Este trabalho foi financiado pela fundação AO (S-08-42G) e RISystem AG. Gostaríamos de estender um grande &quot;muito obrigado!&quot; a equipe de Stephan Zeiter no Instituto Davos AO Research, Suíça por ser tão confortáveis ​​em nos permitir usar suas ou instalações para as filmagens deste procedimento cirúrgico.

Cuidados com os animais e os protocolos experimentais foram seguidas de acordo com as diretrizes do NIH e aprovado pelo Centro Médico Animal Care Institucional e Use Comitê de Beth Israel Deaconess, em Boston, MA. (Número do protocolo: 098-2009) 1. preparação de materiais e instrumentos cirúrgicos <ol><li> Esterilizar todos os materiais cirúrgicos e instrumentos utilizados para realizar a cirurgia antes de usar. Embale os materiais necessários, com ou sem uma bandeja de instrumento, dentro de um pano dobrado ou enrolado de papel e selar com fita autoclave para esterilização a vapor. A temperatura da autoclave deve ser pelo 125-135 ° C durante 20-25 minutos de tempo de esterilização, e, em seguida, 10-15 minutos de tempo de secagem. </li><li> Certifique-se de que, no momento da cirurgia, os ratos são 200-250 g. Isto é muito importante porque, se os ratos são pesados ​​em tamanho, em seguida, um fixador de tamanho diferente deve ser usado. Para os ratos deve ser usada a versão mais pesada de 250 ga maior do sistema de fixador externo. </li> &lt;/ Ol&gt; 2. procedimento cirúrgico e aplicação do Fixador Externo <ol><li> Compre ratos Sprague-Dawley (ou qualquer outra estirpe) (masculinos ou femininos, 200-250 g) a partir de qualquer fornecedor de animais certificada. Siga a cuidados adequados aos animais e protocolos experimentais, de acordo com as diretrizes nacionais, que é aprovado pelo Institutional Animal Care and Use Committee do investigador. Permitir um mínimo de período de aclimatização de 48 horas antes do procedimento. </li><li> Para a cirurgia, o transporte do rato para uma sala dedicada procedimento cirúrgico. </li><li> Anestesiar o rato com isoflurano primeira via câmara de indução e, em seguida, continuar com máscara conectada a um aparelho de anestesia a uma taxa de 1,5-2% em 1-1,5 L de O 2 / min. No início da cirurgia certificar-se o animal sob anestesia profunda. Para fazer isso, use pedal técnica de reflexão por estender o membro e beliscar a web entre os dedos dos pés com os dedos (e não o próprio dedo do pé!). O animal não é sufficiently anestesiados Se o membro for retirado, contração muscular ocorre ou se o animal faz barulho. </li><li> Depois do rato sob anestesia geral para cirurgia profunda, injectar o antibiótico (cefazolina, 20 mg / kg) e o analgésico de buprenorfina (dose de 0,08 mg / kg) por via intramuscular na perna direita. Para evitar a perda de grande quantidade de fluido durante a cirurgia de administrar subcutaneamente salina estéril quente a 3-5% do peso do corpo, antes da cirurgia, e se for necessário, no fim. Aplicar pomada estéril para os olhos para mantê-los hidratados para evitar lesão da córnea. </li><li> Após as injecções de fármaco, raspar e limpar toda a perna posterior direita do rato com chlorohezadine ou outra solução de desinfecção e de transferir o animal para a mesa cirúrgica. (A perna operada deve ser a mesma que a que foi injectado.) </li><li> Colocar o animal em uma superfície aquecida em decúbito ventral (Figura 1A). Certifique-se que a máscara permanece no nariz e boca réer a transferência para a mesa de cirurgia, e manter o regime de anestesia mencionado em 2.3). Sobrepor a área da intervenção cirúrgica com uma cortina fenestrado estéril de modo que apenas a perna destinados à cirurgia é exposta. </li><li> Fazer uma incisão de aproximadamente 3-4 cm (Figura 1B), através da pele executando craniolateral sobre a superfície do fémur direito do trocânter maior para a região supracondilar do joelho utilizando um bisturi (Figura 1C). Exponha o eixo do fêmur por dissecção delicada que separa a fáscia lata, e certificando-se de que o tecido muscular não é cortado. Depois disso, separe além do vasto lateral M. e M. bíceps femoral e levantar a M. tensor da fáscia para expor todo o comprimento do fêmur (certificando-se de que o nervo ciático é preservada; Figura 1D). </li><li> Na área planejada de osteotomia, prepare o fêmur ao longo da área a meio caminho da diáfise pela liberação do tecido muscular em torno da femur. Em primeiro lugar, começar por colocar o elevador Henahan perpendicular à superfície exposta do fêmur, e em seguida, usando um bisturi, solte o músculo na área adjacente. <ol><li> Continuar avançando para a frente e ir ao redor do fêmur, ficando próximo à superfície do osso, até que todo o tecido muscular circundante é liberado de toda a parte do meio do osso (onde o defeito será criado), eo tecido muscular é completamente limpo a partir do osso. Enquanto isso, é muito importante para ficar perto da superfície do osso para evitar o corte quaisquer vasos grandes. </li></ol></li><li> Para um 5 milímetros defeito ósseo grande, laço 2 pedaços de serra de fio Gigli (0,22 mm) ao redor do osso na orientação médio-lateral (Figura 1E, F). Após colocar o fio de serra, a posição de uma peça do lado distai do fémur, perto da articulação do joelho, e uma segunda peça do lado proximal perto da articulação da anca. Prenda o fio Gigli viu peças de cada lado usando S-forma de dissecação curvo e Ligatfórceps Ure, para que ele permaneça no local pretendido. Se uma única osteotomia de corte é planejado, em seguida, usar apenas um pedaço de serra de fio. </li><li> Usar a placa do fixador externo como um modelo para determinar a posição exacta do implante. A posição do fixador externo tem que ser o mais próximo possível do centro do fémur. <ol><li> Posicione a placa de fixador externo na superfície ântero-lateral do osso. Isto é conseguido através da rotação externa do fémur. Nesta posição a camada de tecido mole é o mais fino possível, o que impede o excesso de tensão do tecido mole sob a placa do fixador, após a ferida é fechada. </li><li> Em seguida, ligeiramente levantar a placa do fixador externo da superfície do osso para certificar-se de que os orifícios da placa são centrados na superfície do osso. Segure o fixador externo com uma braçadeira pequena para que ele fique paralelo ao eixo longitudinal do osso, e então usar uma ferramenta ou com uma broca de mão para perfure o primeiro buraco no lado proximal do fêmur com o 0,79mm broca. Antes de avançar para a frente, certifique-se de que a ponta da broca ainda está centrada sobre a superfície do osso. </li><li> Se a ponta da broca continua a deslizar, utilizar o contador de 1,00 milímetros de lastro (Figura 8F), para centrar a posição do primeiro furo. O contador chumbada deve ser usado para posicionar todos os restantes pinos de montagem. Isto vai garantir um perfeito alinhamento dos furos e a placa do fixador em relação à superfície do osso. </li></ol></li></ol> 3. fixador externo Método Implantação Usando o Guia Saw <ol><li> Certifique-se de que a placa do fixador externo não está montado de cabeça para baixo antes do clipping-lo na guia da serra. Determinar isso comparando o tamanho dos furos na placa. O lado correto é com o diâmetro do orifício maior virado para cima. Se a diferença entre o tamanho dos orifícios no interior do fixador não é evidente, utilizar o contador chumbada. <ol><li> Inserir a ponta do contador chumbada em um dos orifícios ema placa do fixador, se o contador de chumbada cabe facilmente no orifício, em seguida, esta é a cabeça do fixador, no entanto, se a ponta do contador chumbada não se encaixa em seguida, esta é uma parte de baixo do fixador, e tem de ser invertida para a implantação em conformidade. (Importante:.. Certifique-se a perfurar perpendicularmente ao eixo longitudinal do osso, como forma de garantir uma perfeita orientação do aparelho imobilizador para a superfície do osso O sentido do primeiro orifício de perfuração determina a orientação final do fixador sobre o osso do Recorde pinos de fixação são do mesmo comprimento, e se o fixador não é paralela ao eixo longitudinal do osso, a distância entre o fixador e o osso pode variar muito e pode impedir a capacidade de todos os quatro pinos de montagem de penetrar no córtex.) </li><li> Após a orientação é confirmada, cortar a placa de guia de serra (Figura 2A, B) e, em seguida, a unidade de cortar o osso de modo a que o primeiro furo pré-furadoestá alinhado com o primeiro orifício da placa (Figura 2C). Utilizar a chave de caixa de 0,70 milímetros quadrados inserido na broca para conduzir o primeiro pino de montagem no orifício. Fazendo isso irá permitir posicionamento reprodutível para os restantes pinos de montagem. </li><li> Após o primeiro pino de montagem no lugar, em seguida, fazer o furo mais distante do primeiro pino de montagem no lado distal, e dirige o segundo pino de montagem no orifício. A ordem de implantação dos dois pinos de montagem do meio não é importante. </li></ol></li></ol> 4. Fixador Externo Método implante sem a Guia de Serra: A aplicação do fixador externo pode também ser realizado sem a utilização da guia de serra. As etapas iniciais da implantação fixador externo são os mesmos até a unidade com o guia da serra é recortada no osso (passo 3.1). Se o guia de serra não é utilizado, é muito importante para manter a placa do fixador na orientação correcta duranteo procedimento de aplicação inteira. O fêmur deve ser rodado externamente no sentido ântero-lateral. <ol><li> Segurar a placa do fixador externo com uma pequena pinça ou em forma de S e uma pinça de dissecação curvo ligadura de modo que seja paralelo ao eixo longitudinal do osso (Figura 3A). A aplicação do primeiro pino de montagem vai determinar o alinhamento do fixador, por conseguinte, a rotação do osso tem de ser mantido até que o primeiro pino é inserido (Figura 3B). Após o primeiro pino está no lugar, use com cuidado a pinça para segurar a placa fixador que está atuando como um guia de perfuração. </li><li> Inserir a broca no segundo furo - este é o buraco mais distal para o fosso osteotomia prevista (Figura 3C). Antes da perfuração, certifique-se de que o segundo buraco tem a mesma orientação que o primeiro buraco; Também certifique-se que após a perfuração estiver concluída, as duas corticais são penetradas. </li><li> Insira a 0,70 milímetro quadrado box chave para a broca de mão e, em seguida, insira o pino de fixação na ponta. Insira-o com cuidado no prato do fixador externo, sem perder o alinhamento do primeiro furo pré-furado. </li><li> Assim que a ponta está em contacto com o osso, começar a girar a chave sob carga axial contínua aplicada à extremidade proximal da broca. Depois de cerca de cinco voltas completas, certifique-se de que o fio na extremidade proximal do pino de montagem da pega do corpo da placa de fixador externo. Esta discussão trava o sistema. Pare de rodar, quando a extremidade da rosca do osso está perto da superfície superior do osso (Figura 3D). </li><li> Depois que os pinos no lado mais distal e proximal estão no lugar, perfure os restantes dois furos do meio. A ordem de implantação dos dois pinos média não é importante (Figuras 3C). </li><li> Depois, o fixador externo está no lugar, o uso do fio de serra Gigli 0,22 milímetros dirigido pelo guia da serra para fazer o defeito segmentar (Figure 4A). Se o último método é escolhido, o guia da serra é cortada antes de fazer um defeito. <ol><li> Para isso, passa um fio de 0,22 milímetros Gigli vi através das duas ranhuras por baixo do fémur (Figura 5A) para criar 5 mm de defeito segmentar por movimento alternativo para trás e para diante (Figura 5B), com irrigação suficiente (utilização da seringa de 5 ml de solução salina a dispensar o tempo da criação de defeitos). Para evitar danos no tecido mole, cortar o arame próximo da serra do osso em um dos lados, depois de completar a osteotomia. Remover o guia de serra (Figura 4B). </li></ol></li><li> Após o defeito ou osteotomia é criado, remover o guia da serra e fechar a ferida em camadas, a primeira músculo (Figura 4C), e em seguida, a pele (Figura 4D). Antes de a ferida está fechada, tratar o defeito tal como previsto no protocolo de estudo. Feche a camada muscular e da fáscia lata usando Ethibond vicryl sutura 4-0, ea pele usando Ethicon Monocryl® 3-0 suture. Evite arrastar material de sutura sobre superfícies não-estéreis, enquanto costurando os ferimentos. Nota: Para evitar ferida cortante, a sutura não deve terminar distal ao implante menor. Da mesma forma, cola de pele pode ser utilizado, em vez de um fio de sutura. </li><li> Nos três primeiros dias de pós-operatório, dar o analgésico rato a cada 12 horas e antibiótico cada 24 horas. Evidentemente, o regime pós-operatório de fármacos variará, dependendo da composição e da marca dos medicamentos utilizados por cada pesquisador (consulte as instruções de especificação de drogas). </li><li> Monitorar os animais freqüentemente após o procedimento para se certificar de que eles se recuperar da anestesia e só então devolvê-los à instalação de alojamento. Proporcionar habitação solitária durante os primeiros dias após a cirurgia, para se certificar de que não há complicações. </li><li> Monitor de água, a ingestão de alimentos eo peso corporal após a cirurgia para garantir que o animal não sente dor e angústia. Se o animal apresenta um nível de atividade diminuiu, dificuldade de movimentação em torno de (falha do implante possível), ataxium, pele oleosa despenteado, coloração porfirina ao redor dos olhos e narinas, postura arqueada, desconforto respiratório, redução da ingestão de alimentos e água, etc consultar um veterinário. </li></ol> 5 Mudança de fixador externo Rigidez In vivo <ol><li> Se o protocolo de estudo requer a alteração da rigidez do fixador, durante o processo de cura in vivo isto é conseguido alterando os elementos de ligação fixados com os parafusos de bloqueio especiais utilizando-se 0,5 mm Caixa chave quadrada ligado à broca. Para este procedimento, anestesiar o rato (consulte a 2,3 no protocolo) e proporcionar analgesia (consulte a 2,4 no protocolo) apenas uma vez, no momento do procedimento (Figura 6A). <ol><li> Sedar o rato, e em seguida, insira a ponta da chave de caixa quadrada 0,50 milímetros no parafuso de bloqueio anexado ao lado do fixador montado, e começar cuidadosamente transformá-lo no sentido horário até que o pino é meio caminho para fora (Figura 6B </strong&gt;). Depois esta parte é completa, repetir o procedimento para a segunda cavilha que está do mesmo lado da placa de fixador externo (Figura 6C). </li><li> Quando os dois pinos no mesmo lado estão a meio passo, utilizar uma pinça ou um gancho para remover o elemento de conexão, no lado oposto com um movimento suave (Figura 6D). O elemento de conexão deve sair fácil, se não, em seguida, fazer um par adicional de voltas em ambos os parafusos de bloqueio para se certificar de que a ponta do parafuso de bloqueio não está embutida no elemento de conexão. </li><li> Depois de o elemento de ligação é removida, deslizar o elemento de conexão rigidez desejada no lugar de um removida (Figura 6E), e do lado oposto com a chave de caixa quadrada de começar a rodar até o parafuso de bloqueio está a meio caminho para fora sobre o lado oposto (figura 6F). Repetir o mesmo procedimento para a segunda rosca de bloqueio (Figura 6G). Importante: thse exigirá a mudança para o lado oposto da placa para certificar-se de que os parafusos de bloqueio está a meio caminho para fora do lado em que o elemento de conexão foi substituída (Figura 6H, I). </li><li> Após esta parte é concluída com êxito, remova o segundo elemento de conexão (Figura 6J) e substituí-lo com o mesmo elemento de conexão rigidez como uma substituição no lado oposto (Figura 6K). Depois de o segundo elemento de ligação está no lugar, começar a conduzir o parafuso de bloqueio até que a extremidade do parafuso de bloqueio sai do lado oposto da placa, e a ponta do parafuso de bloqueio saiu a mesma quantidade de cada lado (Figura 6D). Repetir o mesmo procedimento para a segunda rosca de bloqueio (Figura 6 M, N). Este procedimento leva cerca de 15 minutos para ser concluído. </li></ol></li></ol>

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M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Healing+of+segmental+bone+defects+by+direct+percutaneous+gene+delivery:+effect+of+vector+dose.">Healing of segmental bone defects by direct percutaneous gene delivery: effect of vector dose.</a> Hum Gene Ther. 18, 907-915 (2007).</li><li>Glatt, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ability+of+recombinant+human+bone+morphogenetic+protein+2+to+enhance+bone+healing+in+the+presence+of+tobramycin:+evaluation+in+a+rat+segmental+defect+model.">Ability of recombinant human bone morphogenetic protein 2 to enhance bone healing in the presence of tobramycin: evaluation in a rat segmental defect model.</a> J Orthop Trauma. 23, 693-701 (2009).</li><li>Willie, B., Adkins, K., Zheng, X., Simon, U., Claes, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanical+characterization+of+external+fixator+stiffness+for+a+rat+femoral+fracture+model.">Mechanical characterization of external fixator stiffness for a rat femoral fracture model.</a> J Orthop Res. 27, 687-693 (2009).</li><li>Hess, T., Hopf, T., Fritsch, E., Mittelmeier, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparative+biomechanical+studies+of+conventional+and+self-tapping+cortical+bone+screws.">Comparative biomechanical studies of conventional and self-tapping cortical bone screws.</a> Z Orthop Ihre Grenzgeb. 129, 278-282 (1991).</li><li>Glatt, V., Evans, C. H., Matthys, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Design,+characterisation+and+in+vivo+testing+of+a+new,+adjustable+stiffness,+external+fixator+for+the+rat+femur.">Design, characterisation and in vivo testing of a new, adjustable stiffness, external fixator for the rat femur.</a> Eur Cell Mater. 23, 289-298 (2012).</li><li>Glatt, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+healing+of+large+segmental+defects+in+the+rat+femur+by+reverse+dynamization+in+the+presence+of+bone+morphogenetic+protein-2.">Improved healing of large segmental defects in the rat femur by reverse dynamization in the presence of bone morphogenetic protein-2.</a> J Bone Joint Surg Am. 94, 2063-2073 (2012).</li></ol>

O autor Romano Matthys é um funcionário da RISystem AG Davos, na Suíça, que produz os implantes, instrumentos e de consumo específicos de implantes usados ​​neste artigo. O autor Vaida Glatt não tem interesses financeiros concorrentes.

Os passos mais críticos de um procedimento cirúrgico, para criar um grande defeito de osso são: 1) a escolha do peso do corpo do rato apropriado para coincidir com o tamanho do fixador externo; 2) manutenção de um ambiente estéril durante o procedimento; e 3) seguindo o protocolo de procedimento cirúrgico. Os principais objetivos deste estudo foram a projetar, fabricar e caracterizar um novo, rigidez variável fixador externo para o modelo de defeito femoral grande rato, e para usar e...

Uma série de estudos tenham melhorado a nossa compreensão dos mecanismos biológicos envolvidos na reparação do tecido ósseo 1-6. Os efeitos de condições mecânicas no reparo do osso, tais como axial, corte e movimentos interfragmentários (IFMS) têm sido estudados extensivamente 7-15. Nos últimos anos, mais e mais estudos começaram a surgir descrevendo a influência do ambiente mecânico no reparo ósseo usando fratura, osteotomia e grande defeito ósseo segmentar em modelos in vivo. Portanto, métodos de fixação confiáveis ​​são necessários para obter os resultados do estudo reprodutíveis e confiáveis. O ambiente em torno da mecânica da fratura cura é muito importante, pois determina a forma como a fratura vai curar. Assim, a escolha do dispositivo de fixação é muito importante e deve ser cuidadosamente selecionado de acordo com o desenho do estudo, e outros fatores como o tamanho da abertura e do tipo de fratura. As propriedades mecânicas do dispositivo de fixação de umre ainda mais importante quando se estuda a cicatrização óssea de grandes defeitos ósseos para estabelecer uma fixação que fornece não só um intervalo de tamanho constante ao longo do período experimental do peso total do rolamento, mas também um ambiente ideal para a mecânica de reparação óssea. Os fixadores externos são comumente usados ​​em fratura e modelos experimentais de cura defeito ósseo grandes, porque eles têm uma vantagem sobre os outros dispositivos de fixação. A principal vantagem de fixadores externos são de que eles permitem a mudança do meio mecânico no local do defeito, in vivo, sem uma intervenção secundária, que pode ser conseguida alterando ou ajustando a barra do dispositivo de estabilidade durante o decurso da experiência como o cicatrização óssea progride. Além disso, permite a aplicação de estimulação mecânica local específico para melhorar a reparação do osso, e proporciona também a possibilidade de medir a rigidez do tecido de calo in vivo. No entanto, os dispositivos também têm algumas desvantagensque incluem: irritação dos tecidos moles, infecções e pin quebra. Infelizmente, tais implantes não estavam disponíveis &quot;off the shelf&quot; no momento do desenvolvimento do implante, e os investigadores foram obrigados a projetar suas próprias fixadores para uma utilização prevista. Por isso, uma restrição da investigação nesta área foi a falta de controle experimental sobre o ambiente mecânica local dentro de um grande defeito segmentar bem como osteotomias como ele cura. As características mecânicas de um fixador externo são definidas por, e pode ser modulado por um grande número de variáveis, que incluem: a distância entre os pinos, o diâmetro do pino, o material do pino, o número de pinos, fixador comprimento da barra, o número de barras fixador, material de barra fixador, do fixador espessura bar e a distância a partir da superfície do osso para a barra de fixador (offset). Surpreendentemente, apenas uma escassez de estudos poderia ser encontrado que investigou as contribuições mecânicas dos componentes individuaisde fixadores ou configurações de quadros inteiros utilizados em estudos com roedores, 16,18,28. Por exemplo, os resultados de um estudo mostrou que um dos principais fatores que contribuem para a determinação da rigidez total da construção de fixação foi dominada pela flexibilidade dos pinos em relação a sua contrapartida, diâmetro e propriedades do material 28. Os resultados dos referidos estudos sugerem claramente que o conhecimento do ambiente mecânica fornecida pelo dispositivo de fixação é extremamente importante, e ainda, em muitos casos não é investigada em detalhe. O presente artigo relata o projeto, especificações e in vivo implantação de um fixador externo que resolve esse problema. Este fixador também permite a modulação do meio mecânico como a cura progride, uma propriedade que permite o estudo da mecano-sensibilidade de diferentes etapas do processo de cura in vivo. Além disso, assim como a imposição de um mecânico local controlado e reprodutívelambiente ai, a sua acessibilidade também permite a modulação deste ambiente em diferentes fases de cicatrização do osso. O fixador nós projetamos foi baseada na fixação externa, que é amplamente utilizado para a fixação da fratura 16-21 e modelos de defeitos grandes em animais experimentais 22-27. A diferença entre o nosso fixador externo e os outros projetos existentes relatados na literatura é que a sua barra de estabilidade é presa com parafusos de ter um controlo apertado com fios de Kirschner (K-fios). Este tipo de projeto requer parafusos para ser reapertadas quinzenal (às vezes até semanalmente) para certificar-se de que a distância do deslocamento é mantida como a carga é aplicada por meio do rolamento de peso para evitar o afrouxamento da barra de estabilidade. Se ocorrer tal afrouxamento, ele permite que as condições de carga adicionais indesejados, como angular, transversal e movimentos de cisalhamento de torção para o osso cura (com base na experiência pessoal, a comunicação com researchers). Sabendo isto, um fixador externo foi concebido como tal que quando a rigidez do fixador tem de ser mudada, ela seria alcançada através da remoção de elementos de ligação ligados ao módulo principal, onde os pinos de fixação são encaixados. A experiência piloto in vivo foi realizado com o novo protótipo de fixador externo para se certificar de que cumpre todas as exigências propostas antes de ser fabricado em grandes quantidades. O principal objectivo para este trabalho é apresentar um novo método cirúrgico para um fixador externo utilizado para grandes defeitos ósseos e osteotomias no rato com a capacidade de alterar a rigidez in vivo durante o processo de cicatrização. Este método de fixação é aplicada in vivo sobre o fémures de ratazanas.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="848">
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:232px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:283px;">Company</td>
			<td style="width:117px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:216px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">RatExFix simple 100%</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.612.120</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">RatExFix simple 70%</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.612.123</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">RatExFix simple 40%</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.612.121</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">RatExFix simple 10%</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.612.122</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:232px;">RatExFix Connection element 100%</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.612.130</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">RatExFix Connection element 70%</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.612.131</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">RatExFix Connection element 40%</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.612.132</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">RatExFix Connection element 10%</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.612.133</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">RatExFix Main body</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.611.101</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">RatExFix InterlockingScrew</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.412.110</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">RatExFix Mounting pin 0.85 mm</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.412.100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">RatExFix Saw Guide 100% 5 mm</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.312.100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Accu Pen 6V+</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.390.211</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">HandDrill</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.390.130</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Drill Bit 0.79 mm</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.593.203</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Gigly wire saw 0.22 mm</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.590.100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Square box wrench 0.70 mm</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.590.112</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Square box wrench 0.50 mm</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.590.111</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Centering bit 1.00 mm</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.592.205</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Scalpel Blade handle</td>
			<td style="width:283px;">Fine Science tools</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Scalpel Blade (Size 15)</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Tissue Forceps</td>
			<td style="width:283px;">Fine Science tools</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Scissors</td>
			<td style="width:283px;">Fine Science tools</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Retractor</td>
			<td style="width:283px;">Fine Science tools</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Needle Holder</td>
			<td style="width:283px;">Fine Science tools</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Henahan Elevator</td>
			<td style="width:283px;">Fine Science tools</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:232px;">S-shape curved dissecting and ligature forceps&#160;</td>
			<td style="width:283px;">Fine Science tools</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>2</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Dressing Forceps</td>
			<td style="width:283px;">Fine Science tools</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>2</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Sterile Fenestrated drape</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>for surgery</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Sterile gauze</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>for surgery</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">5 ml syringe&#160;</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>&#160;for irrigation of defect</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">24-27G needle&#160;</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>&#160;for irrigation of defect</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">1cc Insulin syringes&#160;</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>for drug injections</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">sterile saline&#160;</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>for bone defect irrigation</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">sterile gloves</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>to perform surgeries</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">chlorohezadine</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>disinfecting solution for surgical site</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Vicryl suture 4-0 with SH-1</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>to suture muscle&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Ethibond suture 3-0&#160;</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>to suture skin</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Isofluorine</td>
			<td style="width:283px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>for anesthesia</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Buprenorphine</td>
			<td style="width:283px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>analgesia during and after the surgery</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Cefazolin</td>
			<td style="width:283px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>antibiotic during and after the surgery&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Sprague-Dawley Rats or any other strain</td>
			<td>Charles River Laboratories International, Inc. (Wilmington, MA USA)&#160;</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

adjustable stiffness, external fixator for the rat femur osteotomy and segmental bone defect models

O ambiente mecânico em torno da cura do osso quebrado é muito importante, pois determina a forma como a fratura vai curar. Durante a última década, tem havido grande interesse clínico na melhoria da cicatrização óssea, alterando o ambiente mecânico através da estabilidade da fixação ao redor da lesão. Uma limitação da pesquisa animal pré-clínico nesta área é a falta de controle experimental sobre o ambiente mecânica local dentro de um grande defeito segmentar bem como osteotomias como se curar. Neste trabalho, um relatório sobre o projeto e uso de fixador externo para estudar a cicatrização de grandes defeitos ósseos segmentares ou osteotomias. Este dispositivo não só permite uma rigidez axial controlada na lesão do osso durante a cura, mas também permite que a modificação da rigidez, durante o processo de cura in vivo. As experiências realizadas têm demonstrado que os fixadores eram capazes de manter a 5 mm de intervalo defeito femoral em ratos in vivo durante a gaiola irrestritaactividade durante pelo menos 8 semanas. Da mesma forma, observou-se ausência de distorções ou infecções, incluindo infecções dos pinos durante todo o período de cicatrização. Estes resultados demonstram que o nosso fixador externo recém-desenvolvido foi capaz de alcançar a estabilização reprodutível e normalizada, ea alteração do ambiente mecânico in vivo de ratos defeitos ósseos grande e várias osteotomias tamanho. Isto confirma que o elemento externo de fixação é bem adequado para as investigações de pesquisa pré-clínicos utilizando um modelo de rato no campo da regeneração óssea e reparação.

Especificações do design A estabilização do fémur de ratos com o sistema de fixação externa permite a criação de osteotomias de 0,5 a 5 mm. O sistema de fixador externo é um fixador externo bloqueado feito de poliéter éter cetona (PEEK - [o corpo principal]) e titânio-alumínio-liga de nióbio (TAN - [os pinos de fixação]), que oferece um design simples, reprodutíveis e ajustável, e está disponível em quatro rigidezes diferentes: 10, 40, 70 e 100% (100% sendo o padrão, fixad...

Watch this Scientific Journal Video about Adjustable Stiffness, External Fixator for the Rat Femur Osteotomy and Segmental Bone Defect Models at JoVE.com

Adjustable Stiffness, External Fixator for the Rat Femur Osteotomy and Segmental Bone Defect Models

One constraint of preclinical research in the field of bone repair is the lack of experimental control over the local mechanical environment within a healing bone lesion. We report the design and use of an external fixator for bone repair with the ability to change fixator stiffness in vivo.

A rigidez ajustável, Fixador Externo para os Rat Femur Osteotomia e segmentar defeito ósseo Models

The mechanical environment around the healing of broken bone is very important as it determines the way the fracture will heal. Over the past decade there ...

adjustable-stiffness-external-fixator-for-rat-femur-osteotomy

Research

JoVE Journal

Medicine

22.4K visualizações.  Queensland University of Technology. One constraint of preclinical research in the field of bone repair is the lack of experimental control over the local mechanical environment within a healing bone lesion. We report the design and use of an external fixator for bone repair with the ability to change fixator stiffness in vivo.

Vídeo: Adjustable Stiffness, External Fixator for the Rat Femur Osteotomy and Segmental Bone Defect Models

Models of Bone Metastasis

Bone metastases are a common occurrence in several malignancies, including breast, prostate, and lung. Once established in bone, tumors are responsible for significant morbidity and mortality1. Thus, there is a significant need to understand the molecular mechanisms controlling the establishment, growth and activity of tumors in bone. Several in vivo models have been established to study these events and each has specific benefits and limitations. The most commonly used model utilizes intracardiac inoculation of tumor cells directly into the arterial blood supply of athymic (nude) BalbC mice. This procedure can be applied to many different tumor types (including PC-3 prostate cancer, lung carcinoma, and mouse mammary fat pad tumors); however, in this manuscript we will focus on the breast cancer model, MDA-MB-231. In this model we utilize a highly bone-selective clone, originally derived in Dr. Mundy's group in San Antonio2, that has since been transfected for GFP expression and re-cloned by our group3. This clone is a bone metastatic variant with a high rate of osteotropism and very little metastasis to lung, liver, or adrenal glands. While intracardiac injections are most commonly used for studies of bone metastasis2, in certain instances intratibial4 or mammary fat pad injections are more appropriate. Intracardiac injections are typically performed when using human tumor cells with the goal of monitoring later stages of metastasis, specifically the ability of cancer cells to arrest in bone, survive, proliferate, and establish tumors that develop into cancer-induced bone disease. Intratibial injections are performed if focusing on the relationship of cancer cells and bone after a tumor has metastasized to bone, which correlates roughly to established metastatic bone disease. Neither of these models recapitulates early steps in the metastatic process prior to embolism and entry of tumor cells into the circulation. If monitoring primary tumor growth or metastasis from the primary site to bone, then mammary fat pad inoculations are usually preferred; however, very few tumor cell lines will consistently metastasize to bone from the primary site, with 4T1 bone-preferential clones, a mouse mammary carcinoma, being the exception 5,6.
This manuscript details inoculation procedures and highlights key steps in post inoculation analyses. Specifically, it includes cell culture, tumor cell inoculation procedures for intracardiac and intratibial inoculations, as well as brief information regarding weekly monitoring by x-ray, fluorescence and histomorphometric analyses.

Animal models are frequently utilized to study cancer metastasis to bone. In this protocol we will describe two common methods of tumor inoculation for bone metastasis studies and briefly describe some of the analyses utilized to monitor and quantify these models.

Modelos de metástase óssea

Bone metastases are a common occurrence in several malignancies, including breast, prostate, and lung. Once established in bone, tumors are responsible ...

Medicina

Procedure for Human Saphenous Veins Ex Vivo Perfusion and External Reinforcement

The mainstay of contemporary therapies for extensive occlusive arterial disease is venous bypass graft. However, its durability is threatened by intimal hyperplasia (IH) that eventually leads to vessel occlusion and graft failure. Mechanical forces, particularly low shear stress and high wall tension, are thought to initiate and to sustain these cellular and molecular changes, but their exact contribution remains to be unraveled. To selectively evaluate the role of pressure and shear stress on the biology of IH, an ex&#160;vivo perfusion system (EVPS) was created to perfuse segments of human saphenous veins under arterial regimen (high shear stress and high pressure). Further technical innovations allowed the simultaneous perfusion of two segments from the same vein, one reinforced with an external mesh. Veins were harvested using a no-touch technique and immediately transferred to the laboratory for assembly in the EVPS. One segment of the freshly isolated vein was not perfused (control, day 0). The two others segments were perfused for up to 7 days, one being completely sheltered with a 4 mm (diameter) external mesh. The pressure, flow velocity, and pulse rate were continuously monitored and adjusted to mimic the hemodynamic conditions prevailing in the femoral artery. Upon completion of the perfusion, veins were dismounted and used for histological and molecular analysis. Under ex&#160;vivo conditions, high pressure perfusion (arterial, mean = 100 mm Hg) is sufficient to generate IH and remodeling of human veins. These alterations are reduced in the presence of an external polyester mesh.

Procedure for Human Saphenous Veins Ex Vivo Perfusion and External Reinforcement

The mechanisms leading to the development of intimal hyperplasia (IH) and vein graft failure are still poorly understood. This study describes an ex&#160;vivo system to perfuse human veins under controlled flow and pressure. Furthermore the efficiency of external mesh reinforcement to limit the development of IH was evaluated.

Procedimento para safenas humanas Veias<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Perfusão e reforço externo

The mainstay of contemporary therapies for extensive occlusive arterial disease is venous bypass graft. However, its durability is threatened by intimal ...

A Simple Critical-sized Femoral Defect Model in Mice

While bone has a remarkable capacity for regeneration, serious bone trauma often results in damage that does not properly heal. In fact, one tenth of all limb bone fractures fail to heal completely due to the extent of the trauma, disease, or age of the patient. Our ability to improve bone regenerative strategies is critically dependent on the ability to mimic serious bone trauma in test animals, but the generation and stabilization of large bone lesions is technically challenging. In most cases, serious long bone trauma is mimicked experimentally by establishing a defect that will not naturally heal. This is achieved by complete removal of a bone segment that is larger than 1.5 times the diameter of the bone cross-section. The bone is then stabilized with a metal implant to maintain proper orientation of the fracture edges and allow for mobility. 
Due to their small size and the fragility of their long bones, establishment of such lesions in mice are beyond the capabilities of most research groups. As such, long bone defect models are confined to rats and larger animals. Nevertheless, mice afford significant research advantages in that they can be genetically modified and bred as immune-compromised strains that do not reject human cells and tissue.
Herein, we demonstrate a technique that facilitates the generation of a segmental defect in mouse femora using standard laboratory and veterinary equipment. With practice, fabrication of the fixation device and surgical implantation is feasible for the majority of trained veterinarians and animal research personnel. Using example data, we also provide methodologies for the quantitative analysis of bone healing for the model.

Animal models are frequently employed to mimic serious bone injury in biomedical research. Due to their small size, establishment of stabilized bone lesions in mice are beyond the capabilities of most research groups. Herein, we describe a simple method for establishing and analyzing experimental femoral defects in mice.

Um Defeito modelo simples Critical porte Femoral em Ratos

While bone has a remarkable capacity for regeneration, serious bone trauma often results in damage that does not properly heal. In fact, one tenth of all ...

Establishment of a Segmental Femoral Critical-size Defect Model in Mice Stabilized by Plate Osteosynthesis

The use of tissue-engineered bone constructs is an appealing strategy to overcome drawbacks of autografts for the treatment of massive bone defects. As a model organism, the mouse has already been widely used in bone-related research. Large diaphyseal bone defect models in mice, however, are sparse and often use bone fixation which fills the bone marrow cavity and does not provide optimal mechanical stability. The objectives of the current study were to develop a critical-size, segmental, femoral defect in nude mice. A 3.5-mm mid-diaphyseal femoral ostectomy (approximately 25% of the femur length) was performed using a dedicated jig, and was stabilized with an anterior located locking plate and 4 locking screws. The bone defect was subsequently either left empty or filled with a bone substitute (syngenic bone graft or coralline scaffold). Bone healing was monitored noninvasively using radiography and in vivo micro-computed-tomography and was subsequently assessed by ex vivo micro-computed-tomography and undecalcified histology after animal sacrifice, 10 weeks postoperatively. The recovery of all mice was excellent, a full-weight-bearing was observed within one day following the surgical procedure. Furthermore, stable bone fixation and consistent fixation of the implanted materials were achieved in all animals tested throughout the study. When the bone defects were left empty, non-union was consistently obtained. In contrast, when the bone defects were filled with syngenic bone grafts, bone union was always observed. When the bone defects were filled with coralline scaffolds, newly-formed bone was observed in the interface between bone resection edges and the scaffold, as well as within a short distance within the scaffold. 
The present model describes a reproducible critical-size femoral defect stabilized by plate osteosynthesis with low morbidity in mice. The new load-bearing segmental bone defect model could be useful for studying the underlying mechanisms in bone regeneration pertinent to orthopaedic applications.

Although mouse models are invaluable tools for bone tissue engineering, models of long bone defects are sparse. This need motivated development of the present protocol which uses a locking plate with four screws and a dedicated jig to perform and stabilize a reproducible, femoral, critical-size defect with low morbidity.

Estabelecimento de um Defeito Modelo segmentar Femoral Critical-size em Ratos estabilizada por osteossíntese Placa

The use of tissue-engineered bone constructs is an appealing strategy to overcome drawbacks of autografts for the treatment of massive bone defects. As a ...

An Intramedullary Locking Nail for Standardized Fixation of Femur Osteotomies to Analyze Normal and Defective Bone Healing in Mice

Bone healing models are essential to the development of new therapeutic strategies for clinical fracture treatment. Furthermore, mouse models are becoming more commonly used in trauma research. They offer a large number of mutant strains and antibodies for the analysis of the molecular mechanisms behind the highly differentiated process of bone healing. To control the biomechanical environment, standardized and well-characterized osteosynthesis techniques are mandatory in mice. Here, we report on the design and use of an intramedullary nail to stabilize open femur osteotomies in mice. The nail, made of medical-grade stainless steel, provides high axial and rotational stiffness. The implant further allows the creation of defined, constant osteotomy gap sizes from 0.00 mm to 2.00 mm. Intramedullary locking nail stabilization of femur osteotomies with gap sizes of 0.00 mm and 0.25 mm result in adequate bone healing through endochondral and intramembranous ossification. Stabilization of femur osteotomies with a gap size of 2.00 mm results in atrophic non-union. Thus, the intramedullary locking nail can be used in healing and non-healing models. A further advantage of the use of the nail compared to other open bone healing models is the possibility to adequately fix bone substitutes and scaffolds in order to study the process of osseous integration. A disadvantage of the use of the intramedullary nail is the more invasive surgical procedure, inherent to all open procedures compared to closed models. A further disadvantage may be the induction of some damage to the intramedullary cavity, inherent to all intramedullary stabilization techniques compared to extramedullary stabilization procedures.

This protocol describes an osteosynthesis technique using an intramedullary locking nail for standardized fixation of femur osteotomies, which can be used to analyze normal and defective bone healing in mice.

Uma haste intramedular de bloqueio para Padronizado Fixação do fêmur Osteotomias para analisar normal e defeituosa cicatrização óssea em ratos

Bone healing models are essential to the development of new therapeutic strategies for clinical fracture treatment. Furthermore, mouse models are becoming ...

Method of Direct Segmental Intra-hepatic Delivery Using a Rat Liver Hilar Clamp Model

Major hepatic surgery with inflow occlusion, and liver transplantation, necessitate a period of warm ischemia, and a period of reperfusion leading to ischemia/reperfusion (I/R) injury with myriad negative consequences. Potential I/R injury in marginal organs destined for liver transplantation contributes to the current donor shortage secondary to a decreased organ utilization rate. A significant need exists to explore hepatic I/R injury in order to mediate its impact on graft function in transplantation. Rat liver hilar clamp models are used to investigate the impact of different molecules on hepatic I/R injury. Depending on the model, these molecules have been delivered using inhalation, epidural infusion, intraperitoneal injection, intravenous administration or injection into the peripheral superior mesenteric vein. A rat liver hilar clamp model has been developed for use in studying the impact of pharmacologic molecules in ameliorating I/R injury. The described model for rat liver hilar clamp includes direct cannulation of the portal supply to the ischemic hepatic segment via a side branch of the portal vein, allowing for direct segmental hepatic delivery. Our approach is to induce ischemia in the left lateral and median lobes for 60 min, during which time the substance under study is infused. In this case, pegylated-superoxide dismutase (PEG-SOD), a free radical scavenger, is infused directly into the ischemic segment. This series of experiments demonstrates that infusion of PEG-SOD is protective against hepatic I/R injury. Advantages of this approach include direct injection of the molecule into the ischemic segment with consequent decrease in volume of distribution and reduction in systemic side effects.

A unique rat liver hilar clamp model was developed for studying the impact of pharmacologic molecules in ameliorating ischemia-reperfusion injury. This model includes direct cannulation of the portal supply to the ischemic liver segment via a branch of the portal vein, allowing for direct hepatic delivery.

Método de entrega directa segmentos intra-hepática Usando um modelo de rato Liver Hilar Grampo

Major hepatic surgery with inflow occlusion, and liver transplantation, necessitate a period of warm ischemia, and a period of reperfusion leading to ...

In Vivo Evaluation of Fracture Callus Development During Bone Healing in Mice Using an MRI-compatible Osteosynthesis Device for the Mouse Femur

Endochondral fracture healing is a complex process involving the development of fibrous, cartilaginous, and osseous tissue in the fracture callus. The amount of the different tissues in the callus provides important information on the fracture healing progress. Available in vivo techniques to longitudinally monitor the callus tissue development in preclinical fracture-healing studies using small animals include digital radiography and &#181;CT imaging. However, both techniques are only able to distinguish between mineralized and non-mineralized tissue. Consequently, it is impossible to discriminate cartilage from fibrous tissue. In contrast, magnetic resonance imaging (MRI) visualizes anatomical structures based on their water content and might therefore be able to noninvasively identify soft tissue and cartilage in the fracture callus. Here, we report the use of an MRI-compatible external fixator for the mouse femur to allow MRI scans during bone regeneration in mice. The experiments demonstrated that the fixator and a custom-made mounting device allow repetitive MRI scans, thus enabling longitudinal analysis of fracture-callus tissue development.

In Vivo Evaluation of Fracture Callus Development During Bone Healing in Mice Using an MRI-compatible Osteosynthesis Device for the Mouse Femur

The evaluation of tissue development in the fracture callus during endochondral bone healing is essential to monitor the healing process. Here, we report the use of a magnetic resonance imaging (MRI)-compatible external fixator for the mouse femur to allow MRI scans during bone regeneration in mice.

Na Vivo Avaliação do desenvolvimento de calo de fratura durante a consolidação óssea em ratos usando um dispositivo de osteossíntese compatível com MRI para o fêmur de Mouse

Endochondral fracture healing is a complex process involving the development of fibrous, cartilaginous, and osseous tissue in the fracture callus. The ...

Using a Knee Arthrometer to Evaluate Tissue-specific Contributions to Knee Flexion Contracture in the Rat

Normal knee range of motion (ROM) is critical to well-being and allows one to perform basic activities such as walking, climbing stairs and sitting. Lost ROM is called a joint contracture and results in increased morbidity. Due to the difficulty of reversing established knee contractures, early detection is important, and hence, knowing risk factors for their development is essential. The rat represents a good model with which the effect of an intervention can be studied due to the similarity of rat knee anatomy to that of humans, the rat's ability to tolerate long durations of knee immobilization in flexion, and because mechanical data can be correlated with histologic and biochemical analysis of knee tissue.
Using an automated arthrometer, we demonstrate a validated, precise, reproducible, user-independent method of measuring the extension ROM of the rat knee joint at specific torques. This arthrometer can be used to determine the effects of interventions on knee joint ROM in the rat.

The goal of the protocol is to measure the extension range of motion of the rat knee. The effects of various diseases that increase the stiffness of the knee joint and the effectiveness of treatments can be quantified.

Usando um artrômetro de joelho para avaliar as contribuições de tecido-específica para contratura de flexão do joelho em ratos

Normal knee range of motion (ROM) is critical to well-being and allows one to perform basic activities such as walking, climbing stairs and sitting. Lost ...

A Rat Carotid Artery Pressure-Controlled Segmental Balloon Injury with Periadventitial Therapeutic Application

Cardiovascular disease remains the leading cause of death and disability worldwide, in part due to atherosclerosis. Atherosclerotic plaque narrows the luminal surface area in arteries thereby reducing adequate blood flow to organs and distal tissues. Clinically, revascularization procedures such as balloon angioplasty with or without stent placement aim to restore blood flow. Although these procedures reestablish blood flow by reducing plaque burden, they damage the vessel wall, which initiates the arterial healing response. The prolonged healing response causes arterial restenosis, or re-narrowing, ultimately limiting the long-term success of these revascularization procedures. Therefore, preclinical animal models are integral for analyzing the pathophysiological mechanisms driving restenosis, and provide the opportunity to test novel therapeutic strategies. Murine models are cheaper and easier to operate on than large animal models. Balloon or wire injury are the two commonly accepted injury modalities used in murine models. Balloon injury models in particular mimic the clinical angioplasty procedure and cause adequate damage to the artery for the development of restenosis. Herein we describe the surgical details for performing and histologically analyzing the modified, pressure-controlled rat carotid artery balloon injury model. Additionally, this protocol highlights how local periadventitial application of therapeutics can be used to inhibit neointimal hyperplasia. Lastly, we present light sheet fluorescence microscopy as a novel approach for imaging and visualizing the arterial injury in three-dimensions.

The rat carotid artery balloon injury mimics the clinical angioplasty procedure performed to restore blood flow in atherosclerotic vessels. This model induces the arterial injury response by distending the arterial wall, and denuding the intimal layer of endothelial cells, ultimately causing remodeling and an intimal hyperplastic response.

Uma lesão de balão segmental controlada por pressão da artéria de rato com aplicação terapêutica periadventicional

Cardiovascular disease remains the leading cause of death and disability worldwide, in part due to atherosclerosis. Atherosclerotic plaque narrows the ...

Protocol for Developing a Femur Osteotomy Model in Wistar Albino Rats

Fracture healing is a physiological process resulting in the regeneration of bone defects by the coordinated action of osteoblasts and osteoclasts. Osteoanabolic drugs have the potential to augment the repair of fractures but have constraints like high costs or undesirable side effects. The bone healing potential of a drug can initially be determined by in vitro studies, but in vivo studies are needed for the final proof of concept. Our objective was to develop a femur osteotomy rodent model that could help researchers understand the development of callus formation following fracture of the shaft of the femur and that could help establish whether a potential drug has bone healing properties. Adult male Wistar albino rats were used after Institutional Animal Ethics Committee clearance. The rodents were anesthetized, and under aseptic conditions, complete transverse fractures at the middle one-third of the shafts of the femurs were created using open osteotomy. The fractures were reduced and internally fixed using intramedullary K-wires, and secondary fracture healing was allowed to take place. After surgery, intraperitoneal analgesics and antibiotics were given for 5 days. Sequential weekly x-rays assessed callus formation. The rats were sacrificed based on radiologically pre-determined time points, and the development of the fracture callus was analyzed radiologically and using immunohistochemistry.

Here, we present a protocol to iatrogenically fracture the shaft of the femur of Wistar albino rats and follow up on the development of the callus. This femur osteotomy model can help researchers evaluate the process of fracture healing and to study how a drug could influence fracture healing.

Protocolo para o Desenvolvimento de um Modelo de Osteotomia do Fêmur em Ratos Albinos Wistar

Fracture healing is a physiological process resulting in the regeneration of bone defects by the coordinated action of osteoblasts and osteoclasts. ...