Este trabalho foi apoiado em parte por 1R03DK096151.

Todos os ratinhos foram adquiridos da The Jackson Laboratory (Bar Harbor, ME) e foram alojados em condições livres de patógenos na Universidade do Colorado Denver, Facility Barbara Davis Centro de animal de acordo com diretrizes do NIH e com a aprovação da University of Colorado Denver IACUC. 1. doador de rim Colheita <ol><li> Esterilizar todos os instrumentos, usar luvas estéreis durante todo o processo e manter um campo esterilizado. Executar todas as cirurgias com a utilização de um microscópio de operação. </li><li> Remover cirurgicamente rins de doadores de rato anestesiado-pentobarbital (60mg / kg IP) doadores. Verificar profundidade da anestesia por toe-pitada, e observar a freqüência respiratória. </li><li> Clipe da pele, em seguida, imobilizar o rato por apoios de 4-way. Prepare a pele com iodopovidona e armar o mouse de forma estéril. </li><li> Adicione a 2 cm da linha média incisão abdominal vertical e entrar na cavidade abdominal. Retrair o intestino superiormente e exteriorizá-lopara o peito. Mantenha o intestino envolto em gaze estéril úmido durante todo o procedimento. </li><li> Identificar os grandes vasos abdominais e mobilizá-los, identificar quaisquer ramos lombares e ou cauterizar ou ligá-los com 10/0 nylon de sutura. </li><li> Imediatamente distal para os vasos renais esquerda provocar a veia cava inferior (IVC) e aorta abdominal (AA) por dissecção romba para além ao longo de aproximadamente 2 mm. Ligadura com 10/0 nylon e dividir pequena arterial e ramos venosos dos vasos renais. </li><li> Agora separar a veia renal a partir da artéria renal cuidadosamente por dissecção romba destas estruturas. Isto permite a criação de um emplastro precisas Carrel na extremidade proximal da veia renal, que vai ser utilizado para formar uma anastomose extremidade-a-lado para os destinatários IVC. </li><li> Identificar, ligadura e dividir os vasos adrenal esquerda. Isto permite que o acesso à aorta supra-renal e uma sutura de seda 6-0 é colocado em torno da aorta em preparação para a ligação, mas não amarrado neste momento. </li&gt; <li> Mobilizar o rim, ureter e vasos do tablier envolvente. Gire o rim para a direita e ligar / dividir quaisquer ramos posteriores. Em seguida, a rim de regresso para a esquerda. </li><li> Agora dirija a atenção para o ureter. Sem perturbar o hilo renal libertar o ureter a partir da envolvente tablier tendo o cuidado de preservar os vasos ureterais. Divida o ureter no nível do canal deferente. O rim está agora pronto para recuperar. </li><li> Lentamente injetar 300 unidades de heparina para a VCI distal heparinizar assim o doador. Atar o fio de sutura de seda 6-0 colocado em torno do AA supra-renal e perfundir o rim esquerdo via a aorta abdominal distai com 0,8 ml de solução salina de heparina (100 U / mL). </li><li> Uma vez que a perfusão cessou criar um remendo Carrel venosa imediatamente para eliminar o refluxo para o rim. Retrair a veia renal em direção ao rim revelando a AA ea artéria renal abaixo. </li><li> Dividir a aorta adjacente à artéria renal, criando um calcanhar ee braçadeira como mostrado na Figura 1. Remover o rim e ureter, vasos do dador. </li><li> Remover o rim directamente a um receptor pré-preparado (0 min de tempo de isquemia fria) ou armazenado a 4 ° C numa solução de escolha para um tempo pré-determinado, até que o tempo de implantação. Eutanasiados os doadores por exsanguanation e deslocamento cervical. O tempo total para recuperar doador de rim é de aprox. 15-20 min. </li></ol> 2. Rim Técnica de Implante <ol><li> Anestesiar o mouse destinatário com pentobarbital (60 mg / kg dose inicial IP, 25mg / kg IP dose suplementar se necessário). Verificar profundidade da anestesia por toe-pitada, e observar a freqüência respiratória. Clipe da pele, em seguida, imobilizar o rato por apoios de 4 vias e aplicar pomada oftálmica para os olhos. Prepare a pele com iodopovidona e armar o mouse de forma estéril. </li><li> Adicione a 2 cm da linha média incisão abdominal vertical e entrar na cavidade abdominal. Retrair o intestinosuperiormente e exteriorizar para o peito. Mantenha o intestino envolto em gaze estéril úmido durante todo o procedimento. </li><li> Neste momento realizar uma nefrectomia direita. Ligar a artéria e veia renal com 6-0 seda. Extirpar o rim distal para as suturas. Ligadura do ureter com seda 6-0 e depois dividir proximal do rim. </li><li> Isolar a aorta abdominal e veia cava inferior (IVC) abaixo dos vasos renais. Coloque 4-0 laços de algodão em torno da aorta e, em seguida, IVC superiores inferior ao local da anastomose. Identificar e ligar quaisquer vasos lombares dentro do campo com nylon 10-0 sutura. </li><li> Atar os laços de algodão, o primeiro inferior seguido pelo superior. Deste modo algum sangue é retida na aorta fazendo o aortotomy mais fácil. </li><li> Formar o aortotomy com uma agulha de 30G para introduzir o lúmen da aorta. Estender a incisão com tesoura micro finas para um comprimento de cerca de 2 mm. </li><li> Faça um fim a anastomose lado do manguito doador aórtica punta-taco paraa aorta do receptor da seguinte maneira. Coloque um nylon 10-0 sutura estadia ponto na aorta do doador e ao ângulo inferior da incisão na aorta destinatário e gravata. </li><li> Coloque um segundo nylon 10-0 frente ao primeiro lugar na aorta do doador e do canto superior da incisão na aorta abdominal e gravata. Faça uma linha de sutura contínua de superior para inferior na parede lateral da aorta e empate contra o ponto estadia previamente colocado. Em seguida, sutura da parede medial de uma forma correndo e gravata. </li><li> Faça um fim-anastomose da veia renal dador até ao receptor IVC da seguinte forma. Perfurar o IVC com uma agulha de 30G e estender a incisão com tesoura micro finas. Amarre a veia renal de doadores para o canto inferior da incisão na VCI com nylon 10-0. Faça uma linha de sutura contínua entre a veia renal e da VCI e gravata. NOTA: É também de vital importância que a espessura total passa da agulha de sutura incluindo o adventit vascularIA e da íntima são alcançados. Eversão das bordas também assegura que não há contacto íntima-a-íntima, que ajuda na cura e selagem das anastomoses. Enquanto um agente de coagulação hemostática pode ser útil para reduzir vazamentos, recomendamos que um cirurgião sim contar com boa técnica. </li><li> Certifique-se de que as anastomoses são &quot;limpos&quot;. Isto é, que as paredes opostas não são capturados ao colocar pontos. Isto fará com que uma constrição significativa ao fluxo que irá resultar numa falha do enxerto e em casos extremos, à paralisia dos membros posteriores. NOTA: Outro factor extremamente importante é assegurar que a tensão das linhas de sutura anastomóticos também é óptima. Muito solto e haverá vazamento irreversível, muito apertado e estenose ao fluxo resultará. Se no lado arterial isto irá resultar em má perfusão do enxerto, se no lado venoso de um rim congestionado vai resultar. </li><li> Solte o fluxo venoso 4-0 tie algodão restabelece distal. Uma vez que a hemostasia do venonos anastomose tem sido observado gradualmente afrouxar o laço de algodão 4-0 proximal e observar a anastomose arterial para hemostasia. </li><li> Retire os laços de algodão do mouse uma vez ambas as anastomoses são consideradas seguras. Pierce da bexiga com uma agulha de 20 G a criação de dois furos. </li><li> Passar as pontas das pinças curvas através dos orifícios e puxar o ureter dador através da bexiga com a pinça com a extremidade proximal do ureter sendo ancorada à parede da bexiga com duas suturas de nylon 10-0. Aparar o excesso de comprimento do ureter saliente a partir do segundo furo permitindo do uréter se retraia dentro da bexiga e fechar o buraco com duas suturas de nylon 10-0. </li><li> Retorno do intestino para o abdômen. Feche a parede abdominal em duas camadas usando 5-0 sutura de seda de forma a funcionar. </li><li> Administrar um bolus de 1,0 ml de solução salina esterilizada quente no abdômen como a reanimação com líquidos em cima do fecho, e injectar 0,8 ml de solução salina normal subcutaneamente no pós-operatório. Nenhum outro supportisão necessárias medidas ve durante a cirurgia. </li><li> Recuperar o animal em uma manta térmica. Tempo de implante total é de aprox. 35-45 min. Administrar analgésicos, tais como a buprenorfina, de 0,05 mg / kg, SC, 0,1-0,2 ml no início do procedimento e cada 6-12 horas, durante 72 h pós-op. </li></ol> 3. A nefrectomia contralateral <ol><li> Dependendo dos requisitos do protocolo, vários dias após o procedimento de implante, uma nefrectomia contralateral executar sob anestesia com isoflurano (5% de isoflurano inalado por indução, 1,5-2,0% para manutenção). </li><li> Digite a cavidade abdominal e retrair delicadamente o intestino para a direita do animal. Expor o rim esquerdo e dissecar romba da fáscia circundantes. </li><li> Ligar a artéria renal, veia e do ureter com 6-0 suturas de seda e, em seguida, o rim acima excisar as suturas e remover o rim. Tempo total do procedimento é de aprox. 10 min. </li></ol> 4. Avaliação do Enxerto <ol><li> Medida creati soronove utilizando o método do picrato alcalino (Jaffe reacção). </li></ol>

<ol>
	<li>Skoskiewicz, M., Chase, C., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kidney+transplants+between+mice+of+graded+immunogenetic+diversity.">Kidney transplants between mice of graded immunogenetic diversity.</a> Transplant Proc. 5 (1), 721-725 (1973).</li><li>Kalina, S. L., Mottram, P. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+microsurgical+technique+for+renal+transplantation+in+mice.">A microsurgical technique for renal transplantation in mice.</a> Aust N Z J Surg. 63 (3), 213-216 (1993).</li><li>Han, W. R., Murray-Segal, L. J., Mottram, P. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modified+technique+for+kidney+transplantation+in+mice.">Modified technique for kidney transplantation in mice.</a> Microsurgery. 19 (6), 272-274 (1999).</li><li>Ge, F., Gong, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Strategies+for+successfully+establishing+a+kidney+transplant+in+a+mouse+model.">Strategies for successfully establishing a kidney transplant in a mouse model.</a> Exp Clin Transplant. 9 (5), 287-294 (2011).</li><li>Martins, P. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Learning+curve,+surgical+results+and+operative+complications+for+kidney+transplantation+in+mice.">Learning curve, surgical results and operative complications for kidney transplantation in mice.</a> Microsurgery. 26 (8), 590-593 (2006).</li><li>Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Primarily+vascularized+allografts+of+hearts+in+mice.+The+role+of+H-2D,+H-2K,+and+non-H-2+antigens+in+rejection.">Primarily vascularized allografts of hearts in mice. The role of H-2D, H-2K, and non-H-2 antigens in rejection.</a> Transplantation. 16 (4), 343-350 (1973).</li><li>Zhang, Z., Chen, H., Qian, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kidney+Transplantation+in+Mice.">Kidney Transplantation in Mice.</a> Experimental Organ Transplantation. , 45-64 (2013).</li><li>Zhang, L., Moskovitz, M., Piscatelli, S., Longaker, M. T., Siebert, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hemodynamic+study+of+different+angled+end-to-side+anastomoses.">Hemodynamic study of different angled end-to-side anastomoses.</a> Microsurgery. 16 (2), 114-117 (1995).</li><li>Liu, Q., Mirc, D., Fu, B. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanical+mechanisms+of+thrombosis+in+intact+bent+microvessels+of+rat+mesentery.">Mechanical mechanisms of thrombosis in intact bent microvessels of rat mesentery.</a> J Biomech. 41 (12), 2726-2734 (2008).</li><li>Chesnutt, J. K., Han, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tortuosity+triggers+platelet+activation+and+thrombus+formation+in+microvessels.">Tortuosity triggers platelet activation and thrombus formation in microvessels.</a> J Biomech Eng. 133 (12), 121004 (2011).</li><li>Han, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+vessel+buckling+within+soft+surrounding+tissue+generates+tortuosity.">Blood vessel buckling within soft surrounding tissue generates tortuosity.</a> J Biomech. 42 (16), 2797-2801 (2009).</li><li>Gutierrez-Diaz, J. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intraluminal+thrombus+and+neointimal+hyperplasia+after+microvascular+surgery.">Intraluminal thrombus and neointimal hyperplasia after microvascular surgery.</a> Surg Neurol. 24 (2), 153-159 (1985).</li><li>Khouri, R. K., Cooley, B. C., Kenna, D. M., Edstrom, L. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Thrombosis+of+microvascular+anastomoses+in+traumatized+vessels:+fibrin+versus+platelets.">Thrombosis of microvascular anastomoses in traumatized vessels: fibrin versus platelets.</a> Plast Reconstr Surg. 86 (1), 110-117 (1990).</li><li>Johnson, P. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Initial+platelet+deposition+at+the+human+microvascular+anastomosis:+effect+on+downstream+platelet+deposition+to+intact+and+injured+vessels.">Initial platelet deposition at the human microvascular anastomosis: effect on downstream platelet deposition to intact and injured vessels.</a> Plast Reconstr Surg. 90 (4), 650-658 (1992).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Dominar esta técnica de transplante é difícil, mas uma vez conseguido isso é uma ferramenta de pesquisa muito poderoso. O cirurgião paciente / pesquisador será recompensado pela atenção aos detalhes e consistência da técnica, que é a chave para dominar qualquer procedimento cirúrgico, ainda mais em pequenos modelos animais. As dificuldades técnicas de dominar o transplante de rim do rato são muitas dobras, e é altamente provável que a experiência em outros modelos pequenos transplante animal deve ser ad...

Desde 1973, o modelo de transplante renal em ratos tem sido um valioso instrumento de pesquisa, mas problemas técnicos têm dificultado seu uso generalizado. Ao longo dos anos, vários trabalhos têm sido publicados detalhando melhorias / aperfeiçoamentos a este procedimento. Como um modelo de transplante de órgãos sólidos, principalmente vascularizado este procedimento é, provavelmente, perdendo apenas para o modelo de transplante cardíaco heterotópico, que também foi concebido pelo laboratório Russell em 1973 6. Ambos os modelos se prestam à investigação sobre respostas de rejeição alogênicos, o desenvolvimento da função retardada do enxerto e lesão por isquemia-reperfusão. Um dos problemas mais comuns que devem ser comunicadas com transplante renal é a relativamente alta incidência de trombose arterial 4,5,7 que também experiente em nosso laboratório. Por isso nos propusemos a realizar uma revisão da literatura sobre a formação de trombos e, possivelmente, encontrar a causa deste problema técnico e também para elaborar umsolução possível. A causa mais provável de trombose é o caminho tortuoso tanto o sangue toma da aorta do receptor, para a aorta do doador renal em seguida, para a artéria renal dador. Este caminho provoca turbulência na artéria renal, o que pode conduzir à activação de plaquetas e formação de trombos. Com base nas observações recentes e uma pesquisa da literatura relevante 14/08 que surgiu com uma nova técnica que reduziu trombose para 0%. A técnica descrita aqui varia de técnicas previamente relatados na formação de um arterial punta-taco manguito que as instalações melhora a circulação sanguínea e reduz significativamente a formação de trombos. A braçadeira é formada pela divisão da aorta infra-renal através da face do óstio da artéria renal com um ângulo inferior a 45 ° em relação ao eixo longitudinal da aorta (Figura 1A e 1B). Isto resulta numa braçadeira aproximadamente 2 mm de comprimento. Um patch Carrel venosa é formado por transecting o renal veia para a VCI aumentando assim o diâmetro da braçadeira. A infra-renal de doadores abdominal aorta punta-taco manguito é de ponta a lado anastomosada à aorta abdominal destinatário ea veia renal doador / patch IVC é de ponta a lado anastomosado ao destinatário abdominal veia cava inferior (VCI) . O ureter é então introduzida e ancorada à bexiga tal como descrito por Han et al 3. Para este estudo transplantes não tratados apenas com tempo de isquemia quente (ie., Sem isquemia fria) são comparados. Neste caso isquemia quente refere-se ao tempo da cessação do fluxo sangüíneo através do rim de doador (passo 1.11 abaixo) e reperfusão do enxerto no receptor (passo 2.11 abaixo). Isquemia fria refere-se ao tempo que o rim não perfundido é e é mantido em armazenamento a frio, até ao início do procedimento de implante.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Instrument</td>
			<td>Roboz #</td>
			<td>Fine Science Tools #</td>
			<td>Arosurgical #</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Straight micro-dissecting forcep #5</td>
			<td>RS-5015</td>
			<td>11295-51</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curved micro-dissecting forcep #7</td>
			<td>RS-5047</td>
			<td>11297-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curved serrated forcep</td>
			<td>RS-5137</td>
			<td>11052-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vannas micro-dissecting scissors, short</td>
			<td>RS-5610</td>
			<td></td>
			<td>09.140.08</td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="2">Micro-dissecting scissors, straight, sharp, long</td>
			<td></td>
			<td>11.602.11</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro spring handle needle holder</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>11.549.15</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Straight mosquito forcep</td>
			<td></td>
			<td>91308-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro-dissecting scissors, straight, blunt</td>
			<td>RS-5962</td>
			<td>14078-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro-dissecting scissors, curved, blunt</td>
			<td>RS-5981</td>
			<td>14079-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro retractor</td>
			<td>RS-6540</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Instrument tray, 10&#8221; x 6 &#189;&#8221; x &#190;&#8221;</td>
			<td>RT-1350S</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silk suture, 5/0, 22.5m spool</td>
			<td></td>
			<td>18020-50</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suture</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10/0 nylon</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>T4A10Q07</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5/0 silk</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>E19A05N</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gloves</td>
			<td></td>
			<td>Drapes</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Biogel from Medex Supply</td>
			<td></td>
			<td>Precept, #64-9012-9</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringes</td>
			<td></td>
			<td>Cotton applicators</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>B-D 1cc insulin, #329424</td>
			<td></td>
			<td colspan="2">Fisher-brand, #23-400-100</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Povidone-Iodine swabs</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PDI, #B40600</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4/0 Cotton ties</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="2">Domestic cotton autoclaved with instruments</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

murine kidney transplant technique

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become proficient in and utilize this technique, it is now widely used by many laboratories around the world. A significant refinement to the original technique using the donor aorta to form the arterial anastomosis instead of the renal artery was developed and reported in 1993 by Kalina and Mottram 2 with a further advancement coming from the same laboratory in 1999 3. While one can become proficient in this model, a search of the literature reveals that many labs still experience a high proportion of graft loss due to arterial thrombosis. We describe here a technique that was devised in our laboratory that vastly reduces the arterial thrombus reported by others 4,5. This is achieved by forming a heel-and-toe cuff of the donor infra-renal aorta that facilitates a larger anastomosis and straighter blood flow into the kidney.

Esta técnica cirúrgica permite tanto para estudos simples sobrevivência de enxerto / rejeição, ou protocolos experimentais bastante complexas. Nas figuras abaixo demonstramos as vantagens de usar esse melhor técnica de anastomose arterial. Usando esta técnica, reduzimos significativamente a incidência de trombose arterial de 35% para 0%, aumentando assim a produtividade. Temos utilizado esta técnica para mais de um ano com o mesmo resultado de 0% a trombose mantida. A Figura 1 descreve o métod...

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Murine Kidney Transplant Technique

The goal of this manuscript is to describe the steps required to perform a kidney transplant in a mouse, paying particular attention to the details of the arterial anastomosis.

Rim murino técnica de transplante

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become ...

Research

JoVE Journal

Medicine

15.7K visualizações.  University of Colorado, Denver. The goal of this manuscript is to describe the steps required to perform a kidney transplant in a mouse, paying particular attention to the details of the arterial anastomosis. 