The authors thank the Swedish Society for Medical Research, the Promobilia Foundation, the Crown Princess Lovisa Foundation, the Freemason Foundation for Children&#8217;s Welfare, the Swedish Society of Medicine, the Solstickan Foundation, Karolinska Institutet, and the Stockholm City Council for financial support.

Todos os protocolos de animais foram pré-aprovados pelo Comitê County a Estocolmo em animais e todos os procedimentos conformes com os regulamentos para o uso de animais, bem como leis federais relevantes. 1. Procedimentos de Animais <ol><li> Preparando o animal para a cirurgia <ol><li> Preparar a mesa cirúrgica com todos os materiais e instrumentos necessários para a operação em condições de esterilidade. Realizar a cirurgia exclusivamente sob condições estéreis, para reduzir o risco de infecção e optimizar as condições de sobrevivência em cirurgia. </li><li> Jejuar o animal durante 12 horas antes da cirurgia e medir o seu peso. Administrar uma injecção intramuscular de azaperona (2 mg / kg) para a pré-medicação. Anestesiar o animal com injecções intramusculares de hipoclorito de tiletamina (2,5 mg / kg), hipoclorito de zolazepam (2,5 mg / kg), medetomidina (25 ug / kg) e atropina (25 mg / kg). </li><li> Injectar phenobarbiturate (15 mg / kg) antes da endotracheal intubação e continuar anestesia geral com 0,8% -2% de isoflurano. Inserir um cateter na veia periférica de um ouvido e infundir glucose (25 mg / ml) por via intravenosa durante o procedimento para manter o bem-estar do animal. </li><li> Coloque monitorar dispositivos na orelha ou da cauda para verificar a temperatura, pressão arterial, saturação e pulso periférico. anestesia controle por estimulação dor de ouvidos ou cascos. Aplicar pomada para os olhos para evitar a secura e sob anestesia. </li></ol></li><li> Excisão de bexiga biópsia Specimen <ol><li> Cateterize da bexiga usando um cateter de silicone 10-French através da introdução de um espéculo para visualizar a uretra e inserir o cateter através da uretra e na bexiga urinária de esvaziar a urina em condições de semi-esterilidade. Encher a bexiga com solução salina estéril a uma pressão de 20-25 cm de H2O, a cerca de 100-300 mL, e depois esvaziar a 20 cm de H 2 O (aprox. 8 mL / kg de peso corporal). </li><li> com the porco cuidadosamente virou-se para uma posição lateral, realizar uma esterilização pré-operatória de base da pele com aplicação de gluconato de clorexidina. Aplicar uma placa diathermy para o ombro após a remoção da pelagem com tesouras de corte. </li><li> Vire o porco cuidadosamente em decúbito dorsal e remover a pelagem abdominal usando tesouras para maquiagem e fazer uma esterilização pré-operatório básico da pele abdominal com a aplicação de gluconato de clorexidina. <ol><li> Incorporar as extremidades com o vestuário suave para minimizar o risco de danos para a hiperextensão das articulações nas extremidades. Esterilizar a pele abdominal do animal com aplicações sucessivas de gluconato de clorexidina e colocar drapeados esterilizada em torno do campo cirúrgico. </li></ol></li><li> Antes da incisão da pele, aplicar um analgésico que consiste intravenosa de buprenorfina (45 ug / kg), o carprofeno (3 mg / kg) e a injecção local de lidocaína na linha média abaixo do umbigo. Verifique se há reação de dor, segurando o skna com uma pinça. Faça uma incisão na linha média inferior através da fáscia e peritoneu utilizando diathermy para controle de sangramento. Localizar a bexiga, que tem uma posição totalmente intraperitoneal no porco e pode ser livremente exposto através da mobilização de que através da ferida cirúrgica. </li><li> Ter de segurar a bexiga com a pinça e medir com uma fita métrica esterilizado e marcar uma forma de elípticas biópsia aproximadamente 2 cm no sentido longitudinal e 1 cm transversalmente, ou menor, usando uma caneta esterilizado (o porco tolera uma redução trimestre de tamanho da bexiga muito bem). Extirpar da área marcada, usando um bisturi, e coloque a partir de biópsia da bexiga em DMEM em condições estéreis. </li><li> Execute autotransplante com a BioTransplant ou fechar a bexiga suturando-o com 5-0 Vicryl em duas camadas. Feche a fáscia abdominal cuidado com 2-0 ou 3-0 correndo Vicryl. Feche o tecido subcutâneo com Vicryl 3-0 ea pele com 3-0 Ethilon. Coloque um curativo na ferida e cuidadosamente comtendem para o animal até que tenha recuperado suficientemente da anestesia e não expressa a dor. </li><li> Mover o animal para a instalação de cuidados com animais para garantir condições para cuidados pós-operatórios. Coloque o animal em uma única gaiola com uma lâmpada de aquecimento e assistir ao animal até a recuperação total da anestesia e, em seguida, deixar que os animais ser parado em pares. </li><li> Fornecer uma recuperação sem intercorrências em relação à dor e bem-estar e administrar buprenorfina (45 mg / kg) por via intramuscular para analgesia pós-operatória e trimetoprim (4 mg / kg) e sulfonamida (20 mg / kg) duas vezes ao dia por três dias e uma vez por dia durante cinco dias para reduzir o risco de infecções pós-operatórias. </li></ol></li><li> Excisão de pele Biópsia Specimen <ol><li> Prepare a mesa cirúrgica com todos os materiais necessários. Anestesiar o animal, tal como anteriormente descrito em 1.1. Remova a pelagem usando cera, lavar e esterilizar a área da incisão com betadine e álcool 70% e, em seguida, colocar drapeados estéril around área da incisão. </li><li> Use um dermátomo para colher um 0,3 mm de espessura parcial biópsia da pele. Coloque a amostra de pele em DMEM antes da picagem, conforme descrito em 2.2. Cobrir a área da ferida com unguento gordo, e um curativo. </li></ol></li></ol> 2. Picada Preparação de tecidos <ol><li> bexiga Mucosa <ol><li> Lava-se a biópsia da bexiga duas vezes em DMEM. Coloque as amostras de biópsia da bexiga para uma placa de dissecação esterilizado com a mucosa virada para cima e fixar um dos lados para a placa utilizando uma dissecção dos pinos. </li><li> Separa-se o tecido da mucosa do músculo detrusor utilizando uma tesoura fina e uma pinça (Figura 3) e manter a mucosa húmida por gotejamento de solução salina ou DMEM sobre ele. </li><li> Usar o dispositivo de picar, colocando-o sobre a mucosa e, em seguida, passar o dispositivo de uma ponta à outra verticalmente e horizontalmente, aplicando uma pressão manual para se obter peças de tecido picada de 0,8 mm x 0,8 milímetros (0,8 mm é a distância entre a rotação dg lâminas de corte). </li></ol></li><li> Pele <ol><li> Se o Biopsis pele são grossos: colocar a pele em um prato de dissecação estéril e usar uma tesoura cirúrgica para separar a epiderme de gordura subcutânea e derme. A epiderme é fina e translúcida (aprox. 0,3 milímetros) quando ele está pronto para picagem. </li><li> Use o dispositivo picagem, colocando-o sobre a epiderme. Com a pressão, o dispositivo de passar de um lado para o outro na vertical e na horizontal para se obter peças de tecido picada de 0,8 mm x 0,8 milímetros. </li></ol></li></ol> 3. Preparação de plásticos comprimidos PCL / colágeno Autoenxertos <ol><li> Coloque todos os ingredientes em gelo para manter frio. Utensílios necessários: tubo Falcon, 10x DMEM, 1x DMEM, NaOH 1 N e cauda de rato colágeno tipo 1. <ol><li> Misturar 2 ml de 10x DMEM (com cuidado para evitar bolhas de ar) com 12 ml de colagénio do tipo 1. Adicionar NaOH 1 N, gota a gota, para levar o pH até 7,4-8 (cor no meio deve indicar o pH ao passar de intensa amarelo ao pinok). Além disso, use uma faixa de pH. </li><li> Adiciona-se cuidadosamente 2 ml de 1x DMEM e misturar a solução. Placa de aproximadamente 2 ml de colagénio em cada cavidade do molde de aço rectangular (20x30x10 mm) e incuba-se a 37 ° C em 5% de CO 2 durante 10 min. NOTA: A concentração de colagénio deve ser de 2,06 mg / ml em ácido acético 0,6% e a quantidade de colagénio de 1 ml / cm2. </li><li> Uma vez que o colagénio define no interior do molde, colocar o biomaterial (PCL) no topo do gel de colagénio (20 mm x 30 mm) e despeje o restante colagénio (cerca de 6 ml) em cima dela. Incubar a 37 ° C em 5% de CO 2 durante 20 min. </li><li> Colocar o tecido moído (para 1: 6 de expansão) na parte superior do gel de colagénio. Pressione a água para fora da construção pela força mecânica usando compressão de plástico como se segue (Figuras 3 e 4). </li><li> Coloque uma espessa camada de gaze esterilizada sobre uma superfície. Coloque uma malha de aço inoxidável (400 mm de espessura) sobre o topo de Gauze almofadas e, em seguida, uma folha de nylon mesh (110 um de espessura). Transferir cuidadosamente o / tecido picada gel de colágeno para a malha de nylon e remova cuidadosamente o molde de aço retangular. </li><li> Colocar uma nova camada de malha de nylon no topo do gel de colagénio / tecido moído. Colocar uma segunda malha de aço por cima da malha de nylon. Colocar em posição a placa de pressão ou de carga pesando um mínimo de 120 g (ou seja, uma placa de vidro) durante 5 min. </li><li> Retirar as malhas de peso, nylon e aço. Os auto-enxertos está agora pronto para ser suturado à bexiga de porco nas feridas de espessura total de pele ou cultivadas in vitro. </li><li> Por cultura in vitro, cortar o construto fino em pequenas peças de encaixe placas de 12 poços. Adicionar 1 ml de meio de queratinócitos. Colocar as placas na incubadora a 37 ° C, 5% de CO 2 e a cultura até 6 semanas e mudar o meio 3 vezes por semana. </li></ol></li></ol> 4. Sutura de Autoenxertos <ol><li> Sutura de auto-enxerto commucosa da bexiga picada para a bexiga de porco <ol><li> Mantenha o auto-enxerto úmida em DMEM durante o tempo de espera. Suturar o auto-enxerto com suturas running monofilamento finas. Use não absorvível 5-0 Ethilon para fins de pesquisa. </li><li> Verifique se estanque através do preenchimento da bexiga com solução salina através do cateter vesical de demora. Se possível, cobrir a auto-enxerto com uma camada de omento maior. Fechar a parede abdominal, subcutâneo e pele, tal como descrito em 1.2.6. Aplique um curativo. </li></ol></li><li> Sutura do auto-enxerto com epiderme da pele picada a uma ferida de espessura total <ol><li> Mantenha o auto-enxerto úmida em DMEM durante o tempo de espera. </li><li> Suturar o auto-enxerto para a parte inferior da pele de espessura total da ferida por sutura interrompida nos cantos e no centro de auto-enxerto para manter o auto-enxerto intimamente ligado à superfície subjacente. </li><li> Cobrir a ferida com um curativo de plástico que mantém a ferida húmida. </li></ol></li></ol><ol><li> Sedar o animal com injeção intramuscular de hipoclorito de zolazepam (2,5 mg / kg) e medetomidina (25 ug / kg) antes da rescisão e aplicar dispositivos de monitorização à orelha ou da cauda para verificar se há pulso e pressão arterial. </li><li> Eutanásia do animal por administração de uma dose letal de pentobarbital de sódio (60-140 mg / kg) por via intravenosa. Verificar o pulso e pressão arterial até que tenha ocorrido a morte. </li></ol> 6. Cultura Vitro Em NOTA: Para avaliar histologicamente a progressão do tecido moído nas construções de PCL / colagénio in vitro, as colagénio / PCL / patches picadas são cultivadas em placas de 12 poços em meio de cultura de queratinócitos. <ol><li> Preparação de meio de queratinócitos: <ol><li> Esterilizar uma garrafa de vidro de 500 ml. </li><li> Misturar 400 mL de DMEM com 100 ml de F12 de Ham (mistura a 4: 1). Suplemento com soro fetal bovino a 10%, 5 ug / ml de insulina,0,4 ug / ml de hidrocortisona, 21 ug / ml de adenina, 10 -10 mol / L a toxina da cólera, 2 x 10 -9 mol / L-tri-iodotironina, 5 ug / ml de transferrina, 10 ng / ml de factor de crescimento epidérmico, 50 U / ml de penicilina e 50 ug / ml de estreptomicina. </li><li> Esterilizar por filtração através de um filtro de 0,2 ^ m e recolher o filtrado num frasco estéril de 500 ml. </li></ol></li></ol> 7. Imuno-histoquímica NOTA: O protocolo de imuno-histoquímica é geralmente dividida nas seguintes etapas: (1) a fixação e inclusão em parafina, (2) de micro-corte a 5 um fatias, a colocação em lâminas, desparafinagem, e re-hidratação, (3) antigénio de desmascaramento, a coloração e de montagem . Antes de iniciar os últimos passos no processo de imuno-histoquímica, preparar os buffers de lavagem e a solução desmascaramento antigénio (ver detalhes materiais separados). Preparar a solução complexa ABC, pelo menos, 30 min antes do uso. <ol><li> Fixação NÃOTE: No final da cultura in vitro, corrigir as manchas como se segue: <ol><li> Prepare tubos Eppendorf com 1 ml de formaldeído a 4% tamponada (PFA) (Atenção:. Formaldeído é tóxico Por favor, leia as fichas de dados de segurança do material antes de trabalhar com este produto químico Usar luvas e óculos de segurança e preparar a solução dentro de um exaustor.). </li><li> Transferir cada um dos remendos de colagénio a um tubo Eppendorf contendo 4% de PFA. Corrigir durante a noite à temperatura ambiente. </li><li> Colocar as amostras em etanol a 70% para armazenamento a longo prazo, a 4 ° C. As amostras estão agora prontos para a desidratação e incorporação em blocos de parafina antes do corte. </li></ol></li><li> reidratação <ol><li> Colocar as lâminas em uma tina de coloração com solv X-tra para 15 min. Repita usando uma nova tina de coloração com solv X-tra. Colocar as lâminas em uma tina de coloração com etanol absoluto durante 10 min. Repetir usando um novo frasco de coloração com etanol absoluto. Colocar as lâminas em uma tina de coloração com 95% de etanol para 10 min e, posteriormente,em um frasco de coloração com etanol a 70% durante 10 min. Finalmente lavar as lâminas duas vezes durante 5 min com água destilada. </li></ol></li><li> antígeno Unmasking <ol><li> Coloque os slides em um frasco Coplin com TE-solução e colocar o frasco num banho de água a ferver durante 20 minutos. Leve o frasco do banho de água com cuidado. Arrefecer as lâminas à temperatura ambiente durante 30 min e lava-se duas vezes durante 5 min em tampão Tris. Colocar as lâminas em uma tina de coloração com 3% de peróxido de hidrogênio para 10 min. Lavar as lâminas duas vezes durante 5 min em tampão Tris. Desenhar um círculo em torno das amostras usando uma pena de marcação repelente de água. </li><li> Bloquear a ligação não específica do anticorpo com 100-300 ul de solução de bloqueio. Remover a solução de bloqueio e adicionar 100-300 uL de anticorpo primário dissolvido na concentração recomendada em tampão Tris. Incubar durante a noite. Remover a solução de anticorpos e lavar secções em tampão Tris duas vezes durante 5 min. </li><li> Incubar com anticorpo secundário durante 1 h à temperat quartoure. Lavar duas vezes durante 5 min em tampão Tris. Incubar 30 min utilizando o kit ABC Elite (siga as instruções do fabricante). Lavar duas vezes em tampão Tris. </li><li> Desenvolver reacção anticorpo utilizando o kit de vector VIP, seguindo as instruções do fabricante (1-7 minutos de incubação geralmente produz uma intensidade de cor violeta clara). Colocar as lâminas em água destilada. Contracoloração com hematoxilina de Mayer durante 30 segundos. </li><li> Lavar em água corrente durante 5 min. Colocar as lâminas em uma tina de coloração com etanol 70% durante 1 min. Repetir usando um novo frasco de coloração com 70% de etanol. Colocar as lâminas em uma tina de coloração com 95% de etanol durante 1 min. Repetir usando um novo frasco de coloração com 95% de etanol. </li><li> Colocar as lâminas em uma tina de coloração com solv X-tra por 5 min. Retirar, um de cada vez para manter úmido. Coloque uma gota de meio de montagem no topo de cada slide e colocar uma tampa de vidro no topo (fazê-lo com cuidado para evitar bolhas de ar). Deixe que as lâminas secar durante a noite e exibir slides sob um microescopo. </li></ol></li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

Este estudo apresenta uma abordagem easy-to-use para produzir manchas de parede da bexiga com tecido autólogo para o transplante na mesa cirúrgica. As manchas são formados pela combinação de um tricô polímero biodegradável no meio e colagénio com e sem tecido moído nas superfícies exteriores em combinação com compressão de plástico. Compressão plástica é um método previamente descrito por outros autores e pode ser definido como uma expulsão rápida do fluido a partir de géis de colagénio 12,13...

A maioria dos estudos de engenharia de tecidos de transplante da pele e do tracto urogenital incluem colheitas de células autólogas a partir de tecido saudável e a expansão das células em instalações de cultura de células especialmente equipados 1,2. Após a expansão das células, as células são geralmente armazenadas para utilização posterior quando o paciente está preparado para receber o auto-enxerto. congeladores de azoto permitir o armazenamento a longo prazo a baixas temperaturas de -150 ° C ou inferior. O processo de congelamento deve ser cuidadosa e controlada, a fim de não perder as células. Um risco de morte celular é a cristalização da água intracelular durante o processo de descongelamento, o que pode levar à ruptura das membranas celulares. congelação das células é normalmente realizada por arrefecimento lento e controlado (-1 ° C por minuto), utilizando uma concentração elevada de células, soro fetal de bovino, e sulfóxido de dimetilo. Após descongelação, as células têm de ser processado de novo por remoção do meio de congelamento e cultura em plástico de cultura de células ou umbiomateriais antes da transplantação de volta para o paciente. Todos os passos mencionados acima são demorado, laborioso, dispendioso e 3. Além disso, todo o processamento in vitro de células destinados a transplante do paciente são altamente regulamentado e exige pessoal e laboratórios 4 bem treinados e credenciados. Ao todo, de obter um processo de fabricação segura e confiável, a técnica só poderia ser criada em um número muito pequeno de centros tecnicamente avançados e uma utilização mais ampla em transtornos cirúrgicos comuns é duvidosa. A fim de superar as limitações de cultura de células em ambiente de laboratório, o conceito de transplante de tecido moído para a expansão de células in vivo é introduzido usando o próprio corpo como um biorreactor. Para estes fins, os autoenxertos seria de preferência, ser transplantadas em um molde 3D de acordo com a forma que é necessária para a reconstrução final do órgão de interest 5-7. Originalmente, a idéia de transplantar epitélio picada foi apresentado por Meek em 1958, quando ele descreveu como epitélio cresce a partir das bordas de uma ferida. Ele demonstrou que um pequeno pedaço de pele iria aumentar as suas margens e, assim, o seu potencial para a expansão de células em 100% por corte da peça duas vezes em direcções perpendiculares (Figura 1) 8. A teoria tem sido apoiada pelo uso de enxertos de pele de espessura parcial em malha para o transplante de pele 9 e na pele ferida modelos 10 de cura. <img alt="figura 1" src="/files/ftp_upload/53061/53061fig1.jpg" width="600" /> Figura 1:. Teoria Meek De acordo com a teoria de Meek, epitélio cresce a partir das bordas de uma ferida. Ao aumentar a área exposta pela tecnologia de picagem, tecido moído epithelializes feridas de vários pontos. O presente estudo é baseado no hipotese de que o mesmo princípio pode ser aplicado ao tecido subcutâneo, colocando epitélio picada em torno de um molde. As células epiteliais que mobilizar de transplantes de picada (reorganizar), cobrir as áreas de feridas (migrar) e divisão (expansão), a fim de formar um neoepithelium contínua que cobre a área da ferida e separa o corpo estranho (o molde) do corpo interior ( Figura 2). <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/53061/53061fig2.jpg" /> Figura 2:. Dos desenhos animados de um molde 3D ​​com epitélio picada para a expansão de tecidos in vivo intracorporal de acordo com a teoria de Meek Usando tecido moído colocado sobre um molde e, em seguida transplantadas para o tecido subcutâneo, a hipótese é a de que as células epiteliais migrar a partir da bordos do tecido moído, reorganizar, e expandir de modo a formar um neoepithelium contínua que cobre a área da ferida e separa o corpo estranho (o molde) a partir do corpo interior. Embora estudos anteriores in vivo mostram resultados promissores, mais melhorias poderia ser alcançado através do reforço da auto-enxertos para que o epitélio regenerado poderia suportar trauma mecânico melhor 7. Para esses fins, foram identificados requisitos importantes para um biomaterial de sucesso, tais como: fácil difusão de nutrientes e produtos residuais, possibilidade de molde de uma maneira 3D e facilidade de manipulação cirúrgica. Conclusões foram feitas que essas necessidades podem ser satisfeitas através da adição de um biomaterial compósito para o tecido moído. O presente estudo visa o desenvolvimento de um andaime composta de tecido picada em colágeno plástico de comprimido contendo um núcleo de reforço de um tecido biodegradável. Por estes meios, as células viáveis ​​pode migrar das partículas O tecido triturado e proliferar com características morfológicas características originais do epitélio (pele ou urotélio). Utilização de compressão de plástico, o andaime foi reduzird em tamanho de 1 cm a cerca de 420 uM como as partículas foram picados envolto em colagénio da camada superior. O pano de núcleo pode ser qualquer polímero, mas precisa ser modificado com uma superfície hidrófila de modo a interligar com a cobertura 11 camadas de colagénio. O método forneceu um andaime integridade melhorada através da incorporação de uma malha tricotada que consiste em poli (ε-caprolactona) (PCL) no prazo de dois géis de colagénio de plástico comprimida usando-o como um andaime para a cultura de mucosa da bexiga picada ou picada da pele de porcos. A construção foi mantida em condições de cultura de células durante até 6 semanas in vitro, demonstrando a formação bem sucedida de um estratificado em camadas múltiplas urotélio ou epitélio escamoso da pele no topo de uma construção híbrida bem consolidada. O constructo foi fácil de manusear e pode ser suturado no lugar para fins de aumento de bexiga ou recobrimento de defeitos da pele. Todas as partes do andaime de tecido são aprovados pela FDA ea técnicapoderia ser usado para procedimentos de estágio único pela colheita de tecidos, picagem, compactação de plástico, e transplante de volta para o paciente como uma intervenção single-encenado. O procedimento pode ser realizado para a expansão do tecido e reconstrução em condições estéreis em qualquer unidade de cirurgia geral.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Silicone catheter 10-French</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Preparing the animal for surgery , Section 1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMEM 10X</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>31885-023</td>
			<td>Plastic compression section 4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>24 well plates</td>
			<td>Falcon</td>
			<td>08-772-1</td>
			<td>Plastic compression section 4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3&#39;3,&#39;5-Triiodothyronine</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>IRMM469</td>
			<td>&#160; In vitro culture; Section 5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4% PFA</td>
			<td>Labmed Solutions</td>
			<td>200-001-8</td>
			<td>Immunocytochemistry; Section 6</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>70% ethanol</td>
			<td>Histolab</td>
			<td></td>
			<td>Immunocytochemistry; Section 6</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ABC Elite kit: Biotin -Streptavidin detection kit</td>
			<td>Vector</td>
			<td>PK6102</td>
			<td>Immunocytochemistry; Section 6</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Absolute ethanol</td>
			<td>Histolab</td>
			<td>1399.01</td>
			<td>Immunocytochemistry; Section 6</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adenine</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>A8626</td>
			<td>&#160; In vitro culture; Section 5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Atropine 25 &#956;g/kg&#160;</td>
			<td>Temgesic, RB Pharmaceuticals, Great Britain</td>
			<td></td>
			<td>Preparing the animal for surgery , Section 1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Azaperone 2&#8201;mg/kg&#160;</td>
			<td>Stresnil, Janssen-Cilag, Pharma, Austria</td>
			<td></td>
			<td>Preparing the animal for surgery , Section 1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Biosafety Level 2 hood&#160;</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Plastic compression; Section 4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blocking solution:&#160; Normal serum from the same species as the secondary secondary antibody was generated in.</td>
			<td>Vector</td>
			<td>The blocking solution depends of the&#160; origin of&#160; first antibody</td>
			<td>Immunocytochemistry; Section 6</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenorphine 45 &#956;g/kg</td>
			<td>Atropin, Mylan Inc, Canonsburg, PA</td>
			<td></td>
			<td>Preparing the animal for surgery , Section 1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Carprofen 3&#8201;mg/kg&#160;&#160;&#160;</td>
			<td>Rimadyl, Orion Pharma, Sweden</td>
			<td></td>
			<td>Preparing the animal for surgery , Section 1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chlorhexidine gluconate&#160;</td>
			<td>Hibiscrub 40&#8201;mg/mL, Regent Medical, England</td>
			<td></td>
			<td>Preparing the animal for surgery , Section 1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cholera toxin&#160;</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>C8052</td>
			<td>&#160; In vitro culture; Section 5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Coplin jar: staining jar for boiling</td>
			<td>Histolab</td>
			<td>6150</td>
			<td>Immunocytochemistry; Section 6</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stainless mold&#160; (33x22x10 mm) custom made</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Plastic compression; Section 4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMEM</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>3188-5023</td>
			<td>Plastic compression section 4. Keep on ice&#160; when using it in plastic compression</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Epidermal growth factor</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>E9644</td>
			<td>&#160; In vitro culture; Section 5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethilon (non-absorbable monofilament for skin sutures)</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td></td>
			<td>Surgery, Section 1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fetal bovine serum (FBS)</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>10437-036</td>
			<td>Plastic compression section 4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forceps (Adison with tooth)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Preparing the animal for surgery , Section 1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gauze (Gazin Mullkompresse)&#160;</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Preparing the animal for surgery , Section 1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ham&#180;s F12</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>31765-027</td>
			<td>Plastic compression section 4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hematoxylin</td>
			<td>Histolab</td>
			<td>1820</td>
			<td>Immunocytochemistry; Section 6</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Humidity chamber</td>
			<td>DALAB</td>
			<td></td>
			<td>Immunocytochemistry; Section 6</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hydrocortisone</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>H0888</td>
			<td>&#160; In vitro culture; Section 5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hydrogen peroxide Solution 30%</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>H1009</td>
			<td>Immunocytochemistry; Section 6</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Insulin</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>I3536</td>
			<td>&#160; In vitro culture; Section 5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane&#160;</td>
			<td>Isoflurane, Baxter, Deerfield, IL</td>
			<td></td>
			<td>Preparing the animal for surgery , Section 1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lidocaine 5 mg/ml</td>
			<td>Xylocaine, AstraZeneca, Sweden</td>
			<td></td>
			<td>Preparing the animal for surgery , Section 1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lucose 25&#8201;mg/mL&#160;</td>
			<td>Baxter, Deerfield, IL</td>
			<td></td>
			<td>Preparing the animal for surgery , Section 1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Marker pen pap pen</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>Z377821-1EA</td>
			<td>Immunocytochemistry; Section 6</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Medetomidine 25 &#956;g/kg&#160;</td>
			<td>Domitor, Orion Pharma, Sweden</td>
			<td></td>
			<td>Preparing the animal for surgery , Section 1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mincing device</td>
			<td>Applied Tissue Technologies LLC</td>
			<td></td>
			<td>&#160;Minced tissue preparation, section 2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Monocryl (absorbable monofilament)</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td></td>
			<td>Surgery, Section 1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaCl</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S7653</td>
			<td>Immunocytochemistry; Section 6</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaOH 1N</td>
			<td>Merck Millipore</td>
			<td>106462</td>
			<td>Plastic compression section 4 and cell culture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nylon mesh, 110 uM thick pore size 0.04 sqmm</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Plastic compression; Section 4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oculentum simplex APL: ointment for eye protection</td>
			<td>APL</td>
			<td>Vnr 336164</td>
			<td>Surgery, Section 1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PBS</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>14190-094</td>
			<td>Plastic compression section 4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Penicillin-Streptomycin</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>15140-122</td>
			<td>Plastic compression section 4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phenobarbiturate 15&#8201;mg/kg&#160;</td>
			<td>Pentobarbital, APL, Sweden</td>
			<td></td>
			<td>Preparing the animal for surgery , Section 1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PLGA Knitted fabric</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Plastic compression; Section 4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rat-tail collagen</td>
			<td>First LINK, Ltd, UK</td>
			<td>60-30-810</td>
			<td>Plastic compression section 4, keep on ice</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpel blade - 15</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Preparing the animal for surgery , Section 1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Shaving shears</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Preparing the animal for surgery , Section 1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stainless stell mesh, 400 uM thick pore size&#160;</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Plastic compression; Section 4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Steril gloves</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Preparing the animal for surgery , Section 1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile gowns</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Preparing the animal for surgery , Section 1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile drapes</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterilium</td>
			<td>Bode Chemie HAMBURG</td>
			<td></td>
			<td>Preparing the animal for surgery , Section 1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suture Thread Ethilon</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Preparing the animal for surgery , Section 1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TE-solution (antigen unmasking solution) consist of 10 mM Tris and 1 mM EDTA, pH 9.0</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>10 mM Tris/1 mM EDTA,&#160; adjust pH to&#160; 9.0</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tiletamine hypochloride 2,5&#8201;mg/kg</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Preparing the animal for surgery , Section 1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Transferrin&#160;</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>T8158</td>
			<td>&#160; In vitro culture; Section 5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trizma Base, H2NC&#160;</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>T6066</td>
			<td>Immunocytochemistry; Section 6</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vector VIP kit: Enzyme&#160; peroxidase substrate&#160; kit</td>
			<td>Vector</td>
			<td>SK4600</td>
			<td>Immunocytochemistry; Section 6</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vicryl (absorbable braded)</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td></td>
			<td>Surgery, Section 1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tris buffer pH 7.6 (washing buffer)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>TE solution: Make 10X&#160; (0,5M Tris, 1,5M NaCl) by mixing: 60,6 g Tris (Trizma Base, H2NC(CH2OH)3, M=121.14 g/mol), add 800 ml&#160; distilled water adjust the pH till 7.6, add 87,7 g NaCl and fill to 1000 ml with&#160; distilled water. Dilute to 1X with distilled water.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>X-tra solv (solvent)</td>
			<td>DALAB</td>
			<td>41-5213-810</td>
			<td>Immunocytochemistry; Section 6. Use under fume hood</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Zolazepam hypochloride</td>
			<td>Zoletil, Virbac, France</td>
			<td></td>
			<td>Preparing the animal for surgery , Section 1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Depilatory wax strips</td>
			<td>Veet</td>
			<td></td>
			<td>Preparing the animal for surgery , Section 1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pentobarbital sodium</td>
			<td>Lundbeck</td>
			<td></td>
			<td>Termination, Section 3</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

minced tissue in compressed collagen: a cell-containing biotransplant for single-staged reconstructive repair

Conventional techniques for cell expansion and transplantation of autologous cells for tissue engineering purposes can take place in specially equipped human cell culture facilities. These methods include isolation of cells in single cell suspension and several laborious and time-consuming events before transplantation back to the patient. Previous studies suggest that the body itself could be used as a bioreactor for cell expansion and regeneration of tissue in order to minimize ex vivo manipulations of tissues and cells before transplanting to the patient. The aim of this study was to demonstrate a method for tissue harvesting, isolation of continuous epithelium, mincing of the epithelium into small pieces and incorporating them into a three-layered biomaterial. The three-layered biomaterial then served as a delivery vehicle, to allow surgical handling, exchange of nutrition across the transplant, and a controlled degradation. The biomaterial consisted of two outer layers of collagen and a core of a mechanically stable and slowly degradable polymer. The minced epithelium was incorporated into one of the collagen layers before transplantation. By mincing the epithelial tissue into small pieces, the pieces could be spread and thereby the propagation of cells was stimulated. After the initial take of the transplants, cell expansion and reorganization would take place and extracellular matrix mature to allow ingrowth of capillaries and nerves and further maturation of the extracellular matrix. The technique minimizes ex vivo manipulations and allow cell harvesting, preparation of autograft, and transplantation to the patient as a simple one-stage intervention. In the future, tissue expansion could be initiated around a 3D mold inside the body itself, according to the specific needs of the patient. Additionally, the technique could be performed in an ordinary surgical setting without the need for sophisticated cell culturing facilities.

Este estudo apresenta um método que mostra como produzir um biomaterial para transplante usando compressão de plástico de colágeno e tecido picada. Mucosa da bexiga e da pele pode ser colhida e, em seguida, triturada mecanicamente em partículas pequenas (Figura 3). Por compressão de plástico, as partículas trituradas são incorporados dentro do andaime compósito composto por um polímero biodegradável colocado centralmente que é mecanicamente forte dentro de camad...

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Minced Tissue in Compressed Collagen: A Cell-containing Biotransplant for Single-staged Reconstructive Repair

A engenharia de tecidos muitas vezes inclui expansão in vitro, a fim de criar auto-enxertos para regeneração de tecidos. Neste estudo, um método para a expansão do tecido, a regeneração, e a reconstrução in vivo, foi desenvolvida de modo a minimizar o processamento de materiais biológicos e as células fora do corpo.

O tecido triturado em Compressed Collagen: Um BioTransplant contendo celular para o reparo Reconstructive Single-encenado

Conventional techniques for cell expansion and transplantation of autologous cells for tissue engineering purposes can take place in specially equipped ...

minced-tissue-compressed-collagen-cell-containing-biotransplant-for

Research

JoVE Journal

Bioengineering

9.9K visualizações.  Karolinska Institutet.  A engenharia de tecidos muitas vezes inclui expansão in vitro, a fim de criar auto-enxertos para regeneração de tecidos. Neste estudo, um método para a expansão do tecido, a regeneração, e a reconstrução in vivo, foi desenvolvida de modo a minimizar o processamento de materiais biológicos e as células fora do corpo. 

Vídeo: Minced Tissue in Compressed Collagen: A Cell-containing Biotransplant for Single-staged Reconstructive Repair

Electric Field-controlled Directed Migration of Neural Progenitor Cells in 2D and 3D Environments

Endogenous electric fields (EFs) occur naturally in vivo and play a critical role during tissue/organ development and regeneration, including that of the central nervous system1,2. These endogenous EFs are generated by cellular regulation of ionic transport combined with the electrical resistance of cells and tissues. It has been reported that applied EF treatment can promote functional repair of spinal cord injuries in animals and humans3,4. In particular, EF-directed cell migration has been demonstrated in a wide variety of cell types5,6, including neural progenitor cells (NPCs)7,8. Application of direct current (DC) EFs is not a commonly available technique in most laboratories. We have described detailed protocols for the application of DC EFs to cell and tissue cultures previously5,11. Here we present a video demonstration of standard methods based on a calculated field strength to set up 2D and 3D environments for NPCs, and to investigate cellular responses to EF stimulation in both single cell growth conditions in 2D, and the organotypic spinal cord slice in 3D. The spinal cordslice is an ideal recipient tissue for studying NPC ex vivo behaviours, post-transplantation, because the cytoarchitectonic tissue organization is well preserved within these cultures9,10. Additionally, this ex vivo model also allows procedures that are not technically feasible to track cells in vivo using time-lapse recording at the single cell level. It is critically essential to evaluate cell behaviours in not only a 2D environment, but also in a 3D organotypic condition which mimicks the in vivo environment. This system will allow high-resolution imaging using cover glass-based dishes in tissue or organ culture with 3D tracking of single cell migration in vitro and ex vivo and can be an intermediate step before moving onto in vivo paradigms.

This protocol demonstrates methods used to establish 2D and 3D environments in custom-designed electrotactic chambers, which can track cells in vivo/ex vivo using time-lapse recording at the single cell level, in order to investigate galvanotaxis/electrotaxis and other cellular responses to direct current (DC) electric fields (EFs).

Campo elétrico controlado de migração dirigida de células progenitoras neurais em ambientes 2D e 3D

Endogenous electric fields (EFs) occur naturally in vivo and play a critical role during tissue/organ development and regeneration, including that of the ...

Bioengenharia

Fabrication and Application of Rose Bengal-chitosan Films in Laser Tissue Repair

Photochemical tissue bonding (PTB) is a sutureless technique for tissue repair, which is achieved by applying a solution of rose bengal (RB) between two tissue edges1,2. These are then irradiated by a laser that is selectively absorbed by the RB. The resulting photochemical reactions supposedly crosslink the collagen fibers in the tissue with minimal heat production3. In this report, RB has been incorporated in thin chitosan films to fabricate a novel tissue adhesive that is laser-activated. Adhesive films, based on chitosan and containing ~0.1 wt% RB, are fabricated and bonded to calf intestine and rat tibial nerves by a solid state laser (&lambda;=532 nm, Fluence~110 J/cm2, spot size~0.5 cm). A single-column tensiometer, interfaced with a personal computer, is used to test the bonding strength. The RB-chitosan adhesive bonds firmly to the intestine with a strength of 15 &plusmn; 6 kPa, (n=30). The adhesion strength drops to 2 &plusmn; 2 kPa (n=30) when the laser is not applied to the adhesive. The anastomosis of tibial nerves can be also completed without the use of sutures. A novel chitosan adhesive has been fabricated that bonds photochemically to tissue and does not require sutures.

Sutures are usually needed to repair tissue during surgical procedures. However, their application can be problematic as they are invasive and may damage tissue. The fabrication and application methods of a novel tissue adhesive are here reported. This adhesive film is laser-activated and does not require the use of sutures.

Fabricação e Aplicação de Rosa Bengala-quitosana Films em Reparo de Tecidos Laser

Photochemical tissue bonding (PTB) is a sutureless technique for tissue repair, which is achieved by applying a solution of rose bengal (RB) between two ...

An Improved Method for the Preparation of Type I Collagen From Skin

Soluble type 1 collagen (COL1) is used extensively as an adhesive substrate for cell cultures and as a cellular scaffold for regenerative applications. Clinically, this protein is widely used for cosmetic surgery, dermal injections, bone grafting, and reconstructive surgery. The sources of COL1 for these procedures are commonly nonhuman, which increases the potential for inflammation and rejection as well as xenobiotic disease transmission. In view of this, a method to efficiently and quickly purify COL1 from limited quantities of autologously-derived tissues would circumvent many of these issues; however, standard isolation protocols are lengthy and often require large quantities of collagenous tissues. Here, we demonstrate an efficient COL1 extraction method that reduces the time needed to isolate and purify this protein from about 10 days to less than 3 hr. We chose the dermis as our tissue source because of its availability during many surgical procedures. This method uses traditional extraction buffers combined with forceful agitation and centrifugal filtration to obtain highly-pure, soluble COL1 from small amounts of corium. Briefly, dermal biopsies are washed thoroughly in ice-cold dH2O after removing fat, connective tissue, and hair. The skin samples are stripped of noncollagenous proteins and polysaccharides using 0.5 M sodium acetate and a high speed bench-top homogenizer. Collagen from residual solids is subsequently extracted with a 0.075 M sodium citrate buffer using the homogenizer. These extracts are purified using 100,000 MW cut-off centrifugal filters that yield COL1 preparations of comparable or superior quality to commercial products or those obtained using traditional procedures. We anticipate this method will facilitate the utilization of autologously-derived COL1 for a multitude of research and clinical applications.

Traditional procedures for the isolation of soluble type 1 collagen (COL1) require about 10 days from start to finish because of lengthy buffer incubations and laborious resuspensions of fibrils. Here, we describe a means to purify COL1 from small dermal biopsies in less than 3 hr.

Um método aperfeiçoado para a preparação de colágeno tipo I Da Pele

Soluble type 1 collagen (COL1) is used extensively as an adhesive substrate for cell cultures and as a cellular scaffold for regenerative applications. ...

Imaging Denatured Collagen Strands In vivo and Ex vivo via Photo-triggered Hybridization of Caged Collagen Mimetic Peptides

Collagen is a major structural component of the extracellular matrix that supports tissue formation and maintenance. Although collagen remodeling is an integral part of normal tissue renewal, excessive amount of remodeling activity is involved in tumors, arthritis, and many other pathological conditions. During collagen remodeling, the triple helical structure of collagen molecules is disrupted by proteases in the extracellular environment. In addition, collagens present in many histological tissue samples are partially denatured by the fixation and preservation processes. Therefore, these denatured collagen strands can serve as effective targets for biological imaging. We previously developed a caged collagen mimetic peptide (CMP) that can be photo-triggered to hybridize with denatured collagen strands by forming triple helical structure, which is unique to collagens. The overall goals of this procedure are i)&#160;to image denatured collagen strands resulting from normal remodeling activities in vivo, and ii) to visualize collagens in ex vivo tissue sections using the photo-triggered caged CMPs. To achieve effective hybridization and successful in vivo and ex vivo imaging, fluorescently labeled caged CMPs are either photo-activated immediately before intravenous injection, or are directly activated on tissue sections. Normal skeletal collagen remolding in nude mice and collagens in prefixed mouse cornea tissue sections are imaged in this procedure. The imaging method based on the CMP-collagen hybridization technology presented here could lead to deeper understanding of the tissue remodeling process, as well as allow development of new diagnostics for diseases associated with high collagen remodeling activity.

Imaging Denatured Collagen Strands In vivo and Ex vivo via Photo-triggered Hybridization of Caged Collagen Mimetic Peptides

This procedure demonstrates in vivo near IR fluorescence imaging of collagen remodeling activities in mice as well as ex vivo staining of collagens in tissue sections using caged collagen mimetic peptides that can be photo-triggered to hybridize with denatured collagen strands.

Imagiologia desnaturadas colágeno Vertentes<em&gt; In vivo</em&gt; E<em&gt; Ex vivo</em&gt; Via foto desencadeada Hibridização do Caged Colágeno mimético Peptídeos

Collagen is a major structural component of the extracellular matrix that supports tissue formation and maintenance. Although collagen remodeling is an ...

Generation of a Three-dimensional Full Thickness Skin Equivalent and Automated Wounding

In vitro models are a cost effective and ethical alternative to study cutaneous wound healing processes. Moreover, by using human cells, these models reflect the human wound situation better than animal models. Although two-dimensional models are widely used to investigate processes such as cellular migration and proliferation, models that are more complex are required to gain a deeper knowledge about wound healing. Besides a suitable model system, the generation of precise and reproducible wounds is crucial to ensure comparable results between different test runs. In this study, the generation of a three-dimensional full thickness skin equivalent to study wound healing is shown. The dermal part of the models is comprised of human dermal fibroblast embedded in a rat-tail collagen type I hydrogel. Following the inoculation with human epidermal keratinocytes and consequent culture at the air-liquid interface, a multilayered epidermis is formed on top of the models. To study the wound healing process, we additionally developed an automated wounding device, which generates standardized wounds in a sterile atmosphere.

The goal of this protocol is to build up a three-dimensional full thickness skin equivalent, which resembles natural skin. With a specifically constructed automated wounding device, precise and reproducible wounds can be generated under maintenance of sterility.

Geração de espessura completa tridimensional Pele Equivalente e Automated Ferimento

In vitro models are a cost effective and ethical alternative to study cutaneous wound healing processes. Moreover, by using human cells, these models ...

Engineering 3D Cellularized Collagen Gels for Vascular Tissue Regeneration

Synthetic materials are known to initiate clinical complications such as inflammation, stenosis, and infections when implanted as vascular substitutes. Collagen has been extensively used for a wide range of biomedical applications and is considered a valid alternative to synthetic materials due to its inherent biocompatibility (i.e., low antigenicity, inflammation, and cytotoxic responses). However, the limited mechanical properties and the related low hand-ability of collagen gels have hampered their use as scaffold materials for vascular tissue engineering. Therefore, the rationale behind this work was first to engineer cellularized collagen gels into a tubular-shaped geometry and second to enhance smooth muscle cells driven reorganization of collagen matrix to obtain tissues stiff enough to be handled.
The strategy described here is based on the direct assembling of collagen and smooth muscle cells (construct) in a 3D cylindrical geometry with the use of a molding technique. This process requires a maturation period, during which the constructs are cultured in a bioreactor under static conditions (without applied external dynamic mechanical constraints) for 1 or 2 weeks. The &#8220;static bioreactor&#8221; provides a monitored and controlled sterile environment (pH, temperature, gas exchange, nutrient supply and waste removal) to the constructs. During culture period, thickness measurements were performed to evaluate the cells-driven remodeling of the collagen matrix, and glucose consumption and lactate production rates were measured to monitor the cells metabolic activity. Finally, mechanical and viscoelastic properties were assessed for the resulting tubular constructs. To this end, specific protocols and a focused know-how (manipulation, gripping, working in hydrated environment, and so on) were developed to characterize the engineered tissues.

In this work, we present a technique for the rapid fabrication of living vascular tissues by direct culturing of collagen, smooth muscle cells and endothelial cells. In addition, a new protocol for the mechanical characterization of engineered vascular tissues is described.

Engenharia 3D celularizados Colágeno Gel para Vascular Regeneração Tecidual

Synthetic materials are known to initiate clinical complications such as inflammation, stenosis, and infections when implanted as vascular substitutes. ...

Engineered 3D Silk-collagen-based Model of Polarized Neural Tissue

Despite huge efforts to decipher the anatomy, composition and function of the brain, it remains the least understood organ of the human body. To gain a deeper comprehension of the neural system scientists aim to simplistically reconstruct the tissue by assembling it in vitro from basic building blocks using a tissue engineering approach. Our group developed a tissue-engineered silk and collagen-based 3D brain-like model resembling the white and gray matter of the cortex. The model consists of silk porous sponge, which is pre-seeded with rat brain-derived neurons, immersed in soft collagen matrix. Polarized neuronal outgrowth and network formation is observed with separate axonal and cell body localization. This compartmental architecture allows for the unique development of niches mimicking native neural tissue, thus enabling research on neuronal network assembly, axonal guidance, cell-cell and cell-matrix interactions and electrical functions.

Insight into the complex actions of the brain requires advanced research tools. Here we demonstrate a novel silk-collagen-based 3D engineered model of neural tissue resembling brain-like architecture. The model can be used to study neuronal network assembly, axonal guidance, cell-cell interactions and electrical activity.

Baseada em Silk-colágeno Engineered 3D Model of Tissue polarizada Neural

Despite huge efforts to decipher the anatomy, composition and function of the brain, it remains the least understood organ of the human body. To gain a ...

Layer-by-layer Collagen Deposition in Microfluidic Devices for Microtissue Stabilization

Although microfluidics provides exquisite control of the cellular microenvironment, culturing cells within microfluidic devices can be challenging. 3D culture of cells in collagen type I gels helps to stabilize cell morphology and function, which is necessary for creating microfluidic tissue models in microdevices. Translating traditional 3D culture techniques for tissue culture plates to microfluidic devices is often difficult because of the limited channel dimensions. In this method, we describe a technique for modifying native type I collagen to generate polycationic and polyanionic collagen solutions that can be used with layer-by-layer deposition to create ultrathin collagen assemblies on top of cells cultured in microfluidic devices. These thin collagen layers stabilize cell morphology and function, as shown using primary hepatocytes as an example cell, allowing for the long term culture of microtissues in microfluidic devices.

The creation of functional microtissues within microfluidic devices requires the stabilization of cell phenotypes by adapting traditional cell culture techniques to the limited spatial dimensions in microdevices. Modification of collagen allows the layer-by-layer deposition of ultrathin collagen assemblies that can stabilize primary cells, such as hepatocytes, as microfluidic tissue models.

Camada por camada de colágeno Deposição em microfluídicos para Microtissue Estabilização

Although microfluidics provides exquisite control of the cellular microenvironment, culturing cells within microfluidic devices can be challenging. 3D ...

Applications of In Vivo Functional Testing of the Rat Tibialis Anterior for Evaluating Tissue Engineered Skeletal Muscle Repair

Despite the regenerative capacity of skeletal muscle, permanent functional and/or cosmetic deficits (e.g., volumetric muscle loss (VML) resulting from traumatic injury, disease and various congenital, genetic and acquired conditions are quite common. Tissue engineering and regenerative medicine technologies have enormous potential to provide a therapeutic solution. However, utilization of biologically relevant animal models in combination with longitudinal assessments of pertinent functional measures are critical to the development of improved regenerative therapeutics for treatment of VML-like injuries. In that regard, a commercial muscle lever system can be used to measure length, tension, force and velocity parameters in skeletal muscle. We used this system, in conjunction with a high power, bi-phase stimulator, to measure in vivo force production in response to activation of the anterior crural compartment of the rat hindlimb. We have previously used this equipment to assess the functional impact of VML injury on the tibialis anterior (TA) muscle, as well as the extent of functional recovery following treatment of the injured TA muscle with our tissue engineered muscle repair (TEMR) technology. For such studies, the left foot of an anaesthetized rat is securely anchored to a footplate linked to a servomotor, and the common peroneal nerve is stimulated by two percutaneous needle electrodes to elicit muscle contraction and dorsiflexion of the foot. The peroneal nerve stimulation-induced muscle contraction is measured over a range of stimulation frequencies (1-200 Hz), to ensure an eventual plateau in force production that allows for an accurate determination of peak tetanic force. In addition to evaluation of the extent of VML injury as well as the degree of functional recovery following treatment, this methodology can be easily applied to study diverse aspects of muscle physiology and pathophysiology. Such an approach should assist with the more rational development of improved therapeutics for muscle repair and regeneration.

Applications of In Vivo Functional Testing of the Rat Tibialis Anterior for Evaluating Tissue Engineered Skeletal Muscle Repair

We describe an in vivo protocol to measure dorsiflexion of the foot following stimulation of the peroneal nerve and contraction of the anterior crural compartment of the rat hindlimb. Such measurements are an indispensable translational tool for evaluating skeletal muscle pathology and tissue engineering approaches to muscle repair and regeneration.

aplicações de<em&gt; In Vivo</em&gt; Teste Funcional do Rato tibial anterior para a Avaliação da engenharia de tecidos Repair Músculo Esquelético

Despite the regenerative capacity of skeletal muscle, permanent functional and/or cosmetic deficits (e.g., volumetric muscle loss (VML) resulting from ...

Recombinant Collagen I Peptide Microcarriers for Cell Expansion and Their Potential Use As Cell Delivery System in a Bioreactor Model

Tissue engineering is a promising field, focused on developing solutions for the increasing demand on tissues and organs regarding transplantation purposes. The process to generate such tissues is complex, and includes an appropriate combination of specific cell types, scaffolds, and physical or biochemical stimuli to guide cell growth and differentiation. Microcarriers represent an appealing tool to expand cells in a three-dimensional (3D) microenvironment, since they provide higher surface-to volume ratios and mimic more closely the in vivo situation compared to traditional two-dimensional methods. The vascular system, supplying oxygen and nutrients to the cells and ensuring waste removal, constitutes an important building block when generating engineered tissues. In fact, most constructs fail after being implanted due to lacking vascular support. In this study, we present a protocol for endothelial cell expansion on recombinant collagen-based microcarriers under dynamic conditions in spinner flask and bioreactors, and we explain how to determine in this setting cell viability and functionality. In addition, we propose a method for cell delivery for vascularization purposes without additional detachment steps necessary. Furthermore, we provide a strategy to evaluate the cell vascularization potential in a perfusion bioreactor on a decellularized&#160;biological matrix. We believe that the use of the presented methods could lead to the development of new cell-based therapies for a large range of tissue engineering applications in the clinical practice.

We propose a cell expansion protocol on macroporous microcarriers and their use as delivery system in a perfusion bioreactor to seed a decellularized tissue matrix. We also include different techniques to determine cell proliferation and viability of cells cultured on microcarriers. Furthermore, we demonstrate functionality of cells after bioreactor cultures.