This work was supported by NIH-NIDCR IRO1DE019355 (MJ Yost, PI), and NSF-EPSCoR (EPS-0903795).

1. Determinar a percentagem de sólidos no lote Collagen <ol><li> Extrai-se a colagénio seguindo um procedimento publicado anteriormente 13. Descongelar um mínimo de 20 ml de colagénio. Determinar a percentagem inicial de sólidos de colagénio do lote de modo a manipular a concentração de colagénio nos hidrogeles formados. <ol><li> Corte três pedaços de folha de alumínio (cerca de 6 x 6 cm) e moldar cada um como uma panela, utilizando o fundo de um copo de 25 ml. Grave o peso de cada panela. </li><li> Adicionar uma pequena quantidade de colagénio para cada panela e registar o peso total da panela de alumínio e de colagénio. Adicionar 0,5-0,8 g de colagénio em cada recipiente de alumínio. Nota: Após este passo, há três recipientes de folha de alumínio e cada um deve ter uma pequena quantidade de colagénio. Certifique-se de registar o peso de cada recipiente de alumínio (total de 3) e o peso vazio do recipiente após a adição do colagénio. </li><li> Calcule o peso do colagénio em cada bandeja usando o fepois fórmula: peso colágeno = Pan e peso colágeno - peso Pan </li><li> Colocar os três cadinhos de alumínio que seguram o colagénio no forno a 100 ° C durante 24 h. </li><li> Após 24 h, registar o peso de cada recipiente de alumínio e o colagénio desidratada. </li><li> Calcule o peso do colagénio desidratada usando a seguinte equação: peso desidratado colágeno = Pan e peso colágeno desidratado - peso Pan </li><li> Calcula-se a percentagem de sólidos para as três amostras para determinar a concentração de sólidos de colagénio utilizando a fórmula seguinte: <img alt="equação 2" src="/files/ftp_upload/53578/53578eq2.jpg" /></li><li> Calcular o teor de sólidos de colagénio média do lote utilizando a percentagem de sólidos de colagénio para cada uma das três amostras. Nota: O colágeno que será usado é o que resta do colágeno hidratado. Nenhum dos colagénio desidratada irá ser utilizado. </li><li> Depois de determinar a percentagem de colagénio sólido (Iconcentração de colágeno nitial) do lote, continuar a utilizar o colágeno hidratado restante. Usar um medidor de pH calibrado para ajustar o pH do lote de colagénio a 3. <ol><li> Adicionar pequenas quantidades (2-5 mL de cada vez), de 12 de ácido clorídrico (HCl). Manter em gelo em todos os momentos. Não adicionar o ácido clorídrico directamente para o colagénio - adicionar o ácido ao lado do tubo. Depois de adicionar o ácido, utilizar a espátula para empurrar o ácido para o colagénio rapidamente e agitar a mistura. </li></ol></li><li> Uma vez que se atinja um pH de 3, deixar que o colagénio sentar O / N a 4 ° C. </li></ol></li></ol> 2. Preparação da borracha BSA <ol><li> Preparar a solução de Albumina de Soro Bovino (BSA) seguindo o procedimento abaixo. <ol><li> Preparar a solução de 2x tampão fosfato salino (PBS). Adicionar dois comprimidos de PBS a 100 ml de água para fazer uma solução 0,02 M de PBS. </li><li> Combinar BSA com 2x PBS para criar uma solução de BSA a 30% usando o procedimento abaixo. <ol><li> Por exemplo, para fazer uma BSA de 30% com 30 ml de 2x PBS, usar 12,9 g de BSA. Adicione 1/3 do 2x PBS (por exemplo, 10 ml) a um frasco com uma barra de agitação. Adicione 1/2 do BSA (por exemplo, BSA 6,45 g) ao balão e usando uma espátula, molhar o soluto seco. </li><li> Repetir este processo de adição de PBS e, em seguida, BSA até que todo o soluto e solvente está no frasco. Usar uma espátula para molhar toda a soluto. Será parecido com uma mistura de um pouco de líquido e aglomerados. Deixe descansar por cerca de 30 min. </li><li> Em seguida, ligue o agitador em um ciclo de baixa e certifique-se de que não existem aglomerados ao redor da barra de agitação. Ele deve levar 90 minutos para chegar tudo em solução ou pode ser deixada em agitação O / N a 4 ° C. Depois de o soluto é dissolvido todo, colocar a solução em uma seringa de 20 mL e tapada com um filtro de seringa de 0,20? M. Pressionar o êmbolo para expelir líquido através do filtro e recolher a solução esterilizada em um novo tubo. Armazenar a 4 ° C. </li></ol></li><li> Prepare 3% soluti glutaraldeídopor diluição em solução de glutaraldeído a 25% com PBS estéril filtrada 2x. Por exemplo, para 10 ml de solução de glutaraldeído a 3%, utilizar 2 ml de 25% de glutaraldeído e 8 ml de 2x PBS. Armazenar a 4 ° C. </li></ol></li></ol> 3. Moldes Tratamento Nota: O protótipo descrito neste documento usa um feito de aço inoxidável Y peça de molde. O molde contém um fluxo de entrada e dois canais de escoamento de 4 e 3 mm, respectivamente. Em primeiro lugar, moldes limpos, pulverizá-los com banha insaturado e esterilizá-los. Prepare os moldes de acordo com o procedimento descrito abaixo. <ol><li> moldes de aço inoxidável limpo usando sonicator com uma frequência de 35 kHz. Coloque os moldes na sonicator e mergulhe-os com água e gelo. Manter os moldes frio em todos os momentos, enquanto o sonicator está em execução. Executar o sonicador durante 2 períodos de 90 min. <ol><li> Depois de cada período, usar uma agulha para se certificar de que não existe material no Luer Lock ou de aço inoxidável bconector de Rass. Use sabão e água para limpar toda a superfície de ambos os lados dos moldes. Verificar que não existe qualquer obstrução nos canais. </li></ol></li><li> Coloque a moldes, parafusos e conector de bloqueio Luer num saco de autoclave e esterilizar-lo. </li><li> Encha a garrafa que atribui a um meio caminho pulverizador de ar com banha comercialmente disponível (agente de liberação de ácidos graxos misto). Recoloque a tampa com uma garrafa cap regular. Coloque-o em um saco de autoclave e esterilizar-lo. Nota: A banha é utilizado para facilitar a libertação do material que vai ser injectado reacção mais tarde (borracha de BSA). Não coloque a tampa do frasco do pulverizador na autoclave- ele pode danificar o selo interno. </li><li> Aqueça a banha de 45 segundos ou até que o seu claro e líquido em um forno de microondas. Feche a tampa do pulverizador de ar para a garrafa de banha. Ligar a tampa com o pulverizador. Fixe o pulverizador para a fonte de ar na bancada do laboratório. Abrir a válvula de ar, e abrir o bico do pulverizador até que começa a molhar a superfíciede uma toalha de papel. </li><li> Spray de banha perpendicular à superfície do molde até que a superfície está totalmente coberta. Depois de cada peça foi pulverizado, colocá-los em uma placa de Petri e selá-lo. Colocar os moldes a 4 ° C durante 2 h. </li><li> Avance para esterilizar os moldes por exposição da superfície a luz UV durante 30 min. Colocá-los de volta a 4 ° C até que estejam prontos para ser a reação injetada. </li></ol> 4. Injecção de Reacção da borracha BSA Nota: Todos os materiais e solução deve ser manter o frio até à sua utilização para evitar a solidificação prematura da borracha BSA nos passos seguintes. <ol><li> Prepare o distribuidor para a entrega da borracha BSA aos moldes de seguir estes passos. <ol><li> Esterilizar todos os componentes de mistura (dois S, anéis de tampa da seringa, a seringa dupla, misturar ponta, e 4: 1 dispensador) por expondo-os a luz UV durante 30 minutos na capa da reacção em cadeia da polimerase (PCR). Nota: Um capuz de PCR foi utilizado porque to procedimento envolve fixadores. Estes produtos químicos não pode ser utilizada na capa de cultura de células / tecido, devido ao risco de exposição e a toxicidade para as células. Qualquer outra capa que contém uma luz UV vai ser adequado. </li><li> Coloque a tampa da ponta no suporte da solução. </li><li> Realizar a mistura e injecção a uma proporção de 4: 1 de BSA: Glutaraldeído. Adicione o BSA 30% para a câmara de seringa dupla que irá entregar a maior quantidade de solução (Isso levará cerca de 4 ml para encher). Certifique-se de deixar espaço suficiente para colocar o anel de vedação, a fim de evitar a contaminação de transbordamento e da câmara adjacente. </li><li> Adicionar solução de glutaraldeído a 3% para a outra câmara (vai demorar cerca de 1 ml para encher). Certifique-se de deixar espaço suficiente para colocar o anel de vedação para evitar a contaminação de transbordamento e da câmara adjacente. </li><li> Coloque a seringa dupla no distribuidor. Incline a montagem vertical de modo que a tampa da seringa está no topo. Recoloque a tampa com a ponta de mistura. </li><li> ScRew as duas peças do molde de aço inoxidável em conjunto. </li><li> Coloque o conjunto dentro de um saco de autoclave. </li><li> Para remover qualquer ar no distribuidor, segurá-la na posição vertical e rapidamente apertar a pega uma vez para libertar uma quantidade pequena do BSA misturado com o glutaraldeído. Em seguida, rapidamente anexar conector de bloqueio Luer do aço Y molde inoxidável para a ponta da seringa. </li><li> Segure o molde de aço inoxidável Y com a mão esquerda e o distribuidor de mistura BSA-Glutaraldeído à direita. Alternativo corresponde a cada uma de escape esquerda e direita dos canais de escoamento, premindo o escape para os lados do saco de autoclave para garantir que os espaços vazios no interior são preenchidos com a solução. Em seguida, coloque os moldes horizontal e injetar novamente. </li><li> Retire os moldes de dispensador e coloque em uma placa de Petri de 25 mm. </li><li> Coloque Parafilm em torno do prato de Petri para evitar a desidratação da borracha. </li><li> Coloque o molde no 4 ° C frigorífico O / N. </li></ol></li></ol> Nota: O colagénio deve ser mantido em gelo durante todo o tempo do processo. <ol><li> Modificar a concentração de colágeno em função da percentagem de sólidos de colágeno. <ol><li> Adicione 10 ml de colagénio de 1,75%, ajustando a concentração de colagénio inicial com água fria. </li><li> Utilizando um medidor de pH calibrado, ajustar o pH para 3 usando 12 N ácido clorídrico. Não adicionar o ácido clorídrico directamente para o colagénio adicionar o ácido ao lado do tubo. Depois de adicionar o ácido, utilizar a espátula para empurrar o ácido para o colagénio rapidamente e agitar a mistura. </li><li> Pesar 4 g de colágeno em um tubo cônico separado. </li><li> Centrifuga-se o colagénio para remover o ar, a 4 ° C e 9343 x g durante 20-30 minutos. </li><li> UV esterilizar o capuz de cultura de células durante 30 min, e adicionar 14 ul de laminina para o colagénio de 4 ml. Isto irá resultar numa concentração final de 10 laminina ug / uL. Nota: A laminina s forneceintegridade tructural, adesão, e promove a várias respostas celulares. </li><li> Vire a UV PCR luz por 20-30 minutos antes de usar a capa para a esterilização. </li><li> Colocar a tampa de fecho Luer, para ligar a uma seringa de 20 ml, em etanol durante uma 2 horas. Em seguida, deixe-a secar e colocá-lo à luz UV. </li><li> Gamma irradiar o colágeno por 8,6 min para chegar a 1.200 cGy. Nota: O tempo dependerá do decaimento da fonte de césio. Ajustar o tempo para atingir a mesma dosagem. </li></ol></li></ol> 6.Casting colágeno em BSA Rubber <ol><li> Para polimerizar o colagénio, utilizar a 8: 1: 1 (de colagénio: HEPES: MEM). O procedimento seguinte baseia-se numa 4 g inicial de colagénio acidificado (a partir do passo 5.1.8). <ol><li> Adicione uma solução 0,2 N de HEPES em água e ajustar o pH a 9 por adição de pequenas quantidades (1-5 ul) de solução 1-5 M de hidróxido de sódio (NaOH). Utilizando um medidor de pH calibrado, monitorar o pH da solução após cada adição. Armazenar a 4 ° C ou keep no gelo. </li><li> Ligar a luz UV da capa de cultura de tecido por 20-30 min para esterilizar o capô. </li><li> forceps autoclave, espátula, e bisturi para a esterilização. </li><li> Misturar 1,5 ml de 0,2 N de HEPES (pH 9) e 1,5 ml de MEM de 10x utilizando o capuz de cultura de tecidos. Certifique-se de mantê-lo no gelo e vortex-lo por 5 segundos antes de usar. Armazenar a 4 ° C ou manter em gelo. </li><li> Para esterilizar o capô PCR, ligar a luz UV por 30 min. </li><li> Colocar uma placa de 12 poços e uma seringa de 20 ml em -20 ° C durante 10 minutos, ou até estar pronto para continuar. Nota: Mantenha todos os materiais fria até que esteja pronto para uso. O aumento da temperatura induz fibrilogénese prematura colagénio. </li><li> Spray de todos os tubos e placas de poços que vão estar na capa com 70% de etanol e deixe-os secar para esterilização. Coloque uma seringa de 20 ml em gelo para arrefecer a uma utilização posterior. </li><li> Na capa PCR, abrir os moldes de aço inoxidável para liberar a borracha BSA e usando um bisturi, cortar os canais de escape do BSA rmolde ubber. </li><li> Sob a capa de PCR, abrir os tubos de colagénio estéreis e adicionar 1 ml de solução tampão HEPES-MEM (certificar-se de que antes de se extrair a solução de HEPES-MEM, que é bem misturado e não há depósitos sólidos). </li><li> Utilizando a espátula esterilizada, homogeneiza-se a solução de colagénio e tampão. </li><li> Feche e vortex-lo rapidamente para garantir um hidrogel bem misturado. </li><li> Transfira para uma fria seringa de 20 ml. </li><li> Com um lado, manter a borracha de BSA no interior do poço e, com a outra, dispensar metade da solução de colagénio de hidrogel para o fundo do poço. </li><li> Usando a pinça estéreis, garantir que as extremidades de borracha de entrada e saída estão tocando as paredes do poço. </li><li> Pour solução de colagénio no topo da borracha até que esteja completamente coberto. </li><li> Assegure-se que a borracha BSA é suspenso no interior do colagénio e que não existem bolhas, especialmente perto das extremidades da borracha. </li><li> Coloque a tampa e enrole em torno do Parafilmcircunferência do poço. </li><li> Colocar na incubadora durante 1 h a 37 ° C. Mantenha a luz UV PCR diante. </li></ol></li><li> Após a polimerização do colagénio, UV reticular o hidrogel através do procedimento seguinte. Nota: A reticulação do colagénio será feito utilizando um aparelho de reticulador de UV em que a quantidade de energia pode ser controlada. <ol><li> Ligue o reticulador de UV e usar o ajuste de energia para irradiar a câmara vazia com 630.000 μJ / cm 2. </li><li> Remover os geles da incubadora. </li><li> Spray de mãos com etanol, e, no interior da câmara, remover a tampa tão rapidamente quanto possível. </li><li> Feche a câmara e UV reticular os hidrogéis seleccionando a definição de energia e irradiação de 630.000 μJ / cm 2. </li><li> Após o ciclo de reticulação, desligar a luz UV na capa PCR </li><li> Spray de mãos com etanol e abrir a câmara, rapidamente colocar a tampa de volta na placa bem. Mova a placa depara a capa de PCR. </li><li> Utilizando a espátula estéril, suavemente soltar e remover o gel a partir do poço. Virar os géis sob a capa para reticular o fundo do hidrogel. Repita o passo 6.2.3 e 6.2.4. </li></ol></li></ol> 7. Digestão Enzimática da borracha BSA <ol><li> A fim de ter uma estrutura de suporte oca de colagénio, BSA remover borracha de uma forma que não afecta as dimensões incorporados no hidrogel. O procedimento é descrito a seguir. <ol><li> Ligar a luz UV durante 20-30 minutos para esterilizar o capuz de cultura de tecidos. </li><li> Adicione 0,25% de solução de tripsina pH 7.8. Por exemplo, por 15 ml de água, adicionar 0,0376 g de tripsina em um tubo de 50 ml. Ajustar o pH para 7,8 por adição de pequenas quantidades (2-5 ul) de 1 M de NaCl. Coloque a solução numa seringa de 20 mL e tapada com um filtro de seringa de 0,20? M. Pressionar o êmbolo para expelir líquido através do filtro e recolher a solução estéril em um novo tubo. </li><li> Ligar o banho de água e ajustar a temperatura a 30° C. </li><li> Após 30 minutos, desligar a luz UV. Spray de etanol em todos os tubos e materiais que irão ser utilizados na capa. </li><li> Transferir o hidrogel colágeno sob o capô e coloque no tubo cônico separado. </li><li> Adicionar cerca de 3-5 ml (apenas o suficiente para cobrir os géis) de solução de tripsina a 0,25% com um pH de 7,8 a cada tubo. </li><li> Selar os tubos com Parafilm e vortex levemente durante cerca de 1 min. </li><li> Lugar no 30 ° C banho de água por 15-24 horas. Enquanto no banho de água, levemente vortex os geles com frequência até que a borracha de BSA foi digerido ou removido a partir do hidrogel. Nota: A fim de determinar se a borracha de BSA foi removida, quer a borracha é flutuante na solução de tripsina ou existem pedaços quebrados de deslocamento. Não deve haver áreas escuras visuais dentro do hidrogel. </li></ol></li><li> Para assegurar que toda a borracha e BSA a tripsina foi removida a partir dos hidrogéis, lave-o, conforme descrito abaixo. <ol><li> Ligue o hoo PCRluz UV d por 20-30 min. </li><li> Preparar a solução Mosconas. Combinar cloreto de potássio (KCl, 28,6 mM), (NaHCO3, 11,9 mM), glicose (9,4 mM) e (NaH 2 PO 4, 0,08 mM) em água. Ajustar o pH para 7,4 com NaOH 1 M ou solução 12 M de HCl. Coloque a solução numa seringa de 20 ml e usar um filtro de seringa de 0,20 uM para esterilizar a solução. </li><li> Spray de tudo com etanol antes de colocá-los na capa e permitir que o etanol para secar. </li><li> Abrir o tubo de transferência e 5-10 ml de solução estéril Mosconas para um novo tubo de 50 ml. </li><li> Transferir o hidrogel de colagénio ao tubo cónico que contém a solução de enzima. Certifique-se de que o hidrogel é completamente coberto com a solução. Deixar o tubo com o agitador no frigorífico a 4 ° C durante 30 min. </li><li> Aspirar a solução Mosconas e repita o passo 7.2.5 duas vezes. </li><li> Armazenar a 4 ° C. </li></ol></li></ol>

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S., Alvarez-Lorenzo, C., Martinez-Pacheco, R., Landin, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temperature-sensitive+gels+for+intratumoral+delivery+of+beta-lapachone:+effect+of+cyclodextrins+and+ethanol.">Temperature-sensitive gels for intratumoral delivery of beta-lapachone: effect of cyclodextrins and ethanol.</a> ScientificWorldJournal. 2012, 126723 (2012).</li><li>Basak, R., Bandyopadhyay, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Encapsulation+of+hydrophobic+drugs+in+Pluronic+F127+micelles:+effects+of+drug+hydrophobicity,+solution+temperature,+and+pH.">Encapsulation of hydrophobic drugs in Pluronic F127 micelles: effects of drug hydrophobicity, solution temperature, and pH.</a> Langmuir. 29, 4350-4356 (2013).</li></ol>

Os autores não têm nada a revelar.

Biofabrication é um campo altamente multidisciplinar, na qual biologia e engenharia princípios fundem para gerar materiais complexos que imitam tecido nativo. A fim de alcançar este objectivo, existe uma necessidade de desenvolver técnicas que utilizam a informação recolhida a partir de tecido in vivo, e traduzi-la em um andaime in vitro. Deste modo, uma plataforma pode ser manipulada que se assemelha de perto as propriedades arquitectónicos, funcionais, e mecânicas do tecido in vivo. ...

No campo da engenharia de tecidos a capacidade de fabricar andaimes tecido é vital. Um andaime tecido adequado tem uma estrutura 3D, é composto de materiais biocompatíveis, e imita em arquitectura do tecido vivo para facilitar o crescimento e remodelação dos tecidos e células. Este andaime deve permitir o transporte de nutrientes ea remoção de resíduos 1-4. Um dos principais obstáculos para a produção destes suportes é a capacidade de recapitular características geométricas específicas para um material biocompatível. Diversas técnicas têm sido relatados biofabrication para controlar as características geométricas destes suportes, os exemplos são electrospinning 5-8, solvente de fundição 9, estereolitografia 10, e 3D-impressão 11, entre outros. Estas técnicas são insuficientes para proporcionar uma transferência relativamente fácil de características arquitectónicas internas e externas controláveis, são caros, são limitados pela sua resolução e capacidade de impressão ( <em&gt; por exemplo, medidor de bocal, restrição de materiais), ou exigir técnicas de pós-fabricação que exige um longo período de tempo para produzir scaffolds viáveis ​​12. Em muitos sistemas comerciais de fabrico, a criação de espaços vazios internos, canais e características é conseguido usando areia ou outros materiais removíveis ou sacrificiais adequados. A parte de metal ou plástico é formada em torno do molde de areia, e uma vez que é solidificado, a areia é removida. Em grande parte da mesma maneira, a próxima geração de biomateriais precisa o equivalente bioareia. Portanto, a borracha de BSA foi desenvolvido como um substituto para bioareia. A borracha é um material de BSA recém formulada que consiste em albumina de soro bovino reticulado com glutaraldeído. O objetivo final é recriar elementos arquitectónicos específicos em um andaime de colágeno biodegradável. As características do biorubber sacrificial que mantém uma fidelidade dimensional com o molde do tecido original são descritos. <p clAss = &quot;jove_content&quot;&gt; várias combinações de concentrações de BSA e glutaraldeído foram testadas utilizando uma variedade de solventes. Este material foi criado pela reacção entre BSA e glutaraldeído. borracha BSA pode ser a reação injetada nas geometrias complexas dos moldes de tecido. BSA reticulado é lábil tripsina e facilmente digerido pela enzima em condições de pH e de temperatura moderadas. Por outro lado, tipo I colágeno intacta é muito resistente a digestão com tripsina. Esses recursos foram capitalizados para remover seletivamente a borracha BSA deixando o colágeno para trás. O presente trabalho consistiu em determinar os parâmetros ideais necessários para obter um molde lábil que pode oferecer características arquitectónicas específicas para um andaime biocompatível. As características específicas que foram avaliados incluíram mixability, a digestão enzimática, suporte de carga e capacidade de ser a reação injetado em um molde negativo. A combinação de 30% de BSA e 3% glutaraldeído preenche estes requisitos. Este protocolo prevê o necessorientações ary para criar estes scaffolds tridimensionais. O protótipo consiste de um andaime de colagénio que representa uma arquitectura ramificada com uma entrada e duas de saída do canal com diâmetros de 4- e 3 mm, respectivamente. Esta técnica tem o potencial para imitar macro e micro-ambientes do tecido de interesse. Esta tecnologia proporciona uma técnica viável para oferecer um instrutivo geométrica específica de um material biodegradável numa matéria relativamente fácil e atempada com alta fidelidade, a qual pode ser sintonizado para imitar in vivo a elasticidade do tecido e outras características do tecido de interesse.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="770">
	<tbody>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:281px;">Collagen type I</td>
			<td style="width:156px;"></td>
			<td style="width:116px;"></td>
			<td style="width:217px;">Collagen extracted from calf hide</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Hydrocloric Acid (HCl)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>7647-01-0</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Phosphate Buffer Solution (PBS Tablets)</td>
			<td>MP Biomedical</td>
			<td>U5378</td>
			<td>1 tablet per 100 mL makes 1XPBS</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Albumium from bovine serum (BSA)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>A9647</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="19">
			<td height="19" style="height:19px;">Glutaraldehyde</td>
			<td>Sigma -Aldrich</td>
			<td>G5882</td>
			<td>Toxic</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Lard</td>
			<td>Fields</td>
			<td>3090</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Stainless Steel Molds</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Milled using Microlution Machine</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Air Brush Kit</td>
			<td>Central Pneumatic</td>
			<td>47791</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Mixing Tip for double syringe</td>
			<td>Medmix</td>
			<td>ML2.5-16-LLM</td>
			<td>Mixer, DN2,5X16, 4:1 brown, med</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Small O ring for double syringe</td>
			<td>Medmix</td>
			<td>PPB-X05-04-02SM</td>
			<td>Piston B, 5mL, 4:1, PE natural</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Double Syringe cap&#160;</td>
			<td>Medmix</td>
			<td>VLX002-SM</td>
			<td>Cap, 4:1/10:1, PE brown, med</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Big O ring for double syringe</td>
			<td>Medmix</td>
			<td>PPA-X05-04-02SM</td>
			<td>Piston A, 5 mL, 4:1</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Double Syringe&#160;</td>
			<td>Medmix</td>
			<td>SDL X05-04-50M</td>
			<td>Double syringe, 5 mL, 4:1</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Double Syringe Dispenser</td>
			<td>Medmix</td>
			<td>DL05-0400M</td>
			<td>Dispenser, 5 mL, 4:1, med , plain</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Laminim</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>3.6 mg/mL- extracted USC lab</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">20 mL Syringe Luer Lock Tip</td>
			<td>BD</td>
			<td>302830</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Luer Lock Caps</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>JGTCBLLX</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">HEPES</td>
			<td>Sigma -Aldrich</td>
			<td>H4034</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Gibco Minimum Essential Media 10X (MEM)</td>
			<td>&#160;Life Technologies</td>
			<td>1143-030</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Trypsin</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>27250-018</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">UV Crosslinker&#160;</td>
			<td>Spectroline UV</td>
			<td>XLE1000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Sodium Cloride (NaCl)</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>S271-10</td>
			<td>To prepare Mosconas</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Potassium chloride (KCl)</td>
			<td>Sigma -Aldrich</td>
			<td>P5405-250</td>
			<td>To prepare Mosconas</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;">Sodium Bicarbonate (NaHCO3)</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>BP328-500</td>
			<td>To prepare Mosconas</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Glucose</td>
			<td>Sigma -Aldrich</td>
			<td>G-8270</td>
			<td>To prepare Mosconas</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;">Sodium Phosphate didasic (NaH2PO4)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S-7907</td>
			<td>To prepare Mosconas</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Sterile Filter for syringes</td>
			<td>Corning</td>
			<td>431224</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

three-dimensional biomimetic technology: novel biorubber creates defined micro- and macro-scale architectures in collagen hydrogels

andaimes tecido desempenham um papel crucial no processo de regeneração do tecido. O andaime ideal deve cumprir vários requisitos, como ter composição adequada, o módulo alvo e características arquitectónicas bem definidas. Biomateriais que recapitulam a arquitectura intrínseca no tecido in vivo são essenciais para o estudo de doenças, bem como para facilitar a regeneração de tecidos moles e perdeu mal formado. Uma técnica biofabrication novo foi desenvolvido, que combina estado da arte de imagem, a impressão tridimensional (3D), e a actividade enzimática selectiva para criar uma nova geração de biomateriais para pesquisa e aplicações clínicas. O material desenvolvido, borracha de Albumina de Soro Bovino, é de reacção injectada num molde que mantém características geométricas específicas. Este material sacrificial permite a transferência adequada de elementos arquitectónicos a um material de andaime natural. O protótipo consiste em um andaime de colágeno 3D com 4 e 3 canais mm que reprESENT uma arquitetura ramificada. Este artigo destaca o uso desta técnica biofabrication para a geração de construções naturais. Este protocolo utiliza um software assistida por computador (CAD) para a fabricação de um molde sólido que vai ser injectado com borracha reacção de BSA, seguido pela digestão enzimática da borracha, deixando a sua arquitectura interior do material de andaime.

Os resultados demonstram que esta técnica biofabrication é eficiente na geração de suportes 3D que podem imitar o arranjo espacial visto no tecido in vivo. As características arquitectónicas são parâmetros vitais para a aplicação de engenharia de tecidos, que jogam um papel crucial na interação in vivo celular e funcionalidade do tecido. A consistência e miscibilidade da borracha de BSA foi um pa...

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Three-dimensional Biomimetic Technology: Novel Biorubber Creates Defined Micro- and Macro-scale Architectures in Collagen Hydrogels

An innovative biofabrication technique was developed to engineer three-dimensional constructs that resemble the architectural features, components, and mechanical properties of in vivo tissue. This technique features a newly developed sacrificial material, BSA rubber, which transfers detailed spatial features, reproducing the in vivo architectures of a wide variety of tissues.

Tridimensional Tecnologia Biomimético: Novel Biorubber Cria Definido micro e macro-escala Arquitecturas em colágeno hidrogéis

Tissue scaffolds play a crucial role in the tissue regeneration process. The ideal scaffold must fulfill several requirements such as having proper ...

three-dimensional-biomimetic-technology-novel-biorubber-creates

Research

JoVE Journal

Bioengineering

9.1K visualizações.  Medical University of South Carolina. An innovative biofabrication technique was developed to engineer three-dimensional constructs that resemble the architectural features, components, and mechanical properties of in vivo tissue. This technique features a newly developed sacrificial material, BSA rubber, which transfers detailed spatial features, reproducing the in vivo architectures of a wide variety of tissues.

Vídeo: Three-dimensional Biomimetic Technology: Novel Biorubber Creates Defined Micro- and Macro-scale Architectures in Collagen Hydrogels

Fabrication of Micro-tissues using Modules of Collagen Gel Containing Cells

This protocol describes the fabrication of a type of micro-tissues called modules.  The module approach generates uniform, scalable and vascularized tissues.  The modules can be made of collagen as well as other gelable or crosslinkable materials.  They are approximately 2 mm in length and 0.7 mm in diameter upon fabrication but shrink in size with embedded cells or when the modules are coated with endothelial cells.  The modules individually are small enough that the embedded cells are within the diffusion limit of oxygen and other nutrients but modules can be packed together to form larger tissues that are perfusable.  These tissues are modular in construction because different cell types can be embedded in or coated on the modules before they are packed together to form complex tissues.  There are three main steps to making the modules: (1) neutralizing the collagen and embedding cells in it, (2) gelling the collagen in the tube and cutting the modules and (3) coating the modules with endothelial cells.

Creation of micro-tissues using cylindrical collagen gels, called modules, that contain embedded cells and which surface is coated with endothelial cells.

Fabricação de Micro-tecidos utilizando Módulos de Colágeno Gel células contendo

This protocol describes the fabrication of a type of micro-tissues called modules.  The module approach generates uniform, scalable and vascularized ...

Bioengenharia

Three-dimensional Optical-resolution Photoacoustic Microscopy

Optical microscopy, providing valuable insights at the cellular and organelle levels, has been widely recognized as an enabling biomedical technology. As the mainstays of in vivo three-dimensional (3-D) optical microscopy, single-/multi-photon fluorescence microscopy and optical coherence tomography (OCT) have demonstrated their extraordinary sensitivities to fluorescence and optical scattering contrasts, respectively. However, the optical absorption contrast of biological tissues, which encodes essential physiological/pathological information, has not yet been assessable. 
The emergence of biomedical photoacoustics has led to a new branch of optical microscopy optical-resolution photoacoustic microscopy (OR-PAM)1, where the optical irradiation is focused to the diffraction limit to achieve cellular1 or even subcellular2 level lateral resolution. As a valuable complement to existing optical microscopy technologies, OR-PAM brings in at least two novelties. First and most importantly, OR-PAM detects optical absorption contrasts with extraordinary sensitivity (i.e., 100%). Combining OR-PAM with fluorescence microscopy3 or with optical-scattering-based OCT4 (or with both) provides comprehensive optical properties of biological tissues. Second, OR-PAM encodes optical absorption into acoustic waves, in contrast to the pure optical processes in fluorescence microscopy and OCT, and provides background-free detection. The acoustic detection in OR-PAM mitigates the impacts of optical scattering on signal degradation and naturally eliminates possible interferences (i.e., crosstalks) between excitation and detection, which is a common problem in fluorescence microscopy due to the overlap between the excitation and fluorescence spectra. 
Unique for optical absorption imaging, OR-PAM has demonstrated broad biomedical applications since its invention, including, but not limited to, neurology5, 6, ophthalmology7, 8, vascular biology9, and dermatology10. In this video, we teach the system configuration and alignment of OR-PAM as well as the experimental procedures for in vivo functional microvascular imaging.

Optical-resolution photoacoustic microscopy (OR-PAM) is an emerging technology capable of imaging optical absorption contrasts in vivo with cellular resolution and sensitivity. Here, we provide a visualized instruction on the experimental protocols of OR-PAM, including system configuration, system alignment, typical in vivo experimental procedures, and functional imaging schemes.

Tridimensional Optical resolução Microscopia Fotoacústica

Optical microscopy, providing valuable insights at the cellular and organelle levels, has been widely recognized as an enabling biomedical technology. As ...

Alginate Hydrogels for Three-Dimensional Organ Culture of Ovaries and Oviducts

Ovarian cancer is the fifth leading cause of cancer deaths in women and has a 63% mortality rate in the United States1. The cell type of origin for ovarian cancers is still in question and might be either the ovarian surface epithelium (OSE) or the distal epithelium of the fallopian tube fimbriae2,3. Culturing the normal cells as a primary culture in vitro will enable scientists to model specific changes that might lead to ovarian cancer in the distinct epithelium, thereby definitively determining the cell type of origin. This will allow development of more accurate biomarkers, animal models with tissue-specific gene changes, and better prevention strategies targeted to this disease.
Maintaining normal cells in alginate hydrogels promotes short term in vitro culture of cells in their three-dimensional context and permits introduction of plasmid DNA, siRNA, and small molecules. By culturing organs in pieces that are derived from strategic cuts using a scalpel, several cultures from a single organ can be generated, increasing the number of experiments from a single animal. These cuts model aspects of ovulation leading to proliferation of the OSE, which is associated with ovarian cancer formation. Cell types such as the OSE that do not grow well on plastic surfaces can be cultured using this method and facilitate investigation into normal cellular processes or the earliest events in cancer formation4.
Alginate hydrogels can be used to support the growth of many types of tissues5. Alginate is a linear polysaccharide composed of repeating units of &beta;-D-mannuronic acid and &alpha;-L-guluronic acid that can be crosslinked with calcium ions, resulting in a gentle gelling action that does not damage tissues6,7. Like other three-dimensional cell culture matrices such as Matrigel, alginate provides mechanical support for tissues; however, proteins are not reactive with the alginate matrix, and therefore alginate functions as a synthetic extracellular matrix that does not initiate cell signaling5. The alginate hydrogel floats in standard cell culture medium and supports the architecture of the tissue growth in vitro.
A method is presented for the preparation, separation, and embedding of ovarian and oviductal organ pieces into alginate hydrogels, which can be maintained in culture for up to two weeks. The enzymatic release of cells for analysis of proteins and RNA samples from the organ culture is also described. Finally, the growth of primary cell types is possible without genetic immortalization from mice and permits investigators to use knockout and transgenic mice.

Culture of normal cells in their three-dimensional context represents an alternative method to study early events required for cellular transformation and tumorigenesis. This method is used to grow normal ovarian and oviductal cells to study early events in ovarian cancer formation.

Hidrogéis alginato para Tridimensional Cultura Órgão de ovários e tubas uterinas

Ovarian cancer is the fifth leading cause of cancer deaths in women and has a 63% mortality rate in the United States1. The cell type of origin for ...

Planar and Three-Dimensional Printing of Conductive Inks

Printed electronics rely on low-cost, large-area fabrication routes to create flexible or multidimensional electronic, optoelectronic, and biomedical devices1-3. In this paper, we focus on one- (1D), two- (2D), and three-dimensional (3D) printing of conductive metallic inks in the form of flexible, stretchable, and spanning microelectrodes.
Direct-write assembly4,5 is a 1-to-3D printing technique that enables the fabrication of features ranging from simple lines to complex structures by the deposition of concentrated inks through fine nozzles (~0.1 - 250 &mu;m). This printing method consists of a computer-controlled 3-axis translation stage, an ink reservoir and nozzle, and 10x telescopic lens for visualization. Unlike inkjet printing, a droplet-based process, direct-write assembly involves the extrusion of ink filaments either in- or out-of-plane. The printed filaments typically conform to the nozzle size. Hence, microscale features (&lt; 1 &mu;m) can be patterned and assembled into larger arrays and multidimensional architectures.
In this paper, we first synthesize a highly concentrated silver nanoparticle ink for planar and 3D printing via direct-write assembly. Next, a standard protocol for printing microelectrodes in multidimensional motifs is demonstrated. Finally, applications of printed microelectrodes for electrically small antennas, solar cells, and light-emitting diodes are highlighted.

Planar and three-dimensional printing of conductive metallic inks is described. Our approach provides new avenues for fabricating printed electronic, optoelectronic, and biomedical devices in unusual layouts at the microscale.

Impressão de planar e tridimensional de tintas condutoras

Printed electronics rely on low-cost, large-area fabrication routes to create flexible or multidimensional electronic, optoelectronic, and biomedical ...

Cell Patterning on Photolithographically Defined 
Parylene-C: SiO2 Substrates

Cell patterning platforms support broad research goals, such as construction of predefined in vitro neuronal networks and the exploration of certain central aspects of cellular physiology. To easily combine cell patterning with Multi-Electrode Arrays (MEAs) and silicon-based &#8216;lab on a chip&#8217; technologies, a microfabrication-compatible protocol is required. We describe a method that utilizes deposition of the polymer parylene-C on SiO2&#160;wafers. Photolithography enables accurate and reliable patterning of parylene-C at micron-level resolution. Subsequent activation by immersion in fetal bovine serum (or another specific activation solution) results in a substrate in which cultured cells adhere to, or are repulsed by, parylene or SiO2 regions respectively. This technique has allowed patterning of a broad range of cell types (including primary murine hippocampal cells, HEK 293 cell line, human neuron-like teratocarcinoma cell line, primary murine cerebellar granule cells, and primary human glioma-derived stem-like cells). Interestingly, however, the platform is not universal; reflecting the importance of cell-specific adhesion molecules. This cell patterning process is cost effective, reliable, and importantly can be incorporated into standard microfabrication (chip manufacturing) protocols, paving the way for integration of microelectronic technology.

Cell Patterning on Photolithographically Defined 
Parylene-C: SiO2 Substrates

This protocol describes a microfabrication-compatible method for cell patterning on SiO2. A predefined parylene-C design is photolithographically printed on SiO2 wafers. Following incubation with serum (or other activation solution) cells adhere specifically to (and grow according to the conformity of) underlying parylene-C, whilst being repulsed by SiO2 regions.

Padronização celular em photolithographically Definido Parylene-C: SiO<sub&gt; 2</sub&gt; Substratos

Cell patterning platforms support broad research goals, such as construction of predefined in vitro neuronal networks and the exploration of certain ...

Human Cartilage Tissue Fabrication Using Three-dimensional Inkjet Printing Technology

Bioprinting, which is based on thermal inkjet printing, is one of the most attractive enabling technologies in the field of tissue engineering and regenerative medicine. With digital control&#160;cells, scaffolds, and growth factors can be precisely deposited to the desired two-dimensional (2D) and three-dimensional (3D) locations rapidly. Therefore, this technology is an ideal approach to fabricate tissues mimicking their native anatomic structures. In order to engineer cartilage with native zonal organization, extracellular matrix composition (ECM), and mechanical properties, we developed a bioprinting platform using a commercial inkjet printer with simultaneous photopolymerization capable for 3D cartilage tissue engineering. Human chondrocytes suspended in poly(ethylene glycol) diacrylate (PEGDA) were printed for 3D neocartilage construction via layer-by-layer assembly. The printed cells were fixed at their original deposited positions, supported by the surrounding scaffold in simultaneous photopolymerization. The mechanical properties of the printed tissue were similar to the native cartilage. Compared to conventional tissue fabrication, which requires longer UV exposure, the viability of the printed cells with simultaneous photopolymerization was significantly higher. Printed neocartilage demonstrated excellent glycosaminoglycan (GAG) and collagen type II production, which was consistent with gene expression. Therefore, this platform is ideal for accurate cell distribution and arrangement for anatomic tissue engineering.

The methods described in this paper show how to convert a commercial inkjet printer into a bioprinter with simultaneous UV polymerization. The printer is capable of constructing 3D tissue structure with cells and biomaterials. The study demonstrated here constructed a 3D neocartilage.

Cartilagem Human Tissue Fabricação Usando tridimensional Inkjet Tecnologia de Impressão

Bioprinting, which is based on thermal inkjet printing, is one of the most attractive enabling technologies in the field of tissue engineering and ...

Analysis of Cell Migration within a Three-dimensional Collagen Matrix

The ability to migrate is a hallmark of various cell types and plays a crucial role in several physiological processes, including&#160;embryonic development, wound healing, and immune responses. However, cell migration is also a key mechanism in cancer enabling these cancer cells to detach from the primary tumor to start metastatic spreading. Within the past years various cell migration assays have been developed to analyze the migratory behavior of different cell types. Because the locomotory behavior of cells markedly differs between a two-dimensional (2D) and three-dimensional (3D) environment it can be assumed that the analysis of the migration of cells that are embedded within a 3D environment would yield in more significant cell migration data. The advantage of the described 3D collagen matrix migration assay is that cells are embedded within a physiological 3D network of collagen fibers representing the major component of the extracellular matrix. Due to time-lapse video microscopy real cell migration is measured allowing the determination of several migration parameters as well as their alterations in response to pro-migratory factors or inhibitors. Various cell types could be analyzed using this technique, including lymphocytes/leukocytes, stem cells, and tumor cells. Likewise, also cell clusters or spheroids could be embedded within the collagen matrix concomitant with analysis of the emigration of single cells from the cell cluster/ spheroid into the collagen lattice. We conclude that the 3D collagen matrix migration assay is a versatile method to analyze the migration of cells within a physiological-like 3D environment.

Cell migration is a biological phenomenon that is involved in a plethora of physiological, such as wound healing and immune responses, and pathophysiological processes, like cancer. The 3D-collagen matrix migration assay is a versatile tool to analyze the migratory properties of different cell types within in a 3D physiological-like environment.

Análise da migração celular dentro de uma matriz de colagénio tridimensional

The ability to migrate is a hallmark of various cell types and plays a crucial role in several physiological processes, including&#160;embryonic ...

Generation of a Three-dimensional Full Thickness Skin Equivalent and Automated Wounding

In vitro models are a cost effective and ethical alternative to study cutaneous wound healing processes. Moreover, by using human cells, these models reflect the human wound situation better than animal models. Although two-dimensional models are widely used to investigate processes such as cellular migration and proliferation, models that are more complex are required to gain a deeper knowledge about wound healing. Besides a suitable model system, the generation of precise and reproducible wounds is crucial to ensure comparable results between different test runs. In this study, the generation of a three-dimensional full thickness skin equivalent to study wound healing is shown. The dermal part of the models is comprised of human dermal fibroblast embedded in a rat-tail collagen type I hydrogel. Following the inoculation with human epidermal keratinocytes and consequent culture at the air-liquid interface, a multilayered epidermis is formed on top of the models. To study the wound healing process, we additionally developed an automated wounding device, which generates standardized wounds in a sterile atmosphere.

The goal of this protocol is to build up a three-dimensional full thickness skin equivalent, which resembles natural skin. With a specifically constructed automated wounding device, precise and reproducible wounds can be generated under maintenance of sterility.

Geração de espessura completa tridimensional Pele Equivalente e Automated Ferimento

In vitro models are a cost effective and ethical alternative to study cutaneous wound healing processes. Moreover, by using human cells, these models ...

Melt Electrospinning Writing of Three-dimensional Poly(&#949;-caprolactone) Scaffolds with Controllable Morphologies for Tissue Engineering Applications

This tutorial reflects on the fundamental principles and guidelines for electrospinning writing with polymer melts, an additive manufacturing technology with great potential for biomedical applications. The technique facilitates the direct deposition of biocompatible polymer fibers to fabricate well-ordered scaffolds in the sub-micron to micro scale range. The establishment of a stable, viscoelastic, polymer jet between a spinneret and a collector is achieved using an applied voltage and can be direct-written. A significant benefit of a typical porous scaffold is a high surface-to-volume ratio which provides increased effective adhesion sites for cell attachment and growth. Controlling the printing process by fine-tuning the system parameters enables high reproducibility in the quality of the printed scaffolds. It also provides a flexible manufacturing platform for users to tailor the morphological structures of the scaffolds to their specific requirements. For this purpose, we present a protocol to obtain different fiber diameters using melt electrospinning writing (MEW) with a guided amendment of the parameters, including flow rate, voltage and collection speed. Furthermore, we demonstrate how to optimize the jet, discuss often experienced technical challenges, explain troubleshooting techniques and showcase a wide range of printable scaffold architectures.

This protocol serves as a comprehensive guideline to fabricate scaffolds via electrospinning with polymer melts in a direct writing mode. We systematically outline the process and define the appropriate parameter settings for achieving targeted scaffold architectures.

Derreter a eletrofiação escrita de andaimes Poly(ε-caprolactone) tridimensional com morfologias controláveis para aplicações de engenharia de tecidos

This tutorial reflects on the fundamental principles and guidelines for electrospinning writing with polymer melts, an additive manufacturing technology ...

Ultrathin Porated Elastic Hydrogels As a Biomimetic Basement Membrane for Dual Cell Culture

The basement membrane is a critical component of cellular bilayers that can vary in stiffness, composition, architecture, and porosity. In vitro studies of endothelial-epithelial bilayers have traditionally relied on permeable support models that enable bilayer culture, but permeable supports are limited in their ability to replicate the diversity of human basement membranes. In contrast, hydrogel models that require chemical synthesis are highly tunable and allow for modifications of both the material stiffness and the biochemical composition via incorporation of biomimetic peptides or proteins. However, traditional hydrogel models are limited in functionality because they lack pores for cell-cell contacts and functional in vitro migration studies. Additionally, due to the thickness of traditional hydrogels, incorporation of pores that span the entire thickness of hydrogels has been challenging. In the present study, we use poly-(ethylene-glycol) (PEG) hydrogels and a novel zinc oxide templating method to address the previous shortcomings of biomimetic hydrogels. As a result, we present an ultrathin, basement membrane-like hydrogel that permits the culture of confluent cellular bilayers on a customizable scaffold with variable pore architectures, mechanical properties, and biochemical composition.

Current bilayer culture models do not allow for functional in vitro studies that mimic in vivo microenvironments. Using polyethylene glycol and a zinc oxide templating method, this protocol describes the development of an ultrathin biomimetic basement membrane with tunable stiffness, porosity, and biochemical composition that closely mimics in vivo extracellular matrices.

Cultura de células de hidrogel ultrafinos Porated elástico como uma membrana do porão biomimético para Dual

The basement membrane is a critical component of cellular bilayers that can vary in stiffness, composition, architecture, and porosity. In vitro studies ...