Funding for this work was provided by Shriners Hospitals and CIRM fellowships to AMC and AM. We would also like to acknowledge Plemel et al.7 for first designing and publishing the calibrated forceps model.

Todos os procedimentos com animais e métodos de cuidados de animais deve ser aprovado pela Institutional Animal Care e Uso Comitê da instituição (IACUC). 1. Preparação Cirúrgica <ol><li> Montar todos os instrumentos cirúrgicos necessários e reagentes: fórceps, tesouras vana, roungeurs, afastador, bisturis, tesouras, suturas, grampos de pele, cotonetes, soro fisiológico estéril, esponjas cirúrgicas, e isoflurano. Preparar e autoclave um pacote completo de ferramentas cirúrgicas antes da cirurgia. Se a realização de cirurgias em mais de um rato, preparar e autoclave de um pacote de ferramentas por animal, ou autoclave de um pacote de instrumentos cirúrgicos e esterilizar com um esterilizador ferramenta entre cirurgias. Geralmente, um pacote de ferramentas esterilizadas podem ser utilizadas em até 5 ratinhos se uma ferramenta terilizer esferas de vidro é usado para limpar as ferramentas no meio cirurgias (5 animais após as ferramentas devem ser re-limpos e esterilizados antes da utilização). Por favor, verifique com o administrador IACUC local para INSTITUTIsobre as orientações específicas. </li><li> Esterilizar o campo cirúrgico com 70% de algodão embebido em álcool isopropílico. Configurar campos cirúrgicos para garantir um campo estéril é mantida durante a cirurgia. </li><li> Pesar cada rato antes da cirurgia. Administrar uma dose de 0,05 mg / kg de peso corporal de buprenorfina, por via subcutânea. </li><li> Anestesiar o animal através da administração de isoflurano a uma dose de 4% na câmara de indução da máquina de isoflurano. </li><li> Uma vez que o animal é anestesiado, aplicar pomada para os olhos para impedir a desidratação, definir o animal numa almofada de aquecimento a 37 ° C, e assegurar que a cabeça do rato está adequadamente situado no cone de anestesia. (Nota: Utilizar uma fonte de aquecimento que não irá causar queimaduras térmicas, ou seja, uma manta de circulação de água, a garrafa de água quente, ou equivalente..) Neste ponto de administrar uma dose de 2% de isoflurano para o animal. </li><li> Raspar a superfície dorsal do rato, aproximadamente 1 cm ao redor do local da incisão que se destina. </li><li> Desinfetar a incisão site por lavagem com 70% de toalhetes de álcool isopropílico, em seguida, com uma solução de iodo (10% Povidona-iodo, 1% de iodo disponível). Repita 3 vezes. </li></ol> 2. Dorsal Laminectomy <ol><li> Antes de fazer uma incisão, garantir que o animal está devidamente anestesiados, verificando reflexos usando o método pitada toe ou cauda. </li><li> Faça uma incisão ao longo da espinha dorsal com bisturi e lâmina, e, em seguida, verificar se há reflexos novamente. Arquear as costas para ajudar a visualizar correctamente pontos de referência, como as fronteiras entre as vértebras. </li><li> Corte através da pele. Insira afastador para manter a pele e fáscia de volta da medula espinhal. Limpar o tecido em ambos os lados da medula espinal para expor os músculos que cobrem a espinha. NOTA: O cirurgião deve estar familiarizado com os marcos anatômicos. Por exemplo, o ângulo inferior da escápula corresponde com T7. A parte superior da curva natural da medula do rato é T12 e pode ser utilizado como um ponto de referência. </li><li> Com piluminação Roper, determinar o espaço entre as vértebras. Encontre a extremidade posterior do T10 e cortar músculos e fáscia perpendicular ao espaço em disco intervertebral. Corte apenas o suficiente para expor o processo e posterior lamina espinhoso de T10. </li><li> Utilizando um par de ponta fina Dumont # 5 fórceps, remover uma parte do tecido da lâmina e processo espinhoso para expor uma pequena porção da medula espinhal. Quando necessário, utilizar uma pinça para estabilizar a coluna vertebral. </li><li> Realizar a laminectomia, inserindo um lado de um par de tesouras pequenas vana ao longo do lado dorsolateral da vértebra e logo abaixo da lâmina. <ol><li> Faça pequenas, snips cuidadosas para cortar a lateral da lâmina vertebral. Assegure-se que não é aplicada pressão para a medula espinhal. </li><li> Repita no outro lado. </li><li> Aplique uma leve pressão para parar o sangramento, se necessário com um Q-tip ou esponja cirúrgica, tendo o cuidado de não aplicar pressão sobre a medula espinhal. Nota: Preparar espuma gelembebido em solução salina estéril no caso em que as necessidades de sangramento a ser controlada. </li><li> Uma vez que as incisões foram feitas, retire o aspecto dorsal da vértebra e limpar suavemente quaisquer acessórios de tecido. Utilize os meios adequados para controlar o sangramento, se necessário. </li></ol></li></ol> 3. compressão da medula espinhal <ol><li> Usando fórceps ou roungeurs laminectomia, assegurar que os lados laterais da medula espinal são livres de osso vertebral, de modo que a pinça calibrada para a lesão por compressão pode situar em ambos os lados da medula espinal. Os braços da pinça deve ser capaz de ser colocado no interior do espaço epidural em lados adjacentes da espinal medula e as pontas das pinças tem de ser capaz de atingir o chão do canal vertebral. <ol><li> Certifique-se de que a visibilidade da medula espinhal é bom. </li></ol></li><li> Situar o calibrado Dumont # 5 fórceps aproximadamente no meio do segmento exposto da espinal-medula. Recorde-se que os braços da forçaps deve ser colocada dentro do espaço epidural em lados adjacentes e as pontas deve tocar o solo do canal vertebral para gerar lesões reprodutíveis. </li><li> Comprimir cuidadosamente a medula espinal até que os espaçadores ligar. Mantenha no lugar por 15 segundos. </li><li> Suavemente libertar a força de compressão e remover as pinças calibrados a partir da medula espinal. Salina estéril deve ser usada para recuperar antes da homeostase ferida é fechada. </li></ol> 4. Wound Encerramento <ol><li> Suturar com cuidado a camada muscular ao longo da medula espinal, tendo o cuidado de não perturbar ou aplicar pressão para a medula espinhal. </li><li> Utilize qualquer suturas ou grampos para fechar a pele sobre a ferida. </li><li> Se estiver usando gás anestésico, começam a afunilar / desligar o anestésico. </li><li> Administrar 0,1 ml de Ringer com lactato por 10 g de peso corporal para ajudar a conta para a desidratação durante a cirurgia e após a cirurgia quando o animal está letárgico e se recuperando da lesão. A solução deve ser warmed a temperatura do corpo antes da injecção. </li><li> Posicione o mouse em uma gaiola sem roupa de cama. A gaiola deveria assentar no topo de uma almofada de aquecimento (conforme descrito em 1.1.5) de uma maneira que permite que metade da superfície da gaiola estar na almofada, enquanto a outra metade está apoiada sobre um contador de RT, a fim de dar a opções de clima do mouse uma vez que é ambulatorial. Tome cuidado para garantir que a &quot;gaiola de recuperação&quot; está localizado em um ambiente silencioso. Acompanhar de perto o animal até que ele recuperou a consciência, momento em que o rato pode ser transferido para uma gaiola regular com roupa de cama. </li></ol> Cuidados 5. Pós-operatório <ol><li> Após a cirurgia, administrar uma dose de 0,05 mg / kg de peso corporal de buprenorfina por via subcutânea a cada 12 horas durante os primeiros 3 dias após a cirurgia, e em seguida, conforme necessário para controlar os sintomas de dor. </li><li> Administrar uma dose de Ringer com lactato (0,1 ml por 10 g de peso corporal por via subcutânea) para os primeiros 3-5 dias após a cirurgia. Dê esta dose se / quando a umimal começa a exibir sinais de desidratação fora deste período de tempo inicial. </li><li> Expressar manualmente a bexiga dos animais utilizando a manobra Crede duas vezes por dia. Gentilmente apalpar o abdômen do animal para localizar a bexiga, e em seguida, aplicar uma pressão descendente suave até a bexiga está vazia. <ol><li> Se a bexiga não se esvazia ou a urina é sangue ou nublado, administrar 50 mg / kg por peso corporal de Baytril para o animal, por injecção intraperitoneal, durante 10 dias. </li></ol></li><li> Monitorizar os animais quanto a sinais de autofagia, desidratação e perda excessiva de peso (superior a 20% do peso corporal). Se um animal experimenta algum destes sintomas, consulte um veterinário imediatamente com relação a opções de tratamento, ou a eutanásia do animal de forma humana seguindo orientações IACUC. <ol><li> Dado que a mobilidade pode ser limitado logo após a cirurgia, tomar as medidas necessárias para garantir que os animais têm acesso a comida e água. Pré-embalados alimentos úmidos, bem como umas hidrogel, pode ser disponibilizado para animais nestes casos. </li></ol></li></ol> 6. Avaliar os danos do tecido resultante da lesão Compression <ol><li> Anestesiar animal, tal como descrito nas etapas 1.4 e 1.5. Verifique a profundidade da anestesia, pela pitada toe e monitoramento dos reflexos de pestanejar córnea. Quando o animal é insensível aos estímulos, vá para o passo 6.2. </li><li> Executar uma perfusão intracardíaca 10. <ol><li> Expor a cavidade torácica e inserir uma agulha no interior do ventrículo esquerdo. Lave fluidos existentes com 20 - 30 ml de fosfato gelada solução salina tamponada (PBS) seguida de 15 - 25 ml de gelado a 4% de paraformaldeído (PFA). </li></ol></li><li> Remover a medula espinhal. <ol><li> Cortar a pele dorsal da medula espinal e limpar qualquer excesso de tecido em torno do comprimento da coluna vertebral. </li><li> Excise coluna vertebral e cortar qualquer tecido remanescente. O nível real da laminectomia e injury pode ser confirmada pela contagem costelas. </li><li> Use tesouras e pinças vanna para deslocar pequenas seções da coluna vertebral em uma direção caudal-to-rostral. Continuar a cortar até que o cabo está exposto o suficiente para permitir a remoção segura. A visualização do local de corte e processo pode ser facilitado através da utilização de um estereoscópio. </li></ol></li><li> Coloque tecido da medula espinhal em 4% PFA. Permitir que o tecido para pós-fix nesta solução por 24 horas a 4 ° C. </li><li> Cryoprotect tecido, por incubação em sacarose a 30% durante 24 horas a 4 ° C. </li><li> Tecido Incorporar em outubro Resumidamente, o tecido de tomar a incubação de sacarose a 30% e remover qualquer excesso de solução. Colocar o tecido em um cryomold preenchido com outubro e incubar durante 1 hora a 4 ° C. <ol><li> Retirar o molde de 4 ° C, confirmar a orientação direccional do tecido, colocar o molde num prato raso de 2-metilbutano (pré-arrefecido durante 1 hora em gelo seco) e permitir OCT para solidificar completamente. Manter em gelo seco se usar imediatamente ou store-se a -80 ° C. </li></ol></li><li> Cortar o tecido em 20 mm sagitais utilizando um criostato. Mount tecido diretamente sobre slides. Armazenar a -20 ° C até o uso. </li><li> Execute Hematoxilina e Eosina (H &amp; E) mancha. <ol><li> Resumidamente, re-hidratar o tecido (5 minutos, 2 vezes), mancha com hematoxilina (2,5 min), e lava-se com água (1 min, 2 vezes). </li><li> Incubar o tecido em 50% e em seguida de etanol a 70% (3 min cada), com mancha de eosina (45 seg), e desidratar por incubação em 90% (5 segundos), 95% (5 segundos), etanol a 100% (2 min) , e isopropanol (2 min). </li><li> Limpar com xileno (5 min, 3 vezes). NOTA: H &amp; E coloração varia em função da espessura e das condições de tecido específico. Portanto, a padronização é necessária antes de prosseguir com amostras de tecidos experimentais. </li></ol></li><li> Cobrir o tecido com uma fina tira de Permount (~ 100 mm) e lamela. Pressionar para baixo em todos os lados da lamela para assegurar a distribuição apropriada do fluido. Deixe secar lâminas O / N. </li><li> Visualize cortes de tecido usando um microscópio e de captura de imagens digitais usando o software que o acompanha. </li></ol>

<ol>
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R., Bach, F. W., Pogrel, J. W., Chung, J. M., Yaksh, T. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+assessment+of+tactile+allodynia+in+the+rat+paw.">Quantitative assessment of tactile allodynia in the rat paw.</a> J Neurosci Methods. 53 (1), 55-63 (1994).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

A escolha de um modelo SCI é importante na concepção de experiências para determinar a eficácia de tratamentos para os casos humanos de LM. Tais experiências requerem um modelo animal que é altamente reprodutível para limitar a variabilidade que pode resultar em dados inconclusivos. Eles também devem ser de relevância clínica para avaliar com precisão a condição humana que está modelando. Para esse efeito, a escolha de uma lesão ou de compressão ao longo de um transecção contundente é mais clinicamente relevante 3. No entanto, pêndulos e aparelhos de queda de peso para os ferimentos contusos requerem o uso de maquinaria cara e complicada. Em contraste, o modelo da SCI pinça calibrada utiliza uma pinça, que são fáceis de montar a partir de materiais comuns de laboratório modificada, e a cirurgia exige apenas uma etapa adicional após a laminectomia dorsal padrão para expor a medula espinhal. No entanto, uma desvantagem da utilização deste método é que a força de compressão deve ser sempre aplicada lateralmente e não dorsalmente, comoé mais freqüentemente vista em casos clínicos humanos da SCI 9, e lesões de compressão gerados usando o método afeta em maior medida rostral-caudal de tecido do que os modelos contusão 1,2. Este modelo tem sido demonstrado pelos criadores da técnica, e nós, para gerar reprodutível SCI 7,11, e é bem adequado para o tamanho de ratos. Além disso, este modelo de lesão permite aos animais a serem avaliadas após cirurgia e tratamentos terapêuticos usando uma multiplicidade de testes comportamentais, tais como a Escala de Basso rato para locomoção e o teste de cabelo de von Frey, para verificar que um grupo de animais partilham a mesma gravidade de lesão e déficits neurológicos 7,11-13. Estas mesmas técnicas também podem ser usadas para avaliar a eficácia dos tratamentos administrados aos animais durante os estudos de investigação, que preencham os critérios gerais para os modelos animais utilizados para avaliar as terapias para a SCI 2,7. O método de produção da pinça calibradas para o modelo de lesão é simples e pode ser realizado com uma variedade de métodos diferentes. Temos utilizado o método espaçador 11, conforme publicado pela Plemel 7, e também modificado fórceps usando um pequeno parafuso, o que não só proporciona um método mais fácil para a criação do dispositivo de compressão, mas também permite a versatilidade em ajustar a largura de compressão final, de benefício para estudos comparativos. A gama de opções na criação da pinça é praticamente ilimitado, desde que o espaçador (s) fornecer um meio estáveis ​​de fechar a pinça sempre à mesma distância e pode suportar tratamento em autoclave e esterilização. Os métodos cirúrgicos descritos neste vídeo são altamente reprodutível entre os usuários, no entanto, é necessário ter o cuidado ao realizar a laminectomia e suturar o animal após o procedimento foi realizado para que a medula espinhal não sofre quaisquer forças de compressão adicionais que podem aumentar a gravidade da lesão e confundir experimentos futuros. </p&gt; Com treino e prática adequada, o modelo de lesão de compressão pinça calibrada é bem adequado para a realização de SCI em ratos que imitam casos clínicos observados em humanos 2,3,7. Devido à facilidade de criação de uma pinça, produzindo camundongos de diferentes graus de gravidade da lesão pode ser feito facilmente. Isto será de grande benefício para a observação de efeitos genéticos em SCI de diferentes graus de severidade em camundongos transgênicos, bem como a avaliação da eficácia dos transplantes de células-tronco em camundongos. A maioria dos estudos na literatura foram realizados em ratos, devido ao seu tamanho, o que geralmente faz cirurgias mais fácil de executar. No entanto, o método publicado por Plemel et al. 7 e descrito por nós neste vídeo deve permitir SCI para ser realizado em ratinhos com grande facilidade e reprodutibilidade.

Modelos animais de SCI são ferramentas valiosas para avaliar a eficácia de paradigmas terapêuticas destinadas a mitigar os danos como conseqüência do trauma na medula espinhal. Em caso de necessidade experimental, estes modelos devem fornecer défices reprodutíveis no locomotora e os comportamentos sensoriais, ser ajustável para produzir lesões de gravidade diferente, e demonstrar que a gravidade da lesão correlaciona com o grau de déficit neurológico observado. Existem três tipos principais de SCI com características distintas de lesão: transection, contusão, e compressão 1. Resumidamente, uma lesão é uma laceração transecção da medula espinhal, uma contusão surge a partir de uma breve força, aplicada focal para a espinal medula dorsal, e uma lesão por compressão ocorre quando uma força é aplicada prejudicial para a medula espinhal, e pode também ser referido como uma lesão por esmagamento 2. Lesões transecção completa são clinicamente rara em seres humanos 3, enquanto uma contusãod lesões de compressão são mais comuns. A lesão de compressão produz um resultado semelhante ao que é encontrado em SCI humana causada por, por exemplo, por compressão do tumor ou outras forças compressivas prejudiciais, e pode ser realizada utilizando um simples conjunto de ferramentas. Ferimentos contusos e compressão são semelhantes em que ambos são uma força de compressão e ambos têm características patológicas semelhantes, como desorganização citoarquitetônicos, e evocam respostas endógenas semelhantes a lesão 1,4. O modelo de lesão por contusão geralmente aplica-se esta força com a medula espinal dorsal utilizando um aparelho especial de uma maneira semelhante aos casos humanos de LM resultantes de uma impacção da coluna vertebral 2,5,6. Em contraste, as lesões de compressão podem ser gerados por uma variedade de métodos de aplicação de força dorsalmente ou lateralmente. Métodos de uma lesão de compressão incluem pinças 7, clips de aneurisma calibrada 2, ou colocando um peso diretamente na medula espinhal 8. Uma vantagem doclips de aneurisma é que eles são capazes de fornecer quantidades diferentes de força 9. O método de adição de pesos para a superfície dorsal da medula espinhal directamente 8 requer o peso de estar no lugar durante 10 minutos, aumentando drasticamente o comprimento da cirurgia e resultando em inconsistências devido à colocação do peso e o movimento devido à respiração do animal. Devido ao tamanho pequeno dos ratos, situando animais em aparelhos especializados para a utilização em ratos, tais como pêndulos para lesões contusas, pode ser difícil ou causar ferimentos inconsistentes 7. No entanto, os ratinhos são disponíveis em uma ampla gama de estirpes transgénicas, ao contrário dos animais maiores tais como coelhos ou ratos que são muito úteis para a investigação SCI. O método Plemel de usar fórceps calibrados para comprimir a medula espinhal gera um SCI reprodutível com um elevado grau de correlação entre a gravidade da lesão e déficit neurológico 7. Este modelo SCI cirúrgico égerado usando um par de fórceps Dumont No. 5 adaptados para serem mantidas afastadas a uma distância definida por um epoxi de metal ou algum outro obstrução para impedir o fechamento completo. Este espaçamento engenharia garante que a pinça vai sempre perto de uma determinada largura de múltiplas cirurgias e por diferentes usuários. A vantagem do método é que Plemel os materiais para produzir as pinças calibrados podem ser facilmente adquiridos e montados no laboratório sem necessidade de equipamento especializado. Esta pinça pode suportar vários ciclos de tratamento em autoclave e esterilização, e pela falta de um aparelho separado, volumoso simplifica cirurgias. Neste vídeo demonstramos a utilização cirúrgica de um par de pinças calibrados na medula espinal do rato para gerar uma lesão por compressão. Nós também lidar com as preocupações originais relacionados ao cuidado de medula espinhal feridos animais de laboratório para melhorar a sua qualidade de vida no pós-operatório e reduzir a mortalidade.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="350">
	<tbody>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:101px;">Name</td>
			<td style="width:127px;">Company</td>
			<td style="width:123px;">Catalog No.</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Isoflurane Machine</td>
			<td style="width:127px;">Smiths Medical PM, Inc</td>
			<td style="width:123px;">VCT302</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Isoflurane</td>
			<td style="width:127px;">Phoenix Pharmaceutical</td>
			<td style="width:123px;">NDC: 66794-013-25</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Dissecting Scope</td>
			<td style="width:127px;">Seiler Precision Microscopes</td>
			<td style="width:123px;">SSI 202/402</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:101px;">Germinator-500 (tool sterilizer)</td>
			<td style="width:127px;">Thomas Scientific</td>
			<td style="width:123px;">3885A20</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Puralube (Eye Ointment)</td>
			<td style="width:127px;">Dechra</td>
			<td style="width:123px;">NDC 17033-211-38</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Scalpel Handle (#3)</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">10003-12</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Scalpel Blade (#11)</td>
			<td style="width:127px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:123px;">&#160;08-914B</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Retractor (Colibri )</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">17000-03</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:101px;">Friedman Pearson Roungeur</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">16021-14</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:101px;">Vanna (Castroviejo) Scissors</td>
			<td style="width:127px;">Roboz</td>
			<td style="width:123px;">RS-5658</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:101px;">Tissue Forceps</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">11029-14</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:101px;">Laminectomy Forceps (Dumont #2)&#160;</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">11223-20</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Dumont #5 Forceps</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">11252-20</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:101px;">Stapler</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">12031-07</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Staples&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; (wound clips)</td>
			<td style="width:127px;">Reflex7</td>
			<td style="width:123px;">203-1000</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:101px;">Sutures</td>
			<td style="width:127px;">Henry Schein</td>
			<td style="width:123px;">101-2636</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Needles (30 G x &#189;)</td>
			<td style="width:127px;">BD Biomedical</td>
			<td style="width:123px;">305106</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:101px;">Syringe (1 ml)</td>
			<td style="width:127px;">BD Biomedical</td>
			<td style="width:123px;">309659</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Baytril (enrofloxacin)</td>
			<td style="width:127px;">Bayer</td>
			<td style="width:123px;">NADA 140-913</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:101px;">Buprenex (buprenorphine)</td>
			<td style="width:127px;">Cardinal Health</td>
			<td style="width:123px;">NDC 12496-0757-1</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

calibrated forceps model of spinal cord compression injury

Lesões de compressão da medula espinhal murino são valiosos modelos animais para o estudo da lesão medular (SCI) e terapia regenerativa espinhal. O modelo de lesão compressão forceps calibrado é um conveniente, de baixo custo, e modelo animal muito reprodutível para SCI. Foi utilizado um par de fórceps modificados de acordo com o método publicado por Plemel et al. (2008), para comprimir lateralmente a medula espinal a uma distância de 0,35 mm. Neste vídeo, iremos demonstrar uma laminectomia dorsal para expor a medula espinhal, seguido de compressão da medula espinal com o fórceps modificados. No vídeo, vamos também abordar questões relacionadas com os cuidados de animais de laboratório paraplégicos. O modelo de lesão produz camundongos que apresentam prejuízo na sensação, assim como o comprometimento da função dos membros posteriores locomotor. Além disso, este método produz lesão de aberrações consistentes na patologia da SCI, conforme determinado por métodos imuno-histoquímicos. Depois de assistir a este video, os espectadores deve ser capaz de determinar as fontes e métodos necessários para a produção de várias gravidades SCI no rato para os estudos sobre a SCI e / ou tratamentos concebidos para mitigar prejuízo após a lesão.

Foi realizada uma laminectomia em 12 ratinhos (25 - 30 gramas), como descrito acima, seguidos por compressões medulares a 0,25 mm (n = 4), 0,35 mm (n = 4) e 0,55 mm (n = 4). Nós nos sacrificamos animais em três (n = 6) e sete (n = 6) dias após a lesão por perfusão intracardíaca. A medula foi retirada da coluna vertebral, e o tecido foi preparado e processado como descrito acima. Imagens da medula espinhal todo foram tiradas com um microscópio digital Leica EZ4 e software que o acompanha. Imagens de secções da espinal medula foram tiradas com uma ampliação de 2X usando um microscópio digital Olympus e software que o acompanha. Descobrimos que a compressão da medula espinal produz uma lesão com o epicentro no local da compressão (Figura 1). Os efeitos da lesão estender vários milímetros na direcção rostral e caudal. A gravidade da lesão como o aumento da distância entre os espaçadores diminuída (0,25 mm&gt; 0,35 milímetros&gt;0,55 milímetros, Figura 2). Três dias após a compressão havia sangue no epicentro da lesão e regiões vizinhas que não estava presente 7 dias após a lesão. As compressões de 0,25 milímetros e 0,35 milímetros produzida uma cavidade, mas não o modelo de 0,55 milímetros. Após 7 dias, a substância branca dorsal e ventral diminuiu largamente em tamanho no epicentro, a organização matéria cinzenta foi altamente distorcida, e cavitação foi persistente. Essas alterações cytoarchitectonical são traduzidos para limitações motoras e sensoriais em comportamento animal avaliado através de testes adequados, como o Basso Rato Scale for Locomotor Função e os cabelos e cloreto de etila testes de von Frey para a função sensorial como demonstramos em publicações anteriores 8. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/52318/52318fig1highres.jpg" width="500" /> Figura 1. Imagens representativas da medula espinhal intacta antes e aflesão ter. (A) medula espinhal intacta. (B) da medula espinhal após a compressão 0,35 milímetros. As setas indicam a fronteira de lesão. Asterisk identifica epicentro da lesão. D = Dorsal, L = Lateral. Barra de escala:. 0,50 milímetros <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52318/52318fig1highres.jpg" target="_blank">Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/52318/52318fig2highres.jpg" width="650" /> Figura 2. Imagens representativas de rato medula espinhal antes e após a lesão de compressão em diferentes larguras de compressão. (A) Corte sagital de controle da medula espinhal. (B) Secção coronal no epicentro de um 0,35 milímetros SCI sete dias lesão compressão post (dpi). (C, E, G) seções sagital da medula espinhal 3 dpi para uma largura de 0,25 , 0,35 ou 0,55 milímetros. (D, F, H), sagitais de H &amp; E manchada medula espinhals 7 dpi para uma largura de 0,25, 0,35 ou 0,55 milímetros. Asterisk identifica epicentro da lesão. Todas as seções coradas com H &amp; E. D = Dorsal, L = Lateral. Barra de escala:. 1,25 milímetros <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52318/52318fig2highres.jpg" target="_blank">Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>

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Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury

Spinal cord injury models should be highly reproducible. We demonstrate that the calibrated forceps compression model of spinal cord injury is an easy to use surgical method for generating reproducible injuries to the murine spinal cord.

Calibrado Fórceps Modelo de Lesão Medular Compression

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The ...

calibrated-forceps-model-of-spinal-cord-compression-injury

Research

JoVE Journal

Medicine

18.3K visualizações.  University of California, Davis. Spinal cord injury models should be highly reproducible. We demonstrate that the calibrated forceps compression model of spinal cord injury is an easy to use surgical method for generating reproducible injuries to the murine spinal cord.

Vídeo: Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury

Acute and Chronic Tactile Sensory Testing after Spinal Cord Injury in Rats

Spinal cord injury (SCI) impairs sensory systems causing allodynia1-8. To identify cellular and molecular causes of allodynia, sensitive and valid sensory testing in rat SCI models is needed. However, until recently, no single testing approach had been validated for SCI so that standardized methods have not been implemented across labs. Additionally, available testing methods could not be implemented acutely or when severe motor impairments existed, preventing studies of the development of SCI-induced allodynia3. Here we present two validated sensory testing methods using von Frey Hair (VFH) monofilaments which quantify changes in tactile sensory thresholds after SCI4-5. One test is the well-established Up-Down test which demonstrates high sensitivity and specificity across different SCI severities when tested chronically5. The other test is a newly-developed dorsal VFH test that can be applied acutely after SCI when allodynia develops, prior to motor recovery4-5. Each VFH monofilament applies a calibrated force when touched to the skin of the hind paw until it bends. In the up-down method, alternating VFHs of higher or lower forces are used on the plantar L5 dermatome to delineate flexor withdrawal thresholds. Successively higher forces are applied until withdrawal occurs then lower force VFHs are used until withdrawal ceases. The tactile threshold reflects the force required to elicit withdrawal in 50% of the stimuli. For the new test, each VFH is applied to the dorsal L5 dermatome of the paw while the rat is supported by the examiner. The VFH stimulation occurs in ascending order of force until at least 2 of 3 applications at a given force produces paw withdrawal. Tactile sensory threshold is the lowest force to elicit withdrawal 66% of the time. Acclimation, testing and scoring procedures are described. Aberrant trials that require a retest and typical trials are defined. Animal use was approved by Ohio State University Animal Care and Use Committee.

We describe two tactile sensory testing methods for acute or chronic periods of spinal cord injury in rats. These validated procedures can detect the development and maintenance of allodynia-like sensations.

Aguda e crônica teste sensorial tátil após a lesão medular em ratos

Spinal cord injury (SCI) impairs sensory systems causing allodynia1-8. To identify cellular and molecular causes of allodynia, sensitive and valid sensory ...

Medicina

A Contusive Model of Unilateral Cervical Spinal Cord Injury Using the Infinite Horizon Impactor

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of spinal cord injury (SCI) in which the thoracic spinal cord is injured. Additionally, because most human cord injuries occur as the result of blunt, non-penetrating trauma (e.g. motor vehicle accident, sporting injury) where the spinal cord is violently struck by displaced bone or soft tissues, the majority of SCI researchers are of the opinion that the most clinically relevant injury models are those in which the spinal cord is rapidly contused.1 Therefore, an important step in the preclinical evaluation of novel treatments on their way to human translation is an assessment of their efficacy in a model of contusion SCI within the cervical spinal cord. Here, we describe the technical aspects and resultant anatomical and behavioral outcomes of an unilateral contusive model of cervical SCI that employs the Infinite Horizon spinal cord injury impactor.
Sprague Dawley rats underwent a left-sided unilateral laminectomy at C5. To optimize the reproducibility of the biomechanical, functional, and histological outcomes of the injury model, we contused the spinal cords using an impact force of 150 kdyn, an impact trajectory of 22.5&deg; (animals rotated at 22.5&deg;), and an impact location off of midline of 1.4 mm. Functional recovery was assessed using the cylinder rearing test, horizontal ladder test, grooming test and modified Montoya's staircase test for up to 6 weeks, after which the spinal cords were evaluated histologically for white and grey matter sparing.
The injury model presented here imparts consistent and reproducible biomechanical forces to the spinal cord, an important feature of any experimental SCI model. This results in discrete histological damage to the lateral half of the spinal cord which is largely contained to the ipsilateral side of injury. The injury is well tolerated by the animals, but does result in functional deficits of the forelimb that are significant and sustained in the weeks following injury. The cervical unilateral injury model presented here may be a resource to researchers who wish to evaluate potentially promising therapies prior to human translation.

A reliable and repeatable way to produce a cervical unilateral spinal cord injury using the Infinite Horizon impactor is described. The method takes advantage of a custom designed frame and clamp to stabilize the spine. The standardized procedure and biomechanical injury parameters result in sufficient and sustained injuries.

Um Modelo contundente de lesão da medula espinhal cervical unilateral Usando o Impactor horizonte infinito

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of ...

A Contusion Model of Severe Spinal Cord Injury in Rats

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is described to obtain a consistent model of severe SCI. Use of a stereotactic frame and computer controlled impactor allows for creation of reproducible injury. Hypothermia and urinary tract infection pose significant challenges in the post-operative period. Careful monitoring of animals with daily weight recording and bladder expression allows for early detection of post-operative complications. The functional results of this contusion model are equivalent to transection models. The contusion model can be utilized to evaluate the efficacy of both neuroprotective and neuroregenerative approaches.

A contusion model of severe spinal cord injury is described. Detailed pre-operative, operative and post-operative steps are described to obtain a consistent model.

Um modelo de contusão grave de lesão medular em ratos

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is ...

Evaluation of Respiratory Muscle Activation Using Respiratory Motor Control Assessment (RMCA) in Individuals with Chronic Spinal Cord Injury

During breathing, activation of respiratory muscles is coordinated by integrated input from the brain, brainstem, and spinal cord. When this coordination is disrupted by spinal cord injury (SCI), control of respiratory muscles innervated below the injury level is compromised1,2 leading to respiratory muscle dysfunction and pulmonary complications. These conditions are among the leading causes of death in patients with SCI3. Standard pulmonary function tests that assess respiratory motor function include spirometrical and maximum airway pressure outcomes: Forced Vital Capacity (FVC), Forced Expiratory Volume in one second (FEV1), Maximal Inspiratory Pressure (PImax) and Maximal Expiratory Pressure (PEmax)4,5. These values provide indirect measurements of respiratory muscle performance6. In clinical practice and research, a surface electromyography (sEMG) recorded from respiratory muscles can be used to assess respiratory motor function and help to diagnose neuromuscular pathology. However, variability in the sEMG amplitude inhibits efforts to develop objective and direct measures of respiratory motor function6. Based on a multi-muscle sEMG approach to characterize motor control of limb muscles7, known as the voluntary response index (VRI)8, we developed an analytical tool to characterize respiratory motor control directly from sEMG data recorded from multiple respiratory muscles during the voluntary respiratory tasks. We have termed this the Respiratory Motor Control Assessment (RMCA)9. This vector analysis method quantifies the amount and distribution of activity across muscles and presents it in the form of an index that relates the degree to which sEMG output within a test-subject resembles that from a group of healthy (non-injured) controls. The resulting index value has been shown to have high face validity, sensitivity and specificity9-11. We showed previously9 that the RMCA outcomes significantly correlate with levels of SCI and pulmonary function measures. We are presenting here the method to quantitatively compare post-spinal cord injury respiratory multi-muscle activation patterns to those of healthy individuals.

Evaluation of Respiratory Muscle Activation Using Respiratory Motor Control Assessment RMCA in Individuals with Chronic Spinal Cord Injury

The purpose of this publication is to present our original work on a multi-muscle surface electromyographic approach to quantitatively characterize respiratory muscle activation patterns in individuals with chronic spinal cord injury using vector-based analysis.

Avaliação da ativação muscular respiratória Usando respiratória Motor Control Assessment (ACMD) em indivíduos com lesão medular crônica

During breathing, activation of respiratory muscles is coordinated by integrated input from the brain, brainstem, and spinal cord. When this coordination ...

A Murine Model of Cervical Spinal Cord Injury to Study Post-lesional Respiratory Neuroplasticity

A cervical spinal cord injury induces permanent paralysis, and often leads to respiratory distress. To date, no efficient therapeutics have been developed to improve/ameliorate the respiratory failure following high cervical spinal cord injury (SCI). Here we propose a murine pre-clinical model of high SCI at the cervical 2 (C2) metameric level to study diverse post-lesional respiratory neuroplasticity. The technique consists of a surgical partial injury at the C2 level, which will induce a hemiparalysis of the diaphragm due to a deafferentation of the phrenic motoneurons from the respiratory centers located in the brainstem. The contralateral side of the injury remains intact and allows the animal recovery. Unlike other SCIs which affect the locomotor function (at the thoracic and lumbar level), the respiratory function does not require animal motivation and the quantification of the deficit/recovery can be easily performed (diaphragm and phrenic nerve recordings, whole body ventilation). This pre-clinical C2 SCI model is a powerful, useful, and reliable pre-clinical model to study various respiratory and non-respiratory neuroplasticity events at different levels (molecular to physiology) and to test diverse putative therapeutic strategies which might improve the respiration in SCI patients.

Respiratory failure is the leading cause of death following a cervical spinal cord injury. Having a reproducible, quantifiable, and reliable pre-clinical animal model of respiratory failure induced by a partial cervical injury will help to understand the subsequent respiratory and non-respiratory neuroplasticity and allow testing putative repair strategies.

Um modelo murino de Spinal Cord Injury do colo do útero para o Estudo de pós-lesional respiratória Neuroplasticidade

A cervical spinal cord injury induces permanent paralysis, and often leads to respiratory distress. To date, no efficient therapeutics have been developed ...

Controlled Cortical Impact Model for Traumatic Brain Injury

Every year over a million Americans suffer a traumatic brain injury (TBI). Combined with the incidence of TBIs worldwide, the physical, emotional, social, and economical effects are staggering. Therefore, further research into the effects of TBI and effective treatments is necessary. The controlled cortical impact (CCI) model induces traumatic brain injuries ranging from mild to severe. This method uses a rigid impactor to deliver mechanical energy to an intact dura exposed following a craniectomy. Impact is made under precise parameters at a set velocity to achieve a pre-determined deformation depth. Although other TBI models, such as weight drop and fluid percussion, exist, CCI is more accurate, easier to control, and most importantly, produces traumatic brain injuries similar to those seen in humans. However, no TBI model is currently able to reproduce pathological changes identical to those seen in human patients. The CCI model allows investigation into the short-term and long-term effects of TBI, such as neuronal death, memory deficits, and cerebral edema, as well as potential therapeutic treatments for TBI.

Traumatic brain injuries (TBIs) remain a serious health problem. Using the controlled cortical impact surgery model, research on the effects of TBI and possible treatment methods may be performed.

Controlado Modelo Impact Cortical para lesão cerebral traumática

Every year over a million Americans suffer a traumatic brain injury (TBI).  Combined with the incidence of TBIs worldwide, the physical, emotional, ...

A Radio-telemetric System to Monitor Cardiovascular Function in Rats with Spinal Cord Transection and Embryonic Neural Stem Cell Grafts

High thoracic or cervical spinal cord injury (SCI) can lead to cardiovascular dysfunction. To monitor cardiovascular parameters, we implanted a catheter connected to a radio transmitter into the femoral artery of rats that underwent a T4 spinal cord transection with or without grafting of embryonic brainstem-derived neural stem cells expressing green fluorescent protein. Compared to other methods such as cannula insertion or tail-cuff, telemetry is advantageous to continuously monitor blood pressure and heart rate in freely moving animals. It is also capable of long term multiple data acquisitions. In spinal cord injured rats, basal cardiovascular data under unrestrained condition and autonomic dysreflexia in response to colorectal distension were successfully recorded. In addition, cardiovascular parameters before and after SCI can be compared in the same rat if a transmitter is implanted before a spinal cord transection. One limitation of the described telemetry procedure is that implantation in the femoral artery may influence the blood supply to the ipsilateral hindlimb.

We present a protocol for using a radio-telemetric system to record cardiovascular parameters in T4 spinal cord transected rats eight weeks after embryonic brainstem neural stem cell grafting into the lesion site. Telemetry is an advanced technique to accurately evaluate cardiovascular function in conscious freely moving spinal cord injured rats.

Um sistema de rádio-telemetria para monitorar a função cardiovascular em ratos com Medula Espinhal transecção e Embryonic Stem Neural enxertos de células-

High thoracic or cervical spinal cord injury (SCI) can lead to cardiovascular dysfunction. To monitor cardiovascular parameters, we implanted a catheter ...

Neural Stem Cell Transplantation in Experimental Contusive Model of Spinal Cord Injury

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can be used both to investigate the biological responses to injury and to test potential therapies. Contusion or compression injury delivered to the surgically exposed spinal cord are the most widely used models of the pathology. In this report the experimental contusion is performed by using the Infinite Horizon (IH) Impactor device, which allows the creation of a reproducible injury animal model through definition of specific injury parameters. Stem cell transplantation is commonly considered a potentially useful strategy for curing this debilitating condition. Numerous studies have evaluated the effects of transplanting a variety of stem cells. Here we demonstrate an adapted method for spinal cord injury followed by tail vein injection of cells in CD1 mice. In short, we provide procedures for: i) cell labeling with a vital tracer, ii) pre-operative care of mice, iii) execution of a contusive spinal cord injury, and iv) intravenous administration of post mortem neural precursors. This contusion model can be utilized to evaluate the efficacy and safety of stem cell transplantation in a regenerative medicine approach.

Spinal cord injury is a traumatic condition that causes severe morbidity and high mortality. In this work we describe in detail a contusion model of spinal cord injury in mice followed by a transplantation of neural stem cells.

Neural Stem Cell Transplantation em Experimental contusão Model of Spinal Cord Injury

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can ...

Contrast Enhanced Ultrasound Imaging for Assessment of Spinal Cord Blood Flow in Experimental Spinal Cord Injury

Reduced spinal cord blood flow (SCBF) (i.e., ischemia) plays a key role in traumatic spinal cord injury (SCI) pathophysiology and is accordingly an important target for neuroprotective therapies. Although several techniques have been described to assess SCBF, they all have significant limitations. To overcome the latter, we propose the use of real-time contrast enhanced ultrasound imaging (CEU). Here we describe the application of this technique in a rat contusion model of SCI. A jugular catheter is first implanted for the repeated injection of contrast agent, a sodium chloride solution of sulphur hexafluoride encapsulated microbubbles. The spine is then stabilized with a custom-made 3D-frame and the spinal cord dura mater is exposed by a laminectomy at ThIX-ThXII. The ultrasound probe is then positioned at the posterior aspect of the dura mater (coated with ultrasound gel). To assess baseline SCBF, a single intravenous injection (400 &#181;l) of contrast agent is applied to record its passage through the intact spinal cord microvasculature. A weight-drop device is subsequently used to generate a reproducible experimental contusion model of SCI. Contrast agent is re-injected 15 min following the injury to assess post-SCI SCBF changes. CEU allows for real time and in-vivo assessment of SCBF changes following SCI. In the uninjured animal, ultrasound imaging showed uneven blood flow along the intact spinal cord. Furthermore, 15 min post-SCI, there was critical ischemia at the level of the epicenter while SCBF remained preserved in the more remote intact areas. In the regions adjacent to the epicenter (both rostral and caudal), SCBF was significantly reduced. This corresponds to the previously described &#8220;ischemic penumbra zone&#8221;. This tool is of major interest for assessing the effects of therapies aimed at limiting ischemia and the resulting tissue necrosis subsequent to SCI.

Contrast Enhanced Ultrasound imaging is a reliable in-vivo tool for quantifying spinal cord blood flow in an experimental rat spinal cord injury model. This paper contains a comprehensive protocol for application of this technique in association with a contusion model of thoracic spinal cord injury.

Contraste melhorado Ecografia de Avaliação da Medula Espinhal fluxo de sangue em Experimental lesão medular

Reduced spinal cord blood flow (SCBF) (i.e., ischemia) plays a key role in traumatic spinal cord injury (SCI) pathophysiology and is accordingly an ...

Photothrombosis-induced Focal Ischemia as a Model of Spinal Cord Injury in Mice

Spinal cord injury (SCI) is a devastating clinical condition causing permanent changes in sensorimotor and autonomic functions of the spinal cord (SC) below the site of injury. The secondary ischemia that develops following the initial mechanical insult is a serious complication of the SCI and severely impairs the function and viability of surviving neuronal and non-neuronal cells in the SC. In addition, ischemia is also responsible for the growth of lesion during chronic phase of injury and interferes with the cellular repair and healing processes. Thus there is a need to develop a spinal cord ischemia model for studying the mechanisms of ischemia-induced pathology. Focal ischemia induced by photothrombosis (PT) is a minimally invasive and very well established procedure used to investigate the pathology of ischemia-induced cell death in the brain. Here, we describe the use of PT to induce an ischemic lesion in the spinal cord of mice. Following retro-orbital sinus injection of Rose Bengal, the posterior spinal vein and other capillaries on the dorsal surface of SC were irradiated with a green light resulting in the formation of a thrombus and thus ischemia in the affected region. Results from histology and immunochemistry studies show that PT-induced ischemia caused spinal cord infarction, loss of neurons and reactive gliosis. Using this technique a highly reproducible and relatively easy model of SCI in mice can be achieved that would serve the purpose of scientific investigations into the mechanisms of ischemia induced cell death as well as the efficacy of neuroprotective drugs. This model will also allow exploration of the pathological changes that occur following SCI in live mice like axonal degeneration and regeneration, neuronal and astrocytic Ca2+ signaling using two-photon microscopy.

Photothrombosis is a minimally invasive and highly reproducible procedure to induce focal ischemia in the spinal cord and serves as a model of spinal cord injury in mice.

Fototrombose induzida por isquemia focal como um Modelo de Lesão Medular em Ratos

Spinal cord injury (SCI) is a devastating clinical condition causing permanent changes in sensorimotor and autonomic functions of the spinal cord (SC) ...