Somos gratos a S. Tomé, que deu início a este projeto, J. Hermann e U. Burgbacher para ajudar na construção da instalação FIM. Este trabalho foi financiado pelo DFG (SFB 629 B6).

NOTA: Aqui, o uso de FIM é apresentado para análise de alto rendimento útil de locomoção larval para a seleção em condições de movimento livre e sob a influência de um estímulo de calor. Outras aplicações, tais como análise de estímulos olfativos locomoção dependente ou de imagem de alta resolução de comportamentos de rolamento ou outros pode precisar de mudanças sutis no protocolo, que são fornecidos mediante solicitação. 1. Set-up de Experimentos <ol style="margin-left: 40px;"><li> Use cerca de 100 larvas por genótipo no total (tempo de 1 hora obrigatório) para obter valores estatisticamente significativos. NOTA: No caso de diversos genótipos devem ser avaliados e comparados em diferentes dias, gravar o mesmo número de larvas por genótipo por dia. </li><li> Para a maioria das aplicações, recorde em 10 Hz para a análise de parâmetros. Para aplicações de imagem de alta resolução, variar a velocidade de imagem, se necessário. </li><li> Para acompanhamento de larvas de terceiro instar, conduzir experimentos cerca de 120 horas após a postura dos ovos. Faça sure que as culturas produzem larvas suficiente no período experimental (ver 4.3). </li><li> Para aplicações não-estímulo, preparar uma superfície rastejando contendo ágar translúcido (ver secção 2). Para conter larvas na faixa de estímulo para aplicação gradiente térmico, cercam o campo de visão com uma barreira aversivo agar sal (ver secção 3). Nota: Outras aplicações podem exigir diferentes superfícies. </li><li> Certifique-se de usar uma sala com condições constantes ambientais (temperatura, luz, fluxo de ar, umidade do ar, etc.). </li></ol> 2. Crawling Preparação de Superfície (Translucent Agar) NOTA: Na configuração FIM uma superfície de agar é adicionado para proporcionar uma superfície de crawling úmido. Além disso, também melhora as propriedades de iluminação. <ol style="margin-left: 40px;"><li> Ferva 0,8% agar grau alimentício em água ultrapura deionizada. Para a aplicação de triagem preparar 400 ml. </li><li> Despeje agar a 50 ° C (à mão quente) em uma separada 33 centímetros x 33 centímetros acplaca rylic de vidro. A tensão da superfície do agar e, portanto, a temperatura irá definir a espessura da placa de agar. A 50 ° C, são obtidas placas de agar de 2 mm de espessura. Não agite depois de ferver e despeje constantemente para evitar bolhas. Prepare placas de ágar fresco para cada período de imagem de cerca de 4 horas. </li><li> Preencha padrão pratos seis centímetros de Petri com a solução de agar restantes 0,8% para classificar, limpo e habituar as larvas antes do experimento (1 prato por genótipo). </li><li> Caso seja necessária uma barreira agar aversivo para o aplicativo, vá para a seção 3. </li><li> Apare cerca de 2 cm do perímetro da placa de ágar para obter uma superfície quadrada plano para gravação. Remover o excesso de ágar. NOTA: O tamanho é dependente da aplicação. </li><li> Transferir a placa de agar para a configuração FIM directamente após arrefecimento, empurrando suavemente o agar de deslizamento ao longo do bordo da placa de vidro acrílico. </li></ol> 3. Opcional: Adicionando um aversivo Agar Barrier ao Crawling Superfície (Salt Agar) <ol style="margin-left: 40px;"><li> Ferva 2,5% agar de qualidade alimentar com 3 M NaCl em água ultrapura deionizada. Para o rastreio em um gradiente térmico preparar 200 ml. NOTA: O volume depende da aplicação. </li><li> Cortar um entalhe de 2 cm de largura na superfície previamente vertida rastejando em torno do campo de visão (22 x 22 cm). NOTA: Os formulários de barreira diferentes e campos de visão pode ser necessária, dependendo da aplicação. </li><li> Encha o entalhe com agar sal 0,1-0,3 cm maior do que a superfície de rastreamento. </li></ol> 4. Fly Handling <ol style="margin-left: 40px;"><li> Voa traseira em 25 ° C incubadora com luz de 12 h / ciclo escuro ajustado para o tempo do experimento em alimentos fly padrão a 65% de umidade do ar. </li><li> Para cruzes, anestesiar 30 moscas fêmeas virgens e 8 machos com CO 2 e cruze-os em 130 frascos de cultura ml com 35 ml de alimentos. NOTA: Um frasco de 130 ml de cultura com 35 ml de alimentos vai render cerca de 20-30 lComeram larvas de terceira instar de dentro do espaço de imagem de 4 h. Imagem e rastreamento de obras para todas as fases estádio larval. </li><li> Largar um pouco de água em frascos de cultura de conduzir final do terceiro instar movimento larval e recolher o maior larvas das paredes frasco utilizando um pequeno pincel. </li><li> 2-5 minutos antes da gravação, larvas de transferência para um vídeo para uma placa de Petri contendo 0,8% de agar de grau alimentar em água ultrapura desionizada que se habituem e limpá-los. </li></ol> 5. Ajustar o Setup FIM Imaging para Recordings (não Estímulo Condições) <ol style="margin-left: 40px;"><li> Ajuste o foco da lente da câmera e da abertura, se necessário. Defina o tempo de exposição para a respectiva câmara. NOTA: Essas configurações não precisam ser alteradas durante um experimento. </li><li> Ajuste a intensidade de iluminação para obter um bom contraste criando uma imagem larva. </li><li> Mantenha as condições ambientais em constante quarto durante as gravações. Escurecer o quarto para não perturbar as larvas com luz direcional. </li></ol> 6. Opcional: Ajustando o Setup FIM Imaging para Recordings (Temperatura Gradual estímulo Condições) NOTA: O dispositivo gradiente térmico é uma cm 3 placa de alumínio de 42 x 42 x 0,2 com uma pintura em preto fosco e material de isolamento na parte superior do site. A placa é perfundido com água a partir de dois circuitos diferentes ligados a calorifiers / refrigeradores e bombas em ambas as extremidades (ver Figura 1B). As temperaturas podem ser reguladas de -5 a 50 ° C. <ol style="margin-left: 40px;"><li> Ligue o gradiente térmico dispositivo 1 hora antes das experiências e colocá-lo acima da configuração para permitir o estabelecimento do perfil temperatura desejada e componentes para equilibrar. </li><li> Transfira o agar superfície rastejando com uma barreira de sal para a configuração. </li><li> Colocar a placa do radiador sobre o agar e ajustar o espaçamento entre a placa e a superfície de rastreamento a 2 mm (~ 1 mm acima larvas). </li><li> Estabelecer um gradiente linear depelo menos 0,8 ° C / cm a partir de 34 ° C (aprox. 2 cm da barreira no campo de visão) a 18 ° C (aprox. 2 cm da barreira no local oposto do campo de vista), ajustando o temperatura dos circuitos de água para 1 ° C e 45 ° C. Nota: diferentes propriedades do gradiente da placa de metal requerem temperaturas diferentes que precisam ser verificada empiricamente. Essas configurações não precisam ser alteradas durante os experimentos. </li><li> Ajuste as definições conforme descrito no capítulo 5. </li><li> Permitir que a superfície rastejando para equilibrar no gradiente antes de experimentos para 20 min. Teste o gradiente de temperatura com um pirômetro. </li><li> Prossiga com a secção 8. </li></ol> 7. Criação de Imagens FIM (não Stimulus Condições) <ol style="margin-left: 40px;"><li> Use um pincel pequeno molhado para reunir suavemente 15 larvas dos habituação placas de petri e transferi-los para o centro da superfície de rastreamento. Não transferir restos de comida ou muitoágua (ver 7.8). </li><li> Grave 1-50 larvas em uma área de 22 centímetros x 22 centímetros de rastreamento. Use 15 animais por vídeo para a maioria das aplicações de seleção (por razões estatísticas usar pelo menos 100 indivíduos por genótipo). </li><li> Delicadamente separar larvas e esperar por cerca de 10-20 segundos até que todas as larvas começou a se mover em linha reta antes da gravação. </li><li> Grave locomoção larval durante 2 minutos a 10 quadros por segundo para condições não estímulo. Use imagens tif descompactados como formato de saída. </li><li> Durante a gravação, coleta de larvas para o próximo vídeo a partir de frascos de habituar-los Crítica:. Não perturbe larvas gravado com luz. </li><li> Após a gravação, remover as larvas com um pincel grande e descartá-las de acordo com as normas de segurança e legislação local. </li><li> Depois de retirar as larvas, use o pincel para limpar e hidratar a superfície crawling com água ultra pura deionizada. </li><li> Crítica: Mantenha a superfície úmida em todos os momentos, mas evitar mo excessivoisture, que pode ser visto como halos ou gotas vizinhas larvas em gravações e perturbar tracking. </li></ol> 8. Opcional: Imagem FIM (Temperatura Gradual estímulo Condições) <ol style="margin-left: 40px;"><li> Depois que o gradiente de temperatura é estabelecido (ver secção 6), preparar o software de gravação para gravar dentro de 20 seg instantânea depois de colocar as larvas na superfície do crawling (ver 8.2), por exemplo, definir o número de quadros por vídeo e definir o caminho de salvação. </li><li> Levantar a placa de radiador ligeiramente e colocar as larvas aos 33 ° C a 2 cm da barreira salina. Consulte a 6. e 7. Para obter mais instruções gerais. Abaixe a placa radiador novamente e começar a gravar para 3-4 min diretamente após larvas começou a se mover em linha reta. </li><li> Após a gravação, remover larvas diretamente, limpar e hidratar a superfície. Não toque no agar sal para evitar a propagação de NaCl. </li><li> Crítica: Mantenha a superfície úmida em todos os momentos, mas evitehumidade excessiva, o que pode ser visto como halos ou gotas larvas vizinhas em gravações e perturbar rastreamento. </li><li> Permitir que a superfície do ágar para equilibrar novamente depois de hidratação para 1-2 min, ao salvar imagens e coleta de novos animais antes de preparar para o próximo vídeo. Controlar o gradiente de temperatura usando um pirómetro cada 5 vídeos e ajustar a temperatura do dispositivo, se necessário (a temperatura da água, altura e orientação xy em relação à superfície de rastreamento). </li></ol> 9. Acompanhamento de larval Locomotion NOTA: Para obter mais detalhes, consulte o manual em anexo para FIMTrack (suplemento). Para um fluxograma programa consulte a Figura 2. <ol style="margin-left: 40px;"><li> Ajustar os parâmetros de rastreamento para as respectivas experiências usando a opção de visualização. <ol><li> Ajuste pixel por cm de acordo com câmera e campo de visão. </li><li> Ajuste frames por segundo com base nas configurações da câmera. </li><li> Ajuste limiares brilho para them todos os animais são detectados corretamente (feedback é dado na pré-visualização). </li><li> Ajuste limiares de área de larvas. Note-se a opção de feedback na visualização: animais individuais são destacados em amarelo, colidindo larvas são destacadas em vermelho ea área de cada animal é dada em azul. </li></ol></li><li> Iniciar o acompanhamento utilizando o botão no canto inferior direito. NOTA: Depois de rastreamento bem sucedido, uma imagem com faixas de larvas e um arquivo CSV que contém as características de locomoção e postura calculados é armazenado no diretório de imagens. </li><li> Use o módulo visualizador Resultados da FIM (Editar&gt; Resultados de Visualizador ...) para rever e ajustar manualmente os resultados de rastreamento. Se for necessário, definem regiões de estímulo para avaliar os dados em relação ao regime de estímulo por exemplo, rastejando orientação em relação ao gradiente térmico ou a distância de uma fonte de odor. Para uma descrição mais detalhada, por favor use o manual (suplemento). </li></ol> 10. Avaliação dos Dados <ol style="margin-left: 40px;"><li> Importe o arquivo CSV em Excel, Matlab ou qualquer outro programa para posterior análise estatística. </li></ol>

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Os autores não têm nada a revelar

Em neurociência comportamental é obrigatório para decifrar quantitativamente traços comportamentais complexas. Procedimentos Assim, um grande número de indivíduos devem ser observadas em alta resolução e automatizados são necessários para a análise estatística. Aqui, a imagem latente FIM é descrito, um romance, configuração simples e robusta de imagem, que fornece os meios para acompanhar a locomoção de uma grande variedade de animais. A eficácia da estrutura de imagem MIF foi testado utilizando larvas de Drosophila, e vermes chatos planarian C. vermes elegans. A tecnologia FIM fornece intrinsecamente elevado contraste para detectar mesmo as estruturas internas de animais, tais como o cérebro, traqueia, o intestino ou o proventrículos. É importante notar que estas estruturas internas forem rigorosamente identificado de modo que eles podem servir para identificar automaticamente a orientação do animal 19. A qualidade dos filmes pode ser influenciada por uma quantidade excessiva de água na superfície do rastreamento. Assim, é críticocontrolar a humidade do agar. Água agar ou muito velho demais na superfície pode causar artefatos. Da mesma forma, garantir que não há bolhas de ar estão incluídas na superfície de rastreamento. Em geral, uma superfície de agar bem preparados permite a gravação de filmes durante 4 h. Devido aos princípios físicos subjacentes imaging FIM gera quase ruído gravações de imagens gratuitos, resultando em uma excelente qualidade de imagem. Este, por sua vez facilita a posterior análise de imagem baseada em computador e permite alto rendimento. No entanto, a metodologia é restrita a analisar animais que contactam directamente a superfície do ágar. O software de rastreamento é desafiado por animais que formam uma forma de donut. Apesar de um indicador binário reconhece a forma de rosca, uma espinha errado pode ser calculado. Devido à construção modular da tabela de controle dual e triple imagens a cores está ao alcance. Além disso, outros estímulos (luz, Fragrância, estímulos elétricos ou mecânicos), pode facilmente ser delivered a partir de cima. O programa FIMTrack projetado para combinar o poder da imagem FIM podem ser facilmente adotadas para controlar larvas de Drosophila, C. elegans ou planárias. Assim, e devido à sua construção simples e barata (ver http://FIM.uni-muenster.de), imagiologia FIM é viável para uma grande variedade de aplicações biomédicas e, em particular, permite urgentemente necessários estudos de alta produtividade.

A maioria dos animais têm a capacidade de se mover de uma maneira altamente controlada e sofisticado. Para decifrar a base genética subjacente controle de locomoção é obrigatório para avaliar quantitativamente diferentes padrões comportamentais. A este respeito, Drosophila pode servir como um modelo ideal. Rastreamento de voar livremente Drosophila é tentadora 1-4, mas o rastreamento de larvas de Drosophila ocorre em duas dimensões em velocidade relativamente baixa e pode, assim, ser monitorada facilmente. Setups baseado em câmera combinadas com uma iluminação adequada são usados ​​para adquirir imagens 5. Ambos incidente ou luz transmitida é empregado em experimentos comportamentais 6,7. No entanto, devido ao corpo semi-translúcido das larvas e possíveis reflexos de luz do rastejando superfície fiel registro dos movimentos larval pode ser um desafio. Para superar esses problemas, alguns métodos complexos foram criadas. Recentemente, iluminação de campo escuro foi introduzido para aumentar o primeiro plano / fundo contrast 8. Como uma alternativa à gravação à base da câmara, imagiologia óptica da lente e menos de sensor de imagem inferior-on-chip técnicas de aquisição ter sido introduzida 9-11. Vários programas de monitoramento foram introduzidos recentemente, incluindo o software de 12 e personalizadas soluções disponíveis no mercado. Exemplos de programas de rastreamento de alto rendimento são o Rastreador Worm multi (MWT) 13 e Multianimal marcha e Track (Magat) 8. Ambos têm em comum, que vários animais podem ser rastreados em uma única arena de campo aberto para que os animais que colidem levar a várias novas identidades animais. Para superar essa limitação, uma configuração multi-bem foi introduzido separando 12 animais em poços individuais 14. A quantificação precisa de locomoção dos indivíduos isolados pode ser conseguido usando uma fase móvel de seguimento em combinação com um microscópio 15. No entanto, todas estas abordagens são ineficientes, quer custo, falta de re suficientesolução ou muito demorado em alta fenotipagem rendimento. Para superar as limitações acima referidas, temos desenvolvido FIM (Método de imagem baseado no FTIR) baseado em reflexão interna total frustrada (FTIR) 16 (Figura 1). Esta nova abordagem de imagem fornece uma alto contraste sem precedentes e até mesmo permite a gravação multi-color de bichos rastejantes, 16. O princípio subjacente a este método prático e eficaz é fácil. Uma placa de vidro acrílico é inundado de luz (por exemplo, 875 nm infravermelho). Devido a diferentes índices de refracção de vidro acrílico e ar, a luz é totalmente reflectida no limite de vidro / ar. Sem aquecimento do vidro acrílico é anotado 16. Só no caso de objetos com maior índice de refração tocar a mesa inundado de luz, pode acender inserir esses objetos. Se os animais toque na superfície, a luz é reflectida e podem ser capturados a partir de baixo (Figura 1). Em consequência, só o contactoárea dos animais aparece como um ponto brilhante, que permite imagens detalhadas com um fundo preto global. Assim, FIM-imaging permite gravar filmes perfeitos para algoritmos de visão computacional. O uso simples e robusto de FIM agora traz análise de alto rendimento detalhada do comportamento animal complexo em alcance e pode ser usado para o estudo do processamento de informação: por exemplo, o olfato 8, 16; visão 17 ou thermosensation 18. <img alt="Figura 1" fo:content-width="6.5in" src="/files/ftp_upload/52207/52207fig1highres.jpg" width="650" /> Figura 1. Configuração FIM com a integração de calor de estímulo e os princípios físicos subjacentes. (A) A configuração FIM. Intensidade de iluminação pode ser regulado no painel frontal. (B) para entregar um estímulo térmico, um pintado de preto placa de alumínio, perfundidos com água quente e fria em ambos os lados, é colocado 2 mm acima da superfície do ágar queem si é de 2 mm de espessura. O gradiente é estabelecida na placa radiador de calor e o agar pelas diferenças de temperatura (C) O princípio físico da reflexão interna total frustrada:. Uma placa de vidro acrílico é iluminado por luz infravermelha. θ 1, θ 2 e θ 3 indicam os ângulos de reflexão de luz. n A, n 1, n 2 e n 3 denotar os índices de refracção do ar, vidro acrílico, o agar e a larva respectivamente e cumprir a desigualdade n A &lt;1 n &lt;n2 &lt;n3. Devido à refração, o ângulo de reflexão muda durante a transição. Se o ângulo é inferior ao ângulo crítico, a luz não é mais refletida, pode passar através das camadas e pode ser capturado a partir de baixo. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52207/52207fig1highres.jpg" target="_blank">Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> A spectrum de processos que podem ser analisadas por FIM é ampla. Sem quaisquer outros ajustes, a imagem latente FIM pode ser usado para monitorar todos os estágios larvais de Drosophila (Figura 5B) ou pode ser usado para acompanhar os pés-impressões de adulto Drosophila 19. Da mesma forma, as trajetórias de C. elegans ou o movimento de vermes chatos planarian pode ser facilmente registada (Figura 5C). Mesmo a análise dos fungos hypha ou raiz do cabelo crescimento parece viável 19. Em nossa configuração atual FIM, 4 x 16 diodos emissores de luz infravermelha (IR- LEDs) são integrados em um cm 2 placa de vidro acrílico 32 x 32, chamada de tabela de rastreamento (Figura 1). A intensidade do IR-LED é ajustada em função do peso dos objectos na mesa de acompanhamento, os quais podem ser facilmente realizados por um micro controlador do circuito da via modulação de largura de impulso (PWM). FIM produz imagens muito alto contraste em uma ampla gama de intensidades de iluminação. Importante, generados resultados excelentes a já baixa irridation infravermelho geral. Uma câmera com um filtro infravermelho é colocado abaixo da tabela de rastreamento, que permite a integração de estímulos adicionais para a instalação. Estímulos de calor pode ser facilmente aplicado por uma chapa de radiador de calor e estímulos luminosos são aplicados por um projector LCD. Também odorants pode estar contido em gradientes por tampas simples 8. Para as experiências de gradiente de calor, a placa do radiador de calor é submetido a perfusão com água quente e fria sobre ambos os lados, respectivamente, e colocado de 2 mm acima do larvas (Figura 1B). A geração de alto contraste, filmes de alta qualidade abre a possibilidade para sofisticado baseado em computador de análise de imagem, portanto, foi implantado o software FIMTrack para extrair um grande conjunto de recursos a partir de imagens (Figura 2). Primeiros seis características primárias foram definidas a partir do contorno do animal (Figura 3A). Esses recursos fornecem a linha de basepara posterior cálculo de seis características secundárias que descrevem a forma de animais e a sua posição em certos estímulos num dado ponto de tempo (Figura 3B). Atualmente, nove características terciárias são calculados que estão integrando aspectos temporais e, portanto, caracterizar a locomoção do animal, juntamente com as características primárias e secundárias (Figura 3C). <img alt="Figura 2" fo:content-width="6.5in" src="/files/ftp_upload/52207/52207fig2highres.jpg" width="650" /> Figura 2. Visão FIMTrack, workflow algorítmica e representação larval. (A) Como usar FIMTrack. As imagens são carregadas. Limiar Gray e limiares de larvas que definem único larvas deve ser definido. A área de larvas devem ser apresentados em [-tamanho min, de tamanho max]. Rastreamento é iniciado pelo botão realçado. Workflow (B) Rastreamento. Após o botão de partida é clicado, a imagem de fundo é calculated (intensidades mínimas ao longo do tempo). Enquanto existem quadros à esquerda, as larvas são segmentados com base no limiar de cinzento e o limite máximo de mineração e de tamanho. Para todas as segmentações as representações de larvas são calculadas (compare a (C)). Cada novo modelo está associado a uma determinada trajectória, se uma faixa válida está disponível. Se o último quadro for atingido, a finalizar o processamento pós é feito seguindo-se a geração de saída. (C) representação larval. O animal é constituído por uma cabeça e uma cauda ponto (h e t). Entre esses pontos um número ímpar arbitrário de pontos da coluna s i pode ser definido com um raio r i. Além disso, o centro de massa m e o corpo principal de flexão γ ângulo são calculados. Vários parâmetros de movimento relacionados são esboçados por linhas roxas. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52207/52207fig2highres.jpg" target="_blank">Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> Figura 3. Características calculados pelo FIMTrack. (A) recursos primários com base no contorno dos animais. (B) Características secundárias, com base em recursos primários. (C) características terciárias, com base em recursos primários em quadros consecutivos e insumos adicionais <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52207/52207fig3highres.jpg" target="_blank">Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="823">
	<tbody>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:191px;">Name of the Material/Equipment</td>
			<td style="width:191px;">Source</td>
			<td style="width:191px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:251px;">Comments</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:191px;">FIM setup</td>
			<td style="width:191px;">Custom&#160;</td>
			<td style="width:191px;"></td>
			<td style="width:251px;">details for construction or purchase of setups is available upon request</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Acrylic glass plate</td>
			<td style="width:191px;">Custom&#160;</td>
			<td style="width:191px;"></td>
			<td style="width:251px;">Additional for agar pouring</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;">Heat radiator plate</td>
			<td style="width:191px;">Custom&#160;</td>
			<td style="width:191px;"></td>
			<td style="width:251px;">Aluminum plate (paintet in matt black) perfusable on opposing sites with adjustable mounting</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:191px;">Water calorifier/cooling pumps and hoses</td>
			<td style="width:191px;">Custom&#160;</td>
			<td style="width:191px;"></td>
			<td style="width:251px;">based on GE healthcare MultiTempIII (No.: 18-1102-78) and Dr Bruno Lange GmBH (Typ: LTG013)</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Standard Camera (4 MP)</td>
			<td style="width:191px;">Basler</td>
			<td style="width:191px;">acA2040-25gm</td>
			<td style="width:251px;">Camera defaultly used for the FIM setup</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Test Camera (1.4 MP)</td>
			<td style="width:191px;">QImaging</td>
			<td style="width:191px;">&#160;1394 firewire (01- QIC-F-M-12 MONO)</td>
			<td style="width:251px;">Camera used for comparison</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Test Camera (0.8 MP)</td>
			<td style="width:191px;">Point Grey</td>
			<td style="width:191px;">Dragonfly 2 (DR2-13S2M/C-CS)</td>
			<td style="width:251px;">Camera used for comparison</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Test Camera (0.3 MP)</td>
			<td style="width:191px;">Sony</td>
			<td style="width:191px;">PS Eye USB2.0 camera</td>
			<td style="width:251px;">Camera used for comparison</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:191px;">Computer</td>
			<td style="width:191px;">Custom&#160;</td>
			<td style="width:191px;"></td>
			<td style="width:251px;">equipped with at least i5 Intel processor or better, 16 GB RAM and sufficient HDD storage space [&#62;1TB]</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:191px;">Standard Fly food</td>
			<td style="width:191px;">Custom&#160;</td>
			<td style="width:191px;"></td>
			<td style="width:251px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:191px;">Standard Fly vials 135 ml</td>
			<td style="width:191px;">Sarstedt AG&#38;Co, N&#252;mbrecht, Germany</td>
			<td style="width:191px;">78,895</td>
			<td style="width:251px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Petri dishes 9cm</td>
			<td style="width:191px;">Sarstedt AG&#38;Co, N&#252;mbrecht, Germany</td>
			<td style="width:191px;">821,473</td>
			<td style="width:251px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Ultrapure deionized water</td>
			<td style="width:191px;">Merck Millipore, Darmstadt, Germany</td>
			<td style="width:191px;">Synergy&#160;</td>
			<td style="width:251px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">NaCl</td>
			<td style="width:191px;">Carl Roth GmbH, Karlsruhe, Germany</td>
			<td style="width:191px;">3957.2</td>
			<td style="width:251px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Food grade agar</td>
			<td style="width:191px;">AppliChem GmbH, Darmstadt, Germany</td>
			<td style="width:191px;">A0917,5000</td>
			<td style="width:251px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Paintbrush (small and large)</td>
			<td style="width:191px;">Milan</td>
			<td style="width:191px;">Aquarell 310 Size 0 and 2</td>
			<td style="width:251px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:191px;">Pyrometer</td>
			<td style="width:191px;">Trotec</td>
			<td style="width:191px;">BP20</td>
			<td style="width:251px;"></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

fim imaging and fimtrack: two new tools allowing high-throughput and cost effective locomotion analysis

A análise da função rede neuronal requer uma medição confiável de traços comportamentais. Uma vez que o comportamento dos animais que se deslocam livremente é variável até um certo grau, muitos animais têm de ser analisados, para se obter dados estatisticamente significativos. Este, por sua vez, exige um computador assistida quantificação automática de padrões de locomoção. Para obter imagens de alto contraste de objetos que se movem quase translúcidas e pequenos, foi desenvolvida uma nova técnica de imagem baseada na reflexão interna total frustrada chamado FIM. Nesta configuração, os animais são apenas iluminado com luz infravermelha na posição muito específica de contato com a superfície crawling subjacente. Esta metodologia resulta em imagens de contraste muito alto. Posteriormente, estas imagens de alto contraste são processados ​​usando algoritmos de rastreamento de contorno estabelecidas. Com base nisto, foi desenvolvido o software FIMTrack, que serve para extrair uma série de recursos necessários para descrever, quantitativamente uma grande variedade de locomoçãocaracterísticas. Durante o desenvolvimento deste pacote de software, nós nos concentramos nossos esforços em uma arquitetura de código aberto que permite a fácil adição de novos módulos. O programa funciona independente de plataforma e é acompanhada por uma interface gráfica intuitiva guiando o usuário através de análise de dados. Todos os valores de parâmetros de locomoção são dadas em forma de arquivos CSV que permitam uma maior análise dos dados. Além disso, um visualizador de resultados integrados no software de rastreamento fornece a oportunidade de rever de forma interativa e ajustar a saída, pois pode ser necessária durante a integração de estímulo. O poder de FIM e FIMTrack é demonstrada pelo estudo da locomoção de larvas de Drosophila.

Para geração de imagens de várias câmeras diferentes, com diferentes propriedades de resolução foram testadas (Figura 4). Todas as câmeras onde equipados com um filtro IR adequado. De acordo com a baixa resolução da câmara de preço mais baixo neste teste, o campo de visão é limitado a 10 cm x 10 cm. Os melhores resultados foram obtidos usando uma câmera de 4 megapixels (MP). Isto conduz a uma resolução de 100 pixels por comprimento das larvas de terceiro instar e permitiu reconhecer facilmente estruturas internas. Além disso, o peristaltismo do animal pode ser facilmente extraída (Figura 4A). No entanto, ainda se pode obter filmes de alto contraste usando câmeras menos caras, que também podem ser analisadas por FIMTrack. Usando uma câmera de 1.4 MP com uma profundidade de 8 bits e uma resolução de 1392 x 1040 pixels é de cerca de metade do preço e permite uma resolução de 45 pixels por terceiro instar larval comprimento no campo de visão. A cabeça, mas não há outras estruturas internas podem ser reconhecidas (Figura 4B). Seguimento e detecção do peristaltismo é possível, mas a precisão é reduzida (Figura 4B). Com uma câmera ainda mais barato 0.8 MP com uma resolução espacial comparável com a câmera de 1,4 MP, o chefe larval não pode ser reconhecida fielmente mais (Figura 4C). O rastreamento e análise peristaltismo é possível, mas incluindo mais jitter com base no aumento de ruído. Surpreendentemente, até mesmo uma baixa resolução na webcam USB fornece filmes de qualidade suficientes para calcular trajetórias de larvas (0,3 MP câmera, abaixo de 20 €, Figura 4D). O peristaltismo pode ser calculado a partir da área, mas as medidas são muito barulhento. Em nossa configuração rotineiramente usar a câmera 4 MP. Para a seleção, esta câmera permite monitorar a 22 centímetros x 22 centímetros arena, que, obviamente, oferece a oportunidade de analisar um grande número de animais, simultaneamente, de modo que a análise de alto rendimento é viável. Usando esta definição, i comprimento larvals representado por 40 pixels que ainda permite a gravação e análise de peristaltismo. Uma imagem exemplar de 15 larvas em trajectórias um gradiente de calor é dada na Figura 5A. Além disso, a utilização de uma objectiva macro que permite larvas de imagem com resolução muito elevada onde muitos órgãos internos tornar-se visível e reconhecimento da cabeça é ainda melhorada (Figura 5B). Além disso, estes podem ser utilizados para análise mais pormenorizada de comportamentos de uma vasta gama 20. A mesma configuração pode ser facilmente utilizado para a imagem rastejando C. vermes elegans (Figura 5C). <img alt="Figura 4" fo:content-width="6.5in" src="/files/ftp_upload/52207/52207fig4highres.jpg" width="650" /> Figura 4. Imagem e acompanhamento de resultados da MIF para câmeras diferentes. (A) Esquerda: imaging FIM de três larvas rastejando em uma fase de monitoramento 10 centímetros x 10 centímetros captadas com uma câmera de 4 MP com 10 fps. Mid:Clipping e centro de trajetória em massa de uma única larva. A área do animal é indicada. Direita: Área da larva traçados ao longo de 100 quadros. A seta vermelha indica o momento de a imagem cortada. (B) equivalente a (A), mas captadas com uma câmera de 1.4 MP. (C) equivalente a (A), mas captadas com uma câmera de 0.8 MP. (D) equivalente a ( A) mas filmada com uma câmara de 0,3 MP. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52207/52207fig4highres.jpg" target="_blank">Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 5" fo:content-width="6.5in" src="/files/ftp_upload/52207/52207fig5highres.jpg" width="650" /> Figura 5. estímulo de calor e alta resolução de aplicações. (A) aplicação do estímulo de calor (comparar a figura 1). Trajetórias calculado via FIMTrack. Image aplicação de alta resolução de um terceiro, segundo e primeiro larva instar usando uma lente macro (B). O comprimento das larvas de terceiro instar é representado por 400 pixels num campo de visão de 2,5 x 2,5 cm. (C) A C. elegans verme capturado usando imagens FIM. Barras de escala são indicadas. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52207/52207fig1highres.jpg" target="_blank">Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>

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FIM Imaging and FIMtrack: Two New Tools Allowing High-throughput and Cost Effective Locomotion Analysis

FIM é um sistema novo, o custo de imagem eficaz projetado para monitorar pequenos objetos em movimento, como C. elegans, planaria ou larvas de Drosophila. O programa acompanha FIMTrack foi projetado para oferecer análise de dados rápida e eficiente. Juntas, essas ferramentas permitem a análise de alto rendimento de traços comportamentais.

FIM Imaging and FIMtrack: Duas novas ferramentas que permitam de alta capacidade e Análise de Custo Efetivo Locomotion

The analysis of neuronal network function requires a reliable measurement of behavioral traits. Since the behavior of freely moving animals is variable to ...

fim-imaging-fimtrack-two-new-tools-allowing-high-throughput-cost

Research

JoVE Journal

Neuroscience

11.6K visualizações.  Westfälische Wilhelms-Universität Münster.  FIM é um sistema novo, o custo de imagem eficaz projetado para monitorar pequenos objetos em movimento, como C. elegans, planaria ou larvas de Drosophila. O programa acompanha FIMTrack foi projetado para oferecer análise de dados rápida e eficiente. Juntas, essas ferramentas permitem a análise de alto rendimento de traços comportamentais. 

Vídeo: FIM Imaging and FIMtrack: Two New Tools Allowing High-throughput and Cost Effective Locomotion Analysis

Design and Construction of a Cost Effective Headstage for Simultaneous Neural Stimulation and Recording in the Water Maze

Headstage preamplifiers and source followers are commonly used to study neural activity in behavioral neurophysiology experiments. Available commercial products are often expensive, not easily customized, and not submersible. Here we describe a method to design and build a customized, integrated circuit headstage for simultaneous 4-channel neural recording and 2-channel simulation in awake, behaving animals. The headstage is designed using a free, commercially available CAD-type design package, and can be modified easily to accommodate different scales (e.g. to add channels). A customized printed circuit board is built using surface mount resistors, capacitors and operational amplifiers to construct the unity gain source follower circuit. The headstage is made water-proof with a combination of epoxy, parafilm and a synthetic rubber putty. We have successfully used this device to record local field potentials and stimulate different brain regions simultaneously via independent channels in rats swimming in a water maze. The total cost is &lt; $30/unit and can be manufactured readily.

We present a low-cost method to design and construct a light headstage pre-amplifier system with simultaneous neural recording and stimulation capability. This device can be waterproofed for use in swimming animals.

Concepção e Construção de um Headstage Custo Efetivo de Estimulação Neural Simultânea e Gravação no labirinto aquático

Headstage preamplifiers and source followers are commonly used to study neural activity in behavioral neurophysiology experiments. Available commercial ...

Neurociência

In vivo Electroporation of Developing Mouse Retina

The functional characterization of genes expressed during mammalian retinal development remains a significant challenge. Gene targeting to generate constitutive or conditional loss of function knockouts remains cost and labor intensive, as well as time consuming. Adding to these challenges, retina expressed genes may have essential roles outside the retina leading to unintended confounds when using a knockout approach. Furthermore, the ability to ectopically express a gene in a gain of function experiment can be extremely valuable when attempting to identify a role in cell fate specification and/or terminal differentiation.
We present a method for the rapid and efficient incorporation of DNA plasmids into the neonatal mouse retina by electroporation. The application of short electrical impulses above a certain field strength results in a transient increase in plasma membrane permeability, facilitating the transfer of material across the membrane 1,2,3,4. Groundbreaking work demonstrated that electroporation could be utilized as a method of gene transfer into mammalian cells by inducing the formation of hydrophilic plasma membrane pores allowing the passage of highly charged DNA through the lipid bilayer 5. Continuous technical development has resulted in the viability of electroporation as a method for in vivo gene transfer in multiple mouse tissues including the retina, the method for which is described herein 6, 7, 8, 9, 10. 
DNA solution is injected into the subretinal space so that DNA is placed between the retinal pigmented epithelium and retina of the neonatal (P0) mouse and electrical pulses are applied using a tweezer electrode. The lateral placement of the eyes in the mouse allows for the easy orientation of the tweezer electrode to the necessary negative pole-DNA-retina-positive pole alignment. Extensive incorporation and expression of transferred genes can be identified by postnatal day 2 (P2). Due to the lack of significant lateral migration of cells in the retina, electroporated and non-electroporated regions are generated. Non-electroporated regions may serve as internal histological controls where appropriate. 
Retinal electroporation can be used to express a gene under a ubiquitous promoter, such as CAG, or to disrupt gene function using shRNA constructs or Cre-recombinase. More targeted expression can be achieved by designing constructs with cell specific gene promoters. Visualization of electroporated cells is achieved using bicistronic constructs expressing GFP or by co-electroporating a GFP expression construct. Furthermore, multiple constructs may be electroporated for the study of combinatorial gene effects or simultaneous gain and loss of function of different genes. Retinal electroporation may also be utilized for the analysis of genomic cis-regulatory elements by generating appropriate expression constructs and deletion mutants. Such experiments can be used to identify cis-regulatory regions sufficient or required for cell specific gene expression 11. Potential experiments are limited only by construct availability.

In vivo Electroporation of Developing Mouse Retina

A method for the incorporation of plasmid DNA into murine retinal cells for the purpose of performing either gain- or loss of function studies in vivo is presented. This method capitalizes on the transient increase in permeability of cell plasma membranes induced by the application of an external electrical field.

Em Eletroporação vivo de Retina do rato em desenvolvimento

The functional characterization of genes expressed during mammalian retinal development remains a significant challenge.  Gene targeting to generate ...

Automated High-throughput Behavioral Analyses in Zebrafish Larvae

We have created a novel high-throughput imaging system for the analysis of behavior in 7-day-old zebrafish larvae in multi-lane plates. This system measures spontaneous behaviors and the response to an aversive stimulus, which is shown to the larvae via a PowerPoint presentation. The recorded images are analyzed with an ImageJ macro, which automatically splits the color channels, subtracts the background, and applies a threshold to identify individual larvae placement in the lanes. We can then import the coordinates into an Excel sheet to quantify swim speed, preference for edge or side of the lane, resting behavior, thigmotaxis, distance between larvae, and avoidance behavior. Subtle changes in behavior are easily detected using our system, making it useful for behavioral analyses after exposure to environmental toxicants or pharmaceuticals.

Our laboratory developed a novel high-throughput automated imaging system that is useful for the detection of several different behaviors in 7-day-old zebrafish larvae. The system can be used for detecting subtle changes in behavior after the larvae have been exposed to environmental toxicants or pharmaceuticals.

Automatizados análises comportamentais de alto rendimento em larvas do peixe

We have created a novel high-throughput imaging system for the analysis of behavior in 7-day-old zebrafish larvae in multi-lane plates. This system ...

Functional Interrogation of Adult Hypothalamic Neurogenesis with Focal Radiological Inhibition

The functional characterization of adult-born neurons remains a significant challenge. Approaches to inhibit adult neurogenesis via invasive viral delivery or transgenic animals have potential confounds that make interpretation of results from these studies difficult. New radiological tools are emerging, however, that allow one to noninvasively investigate the function of select groups of adult-born neurons through accurate and precise anatomical targeting in small animals. Focal ionizing radiation inhibits the birth and differentiation of new neurons, and allows targeting of specific neural progenitor regions. In order to illuminate the potential functional role that adult hypothalamic neurogenesis plays in the regulation of physiological processes, we developed a noninvasive focal irradiation technique to selectively inhibit the birth of adult-born neurons in the hypothalamic median eminence. We describe a method for Computer tomography-guided focal irradiation (CFIR) delivery to enable precise and accurate anatomical targeting in small animals. CFIR uses three-dimensional volumetric image guidance for localization and targeting of the radiation dose, minimizes radiation exposure to nontargeted brain regions, and allows for conformal dose distribution with sharp beam boundaries. This protocol allows one to ask questions regarding the function of adult-born neurons, but also opens areas to questions in areas of radiobiology, tumor biology, and immunology. These radiological tools will facilitate the translation of discoveries at the bench to the bedside.

The function of adult-born mammalian neurons remains an active area of investigation. Ionizing radiation inhibits the birth of new neurons. Using computer tomography-guided focal irradiation (CFIR), three-dimensional anatomical targeting of specific neural progenitor populations can now be used to assess the functional role of adult neurogenesis.

Interrogatório funcional do Adulto Hypothalamic Neurogenesis com Focal Radiológica Inibição

The functional characterization of adult-born neurons remains a significant challenge. Approaches to inhibit adult neurogenesis via invasive viral ...

High-throughput Analysis of Mammalian Olfactory Receptors: Measurement of Receptor Activation via Luciferase Activity

Odorants create unique and overlapping patterns of olfactory receptor activation, allowing a family of approximately 1,000 murine and 400 human receptors to recognize thousands of odorants. Odorant ligands have been published for fewer than 6% of human receptors1-11. This lack of data is due in part to difficulties functionally expressing these receptors in heterologous systems. Here, we describe a method for expressing the majority of the olfactory receptor family in Hana3A cells, followed by high-throughput assessment of olfactory receptor activation using a luciferase reporter assay. This assay can be used to (1) screen panels of odorants against panels of olfactory receptors; (2) confirm odorant/receptor interaction via dose response curves; and (3) compare receptor activation levels among receptor variants. In our sample data, 328 olfactory receptors were screened against 26 odorants. Odorant/receptor pairs with varying response scores were selected and tested in dose response. These data indicate that a screen is an effective method to enrich for odorant/receptor pairs that will pass a dose response experiment, i.e. receptors that have a bona fide response to an odorant. Therefore, this high-throughput luciferase assay is an effective method to characterize olfactory receptors&#8212;an essential step toward a model of odor coding in the mammalian olfactory system.

Olfactory receptor activation patterns encode odor identity, but the lack of published data identifying odorant ligands for mammalian olfactory receptors hinders the development of a comprehensive model of odor coding. This protocol describes a method to facilitate high-throughput identification of olfactory receptor ligands and quantification of receptor activation.

De alta capacidade de análise de mamíferos olfativas Receptores: Medição do Receptor de ativação via luciferase Atividade

Odorants create unique and overlapping patterns of olfactory receptor activation, allowing a family of approximately 1,000 murine and 400 human receptors ...

Two Algorithms for High-throughput and Multi-parametric Quantification of Drosophila Neuromuscular Junction Morphology

Synaptic morphology is tightly related to synaptic efficacy, and in many cases morphological synapse defects ultimately lead to synaptic malfunction. The Drosophila larval neuromuscular junction (NMJ), a well-established model for glutamatergic synapses, has been extensively studied for decades. Identification of mutations causing NMJ morphological defects revealed a repertoire of genes that regulate synapse development and function. Many of these were identified in large-scale studies that focused on qualitative approaches to detect morphological abnormalities of the Drosophila NMJ. A drawback of qualitative analyses is that many subtle players contributing to NMJ morphology likely remain unnoticed. Whereas quantitative analyses are required to detect the subtler morphological differences, such analyses are not yet commonly performed because they are laborious. This protocol describes in detail two image analysis algorithms "Drosophila NMJ Morphometrics" and "Drosophila NMJ Bouton Morphometrics", available as Fiji-compatible macros, for quantitative, accurate and objective morphometric analysis of the Drosophila NMJ. This methodology is developed to analyze NMJ terminals immunolabeled with the commonly used markers Dlg-1 and Brp. Additionally, its wider application to other markers such as Hrp, Csp and Syt is presented in this protocol. The macros are able to assess nine morphological NMJ features: NMJ area, NMJ perimeter, number of boutons, NMJ length, NMJ longest branch length, number of islands, number of branches, number of branching points and number of active zones in the NMJ terminal.

Two Algorithms for High-throughput and Multi-parametric Quantification of Drosophila Neuromuscular Junction Morphology

Two image analysis algorithms, "Drosophila NMJ Morphometrics" and "Drosophila NMJ Bouton Morphometrics" were created, to automatically quantify nine morphological features of the Drosophila neuromuscular junction (NMJ).

Dois Algoritmos para métodos de alta capacidade e Multi-paramétrico Quantificação de<em&gt; Drosophila</em&gt; Junção Neuromuscular Morfologia

Synaptic morphology is tightly related to synaptic efficacy, and in many cases morphological synapse defects ultimately lead to synaptic malfunction. The ...

High-throughput Analysis of Locomotor Behavior in the Drosophila Island Assay

Advances in next-generation sequencing technologies contribute to the identification of (candidate) disease genes for movement disorders and other neurological diseases at an increasing speed. However, little is known about the molecular mechanisms that underlie these disorders. The genetic, molecular, and behavioral toolbox of Drosophila melanogaster makes this model organism particularly useful to characterize new disease genes and mechanisms in a high-throughput manner. Nevertheless, high-throughput screens require efficient and reliable assays that, ideally, are cost-effective and allow for the automatized quantification of traits relevant to these disorders. The island assay is a cost-effective and easily set-up method to evaluate Drosophila locomotor behavior. In this assay, flies are thrown onto a platform from a fixed height. This induces an innate motor response that enables the flies to escape from the platform within seconds. At present, quantitative analyses of filmed island assays are done manually, which is a laborious undertaking, particularly when performing large screens.
This manuscript describes the &#34;Drosophila Island Assay&#34; and &#34;Island Assay Analysis&#34; algorithms for&#160;high-throughput, automated data processing and quantification of island assay data. In the setup, a simple webcam connected to a laptop collects an image series of the platform while the assay is performed. The &#34;Drosophila Island Assay&#34; algorithm developed for the open-source software Fiji processes these image series and quantifies, for each experimental condition, the number of flies on the platform over time. The &#34;Island Assay Analysis&#34; script, compatible with the free software R, was developed to automatically process the obtained data and to calculate whether treatments/genotypes are statistically different. This greatly improves the efficiency of the island assay and makes it a powerful readout for basic locomotion and flight behavior. It can thus be applied to large screens investigating fly locomotor ability, Drosophila models of movement disorders, and drug efficacy.

High-throughput Analysis of Locomotor Behavior in the Drosophila Island Assay

The island assay is a relatively new, cost-effective assay that can be used to evaluate the basic locomotor behavior of Drosophila melanogaster. This manuscript describes algorithms for automatic data processing and objective quantification of island assay data, making this assay a sensitive, high-throughput readout for large genetic or pharmacological screens.

Análise do elevado-throughput de comportamento Locomotor no ensaio de ilha de Drosophila

Advances in next-generation sequencing technologies contribute to the identification of (candidate) disease genes for movement disorders and other ...

A High-Throughput Image-Guided Stereotactic Neuronavigation and Focused Ultrasound System for Blood-Brain Barrier Opening in Rodents

The blood-brain barrier (BBB) has been a major hurdle for the treatment of various brain diseases. Endothelial cells, connected by tight junctions, form a physiological barrier preventing large molecules (&#62;500 Da) from entering the brain tissue. Microbubble-mediated focused ultrasound (FUS) can be used to induce a transient local BBB opening, allowing larger drugs to enter the brain parenchyma.
In addition to large-scale clinical devices for clinical translation, preclinical research for therapy response assessment of drug candidates requires dedicated small animal ultrasound setups for targeted BBB opening. Preferably, these systems allow high-throughput workflows with both high-spatial precision as well as integrated cavitation monitoring, while still being cost effective in both initial investment and running costs.
Here, we present a bioluminescence and X-ray guided stereotactic small animal FUS system that is based on commercially available components and fulfills the aforementioned requirements. A particular emphasis has been placed on a high degree of automation facilitating the challenges typically encountered in high-volume preclinical drug evaluation studies. Examples of these challenges are the need for standardization in order to ensure data reproducibility, reduce intra-group variability, reduce sample size and thus comply with ethical requirements and decrease unnecessary workload. The proposed BBB system has been validated in the scope of BBB opening facilitated drug delivery trials on patient-derived xenograft models of glioblastoma multiforme and diffuse midline glioma.

The blood-brain barrier (BBB) can be temporarily disrupted with microbubble-mediated focused ultrasound (FUS). Here, we describe a step-by-step protocol for high-throughput BBB opening in vivo using a modular FUS system accessible for non-ultrasound experts.

Um sistema de neuronação estereática guiada por imagem de alta produtividade e sistema de ultrassom focado para abertura de barreira hemencefálica em roedores

The blood-brain barrier (BBB) has been a major hurdle for the treatment of various brain diseases. Endothelial cells, connected by tight junctions, form a ...

Efficient and Cost Effective Electroporation Method to Study Primary Cilium-Dependent Signaling Pathways in the Granule Cell Precursor

The primary cilium is a critical signaling organelle found on nearly every cell that transduces Hedgehog (Hh) signaling stimuli from the cell surface. In the granule cell precursor (GCP), the primary cilium acts as a pivotal signaling center that orchestrates precursor cell proliferation by modulating the Hh signaling pathway. The investigation of primary cilium-dependent Hh signaling machinery is facilitated by in vitro genetic manipulation of the pathway components to visualize their dynamic localization to the primary cilium. However, transfection of transgenes in the primary cultures of GCPs using the currently known electroporation methods is generally costly and often results in low cell viability and undesirable transfection efficiency. This paper introduces an efficient, cost-effective, and simple electroporation protocol that demonstrates a high transfection efficiency of ~80-90% and optimal cell viability. This is a simple, reproducible, and efficient genetic modification method that is applicable to the study of the primary cilium-dependent Hedgehog signaling pathway in primary GCP cultures.

Here, we present a reproducible in vitro electroporation protocol for genetic manipulation of primary cerebellar granule cell precursors (GCPs) that is cost-effective, efficient, and viable. Moreover, this protocol also demonstrates a straightforward method for the molecular study of primary cilium-dependent Hedgehog signaling pathways in primary GCP cells.

Método de eletroporação eficiente e econômico para estudar vias de sinalização dependentes de cítio primário no precursor da célula de grânulo

The primary cilium is a critical signaling organelle found on nearly every cell that transduces Hedgehog (Hh) signaling stimuli from the cell surface. In ...

Visualização de redes de microtúbulos em junções neuromusculares e células musculares de Drosophila

Using Drosophila Larval Neuromuscular Junction and Muscle Cells to Visualize Microtubule Network

The microtubule network is an essential component of the nervous system. Mutations in many microtubules regulatory proteins are associated with neurodevelopmental disorders and neurological diseases, such as microtubule-associated protein Tau to neurodegenerative diseases, microtubule severing protein Spastin and Katanin 60 cause hereditary spastic paraplegia and neurodevelopmental abnormalities, respectively. Detection of microtubule networks in neurons is advantageous for elucidating the pathogenesis of neurological disorders. However, the small size of neurons and the dense arrangement of axonal microtubule bundles make visualizing the microtubule networks challenging. In this study, we describe a method for dissection of the larval neuromuscular junction and muscle cells, as well as immunostaining of &#945;-tubulin and microtubule-associated protein Futsch to visualize microtubule networks in Drosophila melanogaster. The neuromuscular junction permits us to observe both pre-and post-synaptic microtubules, and the large size of muscle cells in Drosophila larva allows for clear visualization of the microtubule network. Here, by mutating and overexpressing Katanin 60 in Drosophila melanogaster,&#160;and then examining the microtubule networks in the neuromuscular junction and muscle cells, we&#160;accurately reveal the regulatory role of Katanin 60 in neurodevelopment. Therefore, combined with the powerful genetic tools of Drosophila&#160;melanogaster, this protocol greatly facilitates genetic screening and microtubule dynamics analysis for the role of microtubule network regulatory proteins in the nervous system.

Autor em destaque: Compreendendo a rede de microtúbulos nas junções neuromusculares de Drosophila 

Here, we present a detailed protocol to visualize the microtubule networks in neuromuscular junctions and muscle cells. Combined with the powerful genetic tools of Drosophila melanogaster, this protocol greatly facilitates genetic screening and microtubule-dynamics analysis for the role of microtubule network regulatory proteins in the nervous system.