einen konstanten Gefäßwiderstand. </li><li> Halten Sie die Perfusion System für bis zu 8 Stunden stabil. Am Ende der Ex-vivo-Perfusion Zeitraum, coolauf der Perfusion System auf 20 ° C und nach dem Trennen Schlauch der Schaltung aus der Leber, spülen Sie die Perfusionslösung die Leber dual mit eiskaltem UW-Lösung. Bewahren Sie die Leber wieder auf Eis in einem sterilen Beutel gelegt Orgel. </li></ol>

<ol>
	<li>Qiu, J., Ozawa, M., Terasaki, P. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Liver+transplantation+in+the+United+States.">Liver transplantation in the United States.</a> Clinical Transplants. , 17-28 (2005).</li><li>Maheshwari, A., Maley, W., Li, Z., Thuluvath, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biliary+complications+and+outcomes+of+liver+transplantation+from+donors+after+cardiac+death.">Biliary complications and outcomes of liver transplantation from donors after cardiac death.</a> Liver Transpl. 13 (12), 1645-1653 (2007).</li><li>Reich, D. J., Hong, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Current+status+of+donation+after+cardiac+death+liver+transplantation.">Current status of donation after cardiac death liver transplantation.</a> Curr Opin Organ Transplant. 15 (3), 316-321 (2010).</li><li>Grewal, H. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Liver+transplantation+using+controlled+donation+after+cardiac+death+donors:+an+analysis+of+a+large+single-center+experience.">Liver transplantation using controlled donation after cardiac death donors: an analysis of a large single-center experience.</a> Liver Transpl. 15 (9), 1028-1035 (2009).</li><li>Nguyen, J. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+outcomes+of+donation+after+cardiac+death+liver+allografts+from+a+single+center.">Long-term outcomes of donation after cardiac death liver allografts from a single center.</a> Clin Transplant. 23 (2), 168-173 (2009).</li><li>Heidenhain, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Incidence+of+and+risk+factors+for+ischemic-type+biliary+lesions+following+orthotopic+liver+transplantation.">Incidence of and risk factors for ischemic-type biliary lesions following orthotopic liver transplantation.</a> Transpl Int. 23 (1), 14-22 (2010).</li><li>Moench, C., Uhrig, A., Lohse, A. W., Otto, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CC+chemokine+receptor+5delta32+polymorphism-a+risk+factor+for+ischemic-type+biliary+lesions+following+orthotopic+liver+transplantation.">CC chemokine receptor 5delta32 polymorphism-a risk factor for ischemic-type biliary lesions following orthotopic liver transplantation.</a> Liver Transpl. 10 (3), 434-439 (2004).</li><li>Iacob, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic,+immunological+and+clinical+risk+factors+for+biliary+strictures+following+liver+transplantation.">Genetic, immunological and clinical risk factors for biliary strictures following liver transplantation.</a> Liver Int. 32 (8), 1253-1261 (2012).</li><li>Heidenhain, C., Puhl, G., Moench, C., Lautem, A., Neuhaus, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chemokine+Receptor-5Delta32+Mutation+is+No+Risk+Factor+for+Ischemic-Type+Biliary+Lesion+in+Liver+Transplantation.">Chemokine Receptor-5Delta32 Mutation is No Risk Factor for Ischemic-Type Biliary Lesion in Liver Transplantation.</a> J Transplant. , (2009).</li><li>Hashimoto, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+tissue+plasminogen+activator+in+liver+transplantation+from+donation+after+cardiac+death+donors.">Use of tissue plasminogen activator in liver transplantation from donation after cardiac death donors.</a> Am J Transplant. 10 (12), 2665-2672 (2010).</li><li>Staib, W., Scholz, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Stoffwechsel der perfundierten Leber. , (1968).</li><li>Brauer, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Liver.">Liver.</a> Annu Rev Physiol. 18, 253-278 (1956).</li><li>Boehnert, M. U., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Normothermic+acellular+ex+vivo+liver+perfusion+reduces+liver+and+bile+duct+injury+of+pig+livers+retrieved+after+cardiac+death.">Normothermic acellular ex vivo liver perfusion reduces liver and bile duct injury of pig livers retrieved after cardiac death.</a> Am J Transplant. 13 (6), 1441-1449 (2013).</li><li>Guarrera, J. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hypothermic+machine+preservation+in+human+liver+transplantation:+the+first+clinical+series.">Hypothermic machine preservation in human liver transplantation: the first clinical series.</a> Am J Transplant. 10 (2), 372-381 (2010).</li><li>Fondevila, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hypothermic+oxygenated+machine+perfusion+in+porcine+donation+after+circulatory+determination+of+death+liver+transplant.">Hypothermic oxygenated machine perfusion in porcine donation after circulatory determination of death liver transplant.</a> Transplantation. 94 (1), 22-29 (2012).</li><li>Rougemont, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=One+hour+hypothermic+oxygenated+perfusion+(HOPE)+protects+nonviable+liver+allografts+donated+after+cardiac+death.">One hour hypothermic oxygenated perfusion (HOPE) protects nonviable liver allografts donated after cardiac death.</a> Ann Surg. 250 (5), 674-683 (2009).</li><li>Chung, W. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Addition+of+a+kidney+to+the+normothermic+ex+vivo+perfused+porcine+liver+model+does+not+increase+cytokine+response.">Addition of a kidney to the normothermic ex vivo perfused porcine liver model does not increase cytokine response.</a> J Artif Organs. 15 (3), 290-294 (2012).</li><li>Brockmann, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Normothermic+perfusion:+a+new+paradigm+for+organ+preservation.">Normothermic perfusion: a new paradigm for organ preservation.</a> Ann Surg. 250 (1), 1-6 (2009).</li><li>Hessheimer, A. J., Fondevila, C., Garc&#237;a-Valdecasas, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Extracorporeal+machine+liver+perfusion:+are+we+warming+up.">Extracorporeal machine liver perfusion: are we warming up.</a> Curr Opin Organ Transplant. 17 (2), 143-147 (2012).</li><li>Vogel, T., Brockmann, J. G., Friend, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ex-vivo+normothermic+liver+perfusion:+an+update.">Ex-vivo normothermic liver perfusion: an update.</a> Curr Opin Organ Transplant. 15 (2), 167-172 (2010).</li><li>Swindle, M. M., Smith, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Best+practices+for+performing+experimental+surgery+in+swine.">Best practices for performing experimental surgery in swine.</a> J Invest Surg. 26 (2), 63-71 (2013).</li><li>Smith, A. C., Swindle, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Preparation+of+swine+for+the+laboratory.">Preparation of swine for the laboratory.</a> ILAR J. 47 (4), 358-363 (2006).</li><li>Cywes, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+intraportal+glucose+infusion+on+hepatic+glycogen+content+and+degradation,+and+outcome+of+liver+transplantation.">Effect of intraportal glucose infusion on hepatic glycogen content and degradation, and outcome of liver transplantation.</a> Ann Surg. 216 (3), 235-246 (1992).</li><li>Ishida, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differential+effects+of+oral,+peripheral+intravenous,+and+intraportal+glucose+on+hepatic+glucose+uptake+and+insulin+and+glucagon+extraction+in+conscious+dogs.">Differential effects of oral, peripheral intravenous, and intraportal glucose on hepatic glucose uptake and insulin and glucagon extraction in conscious dogs.</a> J Clin Invest. 72 (2), 590-601 (1983).</li><li>Morsiani, E., Aleotti, A., Ricci, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Haemodynamic+and+ultrastructural+observations+on+the+rat+liver+after+two-thirds+partial+hepatectomy.">Haemodynamic and ultrastructural observations on the rat liver after two-thirds partial hepatectomy.</a> J Anat. 4 (Pt 4), 507-515 (1998).</li><li>Sch&#246;n, M. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Liver+transplantation+after+organ+preservation+with+normothermic+extracorporeal+perfusion.">Liver transplantation after organ preservation with normothermic extracorporeal perfusion.</a> Ann Surg. 233 (1), 114-123 (2001).</li><li>Currin, R. T., Gores, G. J., Thurman, R. G., Lemasters, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Protection+by+acidotic+pH+against+anoxic+cell+killing+in+perfused+rat+liver:+evidence+for+a+pH+paradox.">Protection by acidotic pH against anoxic cell killing in perfused rat liver: evidence for a pH paradox.</a> FASEB J. 5 (2), 207-210 (1991).</li><li>Derveaux, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Does+ex+vivo+vascular+resistance+reflect+viability+of+non-heart-beating+donor+livers?.">Does ex vivo vascular resistance reflect viability of non-heart-beating donor livers?.</a> Transplant Proc. 37 (1), 338-339 (2005).</li><li>Guarrera, J. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hypothermic+Machine+Preservation+of+Human+Liver+Allografts:+Markers+of+Reperfusion+Injury+[abstract#+1282].">Hypothermic Machine Preservation of Human Liver Allografts: Markers of Reperfusion Injury [abstract# 1282].</a> Am J Transpl. 7, 476 (2007).</li><li>Tolboom, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Subnormothermic+machine+perfusion+at+both+20&#176;C+and+30&#176;C+recovers+ischemic+rat+livers+for+successful+transplantation.">Subnormothermic machine perfusion at both 20&#176;C and 30&#176;C recovers ischemic rat livers for successful transplantation.</a> J Surg Res. 175 (1), 149-156 (2012).</li><li>Vollmar, B., Menger, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+hepatic+microcirculation:+mechanistic+contributions+and+therapeutic+targets+in+liver+injury+and+repair.">The hepatic microcirculation: mechanistic contributions and therapeutic targets in liver injury and repair.</a> Physiol Rev. 89 (4), 1269-1339 (2009).</li><li>Jamieson, R. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hepatic+steatosis+and+normothermic+perfusion-preliminary+experiments+in+a+porcine+model.">Hepatic steatosis and normothermic perfusion-preliminary experiments in a porcine model.</a> Transplantation. 92 (3), 289-295 (2011).</li></ol>

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

In einem Schweinemodell, das DCD Lebertransplantation nachahmt, haben wir gezeigt, dass subnormothermic Leberperfusion mit einem zellulären Perfusionslösung zu stabilen Perfusionsparameter, minimale Leberzellschädigung und Leberstoffwechsel aktiv. Unsere subnormothermic Perfusion einzurichten hat sich ein Leberzell Homöostase und Stoffwechsel erholen. Glykogen-Speicher wiederhergestellt und Metaboliten werden verworfen. Ex vivo Leberperfusion als Konservierungstechnik bietet erstmals die Möglichkeit, Markierungen von Transplantatfunktion und Schädigung während Organkonservierung und vor der Transplantation zu bewerten. Neben der makroskopischen Beurteilung der Transplantatdurchblutung Homogenität, Durchflusswerte bieten einen guten Indikator für die Lebensfähigkeit des Transplantats und das Ausmaß der ischämischen Verletzung es früher 29 erlitten hatte. Sauerstoffverbrauch und Galle Produktion sind Marker für metabolische Funktion. Leberenzymwerte wie AST kann als verwendet werdensess den Grad und die Dynamik der Leberzellschädigung 30. Diese gründliche Transplantat Beurteilung kann eine zuverlässige Unterscheidung zwischen transplantierbarer und nicht-transplantierbaren Rand Organe ermöglichen. Wir wählten eine subnormothermic Temperatur von 33 ° C in unserem Perfusionssystem, da die Temperatur ausreichend ist, um den Stoffwechsel als auch ATP und Glykogen-Synthese zu ermöglichen. Gleichzeitig bietet sie eine verringerte Sauerstoffbedarf im Vergleich zur Normothermie Perfusion Einstellungen, die zusätzliche Sicherheit gegen ischämische Verletzungen bietet. Im allgemeinen Perfusion Temperaturen über 30 ° C haben sich als kalte ischämische Verletzung zu minimieren und eine ausreichende metabolische Aktivität 31. Im Gegensatz zu anderen Gruppen, haben wir nicht genutzt Vollblut als Perfusat, aber ein normo-osmotischen Albuminlösung (Steen) mit gewaschen und filtriert roten Blutkörperchen. Unter Ausschluss der Plasmakomponenten sowie Thrombozyten und Leukozyten, die Perfusionslösung deunterzeichnet, um pro-inflammatorischen Signal während der Ex-vivo-Perfusion zu minimieren. Neben dem Transplantat Bewertung, stabil Perfusionsbedingungen über mehrere Stunden ermöglichen Transplantat Behandlung. Zahlreiche Moleküle gezeigt, Reperfusionsverletzung unter experimentellen Bedingungen 32 zu dämpfen. Allerdings hat fast keine Behandlung Regime seinen Weg in die klinische Praxis, noch nicht. Ein Grund scheint der Mangel an Gelegenheit, diese Behandlungen während der kalten Lagerung anzuwenden. Eine stoffwechselaktiven Leber auf einer Ex-vivo-Perfusion System ist optimal für die Anwendung jeglicher Art von Behandlung. In diesem Zusammenhang nicht nur Behandlungen Reperfusion Bedingungen wie Dämpfung von Kupffer-Zell-Aktivität oder Abfangen von reaktiven Sauerstoff-Spezies zu verbessern denkbar, sondern auch Anwendungen wie der Gentherapie, um das Transplantat, beispielsweise gegen Hepatitis C Rezidiv zu konditionieren. Andere mögliche Strategien könnten Ermäßigung auf Steatose während der Ex-vivo-Perfusion sindZeitraum 33. Zusammenfassend ist die ex vivo Leberperfusion eine neue Strategie, um kalte ischämische Verletzung zu minimieren und die Randlebertransplantationen vor der Lebertransplantation zu bewerten. Die Ex-vivo-Perfusion Einstellung bietet die einmalige Gelegenheit, zu reparieren und Zustand Transplantate vor der Transplantation.

Lebertransplantation ist die einzige Behandlungsoption für Patienten mit terminaler Lebererkrankungen oder fortgeschrittenem Leberzellkarzinom. In den letzten 25 Jahren hat sich die Anzahl der Warteliste Kandidaten nach und nach erhöht und überstieg die Zahl der verfügbaren Transplantate. Die Zahl der Herzschlag Spender hat sich in den letzten zehn Jahren zurückgegangen. Zur gleichen Zeit haben die Nummern der Rand Transplantate, wie Spende nach Herztod (DCD), sowie alte und Fettlebern 1,2 erhöht. Rand Transplantate werden häufig für eine Lebertransplantation aufgrund der höheren Wahrscheinlichkeit von Primärimplantat nicht oder verzögerte Funktion zurück. In DCD Transplantate, ist ein besonderes Anliegen der Entwicklung von ischämischen Typ biliäre Strikturen (ITBS). Mit der herkömmlichen statischen kalten Konservierungstechnik, treten bei etwa 10-40% der DCD Transplantate ITBS. In der Mehrzahl der Patienten führt ITBS neu Transplantation oder Tod des Patienten. Vor allem längere warme und kalte ischämische Zeiten sind RisikoFaktoren für ITBS 3-7. Spenderalter, genetische Prädispositionen (wie CCR5 Delta 32), und die Wahl der Konservierungslösung wurden ebenfalls diskutiert, als zusätzliche Risikofaktoren 7-10. Teil Mikrothromben der peribiliären Schiffe wurde als möglicher Mechanismus für ITBS nach Lebertransplantation mit DCD Transplantate 11 vorgeschlagen worden. Vor der klinischen Einführung der Lebertransplantation, Leber Perfusionen ex vivo verwendet worden, um den Leberstoffwechsel und Physiologie 12,13 studieren. Nach Lebertransplantation fand seinen Weg in der klinischen Einstellung in den 1960er Jahren wurden unzählige Versuche unternommen worden, ex vivo Perfusion der Leber als Konservierungsverfahren durch die Nachahmung von physiologischen Ernährung und Sauerstoffversorgung Bedingungen. Sein Nutzen für die Erhaltung der Grenz Transplantate hat in den letzten zehn Jahren untersucht worden, aber es hat nicht zu erreichen Standard der klinischen Versorgung. Wir haben vor kurzem beschrieben eine Reduktion der Gallengang Verletzungen in DCD Lebertransplantation durch ex vivo perfundierten Erhaltung 14. Verschiedene Ansätze zur Perfusionslösung wurden. Die Auswahl reicht von Mobillösungen wie Vollblut aus dem Spendertier oder gepackte rote Zellen in Kombination mit Humanplasma zu azellulären Ansätze wie Maschinen University of Wisconsin-Lösung, IGL Lösung oder Steen Lösung 14-19. Die Temperatur liegt im Bereich von 4-37ºC 20. Die Nomenklatur in Hypothermie, subnormothermic und normotherme ist sehr variabel und inkonsistent. Alle verschiedenen Techniken, Lösungen und Temperatureinstellungen zielen auf 1) stabil Perfusionsbedingungen, 2) eine ausreichende Sauerstoffversorgung, und 3) Wiederherstellung der Organfunktion. Eine verbesserte Erhaltung Kapazität sowie die Fähigkeit der Orgel Beurteilung und Behandlung während normotherme und subnormothermic Perfusion Gesichter höhere technische Komplexität und Kosten im Vergleich zu hypothermen Perfusion 20,21. Wir haben eine subnormothermic ex vivo Perfusion Leber-System in den letzten 4 Jahren entwickelt. Das System kann bis 1) verwendet &quot;wieder aufzuladen&quot;, den hepatischen Energiegehalt werden, 2) die Qualität des Transplantats zu bewerten und zu 3) reparieren marginalen Lebern vor der Transplantation. Das folgende Protokoll enthält alle Informationen für eine stabile Leberdurchblutung.

<table><tbody><tr><td>circuit</td><td>Maquet (Hirrlingen, GER)</td><td>custom made</td><td>main reservoir (3 L, 3/8&quot; outflow)&lt;br /&gt;
portal reservoir (1.5 L, 1/4&quot;, outflow)&lt;br /&gt;
centrifugal pump&lt;br /&gt;
oxygenator&lt;br /&gt;
lycocyte filter&lt;br /&gt;</td></tr><tr><td>Tubing (1/4&quot; x 1/16&quot;)</td><td>Raumedic (Helmbrechts, GER)</td><td>MED7506</td><td></td></tr><tr><td>Tubing (3/8&quot; x 3/32&quot;)</td><td>Raumedic (Helmbrechts, GER)</td><td>MED7536</td><td></td></tr><tr><td>Tubing connectors</td><td>Raumedic (Helmbrechts, GER)</td><td></td><td>various sizes</td></tr><tr><td>Dialysis filter, Optiflux F160NR</td><td>Fresenius Medical Care (Waltham, MA)</td><td>F160NR</td><td></td></tr><tr><td>STEEN solution</td><td>XVIVO (G&amp;ouml;teborg, SWE)</td><td>19004</td><td>2 L</td></tr><tr><td>Dialysis acid concentrate A</td><td>Baxter (Mississauga, ON)</td><td>D12188M</td><td>45 ml</td></tr><tr><td>Amino acid, Travasol 10%</td><td>Baxter (Mississauga, ON)</td><td>JB6760</td><td>100 ml</td></tr><tr><td>Sodium pyruvate</td><td>Sigma-Aldrich (St. Louis, MO)</td><td>P2256</td><td>1.1 g</td></tr><tr><td>Heparin</td><td>Sandoz Canada Inc (Toronto, ON)</td><td>10750</td><td>40,000 iU</td></tr><tr><td>Calcium gluconate</td><td>Pharmaceutical Partners of Canada (Richmond Hill, ON)</td><td>C31110</td><td>10 mg</td></tr><tr><td>Fast acting insulin</td><td>various vendors</td><td></td><td>1,000 iU</td></tr><tr><td>Cefazoline</td><td>various vendors</td><td></td><td>1 g</td></tr><tr><td>Metronidazole</td><td>Baxter (Mississauga, ON)</td><td>JB3401</td><td>500 mg</td></tr></tbody></table>

technique of subnormothermic ex vivo liver perfusion for the storage, assessment, and repair of marginal liver grafts

Der Erfolg der Lebertransplantation hat in einem dramatischen Organmangel geführt. In den meisten Regionen Transplantation 20-30% der Patienten auf der Warteliste für eine Lebertransplantation sterben, ohne eine Organtransplantation oder für den Krankheitsverlauf ausgelistet. Eine Strategie, um den Spenderpool zu erhöhen, ist der Einsatz von Grenz Transplantate, wie Fettleber, Transplantate von älteren Spendern oder Spende nach Herztod (DCD). Die aktuelle Konservierungstechnik von Kalt statische Speicher nur schlecht durch marginale Leber was zu erheblichen Organschäden toleriert. Darüber hinaus bedeutet kalt statischen Speicherorgan nicht erlauben Transplantat Bewertung oder Reparatur vor der Transplantation. Diese Mängel der kalten statischen Erhaltung haben ein Interesse an warmen bluteten Organkonservierung ausgelöst, um kalte ischämische Verletzungen zu reduzieren, zu bewerten Lebertransplantate während der Konservierung, und erkunden Sie die Möglichkeit, Rand Lebern vor der Transplantation zu reparieren. Die optimalen presund Durchflussbedingungen die Perfusion Temperatur, Zusammensetzung der Perfusionslösung und die Notwendigkeit für einen Sauerstoffträger ist umstritten in der Vergangenheit. Trotz der vielversprechenden Ergebnisse in mehreren Tierstudien haben die Komplexität und die Kosten eine breitere klinische Anwendung bisher verhindert. Kürzlich mit verbesserter Technologie und ein besseres Verständnis der Physiologie der Leber während der ex vivo Perfusion der Ausgang des warmen Leberperfusion wurde verbessert und durchweg gute Ergebnisse erzielt werden können. Dieses Papier wird Informationen über Leber-Retrieval, Speichertechniken und isolierte Leberperfusion bei Schweinen. Wir veranschaulichen a) die Anforderungen, um eine ausreichende Sauerstoffversorgung des Organs zu gewährleisten, b) technische Überlegungen zur Perfusion Maschine und der Perfusionslösung und c) biochemischen Aspekte des isolierten Organen.

Nachfolgend werden die Ergebnisse von 5 Versuchen mit Perfusion DCD-Transplantate nach 45 min Erwärmung und 4 Stunden einer kalten Ischämie vor Beginn des subnormothermic ex vivo Perfusion. Das Hauptziel für eine ex vivo Leberperfusion ist, um eine ausreichende Sauerstoffversorgung des Organs sicherzustellen. Ischämie verursacht Vasokonstriktion, wodurch die Perfusion Beständigkeit. Erreichen konstanter Gefäßströme mit stabilen Druck ist ein guter Indikator für eine ausreichende Sauerstoffversorgung. Bei einer Induktionszeit von 1-2 Stunden die Perfusionslösung und das Organ sind bis zu 33 ° C, die den Gefäßwiderstand der Leber versterben erwärmt. Sobald die Zieltemperatur von 33 ° C erreicht wird, Level-Flusswerte bei einer konstanten, nahezu physiologischen Bereich für den Rest der Zeit 6 Stunden Perfusion (3A-3D). Zur gleichen Zeit wird das Organ metabolisch aktiv. 4A zeigt den venösen pO &lt;sub&gt; 2, ein Marker des Sauerstoffverbrauchs. Innerhalb der ersten 2 Stunden der venösen pO 2 Rückgänge zu einem konstanten Plateau. An dieser metabolisch aktiven Zustand, der Leber beginnt mit der Produktion Galle (4B). Der Dialysator bietet eine ausgewogene Elektrolyt-Homöostase (4C-4D). Eine erste Hyperkaliämie schnell nivelliert. Online AST-Messung dient als Kontrolle der Leberzellschäden. Abbildung 5 zeigt nur eine flache lineare AST Anstieg über den gesamten Zeitraum Perfusion. H &amp; E-Färbung nach 6 Stunden der Perfusion zeigt hepatischer Nekrose &lt;5% mit einer intakten lobulären und sinusförmige Struktur (6). PAS-Färbung gleichzeitig Punkt zeigt wieder aufgefüllt zelluläre Glykogen-Speicher im Vergleich zu erschöpft Lagerung in kaltem erhalten DCD-Transplantate (Abbildung 7). <img alt="Figur 3" src="/files/ftp_upload/51419/51419fig3highres.jpg" /> Abbildung 3. Perfusion Ströme und Druck (n = 5, Fehlerbalken zeigen Standardabweichung). (A, B) Leberarterie (HA) Durchfluss und Druck: Während der Erwärmungsphase in den ersten 1-2 Stunden, wird der Fluß erhöht bei stabilem Druck und danach konstant. Mit Blick auf die Abnahme der Pfortader (C), kann die Erhöhung der HA-Strömung in Richtung zum Ende der Perfusion eine autoregulatorische Reaktion der Leber. (C, D) in der Pfortader (PV) Strom steigt entsprechend dem HA Fluss während Die ersten 2 h Erwärmung. Die Drücke relativ stabil bleiben. <img alt="Figur 4" src="/files/ftp_upload/51419/51419fig4highres.jpg" /> Abbildung 4. Überwachungsparameter (n = 5, Fehlerbalken zeigen Standardabweichung). (A) Die venöse pO 2 als Marker der Sauerstoffbedarf und die metabolische Aktivität in der Anfangsphase der Erwärmung abnimmt aufgrund aktiviert cellular Stoffwechsel; es bleibt danach stabil (B) Galleproduktion als Marker der metabolischen Aktivität beginnt bei Temperaturen um 30 ° C und damit zwischen der ersten und zweiten Stunde Perfusion (C, D) Der Dialysator sichert Elektrolyt-Homöostase.. eine erste Hyperkaliämie ist schnell ausgeglichen. <img alt="Figur 5" src="/files/ftp_upload/51419/51419fig5highres.jpg" /> Abbildung 5. AST (n = 5, Fehlerbalken zeigen Standardabweichung) AST ist ein sensibler Marker für Leberzellschädigung. der flache Anstieg deutet darauf hin, keine signifikante Verletzungen während Ex-vivo-Perfusion. <img alt="Figur 6" src="/files/ftp_upload/51419/51419fig6highres.jpg" /> Abbildung 6. H &amp; E-Färbung (20-facher Vergrößerung). (A) Sham Leberprobe vor warme Ischämie, einem Vertreter Leberläppchens mit intakten architecture. (B) Leberprobe nach 45 min warmer Ischämie, 4 h kalt Ischämie und 6 h subnormothermic Perfusion intakt ohne Nekrose und nur minimale Zellschwellung der lobulären Architektur, die sinusförmigen Bereiche sind leicht im Vergleich zu den erweiterten Schein-Probe.

Watch this Scientific Journal Video about Technique of Subnormothermic Ex Vivo Liver Perfusion for the Storage, Assessment, and Repair of Marginal Liver Grafts at JoVE.com

Technique of Subnormothermic Ex Vivo Liver Perfusion for the Storage, Assessment, and Repair of Marginal Liver Grafts

Rand Transplantate, wie Fettleber, Transplantate von älteren Spendern oder Lebern nach Herztod (DCD) abgerufen tolerieren herkömmlichen, Kälte statische Speicher nur schlecht. Wir entwickelten ein neuartiges Modell der subnormothermic ex vivo Perfusion der Leber für die Erhaltung, Bewertung und Instandsetzung von Randlebertransplantationen vor der Transplantation.

Technik der Subnormothermic<em&gt; Ex-vivo-</em&gt; Leberperfusion für die Lagerung, Bewertung, Reparatur von Marginal Lebertransplantate

The success of liver transplantation has resulted in a dramatic organ shortage. In most transplant regions 20-30% of patients on the waiting list for ...

technique-subnormothermic-ex-vivo-liver-perfusion-for-storage

Research

JoVE Journal

Medicine

Technique of Subnormothermic Ex Vivo Liver Perfusion for the Storage, Assessment, and Repair of Marginal Liver Grafts

14.7K Aufrufe.  Toronto General Hospital.  Rand Transplantate, wie Fettleber, Transplantate von älteren Spendern oder Lebern nach Herztod (DCD) abgerufen tolerieren herkömmlichen, Kälte statische Speicher nur schlecht. Wir entwickelten ein neuartiges Modell der subnormothermic ex vivo Perfusion der Leber für die Erhaltung, Bewertung und Instandsetzung von Randlebertransplantationen vor der Transplantation. 

Serie: Technique of Subnormothermic Ex Vivo Liver Perfusion for the Storage, Assessment, and Repair of Marginal Liver Grafts

Steps for the Autologous Ex vivo Perfused Porcine Liver-kidney Experiment

The use of ex vivo perfused models can mimic the physiological conditions of the liver for short periods, but to maintain normal homeostasis for an extended perfusion period is challenging. We have added the kidney to our previous ex vivo perfused liver experiment model to reproduce a more accurate physiological state for prolonged experiments without using live animals. Five intact livers and kidneys were retrieved post-mortem from sacrificed pigs on different days and perfused for a minimum of 6 hr. Hourly arterial blood gases were obtained to analyze pH, lactate, glucose and renal parameters. The primary endpoint was to investigate the effect of adding one kidney to the model on the acid base balance, glucose, and electrolyte levels. The result of this liver-kidney experiment was compared to the results of five previous liver only perfusion models. In summary, with the addition of one kidney to the ex vivo liver circuit, hyperglycemia and metabolic acidosis were improved. In addition this model reproduces the physiological and metabolic responses of the liver sufficiently accurately to obviate the need for the use of live animals. The ex vivo liver-kidney perfusion model can be used as an alternative method in organ specific studies. It provides a disconnection from numerous systemic influences and allows specific and accurate adjustments of arterial and venous pressures and flow.

Steps for the Autologous Ex vivo Perfused Porcine Liver-kidney Experiment

Study of the animal organ physiology can be achieved by performing an experimental ex vivo perfusion system. The addition of a porcine kidney, as a homeostatic organ to our previously developed ex vivo liver perfusion model can be a principal step to achieve a better physiological environment.

The use of ex vivo perfused models can mimic the physiological conditions of the liver for short periods, but to maintain normal homeostasis for an ...

Forschung

Medizin

Normothermic Ex Vivo Liver Machine Perfusion in Mouse

This protocol presents an optimized erythrocytes-free NEVLP system using mouse livers. Ex vivo preservation of mouse livers was achieved by employing modified cannulas and techniques adapted from conventional commercial ex vivo perfusion equipment. The system was utilized to evaluate the preservation outcomes following 12 h of perfusion. C57BL/6J mice served as liver donors, and the livers were explanted by cannulating the portal vein (PV) and bile duct (BD), and subsequently flushing the organ with warm (37 &#176;C) heparinized saline. Then, the explanted livers were transferred to the perfusion chamber and subjected to normothermic oxygenated machine perfusion (NEVLP). Inlet and outlet perfusate samples were collected at 3 h intervals for perfusate analysis. Upon completion of the perfusion, liver samples were obtained for histological analysis, with morphological integrity assessed using modified Suzuki-Score through Hematoxylin-Eosin (HE) staining. The optimization experiments yielded the following findings: (1) mice weighing over 30 g were deemed more suitable for the experiment due to the larger size of their bile duct (BD). (2) a 2 Fr (outer diameter = 0.66 mm) polyurethane cannula was better suited for cannulating the portal vein (PV) when compared to a polypropylene cannula. This was attributed to the polyurethane material&#39;s enhanced grip, resulting in reduced catheter slippage during the transfer from the body to the organ chamber. (3) for cannulation of the bile duct (BD), a 1 Fr (outer diameter = 0.33 mm) polyurethane cannula was found to be more effective compared to the polypropylene UT - 03 (outer diameter = 0.30 mm) cannula. With this optimized protocol, mouse livers were successfully preserved for a duration of 12 h without significant impact on the histological structure. Hematoxylin-Eosin (HE) staining revealed a well-preserved morphological architecture of the liver, characterized by predominantly viable hepatocytes with clearly visible nuclei and mild dilation of hepatic sinusoids.

Normothermic Ex Vivo Liver Machine Perfusion in Mouse

A normothermic ex vivo liver perfusion (NEVLP) system was created for mouse livers. This system requires experience in microsurgery but allows for reproducible perfusion results. The ability to utilize mouse livers facilitates the investigation of molecular pathways to identify novel perfusate additives and enables the execution of experiments focused on organ repair.

Normotherme ex vivo Lebermaschinenperfusion bei Mäusen

This protocol presents an optimized erythrocytes-free NEVLP system using mouse livers. Ex vivo preservation of mouse livers was achieved by employing ...

Ingenieurwesen

Ex Situ Normothermic Machine Perfusion of Donor Livers

In contrast to conventional static cold preservation (0-4 &#176;C), ex situ machine perfusion may provide better preservation of donor livers. Continuous perfusion of organs provides the opportunity to improve organ quality and allows ex situ viability assessment of donor livers prior to transplantation. This video article provides a step by step protocol for ex situ normothermic machine perfusion (37 &#176;C) of human donor livers using a device that provides a pressure and temperature controlled pulsatile perfusion of the hepatic artery and continuous perfusion of the portal vein. The perfusion fluid is oxygenated by two hollow fiber membrane oxygenators and the temperature can be regulated between 10 &#176;C and 37 &#176;C. During perfusion, the metabolic activity of the liver as well as the degree of injury can be assessed by biochemical analysis of samples taken from the perfusion fluid. Machine perfusion is a very promising tool to increase the number of livers that are suitable for transplantation.

Ex Situ Normothermic Machine Perfusion of Donor Livers

Here we present a protocol describing oxygenated ex situ machine perfusion of donor liver grafts. This article contains a step by step protocol to procure and prepare the liver graft for machine perfusion, prepare the perfusion fluid, prime the perfusion machine and perform oxygenated normothermic machine perfusion of the liver graft.

Ex-situ-normothermen Maschine Perfusion von Spenderlebern

In contrast to conventional static cold preservation (0-4 &#176;C), ex situ machine perfusion may provide better preservation of donor livers. Continuous ...

Functional Human Liver Preservation and Recovery by Means of Subnormothermic Machine Perfusion

There is currently a severe shortage of liver grafts available for transplantation. Novel organ preservation techniques are needed to expand the pool of donor livers. Machine perfusion of donor liver grafts is an alternative to traditional cold storage of livers and holds much promise as a modality to expand the donor organ pool. We have recently described the potential benefit of subnormothermic machine perfusion of human livers. Machine perfused livers showed improving function and restoration of tissue ATP levels. Additionally, machine perfusion of liver grafts at subnormothermic temperatures allows for objective assessment of the functionality and suitability of a liver for transplantation. In these ways a great many livers that were previously discarded due to their suboptimal quality can be rescued via the restorative effects of machine perfusion and utilized for transplantation. Here we describe this technique of subnormothermic machine perfusion in detail. Human liver grafts allocated for research are perfused via the hepatic artery and portal vein with an acellular oxygenated perfusate at 21 &#176;C.

We describe a method of ex vivo machine perfusion of human liver grafts at subnormothermic temperature (21 &#176;C).

Funktionale Menschliche Leber Erhaltung und Rückgewinnung mittels Subnormothermic Maschine Perfusion

There is currently a severe shortage of liver grafts available for transplantation.  Novel organ preservation techniques are needed to expand the pool of ...

Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion for the Preservation of Kidney Grafts prior to Transplantation

Kidney transplantation has become a well-established treatment option for patients with end-stage renal failure. The persisting organ shortage remains a serious problem. Therefore, the acceptance criteria for organ donors have been extended leading to the usage of marginal kidney grafts. These marginal organs tolerate cold storage poorly resulting in increased preservation injury and higher rates of delayed graft function. To overcome the limitations of cold storage, extensive research is focused on alternative normothermic preservation methods.
Ex vivo normothermic organ perfusion is an innovative preservation technique. The first experimental and clinical trials for ex vivo lung, liver, and kidney perfusions demonstrated favorable outcomes.
In addition to the reduction of cold ischemic injury, the method of normothermic kidney storage offers the opportunity for organ assessment and repair. This manuscript provides information about kidney retrieval, organ preservation techniques, and isolated ex vivo normothermic kidney perfusion (NEVKP) in a porcine model. Surgical techniques, set up for the perfusion solution and the circuit, potential assessment options, and representative results are demonstrated.

Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion for the Preservation of Kidney Grafts prior to Transplantation

The severe organ shortage has resulted in increased use of marginal kidney grafts for transplantation. This has triggered interest in alternative storage methods, since marginal grafts especially tolerate cold storage poorly. The technique of normothermic ex vivo kidney perfusion (NEVKP) represents a novel preservation method for kidney grafts prior to &#160;transplantation.

Normothermen<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Kidney Perfusion für die Erhaltung der Nierentransplantate vor der Transplantation

Kidney transplantation has become a well-established treatment option for patients with end-stage renal failure. The persisting organ shortage remains a ...

A Novel Surgical Technique As a Foundation for In Vivo Partial Liver Engineering in Rat

Organ engineering is a novel strategy to generate liver organ substitutes that can potentially be used in transplantation. Recently, in vivo liver engineering, including in vivo organ decellularization followed by repopulation, has emerged as a promising approach over ex vivo liver engineering. However, postoperative survival was not achieved. The aim of this study is to develop a novel surgical technique of in vivo selective liver lobe perfusion in rats as a prerequisite for in vivo liver engineering. We generate a circuit bypass only through the left lateral lobe. Then, the left lateral lobe is perfused with heparinized saline. The experiment is performed with 4 groups (n = 3 rats per group) based on different perfusion times of 20 min, 2 h, 3 h, and 4 h. Survival, as well as the macroscopically visible change of color and the histologically determined absence of blood cells in the portal triad and the sinusoids, is taken as an indicator for a successful model establishment. After selective perfusion of the left lateral lobe, we observe that the left lateral lobe, indeed, turned from red to faint yellow. In a histological assessment, no blood cells are visible in the branch of the portal vein, the central vein, and the sinusoids. The left lateral lobe turns red after reopening the blocked vessels. 12/12 rats survived the procedure for more than one week. We are the first to report a surgical model for in vivo single liver lobe perfusion with a long survival period of more than one week. In contrast to the previously published report, the most important advantage of the technique presented here is that perfusion of 70% of the liver is maintained throughout the whole procedure. The establishment of this technique provides a foundation for in vivo partial liver engineering in rats, including decellularization and recellularization.

A Novel Surgical Technique As a Foundation for In Vivo Partial Liver Engineering in Rat

We establish a novel surgical technique for an in vivo single liver lobe perfusion model in rat as a prerequisite for further studying in vivo partial liver engineering in the future.

Eine neuartige Operationstechnik als Grundlage für In Vivo teilweise Leber Engineering in der Ratte

Organ engineering is a novel strategy to generate liver organ substitutes that can potentially be used in transplantation. Recently, in vivo liver ...

Biotechnik

A Small Animal Model of Ex Vivo Normothermic Liver Perfusion

There is a significant shortage of liver allografts available for transplantation, and in response the donor criteria have been expanded. As a result, normothermic ex vivo liver perfusion (NEVLP) has been introduced as a method to evaluate and modify organ function. NEVLP has many advantages in comparison to hypothermic and subnormothermic perfusion including reduced preservation injury, restoration of normal organ function under physiologic conditions, assessment of organ performance, and as a platform for organ repair, remodeling, and modification. Both murine and porcine NEVLP models have been described. We demonstrate a rat model of NEVLP and use this model to show one of its important applications &#8212; the use of a therapeutic molecule added to liver perfusate. Catalase is an endogenous reactive oxygen species (ROS) scavenger and has been demonstrated to decrease ischemia-reperfusion in the eye, brain, and lung. Pegylation has been shown to target catalase to the endothelium. Here, we added pegylated-catalase (PEG-CAT) to the base perfusate and demonstrated its ability to mitigate liver preservation injury. An advantage of our rodent NEVLP model is that it is inexpensive in comparison to larger animal models. A limitation of this study is that it does not currently include post-perfusion liver transplantation. Therefore, prediction of the function of the organ post-transplantation cannot be made with certainty. However, the rat liver transplant model is well established and certainly could be used in conjunction with this model. In conclusion, we have demonstrated an inexpensive, simple, easily replicable NEVLP model using rats. Applications of this model can include testing novel perfusates and perfusate additives, testing software designed for organ evaluation, and experiments designed to repair organs.

A Small Animal Model of Ex Vivo Normothermic Liver Perfusion

There is a significant liver donor shortage, and criteria for liver donors have been expanded. Normothermic ex vivo liver perfusion (NEVLP) has been developed to evaluate and modify organ function. This study demonstrates a rat model of NEVLP and tests the ability of pegylated-catalase, to mitigate liver preservation injury.

Ein kleines Tier Modell der Ex Vivo Normothermic Leber Perfusion

There is a significant shortage of liver allografts available for transplantation, and in response the donor criteria have been expanded. As a result, ...

<meta charset="utf8"></head><body>Konservierung von orthotopen Schweinelebertransplantaten mittels maschineller Perfusion

Preservation of Porcine Donation after Circulatory Death (DCD) Liver by Perfusion and Orthotopic Liver Transplantation

Conventional static cold storage (SCS) exacerbates ischemic injury in the DCD liver, leading to severe complications for transplant recipients. To address this issue, clinical application of MP technology for donor liver preservation is underway. Simultaneously, efforts are focused on the development of various MP instruments, validated through relevant animal model experiments. Effective large animal trials play a pivotal role in clinical applications. However, challenges persist in the ex vivo preservation of DCD livers and the transplantation procedure in pigs. These hurdles encompass addressing the prolonged preservation of donor livers, conducting viability tests, alleviating ischemic injuries, and shortening the anhepatic phase. The use of a variable temperature-controlled MP device facilitates the prolonged preservation of DCD livers through sequential Dual Hypothermic Oxygenated Machine Perfusion (DHOPE) and Normothermic Machine Perfusion (NMP) modes. This protocol enhances the porcine OLTx model by improving the quality of DCD livers, optimizing the anastomosis technique, and reducing the duration of the anhepatic phase.

<meta charset="utf8"></head><body>Autor im Rampenlicht: Fortschritte und Herausforderungen bei der maschinellen Perfusion für die Lebertransplantation

This protocol outlines the methodology of establishing a porcine model utilizing variable temperature-controlled Machine Perfusion (MP) for the preservation of the donor liver, followed by orthotopic liver transplantation (OLTx). It aims to promote the success rate of OLTx using donor donation after circulatory death (DCD) liver and establish a stable model.

Erhalt der Schweinespendeleber nach zirkulatorischem Tod (DCD) durch Perfusion und orthotope Lebertransplantation

Conventional static cold storage (SCS) exacerbates ischemic injury in the DCD liver, leading to severe complications for transplant recipients. To address ...

Technik der Subnormothermic

Zusammenfassung

Weitere Videos entdecken

Kapitel in diesem Video

Steps for the Autologous Ex vivo Perfused Porcine Liver-kidney Experiment

Normotherme ex vivo Lebermaschinenperfusion bei Mäusen

Ex-situ-normothermen Maschine Perfusion von Spenderlebern

Funktionale Menschliche Leber Erhaltung und Rückgewinnung mittels Subnormothermic Maschine Perfusion

Normothermen

Eine neuartige Operationstechnik als Grundlage für In Vivo teilweise Leber Engineering in der Ratte

Ein kleines Tier Modell der Ex Vivo Normothermic Leber Perfusion

Erhalt der Schweinespendeleber nach zirkulatorischem Tod (DCD) durch Perfusion und orthotope Lebertransplantation

Erhalt der Schweinespendeleber nach zirkulatorischem Tod (DCD) durch Perfusion und orthotope Lebertransplantation

Erhalt der Schweinespendeleber nach zirkulatorischem Tod (DCD) durch Perfusion und orthotope Lebertransplantation