Thanks to Ben D. Tall, Yi Chen, and Thomas Hammak from the U.S. Food and Drug Administration (FDA), Center for Food Safety and Applied Nutrition (CFSAN) for critically reviewing the manuscript. The authors also thank Hannah Lee (research internship program, Joint Institute for Food Safety and Applied Nutrition (JIFSAN), University of Maryland) for laboratory assistance and David Weingaertner (FDA, CFSAN) for preparing the figure of the schematic overview shown in the video.

1. Recolha de moscas <ol><li> Recolha moscas estéreis individuais usando redes de varredura entomológicos. Coloque as redes em um refrigerador e transferi-los para o laboratório. </li></ol> 2. Dissection of Flies <ol><li> Imobilizar moscas recolhidos assepticamente, colocando-os a -20 ° C durante 5-7 min. </li><li> Utilizando uma pinça estéril lugar uma mosca em um tubo de 2 ml estéril contendo 1 ml de pré-aquecido (37 ° C) de água peptonada tamponada (BPW). Misture o tubo suavemente por inversão durante 2 min. É essencial que todo o corpo da braguilha de estar em contacto com os meios de comunicação de modo que a microbiota presente na superfície do corpo (S) da mosca será transferido para o BPW (BPW-S). Rotular o tubo com um número e parte do corpo da mosca (ou seja, 1 S). NOTA: Por favor, consulte a Tabela de reagentes específicos / Equipamento para uma descrição detalhada dos materiais e reagentes mencionados neste protocolo. </li><li> Utilizando uma pinça estéril remover a voar a partir do media BPW-S e transferência-lo para um tubo vazio e limpo 2 ml para a superfície desinfectar a mosca. Incubar o tubo contendo os meios BPW-S a 37 ° C durante a realização do protocolo de desinfecção e dissecção. <ol><li> Superfície-desinfectar a mosca por imersão em 1 ml de etanol a 70% durante 1 minuto, seguido por uma lavagem com água destilada estéril antes de os mergulhar em 1 ml de preparado de fresco 0,05% (v / v) de solução de lixívia. Lavar 3 vezes com água destilada estéril. Transferência de Água do último enxágüe a um tubo esterilizado 2 ml. NOTA: Retirar o líquido de cada vez utilizando uma micropipeta de 1000 uL ou invertendo o tubo, tornando-se que a mosca permanece no interior do tubo. Misturar suavemente por inversão em cada passo do processo de superfície-a desinfecção. </li><li> Para avaliar a eficácia do processo de desinfecção, transferir 100 ul de água a partir da última lavagem a uma placa de agar de tripticase de soja (TSA) e espalhado utilizando um espalhador estéril descartável em forma de L. Incubar a placa a 37 ° C durante 24 horas. Depois de emcubation, cadastre-se a presença de quaisquer colônias bacterianas. NOTA: A presença de colônias de bactérias nas placas TSA indica um processo de superfície-desinfecção ineficiente. Se isso ocorrer, a presença de patógenos alimentares só devem ser relatados na superfície do corpo da mosca, porque a contaminação cruzada entre a superfície do corpo e do canal alimentar não pode ser descartada. </li></ol></li><li> Após desinfecção da superfície da mosca, transferi-lo para um pedaço de toalha de papel autoclavada para remover o excesso de água e, em seguida, a uma estéril descartável 60 milímetros placa de Petri. </li><li> Coloque a placa de Petri sob um escopo dissecar e identificar a voar para o nível de espécie utilizando chaves dicotômicas para famílias de dípteros 20,21. </li><li> Usando uma pinça de ponta fina autoclavados puxe o ânus e todo o canal alimentar (A) para fora da mosca e assepticamente transferi-lo para outro tubo de 2 ml estéril contendo 1 ml de pré-aquecido (37 ° C) BPW com 0,5 milímetros de zircônia / sílica grânulos (BPW-A). Th rótuloe tubo com o mesmo número seleccionado para a mosca individual e a parte do corpo da mosca (ou seja, 1A). </li><li> Misture o tubo contendo a BPW-A cuidadosamente para 5 - 10 min usando um disruptor de célula. Incubar a 36 ± 1 ° C, enquanto executa o resto do protocolo. </li><li> Para comprovantes e / ou armazenar a amostra para a longo prazo, colocar o restante da mosca num tubo limpo de 2 ml e adicionar 1 - 2 ml de etanol a 95%. </li></ol> 3. Enriquecimento Primário e Secundário <ol><li> Rotular todos os tubos de enriquecimento primário e secundário contendo mídia de acordo com o número da amostra e parte do corpo da mosca. </li><li> Dentro de uma câmara estéril, transferir 300 ul de BPW-S (de superfície) para estéril 2 ml tubos contendo as seguintes mídias: <ol><li> Para Salmonella, use 1 ml de pré-aquecido (42 ° C) BPW. Incubar em um banho de água em recirculação em 42,5 ° C durante 22-24 horas. Para enriquecimento secundário, transferir 100 ml de BPW enriquecido para 400 &amp; #181; l de (37 ° C) de infusão de cérebro e coração pré-aquecido (BHI) anteriormente colocado em tubos estéreis de fragmentação. Incubar a 37 ° C durante 3 h. </li><li> Para Cronobacter, utilizar 1 ml de pré-aquecido (37 ° C) BPW com novobiocina (10 mg / L; Wallace, M., comunicação pessoal). Como alternativa, use 1 ml da R &amp; F Enterobacter caldo de enriquecimento sakazakii com suplemento (vancomicina e cefsulodina) como enriquecimento primário. Incubar a 37 ° C durante 22-26 horas. Para enriquecimento secundário, transferir 100 ul de BPW enriquecido com novobiocina a 400 ul de pré-aquecido (37 ° C) caldo BHI previamente colocados em tubos estéreis de fragmentação. Incubar a 37 ° C durante 3 h. </li><li> Para L. monocytogenes, use 1 ml de recém-preparados RT 24 Listeria caldo de enriquecimento (24 LEB) com suplemento seletivo. Incubar a 37 ° C durante 44 ± 5 ​​h. Nenhuma enriquecimento secundário é necessário para a detecção de L. monocytogenes. </li&gt; <li> Repita os passos 3.2.1 - 3.2.3 utilizando o tubo rotulado como BPW-A. </li></ol></li></ol> 4. Preparação do Sistema de PCR Baseado em amplificação e detecção do alvo Foodborne Hospedeiro Passos 4-8 usar um sistema comercial PCR reciclador / detector, uma estação de trabalho do computador, e kits prontos de usar a tela para Salmonella (Salmonella 2 kit ensaio padrão), espécie Cronobacter (E. kit ensaio padrão sakazakii) e Listeria monocytogenes (L. monocytogenes kit ensaio 24E). Os ensaios padrão usam detecção do ponto final PCR. Cada kit contém comprimidos de PCR-pronto com um corante de intercalação que emite um sinal de fluorescência quando a ligação a DNA de cadeia dupla. O sinal é captado durante a fase de detecção, o programa do sistema de PCR, a geração de uma curva de fusão que é interpretado pelo software como positivo ou negativo. <ol><li> Prepare os reagentes e equipamentos, conforme especificado pela Fábricasprotocolo de rer por cada patógeno de origem alimentar alvo. NOTA: Os protocolos para a detecção de Salmonella e Cronobacter requerem um procedimento de lise de um passo enquanto que o protocolo para a detecção de L. monocytogenes requer um procedimento de lise de duas etapas (ver secções 5 e 6, respectivamente). </li><li> Ligue o bloco de aquecimento automatizado selecionar o programa específico para o patógeno alvo. Alternativamente, se os blocos de aquecimento são manual, defina temperaturas até 37 ° C (por Salmonella, Cronobacter spp, e L. monocytogenes.) Ou a 55 ± 2 ° C (por L. monocytogenes parte 2 de lise - veja o passo 6.2) e 95 ± 3 ° C. </li><li> Certifique-se de que os blocos de refrigeração ter sido refrigerado O / N, caso contrário, chill-los a 2 - 8 ° C por pelo menos 2 horas. </li><li> Utilizando o software de computador do sistema de detecção com base em PCR, criar um ficheiro rack seguindo as instruções do fabricante. </li><li> Rotular e organizar aglomeradotubos contendo o reagente de lise no bastidor, de acordo com o ficheiro de cremalheira. </li><li> Inicializar o instrumento sistema de detecção com base em PCR. </li></ol> 5. Execute Lise para a detecção de Salmonella e Cronobacter <ol><li> Prepare o reagente de lise pela adição de 150 ul de protease para uma garrafa de 12 ml de tampão de lise. </li><li> Transferir 200 uL de reagente de lise a cada um dos tubos de fragmentação, previamente identificados. NOTA: tubos de cluster contendo o reagente de lise pode ser armazenado a 2-8 ° C por até 2 semanas. </li><li> Utilizando pontas longas pipeta, transferir 20 l de amostras enriquecidas secundários (ver passos 3.2.1 e 3.2.2) para tubos de clusters contendo 200 mL de reagente de lise correspondente. Utilize pontas novas para cada amostra. NOTA: Mantenha tubos de enriquecimento primário e secundário na geladeira (Salmonella) ou à temperatura ambiente (Cronobacter) para análise posterior confirmação de amostras de PCR-positivos / negativos. </li&gt; <li> Preparar controlos negativos pela adição de 20 ul de meio BHI estéril para tubos de clusters contendo 200 ul de reagente de lise. </li><li> Preparar controlos positivos, adicionando 20 l de o / n culturas bacterianas (cultivadas em BHI) de qualquer Salmonella conhecido ou Cronobacter tensão para tubos de clusters contendo 200 mL de reagente de lise. </li><li> Tubos de cluster Cap e segura firmemente usando a ferramenta de nivelamento. </li><li> Coloque o rack de tubos de fragmentação do bloco de aquecimento automático depois de selecionar o programa específico para o patógeno alvo. Alternativamente, incubar os tubos de fragmentação a 37 ± 2 ° C durante 20 min, seguido de incubação a 95 ± 3 ° C durante 10 min. Finalmente, os tubos de transferência de fragmentação de blocos de arrefecimento (2 - 8 ° C) durante 5 min. NOTA: tubos Cluster contendo o lisado pode ser armazenado a -20 ° C durante até 2 semanas. </li></ol> 6. Execute Lise para Detecção de L. monocytogenes <ol><li> Execute primeira partelise como se segue: <ol><li> Adicionar 1,8 ml de água desionizada estéril para o frasco de agente de lise totalmente descongelada 1. NOTA: Loja agente lise 1 a 2 - 8 ° C até que esteja pronto para uso. Após a abertura e diluição, loja em RT (20-30 ° C) por até 6 meses. </li><li> Combinar com agentes de lise 1 e 2 numa proporção de 4: 1 (40 ul de agente de lise diluído 1 e 10 ul de agente de 2 por cada amostra de lise). Transferir 50 uL de os agentes de lise combinados para agrupar os tubos. Use a mistura dentro de 4 horas. </li><li> Adicionar 500 ul de amostra enriquecida primário (ver o passo 3.2.3) para o tubo de aglomerado contendo os 50 ul de os agentes de lise combinados. </li><li> Prepara-se uma testemunha negativa por adição de 500 ul de 24 LEB estéril para 50 mL de os agentes de lise combinados. </li><li> Preparar um controlo positivo através da adição de 500 ul de O / N L. monocytogenes cultura crescida em 24 a 50 ul LEB dos agentes de lise combinados. </li><li> Tampe os tubos de fragmentação, misture delicadamente e lugarno bloco de aquecimento a 37 ± 1 ° C durante 30 min. NOTA: Manter tubos de enriquecimento primário na geladeira para posterior análise de confirmação de amostras de PCR-positivos / negativos. </li></ol></li><li> Execute parte 2 de lise da seguinte forma: <ol><li> Prepare o reagente de lise como instruído em passos 5.1 e 5.2. </li><li> Usando pontas longas pipeta 20 l de parte um ligado a tubos de clusters contendo 200 mL de reagente de lise. Utilize pontas novas para cada amostra. </li><li> Tubos de cluster Cap e segura firmemente usando a ferramenta de nivelamento. </li><li> Tubos lugar cluster no bloco de aquecimento automatizado selecionando o programa específico de L. monocytogenes. Alternativamente, incubar os tubos de fragmentação a 55 ± 2 ° C durante 30 min, seguido de incubação a 95 ± 3 ° C durante 10 min. Finalmente, os tubos de transferência de fragmentação de blocos de arrefecimento (2 - 8 ° C) durante 5 min. NOTA: tubos Cluster contendo o lisado pode ser armazenado a -20 ° C durante até 2 semanas. </li></ol></li></ol> Tablets 7. Hidrate PCR-Ready <ol><li> Escolher um (4 ° C) bloco de arrefecimento PCR gelada e colocar um suporte de tubos de PCR através da inserção. </li><li> Coloque tubos de PCR contendo os tablets PCR-ready (incluídos com cada kit) para o patógeno de origem alimentar alvo no suporte correspondente, de acordo com o arquivo de rack. </li><li> Usando a ferramenta decapping, retire cuidadosamente as tampas de PCR-tubos. Descarte as tampas e verificar se cada tubo contém um tablet. </li><li> Transferir 50 uL (para Salmonella e Cronobacter) ou 30 ul (para L. monocytogenes) de lisado para tubos de PCR específicos. Use novas tampas ópticos e segura firmemente para os tubos de PCR utilizando a ferramenta de nivelamento. NOTA: Após a adição do lisado para comprimidos prontos-PCR, as amostras devem permanecer arrefecida a 2 - 8 ° C até serem carregadas para o sistema de detecção com base em PCR. Os tubos de PCR pode ser centrifugado a 2500 xg durante alguns segundos, para assegurar que todo o volume é inferior a no tele tubo. </li><li> Carregar os tubos de PCR no instrumento sistema de reciclador / detecção por PCR através da abertura da gaveta instrumento. </li><li> Coloque o rack de tubos de PCR para os poços na gaveta e verificar que os tubos estão encaixados corretamente. </li><li> Fechar a gaveta e o início do programa, tal como descrito por protocolo do fabricante. NOTA: O instrumento baseado no PCR pré-configurou parâmetros de ciclismo para cada patógeno de origem alimentar. </li><li> Verifique se a barra de status ciclismo PCR apresenta uma barra azul indicando que a parte de amplificação do programa está em execução. NOTA: Para os ensaios de PCR padrão, o tempo de processamento de todo o programa (amplificação e de detecção) demora cerca de 3-3,5 horas a completar. </li></ol> 8. Rever Resultados <ol><li> Após o processamento estiver concluído, siga as instruções na tela do instrumento sistema baseado em PCR para remover amostras e resultados da revisão. </li><li> Se o agente patogénico de origem alimentar alvo está presente na amostra (ou osuperfície ou o canal alimentar da mosca) o bem é vermelho com um sinal de &quot;mais&quot; (positivo). Se o patógeno está ausente, o bem é verde com um sinal de &quot;menos&quot; (negativo). </li><li> Se o bem é amarelo com uma barra vermelha em todo o centro, ele indica um erro de sinal. </li></ol> 9. Isolamento de Bacteriana Pathogens de resultados PCR-positivos <ol><li> Selecione os tubos do primário (para L. monocytogenes) ou secundária (para Salmonella e Cronobacter) enriquecimento dessas amostras PCR-positivo. Além disso, selecione aleatoriamente 3-5% das amostras PCR-negativo e proceda da seguinte forma: </li><li> Para Salmonella: <ol><li> Adicionar 100 ul de meios de comunicação de enriquecimento secundário para 10 ml de Rappaport-Vassiliadis (RV) e a forma de 1 ml de tetrationato (TT) caldo. Incubar os tubos a 42,5 ° C num banho de água com recirculação para 22-24 hr. </li><li> Após a incubação, raia uma ansa de 3 mm (10 ul) de cada um, um RVd TT mídia em sulfito de bismuto (BS) agar, xilose lisina desoxicolato (XLD) agar, e Hektoen entérica (HE) agar. Incubar as placas a 35 ± 1 ° C durante 22-24 horas. </li><li> Após a incubação, examinar as placas para a presença de colónias de Salmonella típicos em cada mídia. Se não há colónias isoladas pode ser obtido após vários passos de sub-cultura, considere a amostra como negativa e comunicar como um falso positivo para o sistema com base em PCR. NOTA: Para colónias de Salmonella típicos em meios específicos ver 22. Selecione cinco colônias de Salmonella típicos presuntivos e subcultura-los em BS, XLD, ou até HE são obtidas culturas puras de isolados / colónias individuais. </li><li> Selecione uma colônia pura e identificar Salmonella presuntivo usando testes comerciais bioquímicos, como o cartão de identificação VITEK 2 ou API sistema de identificação bioquímica, seguindo as instruções do fabricante. </li></ol></li><li> Para Cronobacter: &lt;ol&gt; <li> Streak uma ansa 3 mm (10 l) da mídia enriquecimento secundário em duas placas de meios de cultura cromogénicas como sakazakii R &amp; F Enterobacter (Cronobacter) médio chapeamento cromogênico, e / ou chromID Sakazakii Agar. Incubar as placas a 35 ° C durante 22-24 horas. </li><li> Após a incubação, examinar as placas para a presença de colônias Cronobacter típicas (azul-preto ao azul-cinza). Selecione 5 colônias Cronobacter presuntivos e subcultura-los para sakazakii R &amp; F Enterobacter (Cronobacter) médio chapeamento cromogênico, chromID Sakazakii Agar, ou TSA até culturas puras de isolados / colónias individuais são obtidos. NOTA: Se não há colónias isoladas pode ser obtido após vários passos de sub-cultura, considere a amostra como negativa e comunicar como um falso positivo para o sistema de detecção com base em PCR. </li><li> Selecione uma colônia pura e identificar Cronobacter presuntivo usando commer bioquímicatestes oficiais, como o cartão de identificação VITEK 2 ou API 20E sistema de identificação bioquímica, seguindo as instruções do fabricante. </li></ol></li><li> Para L. monocytogenes: <ol><li> Streak uma ansa 3 mm (10 l) da mídia enriquecimento primário em duas placas de agar Brilliance Listeria (BLA). Incubar as placas a 36 ± 1 ° C durante 22-26 horas. </li><li> Após a incubação, as placas para analisar a presença de L. presuntivo monocytogenes (azul esverdeado) colônias. Selecione 5 presuntivo L. monocytogenes colônias e subcultura-los em BLA até a obtenção de culturas puras de isolados / colónias individuais. Re-incubar as placas negativas a 36 ± 1 ° C para um adicional de 22 - 26 horas. </li><li> Selecione uma colônia pura e identificar presuntivo L. monocytogenes por meio de testes bioquímicos comerciais, como o cartão de identificação VITEK 2 ou API Listeria sistema de identificação bioquímica, seguindo i do fabricantenstructions. </li></ol></li><li> Patogênicas presumíveis isolados de insetos deve ser confirmado e serotipados em um laboratório de referência. </li></ol>

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Ecology, classification and biotic associations. , (1971).</li><li>Barro, N., Aly, S., Tidiane, O. C. A., Sababenedjo, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Carriage+of+bacteria+by+proboscises,+legs,+and+feces+of+two+species+of+flies+in+street+food+vending+sites+in+Ouagadougou,+Burkina+Faso.">Carriage of bacteria by proboscises, legs, and feces of two species of flies in street food vending sites in Ouagadougou, Burkina Faso.</a> Journal of Food Protection. 69 (8), 2007-2010 (2006).</li><li>Ugbogu, O. C., Nwachukwu, N. C., Ogbuagu, U. 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N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Symbiont-mediated+protection+in+insect+hosts.">Symbiont-mediated protection in insect hosts.</a> Trends in Microbiology. 17 (8), 348-354 (2009).</li><li>Feldhaar, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bacterial+symbionts+as+mediators+of+ecologically+important+traits+of+insect+hosts.">Bacterial symbionts as mediators of ecologically important traits of insect hosts.</a> Ecological Entomology. 36 (5), 533-543 (2011).</li><li>Wright, A. P., Gould, L. H., Mahon, B., Sotir, M. J., Tauxe, R. 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The use of specified instrumentation is not an endorsement by the U.S. Food and Drug Administration. The authors certify that there is no conflict of interest with any financial organization regarding the material discussed in this article.

Estudos anteriores que detectados patogênicas de insetos selvagens têm utilizado uma grande variedade de protocolos que podem não incluir as informações necessárias para avaliar com precisão o risco alimentar da presença de uma única mosca em alimentos ou em ambientes relacionados com os alimentos 13,15, 23,24. Aqui, demonstramos que a utilização deste protocolo padronizado, é possível detectar e isolar Cronobacter spp., S. enterica, e L. monocytogenes a partir da superfície do corpo e do canal alimentar de moscas individuais capturados na natureza. Dado que os insectos podem levar baixos números de origem alimentar o patógeno alvo e um número elevado de outro microbiota 25,26, este protocolo exige que o enriquecimento principal (e, por vezes, secundário) das amostras em meios de cultura específicos para aumentar a sensibilidade de detecção do agente patogénico alvo de origem alimentar . Os resultados do sistema de detecção à base de PCR foram obtidos dentro de aproximadamente 30 horas (para a detecção de Cronobacter spp. e S. enterica) e 48 horas (para a detecção de Listeria monocytogenes) depois de inicialmente processamento das amostras. Assim, este protocolo é confiável, bem como rápido e sensível o suficiente para rastrear uma única mosca para a presença de agentes patogénicos de origem alimentar. A confirmação dos resultados de PCR-positivas e isolamento de bactérias viáveis ​​é parte do procedimento de operação padrão de muitos laboratórios. Além disso, para fins epidemiológicos, culturas bacterianas puras de amostras de PCR-positivos são necessários para confirmar ainda mais e sorotipo do patógeno de origem alimentar usando bioquímicas, imunológicas, ou métodos genéticos. Embora não foram observados falsos positivos quando detectar S. entérica e L. monocytogenes de partes do corpo de solteiro moscas silvestres capturados, utilizando este protocolo, encontramos até uma taxa de 50% de falsos positivos para Cronobacter spp. Isto sugere que o sistema de detecção com base em PCR para a Cronobact géneroer podem apresentar reações cruzadas com outros Enterobacteriaceae presente entre a microbiota altamente complexa realizada por moscas. Assim, o isolamento e purificação de colónias puras do Cronobacter género de amostras positivas para a PCR requer chapeamento mais selectivo do que os outros agentes patogénicos avaliadas. Este protocolo foi essencialmente normalizado para rastrear moscas selvagens apanhados-individuais quanto à presença de Cronobacter spp., S. enterica, e L. monocytogenes, utilizando um sistema de detecção baseado em PCR comercial. No entanto, este protocolo foi também facilmente adaptado para rastrear partes do corpo de moscas individuais quanto à presença de outros agentes patogénicos de origem alimentar, tais como E. coli entero-O157: H7 (usando a E. coli O157: H7 MP kit de ensaio padrão ou a E. coli O157: H7 kit de ensaio em tempo real) e o shiga-toxigénica E. coli (STEC) grupo (usando o tempo real STEC suite), sensibilidades obtenção de&gt; 80% (despublicardados ed). Além disso, este protocolo pode, potencialmente, ser adaptado para detectar agentes patogénicos alimentares de outros insetos que são vetores de doenças (baratas e formigas) conhecidas, mas mais pesquisas nesta área é necessário. Investigações doença foco de origem alimentar são muito dinâmicas e compreendem um processo de várias etapas que podem variar de acordo com a situação específica eo ambiente local sendo investigada 12,27. Estas investigações são importantes porque fornecem proteção imediatos para a saúde pública, evitando doenças futuras. Além disso, estas investigações podem elucidar novos mecanismos pelos quais os microrganismos de origem alimentar são distribuídos, e levantar questões importantes que levam a novas áreas de investigação 28. Técnicas de investigação, bem como protocolos padronizados, rápidos e sensíveis são necessários para a detecção de patógenos alimentares dos insetos individuais. Este protocolo padronizado abre a oportunidade de coletar assepticamente insetos como moscas, which pode vetor da bactéria patogénica de origem alimentar, como parte de um programa de amostragem ambiental. A informação epidemiológica que pode ser adquirida a partir desta seriam de uso na construção de uma imagem precisa dos mecanismos de transmissão de agentes patogénicos de origem alimentar por insetos (ou seja, a duração do tempo de exposição: uma mosca pousando contra moscas desembarque, defecar, e regurgitando). Finalmente, embora o sistema de detecção com base em PCR comercial descrito aqui é prático usar e simplifica a amplificação por PCR e a visualização de um amplicão de nível género, não é de modo algum o único sistema adequado. O lisado proveniente de amostras enriquecidas poderiam ser utilizadas em alternativa para rastrear a presença de agentes patogénicos de origem alimentar, utilizando pares de iniciadores específicos de espécie publicamente disponíveis. No entanto, a sensibilidade de detecção deve ser demonstrado antes da sua utilização.

Insetos desempenhar um papel importante na transmissão de doenças relacionadas com a alimentação, porque eles podem se espalhar patógenos em superfícies e utensílios um alimento ou contato com alimentos. Entre os insetos, moscas, baratas, formigas e exibem comportamentos que favorecem a propagação de agentes patogénicos de origem alimentar. Estes comportamentos incluem uma associação com a matéria em decomposição, lixo e fezes, (edifícios) que entram endófila e sinantropia (coabitar com os humanos) 2. .. Patogênicas, como Salmonella spp, Listeria monocytogenes, Campylobacter spp, Escherichia coli O157: H7, e membros do gênero Cronobacter (anteriormente Enterobacter sakazakii) foram relatados para ser transmitida por insetos 3-5. Filth sinantrópicos moscas espalhar mecanicamente bactérias de origem alimentar através da transferência de patógenos de suas superfícies corporais contaminados. No entanto, a presença de agentes patogénicos de origem alimentar no canal alimentar de moscas pode ser até três vezesmaior do que a observada em suas superfícies do corpo (corpo, cabeça, pernas e asas) 5. Patogênicas também pode permanecer no canal alimentar da mosca de um maior período de tempo do que na superfície do corpo 6,7 e, em alguns casos, eles são capazes de se multiplicar, colonizando 4,8,9 tracto digestivo da mosca. Isso aumenta o potencial vetor de moscas, porque eles podem se espalhar ainda mais patogênicas através de defecação e regurgitação 10,11. Hoje em dia, não são melhorados os sistemas de vigilância que são capazes de detectar surtos de doenças transmitidas por alimentos mais rapidamente. Durante a execução de investigações de surtos de origem alimentar, autoridades de saúde pública olhar para a comida que pode ser a fonte (s) ou veículo (s) de infecção. Os investigadores também podem realizar uma avaliação ambiental da instalação (ou instalações) envolvidos para descobrir como o alimento estava contaminado e pode coletar amostras como parte da investigação 12. Despite a grande quantidade de literatura científica sobre os insetos como portadores de agentes patogénicos de origem alimentar, ligando insetos como vetores do patógeno causando um surto de doença de origem alimentar em particular tem sido um desafio. Isto é principalmente porque insetos não estão sendo assepticamente coletadas como parte de programas de amostragem ambiental durante a investigação de surtos de origem alimentar. Para incluir insetos, particularmente aqueles que exibem comportamentos que favorecem a propagação de agentes patogénicos de origem alimentar, como parte de um processo de amostragem ambiental, um protocolo padronizado, rápido, sensível e confiável para detectar agentes patogénicos de origem alimentar a partir de um único inseto precisa estar no lugar. Chapeamento técnicas tradicionais para a detecção de agentes patogénicos de origem alimentar de insectos são trabalhosos e dependem do crescimento competitivo das bactérias alvo em diferentes meios de cultura para superar o rápido crescimento da microflora comensal inata do insecto. A maioria dos estudos que têm associados insetos com bapatógenos cterial ter aumentado a sensibilidade do método, que congregam vários insetos em vez de identificar a presença de patógenos em uma base por indivíduo. Assim, esses estudos não diferenciar a parte do corpo do inseto, onde os patógenos foram encontrados 13-18. A capacidade de identificar se patogênicas estão localizados na superfície do corpo ou no tubo digestivo de um inseto indivíduo é importante, pois isso pode ter implicações epidemiológicas e podem levar a diferentes estratégias de mitigação. Como vectores mecânicos, que opera em terra alimentar por um curto período de tempo só pode transferir os baixos níveis de bactérias da sua superfície corporal, ao passo que aquelas moscas que regurgitar e defecar sobre os alimentos aumentam a probabilidade de transferência de agentes patogénicos a níveis potencialmente elevados de infecção. Por conseguinte, é importante para estimar a prevalência de um agente patogénico de origem alimentar por um insecto indivíduo e para diferenciar a parte do corpo do referido insecto, onde o p bacteriana<html> athogen está localizado. Mesmo que o uso de métodos independentes de cultivo para detectar agentes patogénicos de origem alimentar são cada vez mais sendo implementadas, elas não foram comercialmente usado para detectar agentes patogénicos de origem alimentar a partir de um único inseto. Atualmente, existem protocolos validados moleculares que estão comercialmente disponíveis para a rápida detecção de patógenos alimentares de alimentos que estão sendo usadas pela indústria e agências reguladoras. Estes métodos incluem sistemas baseados no ADN para a detecção de agentes patogénicos em uma variedade de amostras de alimentos. Embora os protocolos moleculares são mais rápidos do que os métodos tradicionais de chapeamento, o enriquecimento da amostra continua a ser necessária para obter o nível de sensibilidade de 10 2 unidades formadoras de colónias (UFC) do agente patogénico bacteriano necessário na reacção em cadeia da polimerase (PCR) de métodos baseados em 19. Além disso, o isolamento de colônias de bactérias puras de amostras positivas para a PCR é necessária para confirmar o patógeno através de métodos apropriados. conteúdo &quot;&gt; O objectivo deste protocolo é de padronizar um sistema baseado em PCR comercialmente disponíveis utilizados para detectar agentes patogénicos em amostras alimentares e ambientais para a detecção de bactérias de origem alimentar a partir da superfície do corpo e do tubo digestivo de uma única mosca e para isolar ainda mais aqueles patogéneos da sensibilidade samples.The do protocolo descrito aqui foi calibrado primeiro criados em laboratório com casa adulto moscas (Musca domestica) que foram experimentalmente alimentados com diluições em série de cada agente patogénico bacteriano. O protocolo padronizado foi subsequentemente utilizada para levantamento 100 selvagens capturados voa para a presença de agentes patogénicos alimentares de suas superfícies corporais e / ou canais alimentares. Este protocolo padronizado permitirá que os laboratórios de saúde pública para detectar ameaças à saúde apresentados por insetos, permitindo a possibilidade de coletá-los como parte do programa de amostragem ambiental durante a execução de origem alimentar investigações de surtos.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Bismuth sulfite (BS) agar</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>R452402</td>
			<td>*Multiple suppliers.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Brain heart infusion (BHI) broth</td>
			<td>Becton, Dickson and Company</td>
			<td>299070</td>
			<td>*Pre-warmed to 37&#176;C. Multiple suppliers.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Brilliance Listeria agar (BLA)</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>CM1080B</td>
			<td>*Multiple suppliers.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buffered peptone water (BPW)</td>
			<td>Becton, Dickson and Company</td>
			<td>212367</td>
			<td>*Pre-warmed to 37&#176;C or 42&#176;C. Multiple suppliers.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Brilliance Cronobacter agar (Druggan-Forsythe-Iversen formulation/DFI)</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>CM1055B</td>
			<td>*Multiple suppliers.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>chromID Sakazakii Agar</td>
			<td>bioM&#233;rieux</td>
			<td>43741</td>
			<td>*Call for information: 800.682.2666</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>R &#38; F Enterobacter sakazakii (Cronobacter) Chromogenic Plating Medium</td>
			<td>R &#38; F Laboratories</td>
			<td>Various</td>
			<td>*Call for information: +1.630.969.530</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>R &#38; F Enterobacter sakazakiii Enrichment Broth and supplement</td>
			<td>R &#38; F Laboratories</td>
			<td>Various</td>
			<td>*Call for information: +1.630.969.530</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hektoen enteric (HE) agar</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>OXCM0419B</td>
			<td>*Multiple suppliers.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>24 Listeria enrichment broth (24LEB)</td>
			<td>Oxoid</td>
			<td>CM1107</td>
			<td>*Freshly prepared at room-temperature. Multiple suppliers.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Listeria selective enrichment supplement</td>
			<td>Oxoid</td>
			<td>SR0243</td>
			<td>*Multiple suppliers.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Novobiocin</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>OXSR0181E</td>
			<td>*Multiple suppliers. Store at 2-8 &#176;C</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vancomycin hydrochloride hydrate</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>861987</td>
			<td>Store at 2-8 &#176;C</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cefsulodin sodium salt hydrate</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>C8145</td>
			<td>Store at 2-8 &#176;C</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rappaport-Vassiliadis (RV) medium</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>CM0669B</td>
			<td>*Multiple suppliers.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tetrathionate (TT) Broth</td>
			<td>Becton, Dickson and Company</td>
			<td>249120</td>
			<td>*Multiple suppliers.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypticase soy agar (TSA)</td>
			<td>Becton, Dickson and Company</td>
			<td>236930</td>
			<td>*Multiple suppliers.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylose lysine desoxycholate (XLD) agar</td>
			<td>Becton, Dickson and Company</td>
			<td>221284</td>
			<td>*Multiple suppliers.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>API Biochemical identification system</td>
			<td>bioM&#233;rieux</td>
			<td>Various</td>
			<td>*Call for information: +1.800.682.2666</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>VITEK 2: Product Safety</td>
			<td>bioM&#233;rieux</td>
			<td>Various</td>
			<td>*Call for information: +1.800.682.2667</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BAX System Q7</td>
			<td>DuPont</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BAX E. sakazakii Standard assay kit</td>
			<td>DuPont</td>
			<td>D11801836</td>
			<td>*</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BAX L. monocytogenes 24E assay kit</td>
			<td>DuPont</td>
			<td>D13608125</td>
			<td>*</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BAX Salmonella 2 Standard assay kit</td>
			<td>DuPont</td>
			<td>D14368501</td>
			<td>*</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Capping tool</td>
			<td>DuPont</td>
			<td>D11677028</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Decapping tool</td>
			<td>DuPont</td>
			<td>D11134095</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PCR tube rack/holder</td>
			<td>DuPont</td>
			<td>D12701663</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Featherweight forceps, wide tip</td>
			<td>BioQuip</td>
			<td>4750</td>
			<td>Sterilize before use. Multiple suppliers.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fine point, straight tip forceps</td>
			<td>BioQuip</td>
			<td>4731</td>
			<td>Sterilize before use. Multiple suppliers.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Zirconia/silica beads, 0.5 mm</td>
			<td>Bio Spec Products, Inc.</td>
			<td>11079105z</td>
			<td>Multiple suppliers.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petri dishes - 60X15mm</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>08-772B</td>
			<td>Multiple suppliers.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Disposable inoculating loops, 10&#181;L</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>22-363-606</td>
			<td>Multiple suppliers.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L-shaped cell spreaders</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>14-665-230</td>
			<td>Multiple suppliers.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microcentrifuge tubes, 2 ml</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>Various</td>
			<td>Sterilize before use when needed. Secure lid is preferred. Multiple suppliers.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cluster tubes</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>05-500-13</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cluster tubes caps</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>05-500-23</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium hypochlorite (Liquid chlorine bleach)</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>*Dilute to 0.05% with water. Multiple suppliers.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile deionized water</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Multiple suppliers.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile distilled water</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Multiple suppliers.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethyl alcohol 190 proof</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>*Dilute to 70% with water when needed. Multiple suppliers.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Genie cell disruptor, 120V - for 1.5ml and 2.0ml microtubes</td>
			<td>Scientific Industries, Inc.</td>
			<td>SI-D238</td>
			<td>Multiple suppliers.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heating block</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Multiple suppliers.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cooling block</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Multiple suppliers.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Recirculating water bath</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Multiple suppliers.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereo microscope</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Multiple suppliers.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Centrifuge</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Multiple suppliers.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Incubator</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Multiple suppliers.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

detection of foodborne bacterial pathogens from individual filth flies

There is unanimous consensus that insects are important vectors of foodborne pathogens. However, linking insects as vectors of the pathogen causing a particular foodborne illness outbreak has been challenging. This is because insects are not being aseptically collected as part of an environmental sampling program during foodborne outbreak investigations and because there is not a standardized method to detect foodborne bacteria from individual insects. To take a step towards solving this problem, we adapted a protocol from a commercially available PCR-based system that detects foodborne pathogens from food and environmental samples, to detect foodborne pathogens from individual flies.Using this standardized protocol, we surveyed 100 wild-caught flies for the presence of Cronobacter spp., Salmonella enterica, and Listeria monocytogenes and demonstrated that it was possible to detect and further isolate these pathogens from the body surface and the alimentary canal of a single fly. Twenty-two percent of the alimentary canals and 8% of the body surfaces from collected wild flies were positive for at least one of the three foodborne pathogens. The prevalence of Cronobacter spp. on either body part of the flies was statistically higher (19%) than the prevalence of S. enterica (7%) and L.monocytogenes (4%). No false positives were observed when detecting S. enterica and L. monocytogenes using this PCR-based system because pure bacterial cultures were obtained from all PCR-positive results. However, pure Cronobacter colonies were not obtained from about 50% of PCR-positive samples, suggesting that the PCR-based detection system for this pathogen cross-reacts with other Enterobacteriaceae present among the highly complex microbiota carried by wild flies. The standardized protocol presented here will allow laboratories to detect bacterial foodborne pathogens from aseptically collected insects, thereby giving public health officials another line of evidence to find out how the food was contaminated when performing foodborne outbreak investigations.

Este protocolo foi calibrado sobre um primeiro conjunto de criadas em laboratório de moscas domésticas que foram experimentalmente alimentados durante 24 h com alimento líquido mosca (2% de leite em pó) contendo diluições em série (10 fevereiro - 10 agosto CFU / ml) de C. sakazakii, S. enterica, L. monocytogenes, ou C. jejuni (n = 21 para cada agente patogénico bacteriano). Meios de enriquecimento, assim como tempos de incubação e as temperaturas foram ajustados para cada fungo de origem alimentar até que o sistema baseado em PCR foi capaz de detectar os níveis mais baixos de bactérias (2 10 CFU / ml) a partir da superfície do corpo e o tubo digestivo de um único experimentalmente alimentados voar. Usando os meios de comunicação de enriquecimento e condições descritas na seção de protocolo, o sistema baseia-PCR detectou C. sakazakii, S. enterica, e L. monocytogenes a partir da superfície do corpo de 100% de moscas alimentadas com inóculos bacterianos&gt; 10 3 CFU / mL (Figura 1A). Quando as moscas foram alimentados com 102 UFC / ml, a percentagem de detecção de C. sakazakii, S. enterica, e L. monocytogenes a partir da sua superfície corporal foi de 100%, 66%, e 33%, respectivamente (Figura 1A). O sistema baseado em PCR também detectada nestas três patogênicas do canal alimentar de moscas alimentadas com todas as concentrações bacterianas em percentagens ≥33% (Figura 1B). No entanto, a detecção de C. jejuni só foi alcançado quando as moscas foram criadas em laboratório experimental alimentado com alimentos contendo o líquido mais elevado inoculo bacteriano (10 8 UFC / ml). Assim, C. jejuni foi excluído do grupo de agentes patogénicos de origem alimentar que pode ser testado devido à sujidade moscas sinantrópicas indivíduo usando este sistema de detecção com base em PCR. Com este protocolo padronizado, fomos capazes de determinar a prevalência de Cronobacter spp., S. enterica, e L. monocytogenes da superfície e / ou th corpoe canal alimentar de 100 moscas silvestres que estavam individualmente e de forma asséptica capturados na área de lixo de dez restaurantes urbanos localizados na área metropolitana de Washington, DC 5 Acumulados moscas filth eram representativas de pelo menos seis espécies, incluindo M. domestica (47%), Lucilia cuprina (33%), L. sericata (14%), Cochliomyia macellaria (2%), Sarcophaga haemorrhoidalis (2%), e Ophyra leucostoma (1%). Uma mosca foi identificado apenas a nível de família (Anthomyiidae; 1%). O protocolo de superfície-a desinfecção era eficaz em evitar a contaminação cruzada entre as partes do corpo da mosca porque nenhum crescimento bacteriano foi observado em placas de TSA para a água do último enxaguamento de desinfecção de cada mosca indivíduo. Assim, poderia ser feita uma distinção entre bactérias de origem alimentar presentes nas partes do corpo de cada mosca. Sem falsos positivos foram detectados a partir de amostras da superfície do corpo e o canal alimentar demoscas individuais quando se utiliza este sistema comercial com base em PCR para a detecção de S. entérica e L. monocytogenes, ea confirmação de patógenos viáveis ​​em placas de agar estava de acordo com os resultados PCR-positivos. No entanto, não foi possível isolar culturas puras de Cronobacter spp. a partir de todas as amostras positivas para a PCR. Assim, a detecção da bactéria por PCR baseada em sistema mostrou falsos positivos a partir da superfície do corpo (50%; 18/09) e do canal alimentar (48%; 16/33) de solteiro moscas selvagens capturados. Amostras de PCR-negativo aleatoriamente selecionados que foram semeadas em meios específicos, confirmou a ausência de agentes patogénicos de origem alimentar. Portanto, não há falsos negativos foram detectados a partir de qualquer das amostras quando se utiliza este sistema baseado em PCR para detectar comercial Cronobacter spp., S. enterica, ou L. monocytogenes. Apenas as amostras positivas para a PCR, onde o patógeno foi isolado e confirmado foram considerados positivose incluídas para análise estatística. A presença global de agentes patogénicos de origem alimentar no canal alimentar de selvagens capturados moscas filth foi significativamente maior do que na superfície corporal (χ 2 = 6,8772, df = 1, p = 0,0087). 22% dos canais alimentares e 8% das superfícies corporais de moscas selvagens recolhidos foram positivos para pelo menos um dos três agentes patogénicos de origem alimentar (Figura 2). Em geral, a prevalência de Cronobacter spp. em ambos as superfícies do corpo ou canais alimentares de moscas coletadas foi estatisticamente superior (19%; teste exato de Fisher, p = 0,0165) do que a prevalência de S. entérica (7%) e L. monocytogenes (4%). No entanto, não foram observadas diferenças estatísticas ao realizar comparações de pares entre as partes do corpo das moscas para cada patógeno bacteriano (Figura 3; teste exato de Fisher p = 0,1464, p = 0,1184 e p = 0,6212 para Cronobacterspp., S. enterica, e L. monocytogenes, respectivamente). Nenhuma das moscas foram positivos para todos os três agentes patogénicos avaliadas. No entanto, três das moscas (dois L. cuprina e um L. sericata) realizada Salmonella spp. e L. monocytogenes na superfície ou no canal alimentar. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/52372/52372fig1.jpg" /> Figura 1. Níveis de detecção de sakazakii Cronobacter, Salmonella enterica, Listeria monocytogenes e Campylobacter jejuni de (A) a superfície do corpo e (B) o canal alimentar de individuais criados em laboratório moscas alimentados com ração contendo líquidos diferentes inóculos bacteriana (n = 21 para cada agente patogénico bacteriano, n = 3 por cada concentração bacteriana). <img alt="Figura 2"src = &quot;/ files / ftp_upload / 52372 / 52372fig2.jpg&quot; /&gt; Figura 2. Percentagem de superfícies do corpo e canais alimentares de moscas individuais positivos para qualquer um dos agentes patogénicos alimentares alvo. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/52372/52372fig3.jpg" /> Figura 3. A prevalência de Cronobacter spp., Salmonella enterica, Listeria monocytogenes e da superfície do corpo e o canal alimentar de moscas sinantrópicas selvagens capturados. Os valores de p relatados são a partir de comparações de pares entre a superfície do corpo e do canal alimentar para cada patógeno bacteriano (teste exato de Fisher, p &lt;0,05 indica significância estatística). Copyright © Sociedade Americana de Microbiologia, Journal of Applied and Environmental Microbiology 78 (22): 7891-902, 2012. doi: 10,1128 / AEM.02195-12.

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Detection of Foodborne Bacterial Pathogens from Individual Filth Flies

A PCR-based protocol was adapted to detect Cronobacter spp., Salmonella enterica, and Listeria monocytogenes from body surfaces and alimentary canals of individual wild-caught flies. The goal of this protocol is to detect and isolate bacterial pathogens from individual insects collected as part of an environmental sampling program during foodborne outbreak investigations.

Detecção de Patógenos alimentares bacterianas de Flies Individual Filth

There is unanimous consensus that insects are important vectors of foodborne pathogens. However, linking insects as vectors of the pathogen causing a ...

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18.1K visualizações.  U.S. Food and Drug Administration. A PCR-based protocol was adapted to detect Cronobacter spp., Salmonella enterica, and Listeria monocytogenes from body surfaces and alimentary canals of individual wild-caught flies. The goal of this protocol is to detect and isolate bacterial pathogens from individual insects collected as part of an environmental sampling program during foodborne outbreak investigations.

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Colorimetric Paper-based Detection of Escherichia coli, Salmonella spp., and Listeria monocytogenes from Large Volumes of Agricultural Water

This protocol describes rapid colorimetric detection of Escherichia coli, Salmonella spp., and Listeria monocytogenes from large volumes (10 L) of agricultural waters. Here, water is filtered through sterile Modified Moore Swabs (MMS), which consist&#160;of a simple gauze filter enclosed in a plastic cartridge, to concentrate bacteria. Following filtration, non-selective or selective enrichments for the target bacteria are performed in the MMS. For colorimetric detection of the target bacteria, the enrichments are then assayed using paper-based analytical devices (&#181;PADs) embedded with bacteria-indicative substrates. Each substrate reacts with target-indicative bacterial enzymes, generating colored products that can be detected visually (qualitative detection) on the &#181;PAD. Alternatively, digital images of the reacted &#181;PADs can be generated with common scanning or photographic devices and analyzed using ImageJ software, allowing for more objective and standardized interpretation of results. Although the biochemical screening procedures are designed to identify the aforementioned bacterial pathogens, in some cases enzymes produced by background microbiota or the degradation of the colorimetric substrates may produce a false positive. Therefore, confirmation using a more discriminatory diagnostic is needed. Nonetheless, this bacterial concentration and detection platform is inexpensive, sensitive (0.1 CFU/ml detection limit), easy to perform, and rapid (concentration, enrichment, and detection are performed within approximately 24&#160;hr), justifying its use as an initial screening method for the microbiological quality of agricultural water.

Colorimetric Paper-based Detection of Escherichia coli, Salmonella spp., and Listeria monocytogenes from Large Volumes of Agricultural Water

A protocol involving integrated concentration, enrichment, and end-point colorimetric detection of foodborne pathogens in large volumes of agricultural water is presented here. Water is filtered through Modified Moore Swabs (MMS), enriched with selective or non-selective media, and detection is performed using paper-based analytical devices (&#181;PAD) imbedded with bacterial-indicative colorimetric substrates.

Papel colorimétrico à base de Detecção de<em&gt; Escherichia coli</em&gt;,<em&gt; Salmonella</em&gt; Spp. E<em&gt; Listeria monocytogenes</em&gt; A partir de grandes volumes de água Agrícola

This protocol describes rapid colorimetric detection of Escherichia coli, Salmonella spp., and Listeria monocytogenes from large volumes (10 L) of ...

Ambiente

Building Double-decker Traps for Early Detection of Emerald Ash Borer

Emerald ash borer (EAB) (Agrilus planipennis Fairmaire), the most destructive forest insect to have invaded North America, has killed hundreds of millions of forest and landscape ash (Fraxinus spp.) trees. Several artificial trap designs to attract and capture EAB beetles have been developed to detect, delineate, and monitor infestations. Double-decker (DD) traps consist of two corrugated plastic prisms, one green and one purple, attached to a 3 m tall polyvinyl chloride (PVC) pipe supported by a t-post. The green prism at the top of the PVC pipe is baited with cis-3-hexenol, a compound produced by ash foliage. Surfaces of both prisms are coated with sticky insect glue to capture adult EAB beetles. Double-decker traps should be placed near ash trees but in open areas, exposed to sun. Double-decker trap construction and placement are presented here, along with a summary of field experiments demonstrating the efficacy of DD traps in capturing EAB beetles. In a recent study in sites with relatively low EAB densities, double-decker traps captured significantly more EAB than green or purple prism traps or green funnel traps, all of which are designed to be suspended from a branch in the canopy of ash trees. A greater percentage of double decker traps were positive, i.e., captured at least one EAB, than the prism traps or funnel traps that were hung in ash tree canopies.

Effective traps to attract and capture the emerald ash borer (EAB) are a key element of detecting and managing this invasive pest. Double-decker traps, placed in full sun near ash trees, incorporate visual and olfactory cues and were more likely to capture EAB than other trap designs in field trials.

Construção de dois andares armadilhas para detecção precoce de cinzas Esmeralda Borer

Emerald ash borer (EAB) (Agrilus planipennis Fairmaire), the most destructive forest insect to have invaded North America, has killed hundreds of millions ...

Evaluating the Effect of Environmental Chemicals on Honey Bee Development from the Individual to Colony Level

The presence of pesticides in the beekeeping environment is one of the most serious problems that impacts the life of a honey bee. Pesticides can be brought back to the beehive after the bees have foraged on flowers that have been sprayed with pesticides. Pesticide contaminated food can be exchanged between workers which then feed larvae and therefore can potentially affect the development of honey bees. Thus, residual pesticides in the environment can become a chronic damaging factor to honey bee populations and gradually lead to colony collapse. In the presented protocol, honey bee feeding methods are described and applied to either an individual honey bee or to a colony. Here, the insect growth regulator (IGR) pyriproxyfen (PPN), which is widely used to control pest insects and is harmful to the development of honey bee larvae and pupae, is used as the pesticide. The presenting procedure can be applied to other potentially harmful chemicals or honeybee pathogens for further studies.

Herein we present a method to feed pesticide contaminated food to both an individual honey bee and a beehive colony. The procedure evaluates the pesticide effect on individual honey bees by in vivo feeding of basic larval diet and also on the natural condition of beehive colony.

Avaliando o efeito de substâncias químicas ambientais em Honey Bee Desenvolvimento do indivíduo para Colony Nível

The presence of pesticides in the beekeeping environment is one of the most serious problems that impacts the life of a honey bee. Pesticides can be ...

Fluorescent Paper Strips for the Detection of Diesel Adulteration with Smartphone Read-out

Three fluorescent molecular rotors of 4-dimethylamino-4-nitrostilbene (4-DNS) were investigated for their potential use as viscosity probes to indicate the content of kerosene in diesel/kerosene blends, a wide-spread activity to adulterate fuel. In solvents with low viscosity, the dyes rapidly deactivate via a so-called twisted intramolecular charge transfer state, efficiently quenching the fluorescence. Measurements of diesel/kerosene blends revealed a good linear correlation between the decrease in fluorescence and the increase of the fraction of the less viscous kerosene in diesel/kerosene blends. Immobilization of the hydroxy derivative 4-DNS-OH in cellulose paper yielded test strips that preserve the fluorescent indicator&#39;s behavior. Combination of the strips with a reader based on a smartphone and a controlling app allowed to create a simple field test. The method can reliably detect the presence of kerosene in diesel from 7 to 100%, outperforming present standard methods for diesel adulteration.

Here, we present a protocol to detect the adulteration of diesel with kerosene using test strips coated with a fluorescent viscosity probe together with a smartphone-based analysis system.

Tiras de papel fluorescente para a detecção da adulteração de Diesel com leitura de Smartphone

Three fluorescent molecular rotors of 4-dimethylamino-4-nitrostilbene (4-DNS) were investigated for their potential use as viscosity probes to indicate ...

Detection of Viruses from Bioaerosols Using Anion Exchange Resin

This protocol demonstrates a customized bioaerosol sampling method for viruses. In this system, anion exchange resin is coupled with liquid impingement-based air sampling devices for efficacious concentration of negatively-charged viruses from bioaerosols. Thus, the resin serves as an additional concentration step in the bioaerosol sampling workflow. Nucleic acid extraction of the viral particles is then performed directly from the anion exchange resin, with the resulting sample suitable for molecular analyses. Further, this protocol describes a custom-built bioaerosol chamber capable of generating virus-laden bioaerosols under a variety of environmental conditions and allowing for continuous monitoring of environmental variables such as temperature, humidity, wind speed, and aerosol mass concentration. The main advantage of using this protocol is increased sensitivity of viral detection, as assessed via direct comparison to an unmodified conventional liquid impinger. Other advantages include the potential to concentrate diverse negatively-charged viruses, the low cost of anion exchange resin (~$0.14 per sample), and ease of use. Disadvantages include the inability of this protocol to assess infectivity of resin-adsorbed viral particles, and potentially the need for the optimization of the liquid sampling buffer used within the impinger.

An anion exchange resin-based method, adapted to liquid impingement-based bioaerosol sampling of viruses is demonstrated. When coupled with downstream molecular detection, the method allows for facile and sensitive detection of viruses from bioaerosols.

Detecção de vírus de Bioaerossóis usando resina de troca de ânion

This protocol demonstrates a customized bioaerosol sampling method for viruses. In this system, anion exchange resin is coupled with liquid ...

An Anaerobic Biosensor Assay for the Detection of Mercury and Cadmium

Mercury (Hg) bioavailability to microbes is a key step to toxic Hg biomagnification in food webs. Cadmium (Cd) transformations and bioavailability to bacteria control the amount that will accumulate in staple food crops. The bioavailability of these metals is dependent on their speciation in solution, but more particularly under anoxic conditions where Hg is methylated to toxic monomethylmercury (MeHg) and Cd persists in the rhizosphere. Whole-cell microbial biosensors give a quantifiable signal when a metal enters the cytosol and therefore are useful tools to assess metal bioavailability. Unfortunately, most biosensing efforts have so far been constrained to oxic environments due to the limited ability of existing reporter proteins to function in the absence of oxygen. In this study, we present our effort to develop and optimize a whole-cell biosensor assay capable of functioning anaerobically that can detect metals under anoxic condition in quasi-real time and within hours. We describe how the biosensor can help assess how chemical variables relevant to the environmental cycling of metals affect their bioavailability. The following protocol includes methods to (1) prepare Hg and Cd standards under anoxic conditions, (2) prepare the biosensor in the absence of oxygen, (3) design and execute an experiment to determine how a series of variable affects Hg or Cd bioavailability, and (4) to quantify and interpret biosensor data. We show the linear ranges of the biosensors and provide examples showing the method's ability to distinguish between metal bioavailability and toxicity by utilizing both metal-inducible and constitutive strains.

Here, we present a protocol to use an anaerobic whole-cell microbial biosensor to evaluate how different environmental variables affect the bioavailability of Hg and Cd to bacteria in anoxic environments.

Um ensaio de anaeróbios Biosensor para a detecção de mercúrio e cádmio

Mercury (Hg) bioavailability to microbes is a key step to toxic Hg biomagnification in food webs. Cadmium (Cd) transformations and bioavailability to ...

A Precise and Autonomous System for the Detection of Insect Emergence Patterns

Existing systems to measure insect emergence patterns have limitations; they are only partially automated and are limited in the maximum number of emerging insects they can detect. In order to obtain precise measurement of insect emergence, it is necessary for systems to be semi-automated and able to measure large numbers of emerging insects. We addressed these issues by designing and building a system that is automated and can measure emergence of up to 1200 insects. We modified the existing &#34;falling-ball&#34; system using Arduino microcontrollers to automate data collection and expand the sample size through multiple data channels. Multiple data channels enable the user to not only increase their sample size, but also allows for multiple treatments to be run simultaneously in a single experiment. Furthermore, we created an R script to automatically visualize the data as a bubble plot, while also calculating the median day and time of emergence. The current system was designed using 3D printing so the user can modify the system to be adjusted for different species of insects. The goal of this protocol is to investigate important questions in chronobiology and stress physiology, using this precise and automated system to measure insect emergence patterns.

Measurement of insect emergence patterns requires precision. Existing systems are only semi-automated and sample size is limited. We addressed these issues by designing a system using microcontrollers to precisely measure the time of emergence of large numbers of emerging insects.

Um sistema autónomo e preciso para a detecção de padrões de emergência de insetos

Existing systems to measure insect emergence patterns have limitations; they are only partially automated and are limited in the maximum number of ...

Individual Culturing of Tigriopus Copepods and Quantitative Analysis of Their Mate-guarding Behavior

Copepods of the genus Tigriopus, which are common zooplankton in rocky tide pools, show precopulatory mate-guarding behavior where a male clasps a potential mate to form a pair. While this phenomenon has attracted interest of researchers, methods for its analysis have not been well described. Here we describe procedures for: 1) individual culturing and staging of Tigriopus juveniles and adults, and 2) video-based analysis of their mate-guarding behavior. The culturing method enables experimental control of paring experience of animals as well as the ability to track their development before behavioral tests. The analysis method allows quantitative evaluation of several aspects of the mate-guarding behavior, including capturing attempts by males and swimming trajectory of mate-guarding pairs. Although these methods were originally established for ethological studies on Tigriopus, with proper modifications they can also be applied to studies of other zooplankton in different research fields, such as physiology, toxicology, and ecological genetics.

Individual Culturing of Tigriopus Copepods and Quantitative Analysis of Their Mate-guarding Behavior

Mate-guarding behavior plays an important role in reproduction of intertidal copepods of the genus Tigriopus. However, methods for studying this behavior have not been well described. Here we describe methods for: 1) individual culture of virgin Tigriopus animals, and 2) quantitative analysis of their mate-guarding behavior.

Cultivo individual de copépodes Tigriopus e análise quantitativa de seu comportamento companheiro-guarda

Copepods of the genus Tigriopus, which are common zooplankton in rocky tide pools, show precopulatory mate-guarding behavior where a male clasps a ...

Reproducible dsRNA Microinjection and Oviposition Bioassay in Mosquitoes and House Flies

Synthetic dsRNAs, used to induce RNA interference, may have dose dependent phenotypic effects. These effects are difficult to define if the dsRNAs are delivered using a non-quantitative method. Accurate delivery of known quantities of nucleic acids or other chemicals is critical to measure the efficacy of the compound being tested and to allow reliable comparison between compounds.
Here we provide a reproducible, quantitative microinjection protocol that ensures accurate delivery of specific doses of dsRNA, reducing the mortality typically induced by injection injury. These modifications include the addition of Rhodamine B, a graduated injection needle, and an improved recovery method borrowed from Isoe and Collins. This method allows calculation of dose responses and facilitates comparisons between compounds. Versions of this method have been successfully used on three genera of mosquitoes as well as house flies to assess the reduction in fecundity resulting from gene silencing of ribosomal RNA transcripts.
This protocol provides strategies to reduce several challenges of small insect microinjection. Together, mechanical delivery of dsRNAs accompanied by visual verification, identification of effective locations for delivery, and inclusion of a post-injection recovery period ensure accurate dosing and low injury mortality. This protocol also describes an oviposition bioassay for uniform determination of effects on fecundity.

This protocol describes a microinjection methodology that we have standardized and used for several years to deliver specific quantities of nucleic acids directly to the hemolymph of mosquitoes and house flies. This protocol results in minimal injection mortality and allows dose correlated measurements of fecundity.

Reprodutível dsRNA Microinjection e Bioassay de oviposição em mosquitos e moscas domésticas

Synthetic dsRNAs, used to induce RNA interference, may have dose dependent phenotypic effects. These effects are difficult to define if the dsRNAs are ...

Enrichment and Detection of Clostridium perfringens Toxinotypes in Retail Food Samples

Clostridium perfringens (C. perfringens) is a prolific toxin producer and causes a wide range of diseases in various hosts. C. perfringens is categorized into five different toxinotypes, A through E, based on the carriage of four major toxin genes. The prevalence and distribution of these various toxinotypes is understudied, especially their pervasiveness in American retail food. Of particular interest to us are the type B and D strains, which produce epsilon toxin, an extremely lethal toxin suggested to be the environmental trigger of multiple sclerosis in humans. To evaluate the presence of different C. perfringens toxinotypes in various food samples, we developed an easy method to selectively culture these bacteria without the use of an anaerobic container system only involving three culturing steps. Food is purchased from local grocery stores and transported to the laboratory under ambient conditions. Samples are minced and inoculated into modified rapid perfringens media (RPM) and incubated overnight at 37 &#176;C in a sealed, airtight conical tube. Overnight cultures are inoculated onto a bottom layer of solid Tryptose Sulfite Cycloserine (TSC) agar, and then overlaid with a top layer of molten TSC agar, creating a &#34;sandwiched&#34;, anaerobic environment. Agar plates are incubated overnight at 37 &#176;C and then evaluated for appearance of black, sulfite-reducing colonies. C. perfringens-suspected colonies are removed from the TSC agar using sterile eye droppers, and inoculated into RPM and sub-cultured overnight at 37 &#176;C in an airtight conical tube. DNA is extracted from the RPM subculture, and then analyzed for the presence of C. perfringens toxin genes via polymerase chain reaction (PCR). Depending on the type of food sampled, typically 15&#8211;20% of samples test positive for C. perfringens.

Enrichment and Detection of Clostridium perfringens Toxinotypes in Retail Food Samples

The objective of this protocol is to detect different Clostridium perfringens toxinotypes in locally purchased foods, particularly epsilon toxin producing strain types B and D, without the use of anaerobic chambers.

Enriquecimento e detecção de toxinotipos de Clostridium perfringens em amostras de alimentos para varejo

Clostridium perfringens (C. perfringens) is a prolific toxin producer and causes a wide range of diseases in various hosts. C. perfringens is categorized ...