Os autores gostariam de agradecer ao Dr. Biagio Pietra por seu trabalho anterior em nosso laboratório.

Todos os animais foram alojados em condições livres de patógenos na Universidade de Colorado Barbara Davis Centro Biotério sob aprovação IACUC e tratados de acordo com as diretrizes do NIH. Profundidade da anestesia é julgado por toe pitada inicialmente e pela observância da taxa de respiração uma vez que o processo já começou. 1. Coração doador Colheita <ol><li> Anestesiar o rato doador através da injeção de pentobarbital (60 mg / kg IP). </li><li> Imobilizar o mouse pelas restrições de 4 vias e clipe da pele. Limpe a pele com álcool. </li><li> Após dissecação afastado da pele, abrir a cavidade abdominal através de uma incisão transversal logo abaixo do diafragma. </li><li> Corte o diafragma para posterior inserção costal e levantar a parede anterior do tórax anterior e superiormente expondo o coração. </li><li> Estender uma espessura total cortar o posterior cavidade torácica lateral nos lados esquerdo e direito do peito. </li><li> Isolar oveia cava inferior (VCI) e coloque um frouxo 5-0 seda de sutura ao redor do IVC adjacente à sua inserção no átrio direito. </li><li> Injetar 1,0 cc de 4 ° C salina heparinizada (200 u / cc) para o IVC, então ligadura do vaso com a sutura de seda 5-0 e dividir. </li><li> Isolar o direito da veia cava superior (VCSD) de forma semelhante e ligadura com fio de seda 5-0 e dividir. </li><li> Rolo delicadamente o coração para o lado direito dos animais e isolar a veia cava superior esquerda (VCSE), ligadura com um fio de seda 5-0 e dividir a exposição da artéria pulmonar esquerda. </li><li> Fixe o coração sob uma gaze molhada, enquanto o timo é fechado dissecado de distância da principal artéria pulmonar (AP) ea PA ramos direito e esquerdo e ascendente do arco aórtico. </li><li> Blunt dissecar o arco aórtico livre dos tecidos circundantes. Micro-tesoura são utilizados para dividir o proximal da aorta até a artéria braquial-cefálica direita, ou seja, não deve haver ramos entre o coração ea divisãoponto da aorta. </li><li> Esta secção do arco aórtico forma o manguito arterial para o processo de implante. </li><li> Refletir a braçadeira aórtica inferiormente para expor o tronco PA e os ramos direito e esquerdo do PA. </li><li> Blunt dissecar os ramos PA esquerdo e direito longe dos tecidos circundantes, tanto do coração quanto possível. Isto permite a fácil dissecção do tronco PA a partir de tecidos circundantes. </li><li> Divida o tronco PA como distalmente quanto possível, logo proximal à sua bifurcação. Esta secção da artéria pulmonar faz o manguito venoso para o processo de implante. </li><li> Coloque uma seda de sutura 5-0 em torno da base do coração e laço. O coração é em seguida cortada na base livre, e colocado em solução salina a 4 ° C. O tempo total de colheita é de aprox. 10-15 min. </li></ol> 2. Técnica de Implantes Coração <ol><li> Anestesiar os ratos receptores com pentobarbital (60 mg / kg de dose inicial de IP, 25 mg / kg IP dose suplementar, se necessário). </li><li> Clipe da pele eimobilizar o mouse pelas restrições de 4 vias e preparar a pele com iodopovidona e cortina de forma estéril. </li><li> Adicione de 2 cm na linha média abdominal incisão vertical e entrar na cavidade abdominal. </li><li> Recolha o intestino superiormente e exteriorizada para o peito. Manter envolto em gaze úmida estéril (solução salina estéril) em todo o caso. </li><li> Isolar a aorta abdominal e veia cava inferior (IVC) abaixo dos vasos renais e colocar 4-0 laços de algodão em torno da aorta e veia cava inferior superior, então inferior à do local da anastomose. </li><li> Identificar todos os vasos lombares dentro do campo e ligar com sutura de nylon 10-0. </li><li> Ate os laços de algodão, primeiro o inferior seguido do superior. Deste modo algum sangue é retida na aorta fazendo o Aortotomia mais fácil. </li><li> Formar o Aortotomia com uma agulha de 30 G para introduzir o lúmen da aorta. Estender a incisão com micro tesouras finas a um comprimento de aproximadamente 2 mm. Esta incisão é feita em uma linha reta ao longo da longaitudinal eixo do navio. </li><li> Faça um fim a anastomose da aorta do doador para a aorta destinatário da seguinte forma. Coloque um 10-0 sutura nylon estadia ponto na aorta do doador e para o ângulo inferior da incisão na aorta destinatário e gravata. Coloque um segundo 10-0 nylon oposto ao primeiro na aorta do doador e do canto superior da incisão na aorta abdominal e gravata. </li><li> Faça uma linha de sutura contínua de superior para inferior na parede lateral da aorta e empate contra o ponto estadia previamente colocado. Não se esqueça de trazer os INTIMAS (superfície vaso interior) juntos, como você costurar. Então suturar o lado medial de forma corrida e gravata. O primeiro e último ponto de cada lado deve ser colocado o mais próximo possível dos pontos estadia possível. Em seguida, ter em vista que 3 pontos uniformemente espaçados entre estes dois perfazendo um total de 5 pontos. </li><li> Faça um fim a anastomose da artéria pulmonar dador até ao receptor IVC da seguinte forma. Puncture a VCI com uma agulha 30 G e estender a incisão durante aprox. Dois milímetros com micro tesoura fina. Esta incisão é feita numa linha recta ao longo do eixo longitudinal da embarcação. </li><li> Amarre a artéria pulmonar do doador para o canto inferior da incisão na VCI com 10-0 nylon. Coloque um segundo 10-0 nylon oposto ao primeiro na artéria do doador e do canto superior da incisão no IVC e gravata. </li><li> Faça uma linha de sutura contínua entre a artéria pulmonar ea veia cava inferior e gravata. O primeiro e último ponto de cada lado deve ser colocado o mais próximo possível dos pontos estadia possível. Em seguida, ter em vista que 5 pontos uniformemente espaçados entre esses dois fazendo um total de 7 pontos. </li><li> Solte o algodão 4-0 empate fluxo venoso restabelecer distal. </li><li> Uma vez que a hemostasia da anastomose venosa tem sido observado o proximal empate 4-0 algodão está gradualmente afrouxados ea anastomose arterial observada para a hemostasia. Quando ambas as anastomoses são consideradas seguras, retire o cotton amarra do mouse. </li><li> Retorne o intestino ao abdômen. A parede abdominal é fechada em duas camadas utilizando 5-0 suturas de seda de uma maneira em execução. </li><li> Administrar um bolus de 1,0 ml de solução salina esterilizada quente no abdômen como reposição volêmica após o fechamento, e 0,8 ml de soro fisiológico é injetado por via subcutânea no pós-operatório. Não são necessárias outras medidas de suporte durante a cirurgia. Recuperar o animal em uma manta térmica. Tempo de implante total é de aprox. 90-120 min para iniciantes, 45-60 min com a experiência. Administrar analgesia buprenorfina, 0,05 mg / kg, SC, 0,1-0,2 ml no início do procedimento e cada 6-12 horas para 72 horas pós-op. </li></ol> 3. Avaliação Enxerto <ol><li> Avaliar a função do enxerto diariamente por palpação trans-abdominal. </li><li> Segure o mouse como se fosse para ser dada uma injecção intraperitoneal. </li><li> Pressione suavemente a ponta de um dedo indicador contra a parede abdominal e determinar o str espancamentoength e regularidade do enxerto. </li><li> Dê qualidade palpação uma pontuação de 4 (amplitude e frequência normal) para 0 (não bater rejeitado enxerto). </li></ol> NOTAS IMPORTANTES: Todos os instrumentos são esterilizados, luvas estéreis são usados ​​durante todo o procedimento e um campo estéril é mantida. As cirurgias dadoras e receptoras são realizadas com o uso de um microscópio de operação. Certifique-se de que as anastomoses são &quot;limpa&quot;. Isto é, que as paredes traseiras não são capturados ao colocar pontos. Isso fará com que uma constrição significativa a fluir que mais do que provavelmente resultam em um enxerto falhou e, em casos extremos para as posteriores de membros paralisia. Também é extremamente importante que a espessura total passa incluindo a adventícia vascular e íntima da agulha de sutura são alcançados. Eversão das bordas também assegura que não há contacto íntima-a-íntima, que ajuda na cura e selagem das anastomoses. Outro fato de importância vitalou é assegurar que a tensão das linhas de sutura de anastomose também é óptima. Muito solto e não haverá vazamento irreversível, muito apertado e estenose a fluir irá resultar. Se no lado arterial isto irá resultar em má perfusão do enxerto, se no lado venoso de um coração congestionado vai resultar.

<ol>
	<li>Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heart+transplantation+in+congenic+strains+of+mice.">Heart transplantation in congenic strains of mice.</a> Transplant Proc. 5 (1), 733 (1973).</li><li>Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Primarily+vascularized+allografts+of+hearts+in+mice.+The+role+of+H-2D,+H-2K,+and+non-H-2+antigens+in+rejection.">Primarily vascularized allografts of hearts in mice. The role of H-2D, H-2K, and non-H-2 antigens in rejection.</a> Transplantation. 16 (4), 343 (1973).</li><li>Niimi, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+technique+for+heterotopic+cardiac+transplantation+in+mice:+experience+of+3,000+operations+by+one+surgeon.">The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: experience of 3,000 operations by one surgeon.</a> J Heart Lung Transplant. 20 (10), 1123 (2001).</li><li>Plenter, R. J., Zamora, M. R., Grazia, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Four+decades+of+vascularized+heterotopic+cardiac+transplantation+in+the+mouse.">Four decades of vascularized heterotopic cardiac transplantation in the mouse.</a> J Invest Surg. 26 (4), 223 (2013).</li><li>Su, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modified+suture+technique+in+a+mouse+heart+transplant+model.">Modified suture technique in a mouse heart transplant model.</a> Asian J Surg. 34 (2), 86 (2011).</li><li>Mao, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+and+knotless+technique+for+heterotopic+cardiac+transplantation+in+mice.">A novel and knotless technique for heterotopic cardiac transplantation in mice.</a> J Heart Lung Transplant. 28 (10), 1102 (2009).</li><li>Csencsits, K. L., Bishop, D. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Contrasting+alloreactive+CD4++and+CD8++T+cells:+there's+more+to+it+than+MHC+restriction.">Contrasting alloreactive CD4+ and CD8+ T cells: there's more to it than MHC restriction.</a> Am J Transplant. 3 (2), 107 (2003).</li><li>Hasegawa, T., Visovatti, S. H., Hyman, M. C., Hayasaki, T., Pinsky, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heterotopic+vascularized+murine+cardiac+transplantation+to+study+graft+arteriopathy.">Heterotopic vascularized murine cardiac transplantation to study graft arteriopathy.</a> Nat Protoc. 2 (3), 471 (2007).</li><li>Linfert, D., Chowdhry, T., Rabb, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lymphocytes+and+ischemia-reperfusion+injury.">Lymphocytes and ischemia-reperfusion injury.</a> Transplant Rev. 23 (1), (2009).</li><li>Grazia, T. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acute+cardiac+allograft+rejection+by+directly+cytotoxic+CD4+T+cells:+parallel+requirements+for+Fas+and+perforin.">Acute cardiac allograft rejection by directly cytotoxic CD4 T cells: parallel requirements for Fas and perforin.</a> Transplantation. 89 (1), 33 (2010).</li><li>Liu, F., Kang, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heterotopic+heart+transplantation+in+mice.">Heterotopic heart transplantation in mice.</a> J Vis Exp. (6), (2007).</li><li>Plenter, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heterotopic+heart+transplantation+in+mice.">Heterotopic heart transplantation in mice.</a> European Society for Surgical Research. 45th Annual Congress. , (2010).</li></ol>

Os autores não têm nada a revelar.

Esta técnica cirúrgica não é fácil de dominar, mas uma vez dominado é uma poderosa ferramenta de pesquisa. O pesquisador / cirurgião é recompensado pela consistência técnica e pela atenção aos detalhes. Paciência durante a fase de aprendizagem é fundamental. Conforme publicado pelo Niimi 3, com o auxílio de uma ferramenta de aprendizagem de vídeo baseado leva uma média de 11 tentativas para conseguir o primeiro procedimento bem sucedido e 78 tentativas de alcançar uma taxa de sucesso de 90%. Vídeos tornaram-se uma importante ferramenta de ensino em cirurgia 11,12. Solução de problemas Sangramento das anastomoses podem ocorrer e isso é provavelmente devido a qualquer falta de tensão correta nas suturas, ou muito poucas suturas. Enquanto a coagulação do agente indutor, como Gelfoam pode ser útil para reduzir vazamentos, recomendamos que o cirurgião deve contar com boa técnica. Coração não bater congestionada é mais comumente devido à anastomose de que estão muito apertadas, principalmente no lado venoso. A não-beating, enxerto não perfundido é geralmente causada por uma bolha de ar que percorreu a uma das artérias coronárias. É importante manter uma área de humidade a húmido para evitar a entrada de bolhas para dentro dos vasos. Limitações da técnica Esta técnica não é adequada se um investigador pretende investigar efeitos sobre um coração a funcionar em pleno. Isso exigiria uma técnica de transplante ortotópico, que até à data tem-se revelado impossível de executar. Significância com respeito aos métodos existentes Se alguém deseja estudar os efeitos sobre um transplante de órgão totalmente vascularizado, sólida no mouse, em seguida, o modelo de coração é provavelmente o mais simples de dominar. Modelos do rato do pulmão, rim e transplante de fígado existem, mas são muito mais difíceis de aprender e perfeito. As etapas críticas no âmbito do protocolo É de vital importância que a espessura total pasnos incluindo a adventícia vascular e da íntima da agulha de sutura, são alcançados. Eversão das bordas também assegura que não há contacto íntima-a-íntima, que ajuda na cura e selagem das anastomoses. Outro factor extremamente importante é assegurar que a tensão das linhas de sutura de anastomose também é óptima. Muito solto e não haverá vazamento irreversível, muito apertado e estenose a fluir irá resultar. Se no lado arterial isto irá resultar em má perfusão do enxerto, se no lado venoso de um coração congestionado vai resultar. Acima de tudo, a repetição, a consistência do processo e contínua atenção aos detalhes irá produzir grandes resultados e dados financiáveis ​​e publicáveis.

Numa época em que é possível realizar transplantes de rim, pulmão, fígado e pâncreas em ratos, a pedra angular de transplante de órgão de pesquisa básica e imunologia desde 1973 1-4 permanece o modelo de transplante cardíaco heterotópico no mouse. Nos anos seguintes vários artigos foram publicados detalhando melhorias / aperfeiçoamentos 5,6 a este procedimento. Como um modelo de transplante de órgãos sólidos, principalmente vascularizado este procedimento é segundo a nenhum. Uma vez dominado este procedimento se presta à investigação de respostas de rejeição alogênicos 7, o desenvolvimento de vasculopatias crônicas 8 e os mecanismos de lesão de isquemia e reperfusão 9. As chaves para a aprendizagem com sucesso este procedimento são como qualquer outra cirurgia, paciência por parte do instrutor e do estagiário e atenção aos detalhes. No início do processo, o cirurgião irá encontrar novos que they vai gastar muitas horas em cada transplante. À luz da experiência adquirida, tempos cirúrgicos e, portanto, a isquemia, irá reduzir drasticamente. Prestar atenção aos detalhes de cada passo, mais cedo ou mais tarde levar ao sucesso. Enquanto o instrutor pode fazer o seu melhor para passar, e para antecipar, todas as possíveis quedas do poço que podem ser encontrados durante estas cirurgias, o estagiário &quot;criativa&quot; provavelmente vai encontrar alguns dos seus próprios! Os princípios básicos do procedimento são os seguintes. O doador ascendente do arco aórtico é ponta-a-lado anastomosada à aorta abdominal destinatário ea artéria pulmonar de doadores é de ponta-a-side anastomosado ao destinatário abdominal da veia cava inferior (VCI). O sangue flui desde a aorta do receptor em forma retrógrada pela aorta dador para as artérias coronárias. Quando o sangue fluiu através do sistema coronário que drena para o átrio direito através do seio coronário, é bombeado para o ventrículo direito eem seguida, através da artéria pulmonar para o destinatário da VCI. Desta forma, o sistema é fornecido coronária arterial e ritmo sinusal retorna para o enxerto dentro de 1-2 min de reperfusão. Desde as câmaras esquerdas do coração são, essencialmente, a pressão sub-carregado na parede livre do ventrículo esquerdo vai atrofiar com o tempo.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:608px;" width="607">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;width:247px;">Instrument</td>
			<td style="width:109px;">Roboz #</td>
			<td style="width:147px;">Fine Science Tools #</td>
			<td style="width:105px;">Arosurgical #</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Straight micro-dissecting forcep #5</td>
			<td>RS-5015</td>
			<td>11295-51</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Curved micro-dissecting forcep #7</td>
			<td>RS-5047</td>
			<td>11297-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Curved serrated forcep</td>
			<td>RS-5137</td>
			<td>11052-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Vannas micro-dissecting scissors, short</td>
			<td>RS-5610</td>
			<td></td>
			<td>09.140.08</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td colspan="2" height="17" style="height:17px;">Micro-dissecting scissors, straight, sharp, long</td>
			<td></td>
			<td>11.602.11</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Micro spring handle needle holder</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>11.549.15</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Straight mosquito forcep</td>
			<td></td>
			<td>91308-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Micro-dissecting scissors, straight, blunt</td>
			<td>RS-5962</td>
			<td>14078-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Micro-dissecting scissors, curved, blunt</td>
			<td>RS-5981</td>
			<td>14079-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Micro retractor</td>
			<td>RS-6540</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Instrument tray, 10&#8221; x 6 &#189;&#8221; x &#190;&#8221;</td>
			<td>RT-1350S</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Silk suture, 5/0, 22.5m spool</td>
			<td></td>
			<td>18020-50</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Suture</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">10/0 nylon</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>T4A10Q07</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">5/0 silk</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>E19A05N</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Gloves</td>
			<td></td>
			<td>Drapes</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Biogel from Medex Supply</td>
			<td></td>
			<td>Precept, #64-9012-9</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Syringes</td>
			<td></td>
			<td>Cotton applicators</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">B-D 1cc insulin, #329424</td>
			<td></td>
			<td colspan="2">Fisher-brand, #23-400-100</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Povidone-Iodine swabs</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">PDI, #B40600</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">4/0 Cotton ties</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td colspan="2" height="17" style="height:17px;">Domestic cotton autoclaved with instruments</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

murine heterotopic heart transplant technique

É agora mais de quarenta anos desde que esta técnica foi primeiramente relatada por Corry, Wynn e Russell. Embora tenha demorado alguns anos para outros laboratórios para se tornar proficientes em e utilizar esta técnica, é hoje amplamente utilizada por muitos laboratórios em todo o mundo. Um refinamento significativo para a técnica original foi desenvolvido e relatado em 2001 pelo Niimi. Descrito aqui estão as técnicas que evoluíram ao longo de mais de uma década nas mãos de três cirurgiões (Plenter, Grazia, Pietra) em nosso centro. Estas técnicas estão sendo repassados ​​para uma nova geração de cirurgiões e pesquisadores. Baseado em grande parte na experiência Niimi, os procedimentos utilizados têm evoluído nos pequenos detalhes - detalhes que vamos nos esforçar para relatar aqui, de tal forma que outras pessoas podem ser capazes de usar este modelo muito útil. Como Niimi, descobrimos que um auxiliar de vídeo para a aprendizagem é um recurso de valor inestimável para o novato.

<html> A utilização desta técnica cirúrgica abre o caminho tanto para estudos de sobrevivência do enxerto / rejeição simples, ou protocolos experimentais bastante complexas. No estudo brevemente descrito na figura abaixo, buscou-se definir o envolvimento, se houver, de Fas e / ou perforina como mecanismos de rejeição cardíaca celular mediada CD4 T. Isto foi possível graças à extraordinária variedade de linhagens de camundongos que estão disponíveis hoje. Os resultados demonstram que a rejeição direta de aloenxertos cardíacos por células efetoras CD4 T requer a contribuição alternativa de enxerto expressão de Fas e T expressão perforina celular. Para o nosso conhecimento, esta é a primeira demonstração de que a atividade citolítica de células T CD4 pode desempenhar um papel obrigatório para a rejeição do enxerto aguda primária in vivo. 1.jpg &quot;/&gt; . Figura 1 Perforin e Fas Representar Obrigatórios e vias paralelas de CD4 T mediada por células B6 rejeição cardíaca, B6 PFPKO (perforina knock-out) e B6 GLD (deficientes Fas-ligante), as células T CD4 foram utilizados para reconstituir B6 rag - / - destinatários de C3H tipo selvagem ou C3H Fas-deficiente lpr aloenxertos cardíacos. Remoção de sozinho Fas (♦, p = NS vs controle Wt C3H + B6 células T CD4) dos corações de doadores ou remoção ou perforina sozinho a partir de células T CD4 (■, p = NS vs controle Wt C3H + B6 CD4 T células) não revogar rejeição. Curiosamente, a remoção de FasL de efectores de células T CD4 fez rejeição demora significativamente (●, p &lt;0,02 versus células C3H Wt + B6 T CD4, p &lt;0,01 versus células C3H Wt + B6 PFPKO T CD4, e p &lt;0,01 vs . C3H lpr + B6 células T CD4). No entanto, a maioria dos enxertos ainda foram rejeitadas (4 de 5). Significativamente, a remoção simultânea do dador Fas e CD4 T perforina celularrejeição completamente revogada (○, p &lt;0,002 vs controle Wt C3H + B6 células T CD4, Wt C3H + B6 células T CD4 PFPKO e C3H lpr B6 células T CD4 +). Esta revogação foi significativamente mais forte do que a remoção individual de FasL células CD4 T (○, p &lt;0,003 vs controle Wt C3H + B6 GLD células T CD4). De Grazia et al 10. Reproduzido com permissão.

Watch this Scientific Journal Video about Murine Heterotopic Heart Transplant Technique at JoVE.com

Murine Heterotopic Heart Transplant Technique

O manuscrito descreve as etapas necessárias para realizar o transplante cardíaco heterotópico no mouse.

Técnica de transplante heterotópico Murino Coração

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become ...

murine-heterotopic-heart-transplant-technique

Research

JoVE Journal

Medicine

16.8K visualizações.  University of Colorado Denver.  O manuscrito descreve as etapas necessárias para realizar o transplante cardíaco heterotópico no mouse. 

Vídeo: Murine Heterotopic Heart Transplant Technique

A Modified Heterotopic Swine Hind Limb Transplant Model for Translational Vascularized Composite Allotransplantation (VCA) Research

Vascularized Composite Allotransplantation (VCA) such as hand and face transplants represent a viable treatment option for complex musculoskeletal trauma and devastating tissue loss. Despite favorable and highly encouraging early and intermediate functional outcomes, rejection of the highly immunogenic skin component of a VCA and potential adverse effects of chronic multi-drug immunosuppression continue to hamper widespread clinical application of VCA. Therefore, research in this novel field needs to focus on translational studies related to unique immunologic features of VCA and to develop novel immunomodulatory strategies for immunomodulation and tolerance induction following VCA without the need for long term immunosuppression.
This article describes a reliable and reproducible translational large animal model of VCA that is comprised of an osteomyocutaneous flap in a MHC-defined swine heterotopic hind limb allotransplantation. Briefly, a well-vascularized skin paddle is identified in the anteromedial thigh region using near infrared laser angiography. The underlying muscles, knee joint, distal femur, and proximal tibia are harvested on a femoral vascular pedicle. This allograft can be considered both a VCA and a vascularized bone marrow transplant with its unique immune privileged features. The graft is transplanted to a subcutaneous abdominal pocket in the recipient animal with a skin component exteriorized to the dorsolateral region for immune monitoring.
Three surgical teams work simultaneously in a well-coordinated manner to reduce anesthesia and ischemia times, thereby improving efficiency of this model and reducing potential confounders in experimental protocols. This model serves as the groundwork for future therapeutic strategies aimed at reducing and potentially eliminating the need for chronic multi-drug immunosuppression in VCA.

A Modified Heterotopic Swine Hind Limb Transplant Model for Translational Vascularized Composite Allotransplantation VCA Research

Vascularized Composite Allotransplantations (VCA) have become a clinical reality. However, broad clinical application of VCA is limited by chronic multi-drug immunosuppression. The authors present a reliable and reproducible large animal model to translate novel immunomodulatory strategies that can minimize or potentially eliminate the need of immunosuppression in VCA.

Um modelo de transplante heterotópico Modificado Swine Hind Limb para Translational vascularizado Composite Alotransplante (VCA) Pesquisa

Vascularized Composite Allotransplantation (VCA) such as hand and face transplants represent a viable treatment option for complex musculoskeletal trauma ...

Medicina

Murine Cervical Heart Transplantation Model Using a Modified Cuff Technique

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are available to perform mechanistic in vivo studies. While heart transplantation models using a suture technique were first successfully developed in rats, the translation into an equally widespread used murine equivalent was never achieved due the technical complexity of the microsurgical procedure. In contrast, non-suture cuff techniques, also developed initially in rats, were successfully adapted for use in mice1-3. This technique for revascularization involves two major steps I) everting the recipient vessel over a polyethylene cuff; II) pulling the donor vessel over the formerly everted recipient vessel and holding it in place with a circumferential tie. This ensures a continuity of the endothelial layer, short operating time and very high patency rates4.
Using this technique for vascular anastomosis we performed more than 1,000 cervical heart transplants with an overall success rate of 95%. For arterial inflow the common carotid artery and the proximal aortic arch were anastomosed resulting in a retrograde perfusion of the transplanted heart. For venous drainage the pulmonary artery of the graft was anastomosed with the external jugular vein of the recipient5.
Herein, we provide additional details of this technique to supplement the video.

The murine cervical heart transplantation model is well suited for immunological as well as ischemia reperfusion injury studies. We modified the procedure using a non-suture cuff technique and performed more than 1,000 successful transplants with this approach.
Herein, we provide additional details of this technique to supplement the video.

Murino Cervical Modelo de coração Transplante usando uma técnica Cuff Modificado

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are ...

A Modified Method for Heterotopic Mouse Heart Transplantion

Mice are often used as heart transplant donors and recipients in studies of transplant immunology due to the wide range of transgenic mice and reagents available. A difficulty is presented due to the small size of the animal and the considerable technical challenges of the microsurgery involved in heart transplantation. In particular, a high rate of technical failure early after transplantation may result from recipient death and post-operative complications such as hind limb paralysis or a non-beating heart. Here, the complete technique for heterotopic mouse heart transplantation is demonstrated, involving harvesting the donor heart and its subsequent implantation into a recipient mouse. The donor heart is harvested immediately following in situ perfusion with cold heparinized saline and transection of the ascending aorta and pulmonary artery. The recipient operation involves preparation of the abdominal aorta and inferior vena cava (IVC), followed by end-to-side anastomosis of the donor aorta with the recipient aorta using a single running 10-0 microsuture and a similar anastomosis of the donor pulmonary artery with the recipient IVC. Following the operation the animal is injected with 0.6 ml normal saline subcutaneously and allowed to recover on a 37&#160;&#176;C heating pad. The results from 227 mouse heart transplants are summarized with a success rate at 48 hr of 86.8%. Of the 13.2% failures within 48 hr, 5 (2.2%) experienced hind limb paralysis, 10 (4.4%) had a non-beating heart due to graft ischemic injury and/or thrombosis, while 15 (6.6%) died within 48 hr.

A technique is demonstrated for the microsurgical procedure for heterotopic transplantation of hearts in mice, including simplified methods for donor harvesting and recipient vessel anastomosis.

Um método modificado para heterotópico Rato coração transplante

Mice are often used as heart transplant donors and recipients in studies of transplant immunology due to the wide range of transgenic mice and reagents ...

Rat Heterotopic Abdominal Heart/Single-lung Transplantation in a Volume-loaded Configuration

Herein, we describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The configuration of the transplant graft involves anastomosis of donor inferior vena cava (IVC) to recipient IVC, and donor ascending aorta (Ao) to recipient abdominal Ao. The right upper and middle lung lobes are preserved and function as conduits for blood flow from right heart to left heart.
There are several advantages to using this technique, and it lends itself to a broad range of applications. Because the graft is transplanted in a configuration that allows for dyamic volume-loading, cardiac function may be directly assessed in vivo. The use of pressure-volume conductance catheters permits characterization of load-dependent and load-independent hemodynamic parameters. The graft may be converted to a loaded configuration by applying a clamp to the recipient&#8217;s infra-hepatic IVC. We describe modified surgical techniques for both donor and recipient operations, and an ideal myocardial protection strategy. Depending on the experimental aim, this model may be adapted for use in both acute and chronic studies of graft function, immunologic status, and variable ventricular loading conditions. The conducting airways to the transplanted lung are preserved, and allow for acute lung re-ventilation. This facilitates analysis of the effects of the mixed venous and arterial blood providing coronary perfusion to the graft.
A limitation of this model is its technical complexity. There is a significant learning curve for new operators, who should ideally be mentored in the technique. A surgical training background is advantageous for those wishing to apply this model. Despite its complexity, we aim to present the model in a clear and easily applicable format. Because of the physiologic similarity of this model to orthotopic transplantation, and its broad range of study applications, the effort invested in learning the technique is likely to be worthwhile.

We describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The transplant configuration results in a partially loaded graft circulation, allowing direct functional assessment. This model may be employed for acute or chronic studies of function and immunologic status of the transplanted graft.

Rat heterotópico abdominal coração / pulmão Transplante Single-carregado em uma configuração-Volume

Herein, we describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The configuration of the transplant graft ...

Murine Kidney Transplant Technique

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become proficient in and utilize this technique, it is now widely used by many laboratories around the world. A significant refinement to the original technique using the donor aorta to form the arterial anastomosis instead of the renal artery was developed and reported in 1993 by Kalina and Mottram 2 with a further advancement coming from the same laboratory in 1999 3. While one can become proficient in this model, a search of the literature reveals that many labs still experience a high proportion of graft loss due to arterial thrombosis. We describe here a technique that was devised in our laboratory that vastly reduces the arterial thrombus reported by others 4,5. This is achieved by forming a heel-and-toe cuff of the donor infra-renal aorta that facilitates a larger anastomosis and straighter blood flow into the kidney.

The goal of this manuscript is to describe the steps required to perform a kidney transplant in a mouse, paying particular attention to the details of the arterial anastomosis.

Rim murino técnica de transplante

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become ...

Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies this model by avoiding challenging suture anastomoses of small vessels thereby reducing warm ischemia time. In comparison to abdominal graft implantation the cervical model is less invasive and the implanted graft is easily accessible for further follow-up examinations. Anastomoses are performed by pulling the ascending aorta of the graft over the cuff with the recipient&#8217;s common carotid artery and by pulling the main pulmonary artery over the cuff with the external jugular vein. Selection of appropriate cuff size and complete mobilization of the vessels are important for successful revascularization. Ischemia-reperfusion (I/R) injury can be minimized by perfusing the graft with a cardioplegic solution and by hypothermia. In this article, we provide technical details for a simplified and improved cuff technique, which should allow surgeons with basic microsurgical skills to perform the procedure with a high success rate.

The cuff technique shortens and facilitates the model of heterotopic cervical heart transplantation in mice by avoiding technically challenging suture anastomoses of small vessels. The technical details shown in this video paper should allow researches to establish this model in their laboratories.

Heterotopic Cervical Transplante Cardíaco em Ratos

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies ...

Vein Interposition Model: A Suitable Model to Study Bypass Graft Patency

Bypass grafting is an established treatment method for coronary artery disease. Graft patency continues to be the Achilles heel of saphenous vein grafts. Research models for bypass graft failure are essential for a better understanding of pathobiological and pathophysiological processes during graft patency loss. Large animal models, such as pigs or sheep, resemble human anatomical structures but require special facilities and equipment. This video describes a rat vein interposition model to investigate vein graft patency loss. Rats are inexpensive and easy to handle. Compared to mouse models, the convenient size of rats permits better operability and enables a sufficient amount of material to be obtained for further diverse analysis. In brief, the inferior epigastric vein of a donor rat is harvested and used to replace a segment of the femoral artery. Anastomosis is conducted via single stitches and sealed with fibrin glue. Graft patency can be monitored non-invasively using duplex sonography. Myointimal hyperplasia, which is the main cause for graft patency loss, develops progressively over time and can be calculated from histological cross sections.

This video demonstrates a model to study the development of myointimal hyperplasia after venous interposition surgery in rats.

Veia Interposição Modelo: Um modelo adequado para estudar Bypass Graft Perviedade

Bypass grafting is an established treatment method for coronary artery disease. Graft patency continues to be the Achilles heel of saphenous vein grafts. ...

Balloon-based Injury to Induce Myointimal Hyperplasia in the Mouse Abdominal Aorta

The use of animal models is essential for a better understanding of MH, one major cause for arterial stenosis.In this article, we demonstrate a murine balloon denudation model, which is comparable with established vessel injury models in large animals. The aorta denudation model with balloon catheters mimics the clinical setting and leads to comparable pathobiological and physiological changes. Briefly, after performing a horizontal incision in the aorta abdominalis, a balloon catheter will be inserted into the vessel, inflated, and introduced retrogradely. Inflation of the balloon will lead to intima injury and overdistension of the vessel. After removing the catheter, the aortic incision will be closed with single stiches. The model shown in this article is reproducible, easy to perform, and can be established quickly and reliably. It is especially suitable for evaluating expensive experimental therapeutic agents, which can be applied in an economical fashion. By using different knockout-mouse strains, the impact of different genes on MH development can be assessed.

This article demonstrates a murine model to study the development of myointimal hyperplasia (MH) after aortic balloon injury.

Lesão baseada no balão para induzir a hiperplasia Myointimal da Aorta Abdominal de Mouse

The use of animal models is essential for a better understanding of MH, one major cause for arterial stenosis.In this article, we demonstrate a murine ...

A Mouse Model of Vascularized Heterotopic Spleen Transplantation for Studying Spleen Cell Biology and Transplant Immunity

The spleen is a unique lymphoid organ that plays a critical role in the homeostasis of the immune and hematopoietic systems. Patients that have undergone splenectomy regardless of precipitating causes are prone to develop an overwhelming post-splenectomy infection and experience increased risks of deep venous thrombosis and malignancies. Recently, epidemiological studies indicated that splenectomy might be associated with the occurrence of cardiovascular diseases, suggesting that physiological functions of the spleen have not yet been fully recognized. Here, we introduce a mouse model of vascularized heterotopic spleen transplantation, which not only can be utilized to study the function and behavioral activity of splenic immune cell subsets in different biologic processes, but also can be a powerful tool to test the therapeutic potential of spleen transplantation in certain diseases. The main surgical steps of this model include donor spleen harvest, the removal of recipient native spleen, and spleen graft revascularization. Using congenic mouse strains (e.g., mice with CD45.1/CD45.2 backgrounds), we observed that after syngeneic transplantation, both donor-derived splenic lymphocytes and myeloid cells migrated out of the graft as early as post-operative day 1, concomitant with the influx of multiple types of recipient cells, thus generating a unique chimera. &#160;Despite relatively challenging techniques, this procedure can be performed with &#62;90% success rate. This model allows tracking the fate, longevity, and function of splenocytes during steady state and in a disease setting following a spleen transplantation, thereby offering a great opportunity to discover the distinct role for spleen-derived immune cells in different disease processes.

This protocol details the surgical steps of a mouse model of vascularized heterotopic spleen transplantation, a technically challenging model that can serve as a powerful tool in studying the fate and longevity of spleen cells, the mechanisms of distinct spleen cell populations in disease progression, and transplant immunity.

Um modelo de camundongo de transplante de baço heterotópico vascularizado para estudar a biologia celular do baço e a imunidade a transplantes

The spleen is a unique lymphoid organ that plays a critical role in the homeostasis of the immune and hematopoietic systems. Patients that have undergone ...

Murine Cervical Aortic Transplantation Model using a Modified Non-Suture Cuff Technique

With the introduction of powerful immunosuppressive protocols, distinct advances are possible in the prevention and therapy of acute rejection episodes. However, only minor improvement in the long-term results of transplanted solid organs could be observed over the past decades. In this context, chronic allograft vasculopathy (CAV) still represents the leading cause of late organ failure in cardiac, renal and pulmonary transplantation.
Thus far, the underlying pathogenesis of CAV development remains unclear, explaining why effective treatment strategies are presently missing and emphasizing a need for relevant experimental models in order to study the underlying pathophysiology leading to CAV formation. The following protocol describes a murine heterotopic cervical aortic transplantation model using a modified non-suture cuff technique. In this technique, a segment of the thoracic aorta is interpositioned in the right common carotid artery. With the use of the non-suture cuff technique, an easy to learn and reproducible model can be established, minimizing the possible heterogeneity of sutured vascular micro anastomoses.

Here, we present a protocol of heterotopic aortic transplantation in mice using the non-suture cuff technique in a cervical murine model. This model can be used to study the underlying pathology of chronic allograft vasculopathy (CAV) and can help evaluate new therapeutic agents in order to prevent its formation.

Murine Modelo de Transplante de Aorta Cervical usando uma técnica de manguito não sutura modificada

With the introduction of powerful immunosuppressive protocols, distinct advances are possible in the prevention and therapy of acute rejection episodes. ...