Nós gostaríamos de agradecer o apoio financeiro do MRC Reino Unido (G0800498). Gostaríamos também de agradecer ao professor JM Fritschy, da Universidade de Zurique, para a prestação do anticorpo GABA A -R específico da subunidade γ2 e Professor R. Harvey, UCL School of Pharmacy, para a prestação do pcDNA 3.1 (+) vetores de expressão contendo resistência a antibióticos genes para a produção de linhas celulares HEK293 transfectadas de forma estável.

<ol>
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The authors declare that they have no competing financial interests.

Apesar de este protocolo não é tecnicamente difícil de realizar, existem vários passos críticos que devem ser seguidos para alcançar os ensaios de co-cultura mais precisas e repetíveis. Em primeiro lugar, em cultura de neurônios espinhosos médios devem ser semeadas em uma densidade ideal. Se semeadas muito baixa densidade, neurónios tendem a desenvolver-se muito lentamente e sobrevivência é grandemente reduzida. Por outro lado, se semeadas muito densamente, os neurónios tendem a agregar o que compromete a análise de contactos com células HEK293. Em segundo lugar, é recomendado para expressar transitoriamente um repórter fluorescente, GFP ou mCherry em células HEK293 que expressam estavelmente Rs GABA A, antes da tecendo-os para a co-cultura. Isso permite que o reconhecimento confiável de células HEK293, que podem ser comprometidos por semelhança em forma e tamanho entre essas células e células glia raro sobreviver em culturas neuronais. Para alcançar a transfecção eficiente com GFP ou mCherry cDNA, as linhas celulares HEK293 tem que estar na fase de crescimento exponencial esemeadas a uma densidade adequada em placas de 6 poços. Semeadura escassa seguida de transfecção fará com que as células a crescer mal, enquanto que sobre-semeadura vai impedir as células de tomar-se o cDNA. Idealmente, as células devem ser semeadas de modo a que eles estão entre 70 - 90% confluentes no dia da transfecção. Em terceiro lugar, a transfecção deve ser optimizada para cada linha celular utilizada, como algumas linhas de células são mais sensíveis do que os outros. Isto é porque o GABA A expressão constitutiva em células HEK293 R reduz a sobrevivência celular e a capacidade das células para se recuperar após a transfecção. Além disso, a sobrevivência depende do tipo de Rs GABA A expressos em células HEK293, com algumas linhas de células sendo significativamente mais sensíveis do que os outros. A transfecção usando o reagente de lipossomas é um método ideal para a expressão de proteínas estranhas em linhas de células de crescimento rápido, proporcionando tanto a alta eficiência de transfecção e nível de expressão. No entanto, este reagente causa demasiados danos ao crescimento lento, linhas celulares, paraque usamos regularmente um reagente de transfecção não lipossomal. Este trabalha de uma maneira semelhante ao reagente lipossomal mas a quantidade de ADN necessário para a transfecção eficiente é significativamente reduzida. Isto permite uma maior sobrevivência celular (aproximadamente 80 - 90% em comparação com 60% utilizando reagente lipossómico) mas com menor eficiência de transfecção (60%). Por último, o número de controlo HEK293 ou α1 / β2 / γ2 HEK293 expressando células adicionadas às culturas neuronais tem de ser optimizado. Adicionando muito poucas células compromete a análise bem sucedida de contactos entre as células HEK293 e neurônios, porque eles se tornam muito raro. Por outro lado, a adição de muitas células HEK293 que provoca a morte celular neuronal dentro de poucas horas. Embrionárias culturas de neurônios espinhosos médios devem, idealmente, ser preparado usando tecido estriado dissecado de 15 anos de idade embrionária - 17. No entanto, acontece frequentemente que os embriões são ligeiramente mais jovens ou mais velhos do que a idade ideal. Neste caso, o número de neurônios semeadas em cultura vaiprecisa ser variada. Os tecidos que é mais jovem do que E15 podem precisar de ser semeadas a uma densidade ligeiramente mais baixa, ao passo que o tecido é mais velha do que E17 podem precisar de ser semeadas a uma densidade mais elevada, para permitir a sobrevivência celular óptimo. Além disso, o citosina-arabinósido (Ara-C) pode necessitar de ser adicionados a culturas mais velhas para evitar o crescimento de células da glia, a qual é mais abundante em tecidos mais velhos. Ao criar co-culturas, é importante para a chapa do número optimizado de HEK293 transfectadas ou α1 / β2 / γ2 células HEK293 que expressam, como mencionado acima. No entanto, pode ser necessário para determinar esta linha de células para cada indivíduo, por causa das diferenças na sua sobrevivência. Tipicamente, 30.000 células num volume máximo de 50 mL deve ser adicionada a cada poço de um prato de 24 poços, que já contém 500 ul de meio de cultura neuronal, como isso garante que o meio neuronal condicionado não é muito diluída, e que as condições dentro de cada bem permanecer relativamente constante, por exemplo, </em&gt; A concentração de factores de crescimento. A adição de volumes superiores a 50 ul a cada poço, em geral, matar os neurónios. Um dos principais inconvenientes da técnica de co-cultura é que as culturas neuronais são criados a partir de células dissociadas cultivadas como uma monocamada, o que significa que os neurónios foram removidos do seu microambiente normal e são incapazes de estabelecer a sua organização anatómica normal. Portanto, eles não têm as conexões apropriadas, insumos e moléculas secretadas a partir de outras células que podem influenciar as fases iniciais de desenvolvimento sinapse. Por exemplo, in vivo neurônios espinhosos médios são densamente inervados por entradas glutamatérgicos do outras regiões do cérebro 34 córtex, tálamo e, no entanto, em nossas culturas neuronais sinapses glutamatérgicos não fazem, porque essas entradas são danificados durante a dissecção do tecido estriado. Como a ausência de sinapses funcionais glutamatérgicos em neurônios espinhosos médios cultivadas affECTS sua capacidade de formar sinapses GABAérgicos uns com os outros e / ou células HEK293 expressando GABA A Rs permanece uma questão em aberto. Esta questão poderia ser facilmente tratadas pela cultura de neurônios espinhosos médios junto com os neurônios glutamatérgicos corticais permitindo-lhes formar sinapses funcionais 35 antes da adição de células HEK293. Uma abordagem alternativa seria a de criar um sistema de modelo de co-cultura com base em culturas organotípicas de fatias, que mantêm a citoarquitetura alguns dos quais pode ser importante para a maturação e a formação de sinapses. No entanto, as culturas fatia organotypic ter neuropil densa e heterogênea que pode comprometer a análise realizada aqui. Outra desvantagem importante da utilização de ensaios de co-cultura é que o GABA Um Rs expressa na superfície de células HEK293 não são agrupados à medida que são em neurónios, embora isto não parece ser necessário para a formação de sinapses dada uma expressão bastante elevada superfície 30. Por exemplo, no rOdent cérebro e nas culturas do hipocampo, a α1 GABA A R subunidade é encontrado na maioria das sinapses GABAérgicos em todos os domínios pós-sinápticos de células piramidais. No entanto, o α2 está especificamente localizado em um subconjunto de sinapses no somata e dendritos, mas é altamente enriquecida no segmento axonal inicial, conforme revelado por microscopia de imunofluorescência e de electrões 36. Dado que a formação de sinapses nas co-culturas ainda pode ser detectado com segurança e analisados ​​30, isto sugere que a densidade de GABA A Rs na superfície celular de células HEK293 que pode ser semelhante a, ou até mesmo maior do que a densidade destes receptores dentro sináptica clusters em neurônios. Isto pode explicar, pelo menos em parte, porque as proteínas sinápticas de adesão, tais como neuroligin, densidade e proteínas, tais como pós-sinápticos gephyrin, não são necessárias para a formação de sinapses nas co-culturas, se os Rs apropriadamente montados GABA A estão presentes em quantidade suficiente densidade. Está bem documentado que Rs GABAA são estruturalmente e funcionalmente heterogéneas, e que a composição de subunidades do receptor determina a sua localização subcelular e propriedades farmacológicas. Por exemplo, a incorporação das duas subunidades é conhecido por ser um pré-requisito para a localização sináptica de Rs GABA A, enquanto a subunidade é quase exclusivamente presente em Rs extrasynaptic GABA A. Os receptores que incorporam apenas αβ combinações também são pensados ​​para ser predominantemente localizada para os domínios extrasynaptic 12- 14. Se esta especificidade é mantida no nosso sistema de co-cultura pode ser facilmente testada por transfecção transiente, 2 ou subunidade cDNAs em linhas de células HEK293 que expressam estavelmente subunidades α e β, antes de adicioná-los para culturas neuronais. As nossas experiências preliminares usando esta abordagem têm sugerido que os contactos sinápticos são prontamente formadas apenas na presença da subunidade 2, indicando que a especituais observada in vivo é susceptível de ser preservada in vitro (dados não mostrados). Além disso, Rs GABA A que incorporam diferentes subunidades α são seletivamente localizada contatos sinápticos formados com tipos específicos de neurônios pré-sinápticos. Por exemplo, no globo pálido, o Rs α1-GABA A são geralmente encontradas em striatopallidal (str-GP) e (GP-GP) palliopallidal sinapses, que estão localizados em regiões somáticas e dendritos dos neurónios espinhosos médios, respectivamente. Os Rs α3-GABA A estão localizados em regiões perisomatic de neurônios espinhosos médios e são contactados por colaterais axônio GP locais, enquanto os Rs α2-GABA A estão localizados em dendritos distais desses neurônios e contatou principalmente pelas entradas do striatum 32. Expressão de subunidades α específicos em diferentes tipos de sinapses e em diferentes compartimentos neuronais também foi demonstrada em outras áreas do cérebro, tais como Hippocampus 21 e neocórtex 18,20. Estes resultados levantam a questão sobre a forma como as sinapses inibitórias específicas são formadas no cérebro. Será que a adesão de um tipo específico de terminal pré-sináptico induzir a inserção de subtipos de receptores GABA A R específicos para os pontos de contacto? São os receptores traficadas para locais subcelulares específicas de acordo com a sua composição subunidade, onde sua inserção membrana plasmática é um pré-requisito para a adesão dos terminais axonais de origem específica? Até o momento, estas questões continuam sem resposta. O uso de reduzidas sistemas modelo tais como o sistema modelo de co-cultura, nos permitem começar a responder perguntas este complexo porque o sistema é facilmente adaptado a uma transfecção de construções de ADN e aplicação dos reagentes e, mais importante, é adequada para análise de imagem de células vivas 30. Assim, usando este sistema de modelo que pode começar a testar o papel de moléculas individuais, incluindo diferentes tipos de Rs GABA A, saben de estar presente em contatos sinápticos. Outra vantagem é que as sinapses neste formulário modelo de sistema rapidamente, dentro de minutos a horas, reduzindo a duração do experimento. Sistemas modelo de co-cultura Similar foram empregadas com sucesso no passado para rastrear as moléculas synaptogenic novos 27,37,38. A compreensão de como o sistema nervoso central desenvolve, amadurece e formas conexões entre os neurônios tão intricada para controle, por exemplo, o comportamento ou cognição, é de fundamental importância. Este objectivo distante só será conseguida por delinear os mecanismos moleculares que regulam os passos individuais de reconhecimento e comunicação célula-a-célula durante o desenvolvimento. Devido à enorme complexidade, os detalhes moleculares desses múltiplas interações celulares atualmente pode ser estudado com precisão apenas em sistemas reduzidos. No entanto, a capacidade de aumentar a complexidade destes sistemas expressando múltiplas combinações de proteínas e como estudareles interagem tem algumas vantagens em comparação com, por exemplo, abordagens genéticas de deleção. Isto é porque a interpretação exacta dos efeitos de uma única deleção do gene é muitas vezes comprometido por alterações associadas com mecanismos compensatórios mascarando os efeitos de lesões originais, particularmente no desenvolvimento do cérebro. A técnica de co-cultura, mas informativa simples aqui descrita permitiu uma descoberta do papel estrutural de GABA A Rs na formação de sinapses e abriu a possibilidade de se investigar como Rs GABA A e outras moléculas de adesão celular e / ou proteínas de matriz sinápticas interagem uns com os outros durante a sinaptogênese. Proteínas de matriz sinápticas são de particular interesse uma vez que elas tenham sido recentemente demonstrado desempenhar um papel chave na formação de sinapses glutamatérgicas 39. Continuação do desenvolvimento de modelos de co-cultura é importante porque eles têm o potencial de aumentar o nosso conhecimento dos mecanismos moleculares que norteiam o &#39;normal &amp;# 8217; o desenvolvimento do cérebro e, assim, aumentar a nossa compreensão de como esses mecanismos são alterados em muitas doenças do neurodesenvolvimento, como a epilepsia, esquizofrenia, transtornos do espectro do autismo e muitos outros.

GABA é um dos primeiros neurotransmissores encontrados no cérebro embrionário, que precede o mais abundante neurotransmissor excitatório glutamato 1. Durante o desenvolvimento, GABA despolariza e excita neurônios imaturos, desempenhando um papel fundamental na regulação da proliferação celular, migração e formação de redes neuronais sem induzir excitotoxicidade. No cérebro adulto, o potencial de inversão para os canais dos receptores GABA A é deslocado para potenciais mais negativos, devido a uma diminuição na concentração intracelular de cloreto. Este efeito é causado por sobre-regulação do cloreto de potássio-co-transportador (KCC2), que transporta cloreto de fora da célula, e, em paralelo, a regulação negativa do transportador-potássio-cloreto de sódio (NKCC1), que tem 2 o efeito oposto. No cérebro, o GABA liga-se principalmente aos receptores GABA A, quer B ou GABA para mediar rápido ou lento inibição sináptica, respectivaly. Rs GABA A são uma classe de receptores também conhecidos como ionotrópica heteropentamérica ou canais iônicos Cys de circuito fechado por ligante. Duas moléculas de GABA são necessários para a activação do receptor, que é permeável aos iões cloreto e, em menor grau, os iões de bicarbonato. O aumento na condutância do cloreto diminui a eficácia de despolarização, eventos excitatórios na activação do neurónio pós-sináptico 3. Diversidade estrutural dos Rs GABA A tem sido reconhecida como um fator chave na determinação da sua vasta gama de propriedades funcionais e farmacológicas. Rs nativo GABA A são hetero-pentâmeros compostas por subunidades com múltiplas isoformas classificadas como: α (1-6), β (1-3), γ (1-3), δ, ε, π θ e 3, com um comum topologia transmembranar compreendendo um grande domínio N-terminal extracelular, quatro domínios transmembranares (TMS), e um grande domínio intracelular TMs entre 3 e 4 4. Oβ3 e γ2 subunidades são essenciais para a inibição sináptica e sobrevivência do organismo, porque ratinhos portadores de deleção genética destas subunidades morrer após o nascimento 5,6. Em contraste, as isoformas individuais de α subunidade são importantes para a função das conexões sinápticas específicas no cérebro associada com diferentes comportamentos, tais como a ansiedade, sedação, excitação, e outros, mas não são, individualmente, essencial para a vida 7-9. Rs GABA A são os principais locais de ação para uma variedade de drogas com sedativo potente, hipnóticos, ansiolíticos e efeitos anticonvulsivantes, tais como benzodiazepínicos, barbitúricos, neuroesteróides e anestésicos 7,10,11. Rs Synaptic GABAA normalmente contêm uma subunidade γ2, duas subunidades β (mais comumente β2 ou β3) e duas subunidades α (α1, α2, α3 ou α5) 12,13. A classe predominante dos receptores extra-sináptica contém a subunidade δ em combinaçãocom duas subunidades α (α4 ou α6) e duas subunidades β (β2 ou β3 14). Localização subcelular de GABA A Rs para axónios, os dendritos ou soma, e inserção na membrana do plasma são dependentes da presença de β-subunidades 15,16. No entanto, a incorporação selectiva de diferentes subtipos de receptores GABA A R em tipos diferentes de sinapses se correlaciona bem com a presença de subunidades α específicos (α1, α2, α3 ou α5) 7,17,18. É importante ressaltar que a eliminação de α1 ou α2 subunidade em ratos provoca alterações ultra-estruturais em sinapses inibitórias 19. Isto sugere que o GABA A RS si pode desempenhar um papel direto na regulação formação de sinapses. As evidências indicam que o desenvolvimento GABAérgica sinapse é precisamente uma sequência coordenada de eventos, nos quais ambos os alvos neuronais contactado por diferentes tipos de axónios e os receptores inibitórios que são agrupadas emcada classe de sinapse inibitória são seletivos e funcionalmente sintonizados 17,20-22. Este princípio fundamental de especificidade nas sinapses GABAérgicos levanta a questão de como os parceiros de pré e pós-sinápticos reconhecer uns aos outros durante o início de contatos sinápticos. Os ensaios in vitro de co-cultura foram aplicadas com sucesso para estudar alguns dos mecanismos de formação de sinapses e para testar o papel de proteínas que atravessam a fenda sináptica individuais neste processo. Uma das trans-sinápticos combinações de proteínas comuns interagindo que funcionam bi-direcional para mediar a formação de sinapses e maturação, são o neurexinas (Nrxns) e neuroligins (NLS). Nrxns são proteínas pré-sinápticas que apresentam splicing alternativo dentro de seus domínios de proteínas de ligação do hormônio laminina-neurexin sexo, dando origem a muitas isoformas diferentes 23. Enquanto o Nrxns também interagir com outras proteínas, NLS são pensados ​​para ser seu pa pós-sináptica onipresentertners 24. Juntas, estas proteínas contribuem para manter as membranas pré-sinápticas e pós-sinápticos em estreita e rígida aposição 25. As duas isoformas mais abundantes são NL-1 e NL-2, que estão presentes em excitatórios e inibitórios sinapses, respectivamente 26. Um dos primeiros sistemas de modelo de co-cultura, concebidos para investigar interacções proteína trans-sinápticos, empregues diferentes tipos de células não-neuronais, linhas de células imortais mais comumente, tais como rim embrionário humano (HEK) 293, a sobre-expresso NL- 2. Quando estas células foram cultivadas com neurónios pontine, foi observada uma acumulação de proteínas pré-sinápticos em estreita proximidade com a superfície das células HEK, indicando a formação de contactos de sinapses semelhante. A adição de β-solúvel neurexin a estes co-culturas inibiu a formação de contatos, o que sugere que as interações trans-sinápticas entre Nrxns e NLS são necessários para a formação de contacto sináptico 27. Além disso, a expressão transientede β-neuroxinas em células COS (C V-1 (símia) em O rigin, e que transporta o material genético S V40) co-cultivadas com glutamatérgica dissociada do hipocampo e neurónios GABAérgicos expressão induzida do gephryin proteína pós-sináptica de GABA A e R subunidades γ2 e α2 nos pontos de contato entre esses dois tipos de células 28. Outro exemplo de um modelo de co-cultura utilizado para estudar a formação de sinapses envolvidos células HEK293, transitoriamente transfectadas com as subunidades do receptor GABA A R α2 / β3 / γ2 e NL-2, e uma população mista de neurónios hipotalâmicos 29. Este estudo concluiu que a expressão de NL-2 é uma exigência absoluta para a formação de sinapses inibitórias. Α1 No entanto, no estudo recente de co-cultura, estavelmente transfectadas / β2 / γ2 GABA A Rs em células HEK293 foram encontrados para ser suficiente para induzir as sinapses funcionais quando co-cultivadas com med GABAérgicosneurônios espinhosos ium, sem a necessidade de proteínas adicionais de adesão trans-sinápticos ou pós-sinápticos. No entanto, foi observado um aumento de destaque na formação e força sinapse quando NL-2 foi co-expressa com GABA A Rs 30. Isto indica que este sistema de modelo de co-cultura tem vantagens sobre os sistemas de modelos anteriormente descritos, com mais evidência um aumento da sensibilidade e fiabilidade da detecção de contacto sináptico. Dois factores importantes que contribuem para a melhoria global na detecção de contactos sinápticos são: i) A utilização de linhas de células estavelmente transfectadas HEK293 com expressão elevada e consistente de R subunidades GABA A na superfície de células individuais. Essa consistência facilita as comparações quantitativas entre diferentes condições de co-cultura. ii) A utilização de uma população pura de neurónios GABAérgicos espinhosas meio cultivado a partir do corpo estriado embrionário 31 remove as ambiguidades e as complicações resultantes da utilização de populações mistas neuronais e alows, por exemplo, a selecção de um dos tipos de receptores GABA A pós-sinápticos R mais apropriados que podem ser comparados uns com os outros durante a formação de sinapses. Formação de sinapses é pensado para envolver muitos sinais trans-sinápticos dentro complexos de adesão celular pré e pós-sinápticos. Devido à natureza bi-direccional de sinalização sináptica e os números absolutos de moléculas de adesão celular, é difícil identificar os principais componentes envolvidos na formação de sinapses. Assim, a transfecção de uma única proteína de adesão da célula para uma célula não-neuronal (neste caso, os dois alvos pós-sinápticos mais prevalentes para GABAérgicos neurónios espinhosos médios in vivo, α1 / β2 / ou γ2 α1 / β3 / γ2 GABA A Rs 32) grandemente reduz a complexidade de sinais de trans-sináptica disponíveis na superfície pós-sináptico e permite a análise quantitativa rigorosa da eficácia da presente proteína para promover a formação de sinapses.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1601">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:469px;">Name</td>
			<td style="width:627px;">Company/Individual</td>
			<td style="width:111px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:396px;">Comments</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:469px;">DMEM (Dulbecco&#8217;s Modified Eagle Serum)</td>
			<td style="width:627px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:111px;">11960-044</td>
			<td style="width:396px;">Warm in water bath at 37 &#176; &#1057; before use</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:469px;">L-Glutamine</td>
			<td style="width:627px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:111px;">25030-024</td>
			<td style="width:396px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:469px;">Penicillin/Streptomycin</td>
			<td style="width:627px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:111px;">15070-063</td>
			<td style="width:396px;">Danger: irritant</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:469px;">FBS (Fetal Bovine Serum)</td>
			<td style="width:627px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:111px;">10106-169</td>
			<td style="width:396px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:469px;">Neurobasal</td>
			<td style="width:627px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:111px;">21103-049</td>
			<td style="width:396px;">Warm in water bath at 37 &#176; &#1057; before use</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:469px;">B27 Supplement</td>
			<td style="width:627px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:111px;">17504-044</td>
			<td style="width:396px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:469px;">Glucose</td>
			<td style="width:627px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:111px;">G8769</td>
			<td style="width:396px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:469px;">HBSS (10X)</td>
			<td style="width:627px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:111px;">14180-046</td>
			<td style="width:396px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:469px;">HEPES (1M)</td>
			<td style="width:627px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:111px;">15630-056</td>
			<td style="width:396px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:469px;">PBS (1X)</td>
			<td style="width:627px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:111px;">10010-031</td>
			<td style="width:396px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="41" rowspan="2" style="height:41px;width:469px;">pcDNATM 3.1 (+) Mammalian Expression Vector (Geneticin-selection)</td>
			<td rowspan="2" style="width:627px;">Life Technologies</td>
			<td rowspan="2" style="width:111px;">V790-20</td>
			<td rowspan="2" style="width:396px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:469px;">pcDNATM 3.1 (+) Mammalian Expression Vector (Zeocin-selection)</td>
			<td style="width:627px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:111px;">V860-20</td>
			<td style="width:396px;"></td>
		</tr>
		<tr height="46">
			<td height="46" style="height:46px;width:469px;">pcDNATM 3.1 (+) Mammalian Expression Vector (Hygromycin-selection)</td>
			<td style="width:627px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:111px;">V870-20</td>
			<td style="width:396px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:469px;">Stable HEK&#945;1&#946;2&#947;2 line</td>
			<td style="width:627px;">Sanofi-Synthelabo, Paris</td>
			<td style="width:111px;"></td>
			<td style="width:396px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:469px;">Poly-D-lysine</td>
			<td style="width:627px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:111px;">P1149</td>
			<td style="width:396px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:469px;">G418 disulfate salt (Geneticin)</td>
			<td style="width:627px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:111px;">G5013</td>
			<td style="width:396px;">Danger: irritant</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:469px;">Phleomycin D1 (Zeocin)</td>
			<td style="width:627px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:111px;">R25001</td>
			<td style="width:396px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:469px;">Hygromycin B</td>
			<td style="width:627px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:111px;">10687-010</td>
			<td style="width:396px;">Danger: toxic, irritant and corrosive</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:469px;">Trypsin-EDTA</td>
			<td style="width:627px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:111px;">25300-054</td>
			<td style="width:396px;">Warm in water bath at 37 &#176; &#1057; before use Danger: Irritant.</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:469px;">Poly-L-lysine</td>
			<td style="width:627px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:111px;">P6282</td>
			<td style="width:396px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:469px;">Laminin</td>
			<td style="width:627px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:111px;">L2020</td>
			<td style="width:396px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:469px;">100 &#956;m Nylon Cell Strainer</td>
			<td style="width:627px;">VWR</td>
			<td style="width:111px;">734-0004</td>
			<td style="width:396px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:469px;">Cytosine &#946;-D-arabinofuranoside (Ara-C)</td>
			<td style="width:627px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:111px;">C1768</td>
			<td style="width:396px;">Danger: Irritant</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:469px;">Chelating agent (Versene)</td>
			<td style="width:627px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:111px;">15040-033</td>
			<td style="width:396px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:469px;">liposomal transfection reagent (Lipofectamine LTX) with liposomal transfection buffering reagent (PLUS reagent).</td>
			<td style="width:627px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:111px;">15338-100</td>
			<td style="width:396px;">Alternative transfection method: Effectene Reagent</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:469px;">Non-liposomal transfection reagent (Effectene reagent)</td>
			<td style="width:627px;">Qiagen</td>
			<td align="right" style="width:111px;">301425</td>
			<td style="width:396px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:469px;">Reduced serum medium (Opti-MEM)</td>
			<td style="width:627px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:111px;">11058-021</td>
			<td style="width:396px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:469px;">Mouse anti-Synaptotagmin antibody conjugated to Cy5</td>
			<td style="width:627px;">Synaptic Systems</td>
			<td style="width:111px;">105311C5</td>
			<td style="width:396px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:469px;">Neurobasal A</td>
			<td style="width:627px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:111px;">10888-022</td>
			<td style="width:396px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:469px;">Sodium Chloride (NaCl)</td>
			<td style="width:627px;">VWR</td>
			<td align="right" style="width:111px;">27810.364</td>
			<td style="width:396px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:469px;">Glycine</td>
			<td style="width:627px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:111px;">G1726</td>
			<td style="width:396px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:469px;">BSA (Bovine Serum Albumin)</td>
			<td style="width:627px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:111px;">A3294</td>
			<td style="width:396px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="64" rowspan="3" style="height:64px;width:469px;">Guinea pig anti-&#947;2 GABAA receptor antibody</td>
			<td style="width:627px;">Prof. Jean Marc Fritschy</td>
			<td rowspan="3" style="width:111px;">N/A</td>
			<td rowspan="3" style="width:396px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:627px;">(Institute of Zurich, Switzerland) Fritschy, J.M and Mohler, H.</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:627px;">J. Comp. Neurol. 359 (1) 154&#8211;194 (1995).</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:469px;">Triton X-100</td>
			<td style="width:627px;">Promega</td>
			<td style="width:111px;">H5141</td>
			<td style="width:396px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:469px;">Mouse anti-Glutamate Decarboxylase (GAD)65 antibody</td>
			<td style="width:627px;">Merck Millipore</td>
			<td style="width:111px;">MAB351</td>
			<td style="width:396px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:469px;">Mouse anti-synapsin antibody</td>
			<td style="width:627px;">Synaptic Systems</td>
			<td style="width:111px;">106-011</td>
			<td style="width:396px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:469px;">Mouse anti-&#946;2/3 antibody (BD17)</td>
			<td style="width:627px;">Merck Millipore</td>
			<td style="width:111px;">MAB341</td>
			<td style="width:396px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="43" rowspan="2" style="height:43px;width:469px;">Rabbit anti-&#945;1 GABAA receptor antibody</td>
			<td style="width:627px;">Professor Anne Stephenson</td>
			<td rowspan="2" style="width:111px;">N/A</td>
			<td rowspan="2" style="width:396px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:627px;">(UCL School of Pharmacy, London) FA Stephenson et al., J. Comp. Neurol.416 (2) 158-172.</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:469px;">Goat anti-guinea pig conjugated to Cy5 antibody</td>
			<td style="width:627px;">Merck Millipore</td>
			<td style="width:111px;">AP1085</td>
			<td style="width:396px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:469px;">Goat anti-mouse Alexa Fluor 488 antibody</td>
			<td style="width:627px;">Merck Millipore</td>
			<td style="width:111px;">AP124S</td>
			<td style="width:396px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:469px;">Goat anti-mouse Alexa Fluor 405 antibody</td>
			<td style="width:627px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:111px;">A31553</td>
			<td style="width:396px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:469px;">Goat anti-mouse Alexa Fluor 555 antibody</td>
			<td style="width:627px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:111px;">A21422</td>
			<td style="width:396px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:469px;">Goat anti-rabbit Alexa Fluor 488 antibody</td>
			<td style="width:627px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:111px;">A11008</td>
			<td style="width:396px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:469px;"><a name="RANGE!A49">Mounting reagent (Prolong Gold)</a></td>
			<td style="width:627px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:111px;">P36930</td>
			<td style="width:396px;">Use at room temperature</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

inhibitory synapse formation in a co-culture model incorporating gabaergic medium spiny neurons and hek293 cells stably expressing gabaa receptors

Inhibitory neurons act in the central nervous system to regulate the dynamics and spatio-temporal co-ordination of neuronal networks. GABA (&#947;-aminobutyric acid) is the predominant inhibitory neurotransmitter in the brain. It is released from the presynaptic terminals of inhibitory neurons within highly specialized intercellular junctions known as synapses, where it binds to GABAA receptors (GABAARs) present at the plasma membrane of the synapse-receiving, postsynaptic neurons. Activation of these GABA-gated ion channels leads to influx of chloride resulting in postsynaptic potential changes that decrease the probability that these neurons will generate action potentials. 
During development, diverse types of inhibitory neurons with distinct morphological, electrophysiological and neurochemical characteristics have the ability to recognize their target neurons and form synapses which incorporate specific GABAARs subtypes. This principle of selective innervation of neuronal targets raises the question as to how the appropriate synaptic partners identify each other. 
To elucidate the underlying molecular mechanisms, a novel in vitro co-culture model system was established, in which medium spiny GABAergic neurons, a highly homogenous population of neurons isolated from the embryonic striatum, were cultured with stably transfected HEK293 cell lines that express different GABAAR subtypes. Synapses form rapidly, efficiently and selectively in this system, and are easily accessible for quantification. Our results indicate that various GABAAR subtypes differ in their ability to promote synapse formation, suggesting that this reduced in vitro model system can be used to reproduce, at least in part, the in vivo conditions required for the recognition of the appropriate synaptic partners and formation of specific synapses. Here the protocols for culturing the medium spiny neurons and generating HEK293 cells lines expressing GABAARs are first described, followed by detailed instructions on how to combine these two cell types in co-culture and analyze the formation of synaptic contacts.

O protocolo para este neurónio-HEK293 sistema modelo de co-cultura de células foi afinado para permitir a sobrevivência celular óptimo. Neste sistema, a formação de contactos de sinapses-like e sua análise baseia-se na expressão estável e consistente de todas as três subunidades do receptor GABA A que R montar em um receptor funcional. Por conseguinte, é importante o uso de análise imunocitoquímica de teste para a expressão da subunidade na superfície da célula HEK293 antes de adicioná-los para culturas neuronais. Nestas experiências, a expressão de superfície da célula de α1, β2 e subunidades γ2 (Figura 1A), ou α1, β3 e γ2 subunidades (Figura 1B), foi detectada usando anticorpos específicos para a subunidade que se ligam aos epitopos extracelulares destas subunidades. Foi demonstrado um elevado grau de co-localização entre estas subunidades na superfície da HEK293. Depois de confirmar a expressão de superfície e de co-localização de GABA AR subunidades em HEK293 células, co-culturas foram preparadas utilizando HEK293 células que expressam subunidades α1 / β2 / γ2 GABA A e R neurônios espinhosos médios cultivadas por 14 dias (14 dias in vitro (DIV)). As células em co-cultura foram incubadas durante 24 h, fixadas e analisadas usando imunocitoquímica e microscopia confocal. Análise de contatos indicaram que GABAergic terminais do axônio GAD65 positivo formado apenas contatos esporádicos com o controle de células HEK293 (Figura 2A, 2B). O número de contatos detectados em 4 horas foi de 7,3 ± 0,9 por célula HEK293, e este número foi reduzido para 5,5 ± 0,5 conexões (média ± EPM) por célula HEK293 em 24 horas após a adição de células HEK293 aos neurônios cultivados. Em contraste, os terminais GAD65 positivas axônio GABAergic formado numerosos contactos sinapse-like com células HEK293 expressando Rs GABA A. O número de contatos obtidos em 4 h após a adição de células HEK293 foi de 28,3 ± 4,7 por célula HEK293, e esse número foi de novo aumentod para 52,1 ± 6,3 (média ± SEM) por célula HEK293 às 24 h em co-cultura (Figura 2A, 2B). Para determinar se esses contatos sinapse-like foram &#39;ativo&#39;, ou seja, apoiada liberação do transmissor vesicular, uma específica de domínio anti-synaptotagmin vesícula-luminal anticorpo Cy5 conjugado foi adicionado ao meio de co-cultura após 23 horas de incubação. Este anticorpo é apenas incorporados em terminais nervosos pré-sinápticos, quando se forma um poro entre o lúmen das vesículas sinápticas e o fluido extracelular na fenda sináptica durante a libertação de neurotransmissores. Após a libertação, o poro fechado, deixando a sinaptotagmina anticorpo fluorescente Cy5-conjugado ligado a sinaptotagmina dentro da vesícula. Desta forma, apenas as vesículas que participam activamente na libertação de neurotransmissores são marcados com o anticorpo. Nesses experimentos poucos ou nenhuns contactos entre o controle HEK293 células e os terminais dos neurônios espinhosos médios eram &quot;active &amp; #8217; como mostrado pela falta de co-localização entre o pré-sináptico GAD65 / fluorescência e sinaptotagmina mCherry fluorescência em células HEK293 (Figura 3A). Em contraste, foram formados vários contactos «activos» entre os terminais dos neurónios espinhosos médios e α1 / β2 / γ2-expressando células HEK293, como revelado por um elevado grau de co-localização entre GAD65 / sinaptotagmina e mCherry, expresso especificamente em células HEK293 ( A Figura 3B). Α1 Para testar se um diferente subtipo de receptores GABA A R também pode promover a formação de sinapses semelhante in vitro, que foram co-cultivadas / β3 / γ2 expressando células HEK293 com neurónios espinhosos médios. Mais uma vez, controle HEK293 raramente recebeu contatos com terminais pré-sinápticos sinapsina positivo atingindo 10,8 ± 0,48 contatos por celular HEK293 após 24 horas em co-cultura (Figura 4A esquerda, 4B) (± SEM média). No entanto, células HEK293 expressandoα1 / β3 / γ2 forma GABA A Rs significativamente mais contatos sinapse-like com terminais pré-sinápticos sinapsina-positivo de neurônios espinhosos médios atingindo 25,3 ± 0,27 (média ± SEM) contatos por celular HEK293 após 24 horas em co-cultura (Figura 4A direito, 4B). Isto indica que α1 / β3 / γ2 GABA A Rs expressa em células HEK293 que também são capazes de promover a formação de contacto sináptico, ainda que a sua potência é inferior à potência de α1 / β2 / Rs-γ2 contendo GABA A. Estas experiências indicam que o sistema de modelo de co-cultura desenvolvida no nosso laboratório permite a análise quantitativa da formação de contacto sináptico in vitro, bem como a avaliação da eficácia dos diferentes subtipos de Rs GABA A neste processo. Estas experiências demonstram ainda que Rs GABA A, além de serem componentes críticos de sinapses funcionais GABAérgicos, pode desempenhar um papel fundamentalno processo de reconhecimento e de formação de contactos sinápticos entre neurónios inibitórios e as células neuronais alvo adequadas, de forma independente de outras proteínas de adesão sinápticos. <img alt="A Figura 1" fo:content-width="6in" src="/files/ftp_upload/52115/52115fig1highres.jpg" width="600" /> Figura 1. A análise de expressão de receptores GABA A R α1 imunocitoquímica / β2 / ou γ2 α1 / β3 / γ2 em linhas celulares estáveis ​​HEK293. Os anticorpos que reconhecem os domínios extracelulares dos receptores GABA A subunidades R foram usadas para receptores de etiquetas expressas na superfície da célula. ( A) A linha de células HEK293 expressando α1 (Alexa Fluor 488), β2 (Alexa Fluor 555) e γ2 (Cy5) em níveis elevados. (B) linha celular HEK293 expressando α1 (Alexa Fluor 488), β2 (Alexa Fluor 555) e γ2 (Cy5)subunidades em níveis elevados. Barra de escala:. 10 mm <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52115/52115fig1highres.jpg" target="_blank">Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="A Figura 2" fo:content-width="6in" src="/files/ftp_upload/52115/52115fig2highres.jpg" width="600" /> Figura 2. GABAergic neurônios espinhosos médios formar contatos sinapse-like com α1 / β2 / γ2- células que expressam HEK293 em co-cultura. (A) A microscopia por fluorescência de terminais pré-sinápticos com anticorpos anti-GAD65 (em verde) e as células HEK293 com mCherry (em vermelho, à esquerda) ou o GABA A R γ2 subunidade (em azul, à direita), revelou pontos de co-localização entre estes marcadores que indicam a formação de contatos sinapse semelhante após 4 ou 24 horas em co-cultura. Barra de escala:. 10 mm (B) Análise quantitativa de co-como sinapse<html> ntacts. As células HEK293 foram identificados com base na sua forma, conforme revelado por DIC imagiologia e / ou expressão mCherry, e o número de contactos entre GAD-65 pontos lacrimais positiva (verde) e na superfície das células HEK293 foi contado por olho óptico em cada secção de um série Z-pilha (8-10) por célula utilizando o software de imagem, e expressa como o número de contactos / célula. O gráfico mostra o número de contatos entre os neurônios espinhosos médios e controle HEK293 células (cinza claro) ou α1 / β2 células / γ2-HEK293 (preto) após 4 e 24 horas de co-cultura (média ± SEM, n = 8 em cada condição de dois experimentos independentes). Esta figura foi modificada de Fuchs et al. (2013) 30. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52115/52115fig2highres.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <html> ad / 52115 / 52115fig3highres.jpg &quot;width =&quot; 600 &quot;/&gt; Rs Figura 3. GABA A promover a formação de contatos sinápticos ativos. Imunomarcação de contatos sinapse-like formados após 24 horas de co-cultura entre os terminais dos neurônios espinhosos médios positivos para GAD65 (Alexa Fluor 405 ciano) e (a) de controle de células HEK293, ou (B) / β2 / γ2 células HEK293-α1, ambos transfectadas transitoriamente com a construção mCherry (vermelho). Contactos activos são identificados por co-localização específica entre o domínio luminal vesícula anticorpo anti-sinaptotagmina (Cy5) e anticorpo específico de GAD65 tanto em terminais pré-sinápticos, e mCherry expressos em células HEK293. Barra de escala:. 10 mm <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52115/52115fig3highres.jpg" target="_blank">Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> igura 4 &quot;fo: content-width =&quot; &quot;src =&quot; 6 pol / files / ftp_upload / 52115 / 52115fig4highres.jpg &quot;width =&quot; 600 &quot;/&gt; Figura 4. GABAergic neurônios espinhosos médios formar contatos sinapse-like com α1 / β3 / subunidade γ2- expressar HEK293 células em co-cultura. (A) A microscopia por fluorescência de terminais pré-sinápticos com anti-sinapsina I anticorpos (em verde), e controle de células HEK293 (à esquerda), ou α1 / β3 / γ2 expressando células HEK293, tanto transitoriamente transfectadas com mCherry (em vermelho), revelou pontos de co-localização entre estes marcadores que indicam a formação de contactos de sinapses semelhante após 24 h em co-cultura. Barra de escala: 10 um (B). A análise quantitativa de contatos sinapse-like. As células HEK293 foram identificados por expressão mCherry, e o número de contactos entre sinapsina I-positiva pontos lacrimais (a verde) e a superfície de células HEK293 que foi contada por olho óptico em cada secção de uma série Z-pilha (8 - 10) por célula usando software de imagem, e expressa como o número de contactos / célula. O gráfico mostra o número de contatos entre os neurônios espinhosos médios e controle HEK293 células (cinza claro) ou α1 / β3 células / γ2-HEK293 (preto) após 24 horas de co-cultura (média ± SEM, n = 8-12 células cada condição, a partir de dois experimentos independentes). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52115/52115fig4highres.jpg" target="_blank">Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>

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Inhibitory Synapse Formation in a Co-culture Model Incorporating GABAergic Medium Spiny Neurons and HEK293 Cells Stably Expressing GABAA Receptors

Os mecanismos moleculares que coordenam a formação de sinapses inibitórias GABAergic durante a ontogenia são em grande parte desconhecidos. Para estudar estes processos, temos desenvolvido um sistema modelo de co-cultura que incorpora embrionárias neurónios GABAérgicos espinhoso meio de cultura em conjunto com o rim embrionário humano 293 (HEK293) transfectadas estavelmente células que expressam receptores GABA A funcionais.

Formação Sinapse Inibitória em uma co-cultura-tipo que comportem GABAérgicos espinhosos médios neurônios e células HEK293 expressando estavelmente GABA<sub&gt; A</sub&gt; Receptores

Inhibitory neurons act in the central nervous system to regulate the dynamics and spatio-temporal co-ordination of neuronal networks. GABA ...

inhibitory-synapse-formation-co-culture-model-incorporating-gabaergic

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Inhibitory Synapse Formation in a Co-culture Model Incorporating GABAergic Medium Spiny Neurons and HEK293 Cells Stably Expressing GABAA Receptors

17.3K visualizações.  University College London.  Os mecanismos moleculares que coordenam a formação de sinapses inibitórias GABAergic durante a ontogenia são em grande parte desconhecidos. Para estudar estes processos, temos desenvolvido um sistema modelo de co-cultura que incorpora embrionárias neurónios GABAérgicos espinhoso meio de cultura em conjunto com o rim embrionário humano 293 (HEK293) transfectadas estavelmente células que expressam receptores GABA A funcionais. 

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Live-imaging of PKC Translocation in Sf9 Cells and in Aplysia Sensory Neurons

Protein kinase Cs (PKCs) are serine threonine kinases that play a central role in regulating a wide variety of cellular processes such as cell growth and learning and memory. There are four known families of PKC isoforms in vertebrates: classical PKCs (&alpha;, &beta;I, &beta;II and &gamma;), novel type I PKCs (&#949; and &eta;), novel type II PKCs (&delta; and &theta;), and atypical PKCs (&zeta; and &iota;). The classical PKCs are activated by Ca2+ and diacylclycerol (DAG), while the novel PKCs are activated by DAG, but are Ca2+-independent. The atypical PKCs are activated by neither Ca2+ nor DAG. In Aplysia californica, our model system to study memory formation, there are three nervous system specific PKC isoforms one from each major class, namely the conventional PKC Apl I, the novel type I PKC Apl II and the atypical PKC Apl III. PKCs are lipid-activated kinases and thus activation of classical and novel PKCs in response to extracellular signals has been frequently correlated with PKC translocation from the cytoplasm to the plasma membrane. Therefore, visualizing PKC translocation in real time in live cells has become an invaluable tool for elucidating the signal transduction pathways that lead to PKC activation. For instance, this technique has allowed for us to establish that different isoforms of PKC translocate under different conditions to mediate distinct types of synaptic plasticity and that serotonin (5HT) activation of PKC Apl II requires production of both DAG and phosphatidic acid (PA) for translocation 1-2. Importantly, the ability to visualize the same neuron repeatedly has allowed us, for example, to measure desensitization of the PKC response in exquisite detail 3. In this video, we demonstrate each step of preparing Sf9 cell cultures, cultures of Aplysia sensory neurons have been described in another video article 4, expressing fluorescently tagged PKCs in Sf9 cells and in Aplysia sensory neurons and live-imaging of PKC translocation in response to different activators using laser-scanning microscopy.

In this video, we demonstrate visualization of PKC translocation in living cells using fluorescently tagged PKCs.

Live-imagem de translocação da PKC em células Sf9 e em neurônios sensoriais Aplysia

Protein kinase Cs (PKCs) are serine threonine kinases that play a central role in regulating a wide variety of cellular processes such as cell growth and ...

Neurociência

Bilaminar Co-culture of Primary Rat Cortical Neurons and Glia

This video will guide you through the process of culturing rat cortical neurons in the presence of a glial feeder layer, a system known as a bilaminar or co-culture model. This system is suitable for a variety of experimental needs requiring either a glass or plastic growth substrate and can also be used for culture of other types of neurons.
Rat cortical neurons obtained from the late embryonic stage (E17) are plated on glass coverslips or tissue culture dishes facing a feeder layer of glia grown on dishes or plastic coverslips (known as Thermanox), respectively. The choice between the two configurations depends on the specific experimental technique used, which may require, or not, that neurons are grown on glass (e.g. calcium imaging versus Western blot). The glial feeder layer, an astroglia-enriched secondary culture of mixed glia, is separately prepared from the cortices of newborn rat pups (P2-4) prior to the neuronal dissection.
A major advantage of this culture system as compared to a culture of neurons only is the support of neuronal growth, survival, and differentiation provided by trophic factors secreted from the glial feeder layer, which more accurately resembles the brain environment in vivo. Furthermore, the co-culture can be used to study neuronal-glial interactions1.
At the same time, glia contamination in the neuronal layer is prevented by different means (low density culture, addition of mitotic inhibitors, lack of serum and use of optimized culture medium) leading to a virtually pure neuronal layer, comparable to other established methods1-3. Neurons can be easily separated from the glial layer at any time during culture and used for different experimental applications ranging from electrophysiology4, cellular and molecular biology5-8, biochemistry5, imaging and microscopy4,6,7,9,10. The primary neurons extend axons and dendrites to form functional synapses11, a process which is not observed in neuronal cell lines, although some cell lines do extend processes.
A detailed protocol of culturing rat hippocampal neurons using this co-culture system has been described previously4,12,13. Here we detail a modified protocol suited for cortical neurons. As approximately 20x106 cells are recovered from each rat embryo, this method is particularly useful for experiments requiring large numbers of neurons (but not concerned about a highly homogenous neuronal population). The preparation of neurons and glia needs to be planned in a time-specific manner. We will provide the step-by-step protocol for culturing rat cortical neurons as well as culturing glial cells to support the neurons.

Here we provide a protocol for culturing rat cortical neurons in the presence of a glial feeder layer. The cultured neurons establish polarity and create synapses, and can be separated from the glia for use in various applications, such as electrophysiology, calcium imaging, cell survival assays, immunocytochemistry, and RNA/DNA/protein isolation.

Bilaminar Co-cultura de neurônios de rato Primária Cortical e Glia

This video will guide you through the process of culturing rat cortical neurons in the presence of a glial feeder layer, a system known as a bilaminar or ...

Isolating LacZ-expressing Cells from Mouse Inner Ear Tissues using Flow Cytometry

Isolation of specific cell types allows one to analyze rare cell populations such as stem/progenitor cells. Such an approach to studying inner ear tissues presents a unique challenge because of the paucity of cells of interest and few transgenic reporter mouse models. Here, we describe a protocol using fluorescence-conjugated probes to selectively label LacZ-positive cells from the neonatal cochleae.
The most common underlying pathology of sensorineural hearing loss is the irreversible damage and loss of cochlear sensory hair cells, which are required to transduce sound waves to neural impulses. Recent evidence suggests that the murine auditory and vestibular organs harbor stem/progenitor cells that may have regenerative potential1,2. These findings warrant further investigation, including identifying specific cell types with stem/progenitor cell characteristics. The Wnt signaling pathway has been demonstrated to play a critical role in maintaining stem/progenitor cell populations in several organ systems3-7. We have recently identified Wnt-responsive Axin2-expressing cells in the neonatal cochlea, but their function is largely unknown8.
To better understand the behavior of these Wnt-responsive cells in vitro, we have developed a method of isolating Axin2-expressing cells from cochleae of Axin2-LacZ reporter mice9. Using flow cytometry to isolate Axin2-LacZ positive cells from the neonatal cochleae, we could in turn execute a variety of experiments on live cells to interrogate their behavior as stem/progenitor cells. Here, we describe in detail the steps for the microdissection of neonatal cochlea, dissociation of these tissues, labeling of the LacZ-positive cells using a fluorogenic substrate, and cell sorting. Techniques for dissociating cochleae into single cells and isolating cochlear cells via flow cytometry have been described2,10-12. We have made modifications to these techniques to establish a novel protocol to isolate LacZ-expressing cells from the neonatal cochlea.

Flow cytometry is a powerful tool allowing for the isolation and study of specific cell populations. This protocol describes steps for isolating LacZ-expressing cells from cochlear tissues from neonatal transgenic mice. Dissociated cochlear cells were labeled using fluorescent-conjugated substrates of &#946;-galactosidase prior to separation via flow cytometry.

Isolando-LacZ expressar Células de tecidos de camundongos Inner Ear usando Citometria de Fluxo

Isolation of specific cell types allows one to analyze rare cell populations such as stem/progenitor cells. Such an approach to studying inner ear tissues ...

A Functional Motor Unit in the Culture Dish: Co-culture of Spinal Cord Explants and Muscle Cells

Human primary muscle cells cultured aneurally in monolayer rarely contract spontaneously because, in the absence of a nerve component, cell differentiation is limited and motor neuron stimulation is missing1. These limitations hamper the in vitro study of many neuromuscular diseases in cultured muscle cells. Importantly, the experimental constraints of monolayered, cultured muscle cells can be overcome by functional innervation of myofibers with spinal cord explants in co-cultures.
Here, we show the different steps required to achieve an efficient, proper innervation of human primary muscle cells, leading to complete differentiation and fiber contraction according to the method developed by Askanas2. To do so, muscle cells are co-cultured with spinal cord explants of rat embryos at ED 13.5, with the dorsal root ganglia still attached to the spinal cord slices. After a few days, the muscle fibers start to contract and eventually become cross-striated through innervation by functional neurites projecting from the spinal cord explants that connecting to the muscle cells. This structure can be maintained for many months, simply by regular exchange of the culture medium.
The applications of this invaluable tool are numerous, as it represents a functional model for multidisciplinary analyses of human muscle development and innervation. In fact, a complete de novo neuromuscular junction installation occurs in a culture dish, allowing an easy measurement of many parameters at each step, in a fundamental and physiological context.
Just to cite a few examples, genomic and/or proteomic studies can be performed directly on the co-cultures. Furthermore, pre- and post-synaptic effects can be specifically and separately assessed at the neuromuscular junction, because both components come from different species, rat and human, respectively. The nerve-muscle co-culture can also be performed with human muscle cells isolated from patients suffering from muscle or neuromuscular diseases3, and thus can be used as a screening tool for candidate drugs. Finally, no special equipment but a regular BSL2 facility is needed to reproduce a functional motor unit in a culture dish. This method thus is valuable for both the muscle as well as the neuromuscular research communities for physiological and mechanistic studies of neuromuscular function, in a normal and disease context.

Cultured muscle cells are an inadequate model to recapitulate innervated muscle in vivo. A functional motor unit can be reproduced in vitro by innervation of differentiated human primary muscle cells using rat embryo spinal cord explants. This article describes how co-cultures of spinal cord explants and muscle cells are established.

A Unidade Funcional Motor na placa de cultura: Co-cultivo de explantes da Medula Espinhal e as células musculares

Human primary muscle cells cultured  aneurally in monolayer rarely contract spontaneously because, in the absence of  a nerve component, cell ...

Dorsal Root Ganglia Neurons and Differentiated Adipose-derived Stem Cells: An In Vitro Co-culture Model to Study Peripheral Nerve Regeneration

Dorsal root ganglia (DRG) neurons, located in the intervertebral foramina of the spinal column, can be used to create an in vitro system facilitating the study of nerve regeneration and myelination. The glial cells of the peripheral nervous system, Schwann cells (SC), are key facilitators of these processes; it is therefore crucial that the interactions of these cellular components are studied together. Direct contact between DRG neurons and glial cells provides additional stimuli sensed by specific membrane receptors, further improving the neuronal response. SC release growth factors and proteins in the culture medium, which enhance neuron survival and stimulate neurite sprouting and extension. However, SC require long proliferation time to be used for tissue engineering applications and the sacrifice of an healthy nerve for their sourcing. Adipose-derived stem cells (ASC) differentiated into SC phenotype are a valid alternative to SC for the set-up of a co-culture model with DRG neurons to study nerve regeneration. The present work presents a detailed and reproducible step-by-step protocol to harvest both DRG neurons and ASC from adult rats; to differentiate ASC towards a SC phenotype; and combines the two cell types in a direct co-culture system to investigate the interplay between neurons and SC in the peripheral nervous system. This tool has great potential in the optimization of tissue-engineered constructs for peripheral nerve repair.

Dorsal Root Ganglia Neurons and Differentiated Adipose-derived Stem Cells: An In Vitro Co-culture Model to Study Peripheral Nerve Regeneration

Dorsal root ganglia (DRG) are structures containing the sensory neurons of the peripheral nervous system. When dissociated, they can be co-cultured with SC-like adipose-derived stem cells (ASC), providing a valuable model to study in vitro nerve regeneration and myelination, mimicking the in vivo environment at the injury site.

Dorsal Root Ganglia neurônios e células-tronco diferenciadas adiposo-derivados: An<em&gt; In Vitro</em&gt; Co-cultura modelo para estudar a regeneração do nervo periférico

Dorsal root ganglia (DRG) neurons, located in the intervertebral foramina of the spinal column, can be used to create an in vitro system facilitating the ...

Visualization of Thalamocortical Axon Branching and Synapse Formation in Organotypic Cocultures

Axon branching and synapse formation are crucial processes for establishing precise neuronal circuits. During development, sensory thalamocortical (TC) axons form branches and synapses in specific layers of the cerebral cortex. Despite the obvious spatial correlation between axon branching and synapse formation, the causal relationship between them is poorly understood. To address this issue, we recently developed a method for simultaneous imaging of branching and synapse formation of individual TC axons in organotypic cocultures.
This protocol describes a method which consists of a combination of an organotypic coculture and electroporation. Organotypic cocultures of the thalamus and cerebral cortex facilitate gene manipulation and observation of axonal processes, preserving characteristic structures such as laminar configuration. Two distinct plasmids encoding DsRed and EGFP-tagged synaptophysin (SYP-EGFP) were co-transfected into a small number of thalamic neurons by an electroporation technique. This method allowed us to visualize individual axonal morphologies of TC neurons and their presynaptic sites simultaneously. The method also enabled long-term observation which revealed the causal relationship between axon branching and synapse formation.

This protocol describes a method for simultaneous imaging of thalamocortical axon branching and synapse formation in organotypic cocultures of the thalamus and cerebral cortex. Individual thalamocortical axons and their presynaptic terminals are visualized by a single cell electroporation technique with DsRed and GFP-tagged synaptophysin.

Visualização do axônio Thalamocortical ramificação e sinapse formação em Organotypic Cocultures

Axon branching and synapse formation are crucial processes for establishing precise neuronal circuits. During development, sensory thalamocortical (TC) ...

Primary Cell Culture of Purified GABAergic or Glutamatergic Neurons Established through Fluorescence-activated Cell Sorting

The overall goal of this protocol is to generate purified neuronal cultures derived from either GABAergic or glutamatergic neurons. Purified neurons can be cultured in defined media for 16 days in vitro and are amenable to any analyses typically performed on dissociated cultures, including electrophysiological, morphological and survival analyses. The major advantage of these cultures is that specific cell types can be selectively studied in the absence of complex external influences, such as those arising from glial cells or other neuron types. When planning experiments with purified cells, however, it is important to note that neurons strongly depend on glia-conditioned media for their growth and survival. In addition, glutamatergic neurons further depend on glia-secreted factors for the establishment of synaptic transmission. We therefore also describe a method for co-culturing neurons and glial cells in a non-contact arrangement. Using these methods, we have identified major differences between the development of GABAergic and glutamatergic neuronal networks. Thus, studying cultures of purified neurons has great potential for furthering our understanding of how the nervous system develops and functions. Moreover, purified cultures may be useful for investigating the direct action of pharmacological agents, growth factors or for exploring the consequences of genetic manipulations on specific cell types. As more and more transgenic animals become available, labeling additional specific cell types of interest, we expect that the protocols described here will grow in their applicability and potential.

This protocol describes a cell sorting based method for the purification and culture of fluorescent GABAergic or glutamatergic neurons from the neocortex and hippocampus of postnatal mice or rats.

Cultura de células primárias de neurônios Gabaérgicos ou glutamatérgicos purificados estabelecidos através da triagem de células ativadas por fluorescência

The overall goal of this protocol is to generate purified neuronal cultures derived from either GABAergic or glutamatergic neurons. Purified neurons can ...

Migration, Chemo-Attraction, and Co-Culture Assays for Human Stem Cell-Derived Endothelial Cells and GABAergic Neurons

Role of brain vasculature in nervous system development and etiology of brain disorders is increasingly gaining attention. Our recent studies have identified a special population of vascular cells, the periventricular endothelial cells, that play a critical role in the migration and distribution of forebrain GABAergic interneurons during embryonic development. This, coupled with their cell-autonomous functions, alludes to novel roles of periventricular endothelial cells in the pathology of neuropsychiatric disorders like schizophrenia, epilepsy, and autism. Here, we have described three different in vitro assays that collectively evaluate the functions of periventricular endothelial cells and their interaction with GABAergic interneurons. Use of these assays, particularly in a human context, will allow us to identify the link between periventricular endothelial cells and brain disorders. These assays are simple, low cost, and reproducible, and can be easily adapted to any adherent cell type.

We present three simple in vitro assays-the long-distance migration assay, the co-culture migration assay, and chemo-attraction assay-that collectively evaluate the functions of human stem cell derived periventricular endothelial cells and their interaction with GABAergic interneurons.

Migração, Quimio-Atração e Ensaios de Cocultura para Células Endoteliais derivadas de células-tronco humanas e neurônios gabaergicos

Role of brain vasculature in nervous system development and etiology of brain disorders is increasingly gaining attention. Our recent studies have ...

Generation of Oligodendrocytes and Oligodendrocyte-Conditioned Medium for Co-Culture Experiments

In the central nervous system, oligodendrocytes are well-known for their role in axon myelination, that accelerates the propagation of action potentials through saltatory conduction. Moreover, an increasing number of reports suggest that oligodendrocytes interact with neurons beyond myelination, notably through the secretion of soluble factors. Here, we present a detailed protocol allowing purification of oligodendroglial lineage cells from glial cell cultures also containing astrocytes and microglial cells. The method relies on overnight shaking at 37 &#176;C, which allows selective detachment of the overlying oligodendroglial cells and microglial cells, and the elimination of microglia by differential adhesion. We then describe the culture of oligodendrocytes and production of oligodendrocyte-conditioned medium (OCM). We also provide the kinetics of OCM treatment or oligodendrocytes addition to purified hippocampal neurons in co-culture experiments, studying oligodendrocyte-neuron interactions.

Herein, we display an efficient method for the purification of oligodendrocytes and production of oligodendrocyte-conditioned medium that can be used for co-culture experiments.

Geração de Oligodendrocytes e Oligodendrocyte-Conditioned Medium para Experimentos de Cocultura

In the central nervous system, oligodendrocytes are well-known for their role in axon myelination, that accelerates the propagation of action potentials ...

Single-Cell Electroporation across Different Organotypic Slice Culture of Mouse Hippocampal Excitatory and Class-Specific Inhibitory Neurons

Electroporation has established itself as a critical method for transferring specific genes into cells to understand their function. Here, we describe a single-cell electroporation technique that maximizes the efficiency (~80%) of in vitro gene transfection in excitatory and class-specific inhibitory neurons in mouse organotypic hippocampal slice culture. Using large glass electrodes, tetrodotoxin-containing artificial cerebrospinal fluid and mild electrical pulses, we delivered a gene of interest into cultured hippocampal CA1 pyramidal neurons and inhibitory interneurons. Moreover, electroporation could be carried out in cultured hippocampal slices up to 21 days in vitro with no reduction in transfection efficiency, allowing for the study of varying slice culture developmental stages. With interest growing in examining the molecular functions of genes across a diverse range of cell types, our method demonstrates a reliable and straightforward approach to in vitro gene transfection in mouse brain tissue that can be performed with existing electrophysiology equipment and techniques.

Presented here is a protocol for single-cell electroporation that can deliver genes in both excitatory and inhibitory neurons across a range of in vitro hippocampal slice culture ages. Our approach provides precise and efficient expression of genes in individual cells, which can be used to examine cell-autonomous and intercellular functions.

Eletroporação unicelular em diferentes culturas organotipápicas de neurônios inibitórios hipocampais e inibidores específicos de classe

Electroporation has established itself as a critical method for transferring specific genes into cells to understand their function. Here, we describe a ...