Name: the use of ex vivo whole-organ imaging and quantitative tissue histology to determine the bio-distribution of fluorescently labeled molecules
Uploaded: 2016-12-24T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 7 s
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Partial salary support for GLB is provided by NIH grant R01HL121527. JWDM is supported by the Currier Fellowship in Neurology.

Nota: Todos os uso de animais nesse protocolo foi aprovado pelo Comitê de Cuidado e Uso Institucional Animal da Universidade de Mississippi Medical Center. 1. O tratamento de animais e tecidos <ol><li> Administração e Sacrifício <ol><li> Anestesiar os animais utilizando 3% de isoflurano durante 5 min e verificar a profundidade da anestesia através da observação da ausência do reflexo do pé-de aperto. Aplicar pomada veterinária aos olhos para evitar a secura e sob anestesia. </li><li> Pesar o animal e pipetar um dose de 50 mg / kg de ELP quer rodamina-rotulado, SynB1-ELP, ou Tat-ELP para um tubo de 1,5 mL. Guardar a 100 ul dos compostos marcados administrados para a formulação de curvas padrão em etapas posteriores. Nota: É importante que os padrões de ser feita a partir do mesmo lote de proteína marcada administrada aos animais de modo a evitar diferenças devido à variabilidade na eficiência de marcação fluorescente. A fim de remover adequadamente FLUORES fundocência a partir de medições de fluorescência posteriores, um animal não tratado deve ser sacrificado usando os mesmos métodos / reagentes como os animais tratados. </li><li> Administrar uma injecção IV, tal como anteriormente descrito utilizando um quer da veia da cauda ou na veia femoral (que é acedido através de uma de 1 cm da incisão na virilha). Para analgesia, se fazer uma incisão na virilha, administrar por via subcutânea, carprofeno, a uma dose de 5 mg / kg, e aplicar sensorcaine para o local da incisão antes do fecho com um grampo de feridas. Para administrar por via intranasal (IN), colocar o animal em decúbito dorsal. </li><li> Com uma pipeta de 2 ml, elaborar uma queda de 1 mL de composto marcado. Resumidamente deslizar a cabeça do animal a partir do colar anestesia para permitir o acesso às narinas. </li><li> Colocar a ponta da pipeta para a abertura de uma única narina e lentamente o êmbolo, permitindo que a gota corra ao longo do nestejam para dentro da cavidade nasal. Repetir a cada 1 min, alternando narinas cada gota até que a dose completa é administrou. Nota: O volume máximo administrado via não deverá exceder 10 - 15 mL para os ratos. </li><li> Deixar os animais em decúbito dorsal sob anestesia por 10 minutos após a administração final antes de movê-los cada um em uma gaiola individual. Nota: Não deixar os animais sem vigilância até que tenham recuperado a consciência suficiente para manter decúbito esternal. </li><li> 1 h após a administração, re-anestesiar os animais como antes e sacrificam-los através de perfusão transcardial com PBS (210,0 mg / L KH 2 PO 4, 9,000.0 mg / L de NaCl, 726 mg / L de Na 2 HPO 4 .7H 2 O), 10 mL / min durante um total de 20 mL. Nota: a perfusão dos animais no sacrifício para remover todo o sangue a partir dos tecidos é necessário para determinar as concentrações extravasculares dos compostos marcados. reagentes de perfusão pode resultar em alterações a fluorescência de fundo e devem ser mantidos consistentes. O método de sacrifício deverá ser consistentedentro dos grupos. Diferentes métodos de sacrifício pode resultar em diferentes níveis de sangue no interior da vasculatura, mudando a fluorescência de fundo dos tecidos. </li></ol></li><li> Coleção de tecidos <ol><li> Prepare PBS como descrito acima para enxaguar os tecidos removidos. Nota: Se existir outro tampão foi utilizado como o líquido de perfusão, lavar tecidos no mesmo tampão. </li><li> Remover do coração, pulmões, estômago, fígado, baço, rins e por meio de dissecção simples. Resumidamente lavar em PBS antes de usar laboratório limpa para pat seco ou afastar a humidade em excesso e colocar os tecidos sobre o tapete de imagem. </li><li> Decapitar o mouse e remover a parte superior do crânio usando cortadores de osso ou fórceps. Utilizando uma pinça, retire cuidadosamente o cérebro, mantendo os bulbos olfatórios intacta. Lavar, secar, e colocá-lo na esteira de imagem fornecidos. </li><li> Para remover a medula espinhal através rápida de ejeção 7, encher uma seringa de 10 ml com PBS e anexar uma agulha de calibre 18 entorpecido. Nota: 18 encaixa calibreo adulto canal espinhal de muitas linhas de rato. O diâmetro necessário irá variar com o tamanho do animal. </li><li> Colocar o animal em decúbito ventral, assegurando que a abertura do canal medular no local decapitação é claramente marcados e livre de sangue. </li><li> Retire a pele em torno da coluna vertebral. Usando cortadores de ossos pontiagudos ou tesoura, corte através da coluna vertebral na seção lombar diretamente rostral para os quadris. </li><li> Resumidamente enxaguar com PBS para visualizar o canal medular. Insira com cuidado a agulha no canal medular. Nota: A agulha deve se sentir confortável e pode exigir algum rolamento lenta e para trás durante a inserção. Caso a agulha sentir-se solta, um corte mais rostral pode ser feita ou uma agulha de diâmetro maior pode ser necessário. </li><li> Usando o polegar eo dedo indicador, aplicar pressão sobre a coluna vertebral em torno da agulha inserida. O êmbolo com pressão moderada e constante. A medula espinhal ejecta-se intacta da abertura rostral na espinalcoluna. Nota: A remoção completa, a lavagem e secagem de todos os principais órgãos podem ser razoavelmente concluído em 5-7 min. Este curto tempo evita a necessidade de armazenamento alargado em PBS, o que poderá resultar na exposição excessiva à luz e a lixiviação de proteínas marcadas a partir do tecido. </li></ol></li></ol> 2. Whole-órgão Ex Vivo Fluorescência de imagem <ol><li> Parâmetros de imagem <ol><li> Inicie o software de aquisição de imagem. No canto inferior direito do painel de controle de aquisição, clique em &quot;inicializar&quot;. </li><li> Em &quot;modo de imagem&quot;, selecione a opção &quot;fluorescente&quot;. Em &quot;tempo de exposição&quot;, selecione &quot;AUTO&quot;. </li><li> Em &quot;binning&quot;, selecione &quot;pequeno&quot; e definir o F / Stop para 2. </li><li> Escolha de excitação de 535 nm e filtros de emissão de 580 nm. Nota: Isto irá variar dependendo do marcador utilizado. </li><li> Selecione &quot;Campo de visão B&quot; e defina o target altura de 0,3 cm. Nota: Isto irá variar dependendo do tecido a ser visualizado. </li><li> Uma vez que o indicador de temperatura fica verde (o que significa que a máquina está totalmente inicializado), colocar os tecidos para o tapete fundo preto fornecida, garantindo que os tecidos estão completamente separados um do outro. Coloque a esteira no gerador de imagens, garantindo que todos os tecidos estão dentro da grade área seleccionada. tecidos maiores e não-homogéneas, tais como o fígado inteiro, deve ser disposto de modo a reduzir a sobreposição dos lobos. Nota: Os tecidos podem ser dispostos em conjunto num único grupo, permitindo que uma imagem para acomodar um único animal ou todos os tecidos de um tipo semelhante. Isso faz com que a análise e organização mais fácil depois. Se grandes diferenças na intensidade da fluorescência estão presentes entre os vários tecidos, que é melhor para a imagem-los individualmente ou em grupos do mesmo tipo de tecido, como um único tempo de exposição pode não ser ideal para todas as intensidades de tecido. </li><li> Clique em &quot;Adquirir&quot;. </li><li> Depois de imagem, remover os tecidos imediatamente e armazenar ou congelá-los para histologia quantitativa, conforme descrito na etapa 4. </li></ol></li></ol> 3. Normas e Processamento de Imagem <ol><li> Padrões <ol><li> Em PBS, criar duas diluições em série de cada proteína utilizada no tratamento dos animais, a partir da concentração original, com um total de 15 diluições. Nota: O intervalo de concentração deve apontar para incluir as concentrações nos tecidos esperados e pode exigir diluições adicionais da amostra original, dependendo da concentração de partida. </li><li> Pipetar 100 L de cada padrão em cada poço de uma placa de 96 poços preta. Incluir um poço de PBS puro para se obter uma medida de fluorescência de fundo. </li><li> Imagem os padrões com os mesmos parâmetros utilizados para a imagiologia de tecidos. </li><li> No software de aquisição de imagem &quot;Paleta de ferramentas&quot; em &quot;Ferramentas de ROI&quot;, selecione a &quot;região de interesse (ROI) &quot;Círculo e desenhar o ROI em torno de um bem. Copie esse ROI a todos os outros poços cheios e clique em &quot;medir o ROI.&quot; </li><li> Subtrair o valor da eficiência radiante média do PBS puro a partir dos valores das normas de outros; isto elimina a fluorescência de fundo. Traçar os valores contra a concentração conhecida em um gráfico de dispersão. Nota: A equação resultante da linha de tendência linear pode então ser usado para calcular o valor da fluorescência relativa. </li></ol></li><li> Processamento de imagem <ol><li> No software de aquisição de imagem, selecione a ferramenta ROI de forma livre e desenhar ROIs em torno de cada um dos tecidos individuais. Clique em &quot;medida&quot;. </li><li> Com a média de medidas de eficiência radiantes resultantes, subtrair os valores medidos a partir do animal sem tratamento para cada tipo de tecido e traçar esses valores na curva padrão criado anteriormente. Nota: Os valores de fluorescência relativa resultantes fornecem uma visão rápida e precisa dobiodistribuição do composto marcado. </li></ol></li></ol> 4. Histologia Tissue Quantitative <ol><li> Preparação e Congelamento de tecidos para corte <ol><li> Criar ou comprar recipientes de tamanho suficiente para congelar os tecidos escolhidos e criostato para ser utilizado. Envolvendo a folha de alumínio em torno de um objeto de tamanho adequado e em forma funciona bem. </li><li> Prepara-se uma mistura de isopropanol e gelo seco, preenchendo metade de um copo de 500 mL com a adição de gelo seco e ~ 350 ml de isopropanol de modo que haja quantidade suficiente de líquido acima do gelo seco para submergir parcialmente o recipiente de congelação. Nota: azoto líquido resulta muitas vezes na fractura do composto de temperatura óptima de corte (OCT), e tecidos embutidos e deve ser evitado. </li><li> Encha o recipiente de congelamento parcial com OCT, garantindo que não há bolhas de presentes. Se houver bolhas, trabalhar as bolhas para fora da solução usando uma pinça ou implementar um similar. </li><li> Remover o tecidode PBS e secá-la completamente, quer por batendo suavemente com um laboratório de apagamento ou tocando as bordas de tecidos delicados para um laboratório de limpeza e permitindo que o líquido para afastar. </li><li> Colocar o tecido suavemente para a OCT no interior do recipiente de congelação, garantindo a não introduzir bolhas por baixo do tecido. Uma vez que o tecido está no lugar, adicionar outubro até que o tecido está completamente coberta. </li><li> Submergir o recipiente de congelação é, tanto quanto possível sem permitir a isopropanol para entrar em contacto com a OCT exposta no interior do recipiente. Permitir 30 - 90 s (ou potencialmente mais para os tecidos maiores) para a OCT e tecido para congelar completamente antes de armazenar a -80 ° C durante o tempo que for necessário. </li></ol></li><li> Elaboração de normas para corte. <ol><li> Preparar e rotular apropriadamente de 1 ml de uso único seringas, removendo a extremidade do cano, de tal modo que todo o comprimento da seringa tem um diâmetro. Isto irá permitir que o cilindro congelado para ser empurrado para fora mais tarde. </li><li> Nosing outubro, criar um 15-passo dupla diluição em série de compostos administrados, como foi feito com PBS anteriormente, mas com um volume final de 1 ml resultando. Incluir uma amostra de pura outubro para a remoção de valores de fluorescência de fundo. </li><li> A viscosidade de outubro faz a mistura adequada difícil. Inverta os tubos e permitir que o OCT para resolver completamente antes de inverter novamente. Repetir este 10 - 20 vezes para assegurar uma mistura uniforme. Manter as soluções padrão a 4 ° C e ao abrigo da luz durante a mistura. </li><li> Após a mistura, novamente preparar uma mistura de isopropanol e gelo seco, como antes. Nota: O nitrogénio líquido também pode ser utilizado no lugar da mistura de gelo isopropanol / seco, desde que as seringas são rapidamente removido depois de terem congelado. </li><li> Desenhe o padrão de outubro para dentro da seringa, tendo o cuidado de apresentar como algumas bolhas quanto possível. Após a elaboração da solução de outubro, mergulhe imediatamente a seringa diretamente no isopropanol e permitir que a solução para congelar completamentedentro da seringa por 10 - 20 s. Armazenar as seringas a -80 ° C durante o tempo necessário. </li></ol></li><li> De corte de tecidos e Normas <ol><li> Colocar ambos os tecidos e padrões de -20 ° C e permitir tempo suficiente para que todas as amostras atingir a temperatura. Nota: A temperatura ideal de corte geralmente cai em torno de -10 ° C intervalo para a maioria dos tecidos, mas em última análise, depende do tamanho do tecido e teor de gordura e deve ser refinado empiricamente. </li><li> Usando um criostato, cortar tecidos em fatias grossas 20 mícrons e montá-los em lâminas, como descrito anteriormente 8. Armazenar as lâminas a -20 ° C e mantê-los ao abrigo da luz tanto quanto possível durante o corte e que a digitalização. Nota: É importante aqui que as secções a serem medidos são adequadamente distribuída por toda a espessura do tecido. </li><li> Para montar as normas sobre o mandril criostato, pegue a seringa do freezer e aquecer o exterior para 3 - 5 s por holding-lo na mão. Empurrar o êmbolo até que uma pequena secção de (~ 1 cm) do cilindro de outubro está fora da seringa. <ol><li> Usando uma lâmina de barbear, cortar através do cilindro e coloque a seção de cilindro resultando perpendicularmente sobre o mandril, usando OCT para segurá-la no lugar. Esta configuração deve resultar em círculos bem definidos que está sendo cortado. </li></ol></li><li> Corte os cilindros a 20 uM, colocando uma fatia de cada diluição para uma única lâmina, de modo que uma lâmina representa toda a curva padrão. Armazenar os slides a -20 ° C até que esteja pronto para a digitalização. </li></ol></li><li> Digitalização e quantificação <ol><li> Inicie o software matriz de digitalização e clique em &quot;543 a laser&quot; para iniciar o procedimento de inicialização laser. Espere por 15 min para o laser para ficar pronto. </li><li> Uma vez que o laser está pronto, remover as lâminas entre -20 ° C e movê-los para um grande recipiente, luz-protegido para atingir a temperatura e a secar durante 3 min. Isso vai evitar o acúmulo de umidade na SLIde scanner. </li><li> Carregue a lâmina no receptáculo de slides sobre o scanner de slides. Clique em &quot;scan&quot; e selecione &quot;executar verificação fácil.&quot; </li><li> Defina a resolução de digitalização para 50 mm. </li><li> Selecione a primeira opção &quot;Use&quot; em &quot;Fluoróforo&quot; e selecione &quot;TRITC.&quot; Defina o Ganho PMT para 80%. Nota: Estas configurações irão variar dependendo do fluoróforo e a concentração das moléculas marcadas. </li><li> Do lado da mão esquerda, garantir que a área de digitalização inclui toda a lâmina. Clique em &quot;Iniciar&quot;. </li><li> Após a digitalização, selecione &quot;Arquivo&quot; e &quot;salvar como&quot;, e em seguida, salvar a imagem como um .tif. Nota: Slides de tecidos e padrões devem ser verificados nas mesmas opções. </li><li> Carregar as imagens resultantes em ImageJ e selecione ROIs em torno dos tecidos e padrões. Sob a guia &quot;analisar&quot;, selecione &quot;definir medidas&quot; e selecione &quot;significa valor de cinza.&quot; Click220; medida &quot;. Nota: Tal como acontece com a técnica anterior, fluorescência de fundo deve ser subtraída de todos os valores medidos. </li><li> Traçar as mensurações de valor cinza médios das normas contra a concentração conhecida para criar uma curva padrão. Nota: As medições resultantes dos tecidos deve ser calculada a média dentro de cada tecido e representados graficamente em que a curva padrão para determinar a concentração no interior do tecido. </li></ol></li></ol>

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	<li>George, E. M., Liu, H., Robinson, G. G., Bidwell, G. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Polypeptide+Drug+Carrier+for+Maternal+Delivery+and+Prevention+of+Fetal+Exposure.">A Polypeptide Drug Carrier for Maternal Delivery and Prevention of Fetal Exposure.</a> J. Drug Target. 22 (9), 1133-1145 (2014).</li><li>George, E. M., Liu, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Growth+factor+purification+and+delivery+systems+(PADS)+for+therapeutic+angiogenesis.">Growth factor purification and delivery systems (PADS) for therapeutic angiogenesis.</a> Vasc. Cell. 7 (1), 1-11 (2015).</li><li>Bidwell, G. L., Perkins, E., Hughes, J., Khan, M., James, J. R., Raucher &amp;amp, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Thermally+Targeted+Delivery+of+a+c-Myc+Inhibitory+Polypeptide+Inhibits+Tumor+Progression+and+Extends+Survival+in+a+Rat+Glioma+Model.">Thermally Targeted Delivery of a c-Myc Inhibitory Polypeptide Inhibits Tumor Progression and Extends Survival in a Rat Glioma Model.</a> PLoS One. 8 (1), (2013).</li><li>Liu, H., Zhang, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+improved+blood&#8211;brain+barrier+permeability+of+endomorphin-1+using+the+cell-penetrating+peptide+synB3+with+three+different+linkages.">The improved blood&#8211;brain barrier permeability of endomorphin-1 using the cell-penetrating peptide synB3 with three different linkages.</a> Int. J. Pharm. 476 (1-2), 1-8 (2014).</li><li>Flessner, M. F., Fenstermacher, J. D., Blasberg, R. G., Dedrick, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Peritoneal+absorption+of+macromolecules+studied+by+quantitative+autoradiography.">Peritoneal absorption of macromolecules studied by quantitative autoradiography.</a> Am. J. Physiol. 248, 26-32 (1985).</li><li>Flessner, M. F., Choi, J., He, Z., Credit, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Physiological+characterization+of+human+ovarian+cancer+cells+in+a+rat+model+of+intraperitoneal+antineoplastic+therapy.">Physiological characterization of human ovarian cancer cells in a rat model of intraperitoneal antineoplastic therapy.</a> J Appl Physiol. 97, 1518-1526 (2004).</li><li>Kennedy, H. S., Jones, C., Caplazi, P., Iii, C. J., Caplazi, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+standard+laminectomy+with+an+optimized+ejection+method+for+the+removal+of+spinal+cords+from+rats+and+mice.">Comparison of standard laminectomy with an optimized ejection method for the removal of spinal cords from rats and mice.</a> J. Histotechnol. 36 (3), 86-91 (2013).</li><li>Currle, D. S., Monuki, E. S. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Flash+Freezing+and+Cryosectioning+E12.5+Mouse+Brain.">Flash Freezing and Cryosectioning E12.5 Mouse Brain.</a> J. Vis. Exp. JoVE. (4), e198 (2007).</li><li>Walker, L., Perkins, E., Kratz, F., Raucher &amp;amp, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+penetrating+peptides+fused+to+a+thermally+targeted+biopolymer+drug+carrier+improve+the+delivery+and+antitumor+efficacy+of+an+acid-sensitive+doxorubicin+derivative.">Cell penetrating peptides fused to a thermally targeted biopolymer drug carrier improve the delivery and antitumor efficacy of an acid-sensitive doxorubicin derivative.</a> Int. J. Pharm. 436 (1-2), 825-832 (2012).</li><li>Frangioni, J. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+near-infrared+fluorescence+imaging.">In vivo near-infrared fluorescence imaging.</a> Curr. Opin. Chem. Biol. 7 (5), 626-634 (2003).</li><li>Vugmeyster, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pharmacokinetics+and+toxicology+of+therapeutic+proteins:+Advances+and+challenges.">Pharmacokinetics and toxicology of therapeutic proteins: Advances and challenges.</a> World J. Biol. Chem. 3 (4), 73 (2012).</li><li>Stumpf, W. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Whole-body+and+microscopic+autoradiography+to+determine+tissue+distribution+of+biopharmaceuticals+-+Target+discoveries+with+receptor+micro-autoradiography+engendered+new+concepts+and+therapies+for+vitamin+D.">Whole-body and microscopic autoradiography to determine tissue distribution of biopharmaceuticals - Target discoveries with receptor micro-autoradiography engendered new concepts and therapies for vitamin D.</a> Adv. Drug Deliv. Rev. 65 (8), 1086-1097 (2013).</li></ol>

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Enquanto ex vivo de imagem de órgão inteiro é geralmente simples, a adesão a alguns conceitos e técnicas básicas podem melhorar a precisão das medições de bio-distribuição. comprimentos de onda curtos da luz experiência um elevado grau de espalhamento e a absorvância na maioria dos tecidos, o que tem um impacto significativo a utilidade dos fluoróforos de curto comprimento de onda. Estes fluoróforos têm aplicação em estudos de tecidos profundos limitado, mas eles têm sido usados ​​com efi...

rotulagem fluorescente é um método eficaz e facilmente utilizado para a determinação do bio-distribuição de compostos, utilizando uma gama de equipamento que é comum para muitos laboratórios. Os fluoróforos estão amplamente disponíveis, relativamente barato, e vem em uma variedade de comprimentos de onda, de tal forma que várias moléculas rotulados podem ser utilizados simultaneamente sem interferência. A maioria dos fluoróforos tem uma gama de produtos químicos para a conjugação com diferentes grupos reactivos em compostos alvo, e o processo de conjugação é geralmente simples para a maioria dos tipos de locais reactivos. Além disso, o equipamento necessário para as medições de compostos marcados com fluorescência são comuns em muitos laboratórios. microscópios fluorescentes, geradores de imagens, e scanners de slides podem ser usados ​​em circunstâncias diferentes, tornando o uso de marcação fluorescente altamente acessível. Os marcadores fluorescentes são frequentemente utilizados para determinar a biodistribuição e a cinética de compostos tanto in vivo como ex vivo com dispositivos de imagens ao vivo, como o IVIS Spectrum Imager, e por histologia tecido quantitativa 2,3. O uso de ex vivo de imagem de órgão inteiro usando dispositivos de geração de imagens ao vivo tem aumentado ao longo do tempo devido à sua facilidade de uso e capacidade de criar rapidamente uma comparação precisa das concentrações relativas de compostos marcados sem exigir que o tratamento posterior de tissues4. No entanto, enquanto ex vivo de imagens de órgãos conjunto pode permitir a fácil análise e comparação, não se gera uma medida quantitativa das concentrações de compostos dentro de um tecido absolutos. Isto é devido aos efeitos de dispersão de luz dentro de órgãos intactos. Desde que a dispersão de luz (e, em menor grau, absorvância) varia de acordo com o tamanho e densidade dos tecidos, imagiologia de órgãos todo pode subestimar níveis de tecido em órgãos grandes ou densos. Formulação de normas adequadas para medições de concentração absoluta também é difícil porque é preciso imitar a espessurae a densidade de cada órgão individual. Por outro lado, a imagem de órgão inteiro é um método rápido de obtenção dos níveis teciduais relativas de um agente, e que é ideal para comparar a bio-distribuição relativa de várias moléculas relacionadas (por exemplo, em estudos de selecção de medicamentos). Uma estratégia alternativa é utilizar histologia fluorescência quantitativa, uma técnica derivada a partir do método de autoradiografia quantitativa, para se obter os níveis absolutos de tecido de um agente de teste 5,6. Ao invés de colocar um animal ou órgão inteiro em um dispositivo de imaginação, a histologia do tecido quantitativa exige que cada tecido ser cortado, montadas em lâminas, digitalizados e analisados ​​individualmente. Padrões de o agente de teste são preparadas e cortadas com a mesma espessura como as amostras de órgãos. Ao cortar todos os órgãos e as normas para a mesma espessura, a variabilidade devido à dispersão da luz ou absorvância é eliminada, e a intensidade de fluorescência do tecido pode ser apto para a curva padrão para determinar concent absolutaração. Enquanto este método, quando feito corretamente, é quantitativa, mas também é trabalho intensivo e facilmente mal utilizado. Dada a natureza mais complexa da histologia quantitativa e significativamente maior custo do trabalho, quando comparado à imagem do órgão inteiro, torna-se útil analisar em que cada processo é mais prático para usar quando se examina o bio-distribuição de compostos marcados com fluorescência. Este protocolo fornece uma descrição detalhada de como estes métodos podem ser usados ​​em conjunto para comparar de forma eficiente a bio-distribuição do marcada com rodamina elastina como polipéptido (ELP), com ou sem a adição dos péptidos de penetração de células SynB1 ou Tat, através do intranasal (IN) e intravenosa (IV) vias de administração.

<table><tbody><tr><td>&lt;u&gt;Reagents&lt;/u&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Maleimide derivitized fluorophors (&lt;em&gt;e.g.&lt;/em&gt;, tetramethylrhodamine-5-maleimide, AlexaFluor 633-C5-maleimide)</td><td>Thermo Fisher</td><td>T6027, A20342</td><td>Thiol reactive fluorescent dyes for protein labeling</td></tr><tr><td>Phosphate Buffered Saline</td><td>Sigma</td><td>1002243569</td><td>PBS Buffer for rinsing</td></tr><tr><td>Optimal Cutting Temperature Compound</td><td>Tissue-Tek</td><td>4585</td><td>Used for freezing and mounting</td></tr><tr><td>&lt;u&gt;Equipment&lt;/u&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>IVIS Spectrum</td><td>Perkin Elmer</td><td></td><td>For &lt;em&gt;ex vivo&lt;/em&gt; whole organ imaging</td></tr><tr><td>Cryomicrotome</td><td>Thermo</td><td></td><td>For cryosectioning</td></tr><tr><td>Fluorescence slide scanner</td><td>Perkin Elmer</td><td></td><td>For slide scanning</td></tr></tbody></table>

the use of ex vivo whole-organ imaging and quantitative tissue histology to determine the bio-distribution of fluorescently labeled molecules

Rotulagem fluorescente é um processo bem estabelecido para examinar o destino de moléculas marcadas sob uma variedade de condições experimentais in vitro e in vivo. As sondas fluorescentes são particularmente úteis para determinar a biodistribuição das moléculas grandes administradas, em que a adição de um marcador fluorescente de pequena molécula não é susceptível de afectar a cinética ou bio-distribuição do composto. Uma variedade de métodos existentes para analisar bio-distribuição que variam de forma significativa na quantidade de esforço necessária e se as medições resultantes são completamente quantitativa, mas usando vários métodos de conjugação pode proporcionar um sistema rápido e eficiente para a análise bio-distribuição. Ex vivo de imagens de órgãos todo é um método que pode ser utilizado para comparar rapidamente as concentrações relativas das moléculas fluorescentes dentro de tecidos bem como entre vários tipos de tecidos ou os grupos de tratamento. Usando um plat de imagemformulário concebido para live-animal ou de imagem de órgão inteiro, fluorescência dentro de tecidos intactos pode ser determinada sem processamento adicional, economizando tempo e trabalho ao fornecer uma imagem precisa da bio-distribuição geral. Este processo é ideal em experiências de tentativa de determinar a especificidade de tecido ou de um composto de comparação de vários compostos diferentes. histologia do tecido quantitativa por outro lado, requer processamento adicional extensa de tecidos, a fim de criar uma medida quantitativa dos compostos marcados. Para avaliar com precisão bio-distribuição, todos os tecidos de interesse deve ser cortado, digitalizado e analisado em relação a curvas padrão, a fim de fazer comparações entre os tecidos ou grupos. histologia tecido quantitativa é o padrão ouro para determinar as concentrações de compostos absolutos dentro dos tecidos. Aqui, nós descrevemos como ambos os métodos podem ser utilizados em conjunto de forma eficaz de avaliar a capacidade de diferentes métodos de administração, umaND modificações compostos alvo e entregam moléculas marcadas com fluorescência para o sistema nervoso central 1.

Os dados abaixo descrevem a entrega de três compostos: um vector de entrega de droga conhecida como PEL e duas versões do PEL modificado com péptidos de penetração de células (SynB1-ELP e Tat-ELP) 9. Todos os três compostos foram marcadas com tetrametilrodamina-5-maleimida e entregue através de duas vias de administração (EM e IV). O objectivo destas experiências foi o de determinar qual composto e via de administração resultaria na melhor penetração no sistema nervoso central (SNC) 3.</su...

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The Use of Ex Vivo Whole-organ Imaging and Quantitative Tissue Histology to Determine the Bio-distribution of Fluorescently Labeled Molecules

Ex vivo de imagens de órgãos todo é um método rápido para a determinação das concentrações relativas dos compostos marcados com fluorescência no interior e entre os tecidos ou os grupos de tratamento. Por outro lado, a histologia quantitativa de fluorescência, enquanto que mais trabalho intensivo, permite a quantificação dos níveis absolutos de tecido de moléculas marcadas.

O uso de<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Imagem de órgãos inteiros e Histologia Tissue quantitativa para determinar o Bio-distribuição das moléculas fluorescente etiquetado

Fluorescent labeling is a well-established process for examining the fate of labeled molecules under a variety of experimental conditions both in vitro ...

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Research

JoVE Journal

Biology

The Use of Ex Vivo Whole-organ Imaging and Quantitative Tissue Histology to Determine the Bio-distribution of Fluorescently Labeled Molecules

9.5K visualizações.  The University of Mississippi Medical Center.  Ex vivo de imagens de órgãos todo é um método rápido para a determinação das concentrações relativas dos compostos marcados com fluorescência no interior e entre os tecidos ou os grupos de tratamento. Por outro lado, a histologia quantitativa de fluorescência, enquanto que mais trabalho intensivo, permite a quantificação dos níveis absolutos de tecido de moléculas marcadas. 

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In vivo Imaging of Tumor Angiogenesis using Fluorescence Confocal Videomicroscopy

Fibered confocal fluorescence in vivo imaging with a fiber optic bundle uses the same principle as fluorescent confocal microscopy. It can excite fluorescent in situ elements through the optical fibers, and then record some of the emitted photons, via the same optical fibers. The light source is a laser that sends the exciting light through an element within the fiber bundle and as it scans over the sample, recreates an image pixel by pixel. As this scan is very fast, by combining it with dedicated image processing software, images in real time with a frequency of 12 frames/sec can be obtained.
We developed a technique to quantitatively characterize capillary morphology and function, using a confocal fluorescence videomicroscopy device. The first step in our experiment was to record 5 sec movies in the four quadrants of the tumor to visualize the capillary network. All movies were processed using software (ImageCell, Mauna Kea Technology, Paris France) that performs an automated segmentation of vessels around a chosen diameter (10 &mu;m in our case). Thus, we could quantify the 'functional capillary density', which is the ratio between the total vessel area and the total area of the image. This parameter was a surrogate marker for microvascular density, usually measured using pathology tools.
The second step was to record movies of the tumor over 20 min to quantify leakage of the macromolecular contrast agent through the capillary wall into the interstitium. By measuring the ratio of signal intensity in the interstitium over that in the vessels, an 'index leakage' was obtained, acting as a surrogate marker for capillary permeability.

In vivo Imaging of Tumor Angiogenesis using Fluorescence Confocal Videomicroscopy

In this paper, we present a method to analyze tumor microvessels in vivo using dynamic contrast-enhanced fluorescence videomicroscopy. Two quantitative parameters were acquired: functional capillary density reflecting the vascularity of the tumor, and index leakage reflecting the leakiness of the endothelial wall.

Imagem in vivo da angiogênese tumoral utilizando fluorescência confocal Videomicroscopia

Fibered confocal fluorescence in vivo imaging with a fiber optic bundle uses the same principle as fluorescent confocal microscopy. It can excite ...

Medicina

A Novel High-resolution In vivo Imaging Technique to Study the Dynamic Response of Intracranial Structures to Tumor Growth and Therapeutics

We have successfully integrated previously established Intracranial window (ICW) technology 1-4 with intravital 2-photon confocal microscopy to develop a novel platform that allows for direct long-term visualization of tissue structure changes intracranially. Imaging at a single cell resolution in a real-time fashion provides supplementary dynamic information beyond that provided by standard end-point histological analysis, which looks solely at 'snap-shot' cross sections of tissue.
Establishing this intravital imaging technique in fluorescent chimeric mice, we are able to image four fluorescent channels simultaneously. By incorporating fluorescently labeled cells, such as GFP+ bone marrow, it is possible to track the fate of these cells studying their long-term migration, integration and differentiation within tissue. Further integration of a secondary reporter cell, such as an mCherry glioma tumor line, allows for characterization of cell:cell interactions. Structural changes in the tissue microenvironment can be highlighted through the addition of intra-vital dyes and antibodies, for example CD31 tagged antibodies and Dextran molecules.
Moreover, we describe the combination of our ICW imaging model with a small animal micro-irradiator that provides stereotactic irradiation, creating a platform through which the dynamic tissue changes that occur following the administration of ionizing irradiation can be assessed.
Current limitations of our model include penetrance of the microscope, which is limited to a depth of up to 900 &mu;m from the sub cortical surface, limiting imaging to the dorsal axis of the brain. The presence of the skull bone makes the ICW a more challenging technical procedure, compared to the more established and utilized chamber models currently used to study mammary tissue and fat pads 5-7. In addition, the ICW provides many challenges when optimizing the imaging.

A Novel High-resolution In vivo Imaging Technique to Study the Dynamic Response of Intracranial Structures to Tumor Growth and Therapeutics

We describe a novel in vivo imaging technique that couples fluorescent chimeric mice with intracranial windows and high-resolution 2-photon microscopy. This imaging platform aids studies of dynamic changes in brain tissue and microvasculature, at a single-cell level, following pathological insults and is adaptable to assess intracranial drug delivery and distribution.

A Novel de alta resolução<em&gt; In vivo</em&gt; Técnica de Imagem para estudar a resposta dinâmica de estruturas intracranianas ao crescimento do tumor e Terapêutica

We have successfully integrated previously established Intracranial window (ICW) technology 1-4 with intravital 2-photon confocal microscopy to develop a ...

Hybrid &#181;CT-FMT imaging and image analysis

Fluorescence-mediated tomography (FMT) enables longitudinal and quantitative determination of the fluorescence distribution in vivo and can be used to assess the biodistribution of novel probes and to assess disease progression using established molecular probes or reporter genes. The combination with an anatomical modality, e.g., micro computed tomography (&#181;CT), is beneficial for image analysis and for fluorescence reconstruction. We describe a protocol for multimodal &#181;CT-FMT imaging including the image processing steps necessary to extract quantitative measurements. After preparing the mice and performing the imaging, the multimodal data sets are registered. Subsequently, an improved fluorescence reconstruction is performed, which takes into account the shape of the mouse. For quantitative analysis, organ segmentations are generated based on the anatomical data using our interactive segmentation tool. Finally, the biodistribution curves are generated using a batch-processing feature. We show the applicability of the method by assessing the biodistribution of a well-known probe that binds to bones and joints.

Hybrid  &#181;CT-FMT imaging and image analysis

We describe a protocol for hybrid imaging, combining fluorescence-mediated tomography (FMT) with micro computed tomography (&#181;CT). After fusion and reconstruction, we perform interactive organ segmentation to extract quantitative measurements of the fluorescence distribution.

Híbrido de imagem μCT-FMT e análise de imagem

Fluorescence-mediated tomography (FMT) enables longitudinal and quantitative determination of the fluorescence distribution in vivo and can be used to ...

Bioengenharia

In Vivo Optical Imaging of Brain Tumors and Arthritis Using Fluorescent SapC-DOPS Nanovesicles

We describe a multi-angle rotational optical imaging (MAROI) system for in vivo monitoring of physiopathological processes labeled with a fluorescent marker. Mouse models (brain tumor and arthritis) were used to evaluate the usefulness of this method. Saposin C (SapC)-dioleoylphosphatidylserine (DOPS) nanovesicles tagged with CellVue Maroon (CVM) fluorophore were administered intravenously. Animals were then placed in the rotational holder (MARS) of the in vivo imaging system. Images were acquired in 10&#176; steps over 380&#176;. A rectangular&#160;region of interest (ROI) was placed across the full image width at the model disease site. Within the ROI, and for every image, mean fluorescence intensity was computed after background subtraction. In the mouse models studied, the labeled nanovesicles were taken up in both the orthotopic and transgenic brain tumors, and in the arthritic sites (toes and ankles). Curve analysis of the multi angle image ROIs determined the angle with the highest signal. Thus, the optimal angle for imaging each disease site was characterized. The MAROI method applied to imaging of fluorescent compounds is a noninvasive, economical, and precise tool for in vivo quantitative analysis of the disease states in the described mouse models.

In Vivo Optical Imaging of Brain Tumors and Arthritis Using Fluorescent SapC-DOPS Nanovesicles

We describe a multi-angle rotational optical imaging (MAROI) system for in vivo quantitation of a fluorescent marker delivered by saposin C (SapC)-dioleoylphosphatidylserine (DOPS) nanovesicles. Employing mouse models of cancer and arthritis, we demonstrate how the MAROI signal curve analysis can be used for the precise mapping and biological characterization of disease processes.

In Vivo Imagem Óptico de tumores cerebrais e artrite Usando fluorescente SAPC-DOPS nanovesículas

We describe a multi-angle rotational optical imaging (MAROI) system for in vivo monitoring of physiopathological processes labeled with a fluorescent ...

Multiparametric Tumor Organoid Drug Screening Using Widefield Live-Cell Imaging for Bulk and Single-Organoid Analysis

Patient-derived tumor organoids (PDTOs) hold great promise for preclinical and translational research and predicting the patient therapy response from ex vivo drug screenings. However, current adenosine triphosphate (ATP)-based drug screening assays do not capture the complexity of a drug response (cytostatic or cytotoxic) and intratumor heterogeneity that has been shown to be retained in PDTOs due to a bulk readout. Live-cell imaging is a powerful tool to overcome this issue and visualize drug responses more in-depth. However, image analysis software is often not adapted to the three-dimensionality of PDTOs, requires fluorescent viability dyes, or is not compatible with a 384-well microplate format. This paper describes a semi-automated methodology to seed, treat, and image PDTOs in a high-throughput, 384-well format using conventional, widefield, live-cell imaging systems. In addition, we developed viability marker-free image analysis software to quantify growth rate-based drug response metrics that improve reproducibility and correct growth rate variations between different PDTO lines. Using the normalized drug response metric, which scores drug response based on the growth rate normalized to a positive and negative control condition, and a fluorescent cell death dye, cytotoxic and cytostatic drug responses can be easily distinguished, profoundly improving the classification of responders and non-responders. In addition, drug-response heterogeneity can by quantified from single-organoid drug response analysis to identify potential, resistant clones. Ultimately, this method aims to improve the prediction of clinical therapy response by capturing a multiparametric drug response signature, which includes kinetic growth arrest and cell death quantification.

This protocol describes a semi-automated method for medium- to high-throughput organoid drug screenings and microscope-agnostic, automated image analysis software to quantify and visualize multiparametric, single-organoid drug responses to capture intratumor heterogeneity.

Triagem de Drogas Organoides Tumorais Multiparamétricas Usando Imagem de Células Vivas de Campo Amplo para Análise a Granel e Organoide Único

Patient-derived tumor organoids (PDTOs) hold great promise for preclinical and translational research and predicting the patient therapy response from ex ...

Pesquisa do câncer

Ex vivo Live Imaging of Lung Metastasis and Their Microenvironment

Metastasis is a major cause for cancer-related morbidity and mortality. Metastasis is a multistep process and due to its complexity, the exact cellular and molecular processes that govern metastatic dissemination and growth are still elusive. Live imaging allows visualization of the dynamic and spatial interactions of cells and their microenvironment. Solid tumors commonly metastasize to the lungs. However, the anatomical location of the lungs poses a challenge to intravital imaging. This protocol provides a relatively simple and quick method for ex vivo live imaging of the dynamic interactions between tumor cells and their surrounding stroma within lung metastasis. Using this method, the motility of cancer cells as well as interactions between cancer cells and stromal cells in their microenvironment can be visualized in real time for several hours. By using transgenic fluorescent reporter mice, a fluorescent cell line, injectable fluorescently labeled molecules and/or antibodies, multiple components of the lung microenvironment can be visualized, such as blood vessels and immune cells. To image the different cell types, a spinning disk confocal microscope that allows long-term continuous imaging with rapid, four-color image acquisition has been used. Time-lapse movies compiled from images collected over multiple positions and focal planes show interactions between live metastatic and immune cells for at least 4 hr. This technique can be further used to test chemotherapy or targeted therapy. Moreover, this method could be adapted for the study of other lung-related pathologies that may affect the lung microenvironment.

Ex vivo Live Imaging of Lung Metastasis and Their Microenvironment

We describe a relatively simple method for ex vivo live imaging of the tumor cell-stroma interactions within lung metastasis, utilizing fluorescent reporters in mice. Using spinning-disk confocal microscopy, this technique enables visualization of live cells for at least 4 hr and could be adapted to study other inflammatory lung conditions.

Ex vivo de imagens ao vivo de pulmão Metástase e seu microambiente

Metastasis is a major cause for cancer-related morbidity and mortality. Metastasis is a multistep process and due to its complexity, the exact cellular ...

Intravital Microscopy of Tumor-associated Vasculature Using Advanced Dorsal Skinfold Window Chambers on Transgenic Fluorescent Mice

Tumor and tumor vessel development, as well as tumor response to therapeutics, are highly dynamic biological processes. Histology provides static information and is often not sufficient for a correct interpretation. Intravital evaluation, in which a process is followed in time, provides extra and often unexpected information. With the creation of transgenic animals expressing cell-specific markers and live cell tracers, improvements to imaging equipment, and the development of several imaging chambers, intravital microscopy has become an important tool to better understand biological processes. This paper describes an experimental design for the investigation of tumor vessel development and of therapeutic effects in a spatial and temporal manner. Using this setup, the stage of vessel development, tip cell and lumen formation, blood flow, extravasation, an established vascular bed, and vascular destruction can be visualized and followed. Furthermore, therapeutic effects, intratumoral fate, and the localization of chemotherapeutic compounds can also be followed.

This protocol describes the intravital imaging of transgenic mice expressing cell-specific fluorescent markers. Intravital imaging provides a non-invasive method for high-resolution observations in living animals using implantable windows through which the microscopic visualization of processes is possible. This method is especially useful to study longitudinal processes.

A microscopia intravital da vasculatura Tumor-associado usando avançada Dorsal câmaras de janela dobras cutâneas em ratos transgênicos fluorescentes

Tumor and tumor vessel development, as well as tumor response to therapeutics, are highly dynamic biological processes. Histology provides static ...

Fluorescence-mediated Tomography for the Detection and Quantification of Macrophage-related Murine Intestinal Inflammation

Murine models of disease are indispensable to scientific research. However, many diagnostic tools such as endoscopy or tomographic imaging are not routinely employed in animal models. Conventional experimental readouts often rely on post mortem and ex vivo analyses, which prevent intra-individual follow-up examinations and increase the number of study animals needed. Fluorescence-mediated tomography enables the non-invasive, repetitive, quantitative, three-dimensional assessment of fluorescent probes. It is highly sensitive and permits the use of molecular makers, which allows for the specific detection and characterization of distinct molecular targets. In particular, targeted probes represent an innovative tool for analyzing gene activation and protein expression in inflammation, autoimmune disease, infection, vascular disease, cell migration, tumorigenesis, etc. In this article, we provide step-by-step instructions on this sophisticated imaging technology for the in vivo detection and characterization of inflammation (i.e., F4/80-positive macrophage infiltration) in a widely used murine model of intestinal inflammation. This technique might also be used in other research areas, such as immune cell or stem cell tracking.

Target-specific probes represent an innovative tool for analyzing molecular mechanisms, such as protein expression in various types of disease (e.g., inflammation, infection, and tumorigenesis). In this study, we describe a quantitative three-dimensional tomographic assessment of intestinal macrophage infiltration in a murine model of colitis using F4/80-specific fluorescence-mediated tomography.

Tomografia computadorizada mediada por fluorescência para a detecção e quantificação de inflamação Intestinal murino macrófago-relacionados

Murine models of disease are indispensable to scientific research. However, many diagnostic tools such as endoscopy or tomographic imaging are not ...

Rastreamento de patógenos de órgãos inteiros por meio de quantificação fluorescente de repórter

High&#45;Resolution Three&#45;Dimensional Whole&#45;Organ Tomography of Microbial Infections

Most infections take place within three-dimensional host tissues with intricate anatomy and locally varying host physiology. The positioning of pathogen cells within this diverse environment significantly affects their stress levels, responses, fate, and contribution to the overall progression of the disease and treatment failure. However, due to the technical difficulties in locating &#181;m-sized pathogen cells within cm-sized host organs, this area of research has been relatively unexplored. Here, we present a method for addressing this challenge. We employ serial two-photon tomography and AI-enhanced image analysis to locate individual Salmonella cells throughout the entire spleen, liver lobes, and whole lymph nodes of infected mice. Using fluorescent reporters and in vivo antibody administration, the replication rate of single Salmonella cells, their local interaction with specific immune cells, and bacterial responses to antibiotics can be determined. These methodologies open avenues for a comprehensive examination of infections, their prevention, and treatment within the three-dimensional tissue context.

Autor em destaque: Desvendando as respostas bacterianas aos antibióticos e ao sistema imunológico nos tecidos

Here, we describe a procedure that enables organ-wide detection of pathogenic bacteria during infection and quantification of fluorescent reporter activities.

Tomografia tridimensional de órgãos inteiros de alta resolução de infecções microbianas

Most infections take place within three-dimensional host tissues with intricate anatomy and locally varying host physiology. The positioning of pathogen ...

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Híbrido de imagem μCT-FMT e análise de imagem

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Ex vivo de imagens ao vivo de pulmão Metástase e seu microambiente

A microscopia intravital da vasculatura Tumor-associado usando avançada Dorsal câmaras de janela dobras cutâneas em ratos transgênicos fluorescentes

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Tomografia tridimensional de órgãos inteiros de alta resolução de infecções microbianas

Tomografia tridimensional de órgãos inteiros de alta resolução de infecções microbianas