Name: ocular kinematics measured by in vitro stimulation of the cranial nerves in the turtle
Uploaded: 2018-06-02T12:30:00.000+00:00
Duration: 10 min 49 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Ocular Kinematics Measured by In Vitro Stimulation of the Cranial Nerves in the Turtle at JoVE.com

Os autores Obrigado Sra. Paulette McKenna e Lisa Pezzino neste estudo para apoio de secretariado e Mr. Phil Auerbach para suporte técnico. Os autores também agradecer os Drs Michael Ariel e Michael S. Jones (Saint Louis University School of Medicine) por nos apresentar a preparação cabeça em vitro isolado. Financiamento apoio desta colaboração foi fornecido pelo departamento de biologia (Robert S. Chase Fund), o Comité de investigação académica e programa de neurociência da faculdade de Lafayette. Por último, este trabalho é dedicado ao Sr. Phil Auerbach, que faleceu a 28 de setembro de 2016; Ele descomissionado um microscópio eletrônico de varredura e reconhecida a utilidade de seu estágio de 5 eixos para uso no presente protocolo. Fará falta muito sua amizade e desenvoltura.

Nota: As tartarugas-de-orelha-vermelha deslizante, tanto masculinas como femininas, foram compradas de um fornecedor. As tartarugas foram alojadas em uma suíte de animal quente contendo duas cubas de 60 galões equipadas com ilhas de tijolo para bronzear-se sob luzes infra-vermelhas 250-W. O ambiente manteve-se em um ciclo claro/escuro de 14/10-h com a temperatura da água a 22 ° C. As luzes foram ligadas às 06:00 e desligadas às 20:00. Os tanques equipados com sistemas de filtragem foram limpos semanalmente, e tartarugas foram alimentadas ad libitum com todos os outros dias. Os cuidados de slider vermelho-eared tartarugas e todos os seguintes procedimentos experimentais descritos aqui32,33 foram aprovados pelos cuidados institucionais do Animal e uso Comité (IACUC) na faculdade de Lafayette.
1. equipamento instalação
<ol><li>Prepare a solução de Ringer de tartaruga. Adicione o seguinte a água destilada, nesta ordem: cloreto de sódio 96,5 mM (58.44 g/mol), cloreto de potássio (74.56 g/mol), de 2,6 mM 2,0 mM (203.31 g/mol), bicarbonato de sódio 31,5 milímetros (84.01 g/mol), dextrose 20,0 mM (180.16 g/mol), do cloreto de magnésio concentrado ácido clorídrico para ajustar o pH a 7.51 e 4,0 mM (110.98 g/mol), de cloreto de cálcio (ver Tabela de materiais). Misture a solução, enquanto a adição de cada sal. Atenção: O HCl concentrado é perigosos (riscos de pele, olhos, inalação e ingestão).</li>
	<li>Fazer dicas para os eletrodos de sucção de 5 cm de comprimento capilar de vidro (veja a Tabela de materiais), por fogo-polimento para diferentes tamanhos de diâmetro interno para acomodar os nervos cranianos de espessura variável.<ol>
<li>Use um pequeno arquivo para gravar uma linha através de uma peça de vidro capilar. Coloque em papel absorvente e quebrar ao meio.</li>
		<li>Lentamente uma das extremidades do vidro capilar entra a chama de um bico de Bunsen. Examinar periodicamente a ponta para tamanho, suavidade e simetria usando uma dissecação do escopo e uma luz de fibra óptica de origem (ver Tabela de materiais). Nota: Para as tartarugas com larguras de cabeça entre 20 e 30 mm, diâmetro interno de encaixe ideal tamanhos normalmente variam de 0,4 a 0,8 mm para o nervo oculomotor (nIII), 0.3 a 0.6 mm para o nervo troclear (NVI) e 0,2 a 0,4 mm para o nervo abducente (nVI).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Limpar e organizar ruginas, uma sonda de dissecção romba, micro-tesouras, pinça fina, pinça curvada e uma alça para bisturi com lâminas (ver Tabela de materiais) para a dissecação. Nota: A esterilização dos instrumentos é opcional.</li>
</ol>2. anestesia e eutanásia
<ol><li>Lugar da tartaruga em um gelo balde para 60 min para cryoanesthetize isso.</li>
	<li>Eutanásia a tartaruga por decapitação usando uma guilhotina de pequena animal (ver Tabela de materiais).<ol>
<li>Separando cuidadosamente as mandíbulas do animal aberto com uma pequena espátula de pesagem para que um gancho pode ser inserido e virou-se para caber sob a ponta da mandíbula superior.</li>
		<li>Puxe com uma pressão constante para estender a cabeça do animal através da guilhotina. Rapidamente decapitar o animal.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Coloque a cabeça de tartaruga em um prato de dissecação. Tenho solução de Ringer suficiente tartaruga na mão para irrigar os tecidos. Oxigenar a solução com O 95/52/CO2 (ver Tabela de materiais).</li>
	<li>Manter o tecido a 4 ° C, colocando gelo do lado de fora do prato.</li>
</ol>3. dissecação
<ol><li>Use o escopo de dissecação com uma fonte de luz da fibra óptica para realizar a dissecação.</li>
	<li>Remova o maxilar inferior. Coloque uma sonda de dissecção romba através da boca para fornecer mais fácil manipulação da cabeça. Corte a articulação conectando o osso dentário ao crânio com um bisturi. Use ruginas para puxar a mandíbula inferior do crânio. Use ruginas para retirar a pele e os músculos dos seus anexos nas regiões dorsal e lateral do crânio.</li>
	<li>Remova a coluna vertebral.<ol>
<li>Identifica a coluna vertebral na extremidade caudal do crânio. Curvatura da coluna vertebral ventralmente para expor a medula espinhal. Use micro-tesouras para cortar a medula espinhal. Use ruginas para remover a coluna vertebral e outros tecidos de crânio puxando caudalmente.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Retire o cérebro do crânio depois de cortar os nervos cranianos.<ol>
<li>Começando com o foramen magnum, use ruginas para cortar duas incisões no crânio dorsal. Faça cortes superficiais para não danificar o cérebro abaixo.</li>
		<li>Use ruginas para cuidadosamente Retire o crânio dorsal. Use micro-tesouras para remover o meninx para expor o resto do cérebro. Remover o suficiente meninx até os bulbos olfatórios, na cavidade craniana anterior, pode ser identificados (ver figura 1A). Continue a irrigar o cérebro com solução de Ringer de tartaruga, conforme necessário.</li>
		<li>Use pinça curva suavemente puxe o encéfalo caudalmente e produzir ligeira tensão nos nervos cranianos. Cuidadosamente, corte e retire os bulbos olfatórios e cérebro com pinça curvada.</li>
		<li>Use micro-tesouras para empurrar suavemente o mesencéfalo em direção à linha média para expor os nervos cranianos; nIII, cerca de 0,6 mm, pode ser visto na frente da nIV, e o diâmetro da NVI será ligeiramente inferior a nIII. Corte nIII e nIV onde eles atribuem ao mesencéfalo (ver figura 1B). Repita isto do outro lado.</li>
		<li>Corte o esquerda e direito nervo óptico (nII) com micro-tesouras. Em seguida, incline o tronco cerebral para um lado. Observar a nVI emergindo a superfície ventral perto da junção da ponte e a medula (ver Figura 1); o diâmetro da nVI é pequeno e aproximadamente 0,3 mm... cortar tanto a nVI esquerdo e direito.</li>
		<li>Remova as restantes partes do tronco cerebral a tartaruga com micro-tesouras e pinça fina. Uma vez que o crânio está vazio, examine o assoalho da cavidade craniana. Identifica nIII, nIV e nVI.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Remova as olho-tampas superiores e inferiores com pinça fina e micro-tesouras.</li>
</ol>4. calibração dos movimentos oculares
<ol><li>Use uma tabela rígida (consulte a Tabela de materiais) para apoiar a colocação do Cardan e outros instrumentos. Coloque a cabeça da tartaruga no mandril gimbal para que a superfície dorsal da cabeça é paralela ao horizonte usando um pequeno nível de bolha repousando sobre o crânio. Mais ou menos posição dentre os olhos no centro das rotações de horizontal e vertical do giroscópio.</li>
	<li>Coloque a câmera infravermelha, equipada com uma luz infravermelha emitida por diodo (LED), que é a parte do olho em vídeo sistema de rastreamento (ver Tabela de materiais), em uma distância de aproximadamente 12 cm do olho da tartaruga.<ol>
<li>Ângulo de 45 graus acima da linha de visão do olho da câmera. O LED deve estar na posição de 11:00 quando se olha para a lente da câmera. Centro do LED ao longo do eixo óptico do olho. A câmera será ligeiramente fora do eixo (como vista de cima do olho).</li>
		<li>Ajuste a distância da câmera do olho para que a visão da câmera é maximamente preenchida pelo globo ocular. Certifique-se de que os cantos dos olhos (canthi) estão nas bordas da vista horizontal.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Conecte a câmera ao olho em vídeo sistema para processar os dados de rastreamento. Dividi o sinal para um gravador de DVD para capturar o vídeo cru. Foco da câmera para obter uma imagem clara do olho. Cuide-se bem-posição do olho no centro da visão da câmera usando os três graus de ajuste linear (x, y, z) fornecido com o cardan.</li>
	<li>Detecta a pupila escura, definindo o limite e o contraste usando adequadamente o programa fornecido com o olho em vídeo, sistema de rastreamento.<ol>
<li>Usando o mouse, clique no menu "Vídeo" e em "Mode" selecione "Alta precisão" para capturar imagens a uma taxa de amostragem de 30 Hz (resolução de linhas 640 pixéis x 480). Também em "Vídeo", selecione "Aluno negro" para "Tipo de aluno" e "Elipse (elipse girada)" para "Método de segmentação do aluno".</li>
		<li>Na janela "EyeCamera", clique no ícone "Aluno Pesquisar área ajuste" (pequeno retângulo vertical com um ponto no centro). Use o mouse para arrastar um retângulo que limita uma área em torno da pupila. Evite áreas escuras que poderiam ser confundidas com o aluno.</li>
		<li>Na janela de "Controles", confirma que as caixas para "Autoimagem" e "controle de limite de bloqueio positivo" são verificadas. Clique em "Auto-Threshold" para otimizar a densidade de varredura, que mostrará como pontos verdes sobre a pupila escura.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Calibre o video-display do olho em vídeo programa de rastreamento para as rotações do gimbal 12,5 ° (+ /-), em torno de seu eixo horizontal e 10 ° (+ /-) ao redor de seu eixo vertical.<ol>
<li>Na janela de "Controles", clique em "Exibir". Verifique as caixas em "Olhar" e "Stim" "ponto olhar", "Região de Calib" e "Grade de geometria". Depois de verificar as caixas em "Grade de geometria", uma janela pop-up e dizer, "a geometria do visor de estímulo deve ser medida antes que a grade de geometria pode ser exibida. Deseja fazer isso agora?" Selecione "Y" para Sim.</li>
		<li>Usando o mouse, clique no menu "Windows" e selecione "Estímulo". A janela de "Estímulo" se abrirá, mostrando um cruzamento de linha vertical e horizontal no centro do visor. Medir os comprimentos das linhas para o milímetro mais próximo. Pressione "Esc" no teclado para sair da janela de "Estímulo".</li>
		<li>Usando o mouse, clique no menu "Estímulo" e selecione "Configuração de geometria". Os comprimentos das linhas que foram medidos só de entrada. Ajuste a distância de visualização para que o graus/linha igual a 25 °, para a linha horizontal e 20 ° para a linha vertical. Clique no botão "Loja" e feche a janela.</li>
		<li>Na janela "EyeSpace", selecione o número de calibração "Ponto de dados" para ser "9". Com olhos da tartaruga está posicionado no centro, clique em centro de dados apontam em clique no botão "Re-presente". Nota: Irá abrir a janela de "Estímulo" e "Get Ready" irá aparecer no centro da tela. Uma caixa irá aparecer no local do centro e depois desaparecem. Sobre seu desaparecimento, irá fechar a janela de "Estímulo". Agora deve ser calibrada a posição central.</li>
		<li>Repita o procedimento girando o cardan direita/esquerda, +12,5-12,50% e para cima/para baixo + 10 /-10 ° para calibrar os restantes pontos de dados.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Para calibrar a rotação torção, utilize o modelo de algoritmo fornecido com o olho em vídeo, programa de controle de encaixe. O algoritmo define uma posição zero com base nas marcações da íris e calcula o ângulo de rotação quando as marcas se tornam offset do centroide da pupila.<ol>
<li>Usando o ponteiro do mouse, clique no menu "Windows" e selecione "Torção". Clique no botão "START" na janela "Torção". Na janela "EyeCamera", um arco aparecerá sobre a imagem do olho.</li>
		<li>Ajuste o ângulo, o raio e o comprimento do arco usando os controles deslizantes em um local onde marcas irregulares estão presentes na íris. Marque as caixas "Gráficos em tempo real" e "Auto-Set após ajustar". Se necessário, ajustar o brilho e contraste na janela de controles e re-limite o aluno escuro (ver passo 4). Clique no botão "Modelo de conjunto".</li>
	</ol>
</li>
	<li>Coloque uma régua no mesmo plano focal como a pupila e registre a largura de visão da câmera completo. O valor vai ser usado mais tarde para determinar a largura real da pupila.</li>
</ol>5. posicionamento do eletrodo de sucção no nervo craniano para evocar os movimentos oculares
<ol><li>Cuidadosamente coloque um eléctrodo de referência de pin no tecido conjuntivo ou muscular remanescente na cabeça.</li>
	<li>Coloque o eletrodo de sucção (ver Tabela de materiais) no nervo craniano usando um micromanipulador e dissecação escopo montado em um "boom". Use uma fonte de luz da fibra óptica para visualizar e orientar a colocação.<ol>
<li>Corresponde ao tamanho de uma lata de uma capilar de vidro de ponta. Tentativa e erro é necessário para obter um melhor ajuste ao redor do diâmetro de um nervo (consulte a etapa 1.2 para recomendações de tamanho). Coloque a ponta de vidro para o eletrodo de sucção. Encha o eletrodo de sucção com solução de Ringer e ajustar o volume dentro da seringa para cerca metade da sua capacidade.</li>
		<li>Cuidadosamente, mova a ponta de vidro do eletrodo usando o micromanipulador para uma posição acima da extremidade de corte do nervo selecionado. Certifique-se que a solução de Ringer preenche o crânio e a ponta está abaixo de sua superfície. Se necessário, use argila de modelagem para barragem locais onde solução de Ringer está vazando para fora do crânio.</li>
		<li>Puxe o êmbolo da seringa. Nota: O vácuo desenhará o nervo na extremidade da ponta do capilar. Um bom ajuste é indicado pelo nervo permanece dentro da ponta com pouco ou nenhum vácuo adicional aplicado.</li>
	</ol>
</li>
</ol>6. a estimulação dos nervos cranianos e análise dos movimentos oculares
<ol><li>Use um estimulador de nervo/músculo de propósito geral com um dispositivo de isolamento de corrente (consulte a Tabela de materiais) para estimular o nervo craniano através do eletrodo de sucção.<ol>
<li>Conecte o eletrodo de sucção para o atual dispositivo de isolamento usando um cabo. Ligue a ponta do eléctrodo de referência do pino para a conexão de terra do dispositivo de isolamento.</li>
		<li>Selecione parâmetros das correntes usando os mostradores e interruptores no dispositivo estimulador e isolamento. Use uma variedade de correntes de 1 a 100 µA, com frequência de 10 a 400 que Hz. Use 1 - ou 2-ms pulsa em trens duração de 100, 500 ou 1.000 ms.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Recorde o timing de estímulos. Nota: Os pulsos de lógica-Transistor-transistor (TTL) são sincronizados com as entregas das correntes de estimulador e comunicar em tempo real através de um cabo para canais de entrada do olho em vídeo sistema de rastreamento. Um módulo de software fornecido com o olho em vídeo, controles de programa de controle da comunicação.<ol>
<li>Para visualizar o calendário das aplicações atuais e sua influência sobre os movimentos oculares, clique no menu "PenPlots". Selecione "Posição X olhar", "Posição de olhar Y", "Torção" e "Aluno largura" para mostrar em tempo real dados brutos parcelas X e Y posições, torsão e largura da pupila do olho. Também selecione os marcadores de &"segundos" do menu "PenPlots" para mostrar uma trama de sincronismo com marcas de escala, que aparecem em intervalos de 1 s. Nota: A letra maiuscula "T" aparecerá marcando o início do pulso TTL, ocorrendo simultaneamente com o aplicativo atual.</li>
		<li>Para armazenar os dados dos movimentos oculares evocados por correntes, clique no menu "Arquivo" e selecione "Novo arquivo de dados" em "Dados". Um nome de arquivo de entrada e pressione "Enter". Salvando dados podem ser pausados e reiniciado usando a combinação de comandos chaves, "Ctrl" + "p". Quando uma sessão experimental é concluída, selecione "Fechar arquivo de dados" do menu "Arquivo" em "Dados".</li>
		<li>Para ajudar a manter o controle do tipo de correntes aplicadas, clique no menu "Windows" e selecione o "Bloco de dados". Aparecerá a janela de "Teclado/DataMarker". Clique em uma letra ou um número para identificar parâmetros das estimulações atuais sendo entregues ao nervo. Nota: por exemplo, "X" poderia estar para 10 µA. clicar em "X" armazena sua entrada no arquivo de dados em tempo real para análise post hoc . Parece também sobre o "PenPlot" para "Segundos & marcadores" para observação em curso.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Analise os dados do sistema de rastreador de olho.<ol>
<li>Abra o arquivo de dados salvos, que está em um formato de texto delimitado, em um programa de folha de propagação de escolha para organizar os dados e realizar análise estatística.<ol>
<li>Converta os valores de largura de aluno armazenados no arquivo real tamanhos em mm.</li>
			<li>Converter os valores de X e Y do olho posições e torções para unidades de grau e use convenções para descrever os movimentos oculares; Portanto, sentidos positivos de rotações: intorsion, elevação e adução; e negativos sentidos de rotações: rapto, extorsão e depressão.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Copie as informações de cabeçalho para uma nova planilha. Isto irá incluir valores para o tamanho da tela (largura e altura) e a distância de visualização. Oito colunas de dados coletados em uma taxa de 30 Hz seguirá abaixo as informações de cabeçalho.</li>
		<li>Volte para a planilha que contém os dados brutos. Fazer um "achado" por "X" na última coluna intitulada "Marcador" para localizar onde o estímulo foi aplicado com 10 µA. Find incidência de "T", marcando o início da estimulação atual. Copiar de 15 linhas (0,5 s) de dados ocorram antes do "T" e 90 quadros após "T" (3.0 s); ou seja, total de s 3.5. Cole os dados na nova planilha abaixo as informações de cabeçalho.</li>
		<li>Inserir uma coluna em branco depois de "PupilWidth". Na coluna em branco, converta-se à dimensão calibrada em milímetros: Diâmetro da pupila horizontal = × "PupilWidth" a dimensão da largura de exibição da câmera</li>
		<li>Inserir 2 colunas em branco depois de tanto "X_Gaze" e "Y_Gaze". Normalizar as posições para as dimensões da tela de visualização: coordenadas (0, 0), no topo esquerdo de estender a tela (1, 1) no canto inferior direito. Na primeira coluna em branco, traduzir posições para ter um sistema de coordenadas (0, 0) no centro da tela. Incluem a conversão para as dimensões da tela em milímetros: X = (0,5 × largura) – ("X_Gaze" × largura); Y = (0,5 x altura) – ("Y_Gaze" × altura) Nota: A sequência de operação é para o olho esquerdo. A sequência precisará ser revertido para o olho direito para seguir a Convenção de negatividade por rapto e positividade para adução.</li>
		<li>A segunda colunas, use trigonometria funções para converter para (°) os ângulos de rotação: rotação horizontal = arctan (Xdistância /viewing); rotação vertical = arctan (Y/viewing distância)</li>
		<li>Torsão já é mostrada em unidades de graus, mas para adequar-se à Convenção de positividade para intorsion, se a medição é feita sobre o olho esquerdo, multiplique por -1. Para o olho direito, a multiplicação não é necessária. O programa códigos rotação no sentido horário como positivo.</li>
		<li>Traça o diâmetro da pupila e rotações em função do tempo.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol>
	<li>Kikillus, K. H., Hare, K. M., Hartley, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Minimizing+false-negatives+when+predicting+the+potential+distribution+of+an+invasive+species:+A+bioclimatic+envelope+for+the+red-eared+slider+at+global+and+regional+scales.">Minimizing false-negatives when predicting the potential distribution of an invasive species: A bioclimatic envelope for the red-eared slider at global and regional scales.</a> Anim Conserv. 13, 5-15 (2010).</li><li>Lutz, P. L., Rosenthal, M., Sick, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Living+without+oxygen:+turtle+brain+as+a+model+of+anaerobic+metabolism.">Living without oxygen: turtle brain as a model of anaerobic metabolism.</a> Mol Physiol. 8, 411-425 (1985).</li><li>Lutz, P. L., Milton, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Negotiating+brain+anoxia+survival+in+the+turtle.">Negotiating brain anoxia survival in the turtle.</a> J Exp Biol. 207, 3141-3147 (2004).</li><li>Storey, K. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anoxia+tolerance+in+turtles:+Metabolic+regulation+and+gene+expression.">Anoxia tolerance in turtles: Metabolic regulation and gene expression.</a> Comp Biochem Physiol A-Mol Integr Physiol. 147 (2), 263-276 (2007).</li><li>Granda, A. M., Dearworth, J. R., Subramaniam, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Balanced+interactions+in+ganglion-cell+receptive+fields.">Balanced interactions in ganglion-cell receptive fields.</a> Vis Neurosci. 16, 319-332 (1999).</li><li>Dearworth, J. R., Granda, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multiplied+functions+unify+shapes+of+ganglion-cell+receptive+fields+in+retina+of+turtle.">Multiplied functions unify shapes of ganglion-cell receptive fields in retina of turtle.</a> J Vis. 2 (3), 204-217 (2002).</li><li>Nesbit, S. C., Van Hoof, A. G., Le, C. C., Dearworth Jr, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Extracellular+recording+of+light+responses+from+optic+nerve+fibers+and+the+caudal+photoreceptor+in+the+crayfish.">Extracellular recording of light responses from optic nerve fibers and the caudal photoreceptor in the crayfish.</a> J Undergrad Neurosci Educ. 14 (1), A29-A38 (2015).</li><li>McMahon, B. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Respiratory+and+circulatory+compensation+to+hypoxia+in+crustaceans.">Respiratory and circulatory compensation to hypoxia in crustaceans.</a> Resp Phsiol. 128 (3), 349-364 (2001).</li><li>Leigh, R. J., Zee, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The neurology of eye movements. , (1999).</li><li>Robinson, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+method+of+measuring+eye+movement+using+a+scleral+search+coil+in+a+magnetic+field.">A method of measuring eye movement using a scleral search coil in a magnetic field.</a> IEEE Trans Biomed Eng. 10, 137-145 (1963).</li><li>Judge, S. J., Richmond, B. J., Chu, F. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Implantation+of+magnetic+search+coils+for+measurement+of+eye+position:+an+improved+method.">Implantation of magnetic search coils for measurement of eye position: an improved method.</a> Vis Res. 20, 535-538 (1980).</li><li>Ong, J. K. Y., Halswanter, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Measuring+torsional+eye+movements+by+tracking+stable+iris+features.">Measuring torsional eye movements by tracking stable iris features.</a> J Neurosci Meth. 192, 261-267 (2010).</li><li>Kimmel, D. L., Mammo, D., Newsome, W. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tracking+the+eye+non-invasively:+simultaneous+comparison+of+the+scleral+search+coil+and+optical+tracking+techniques+in+the+macaque+monkey.">Tracking the eye non-invasively: simultaneous comparison of the scleral search coil and optical tracking techniques in the macaque monkey.</a> Front Behav Neurosci. 6 (49), 1-17 (2012).</li><li>Otero-Millan, J., Roberts, D. C., Lasker, A., Zee, D. S., Kheradmand, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Knowing+what+the+brain+is+seeing+in+three+dimensions:+A+novel,+noninvasive,+sensitive,+accurate,+and+low-noise+technique+for+measuring+ocular+torsion.">Knowing what the brain is seeing in three dimensions: A novel, noninvasive, sensitive, accurate, and low-noise technique for measuring ocular torsion.</a> J Vis. 15 (14), 1-15 (2015).</li><li>Demski, L. S., Bauer, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Eye+movements+evoked+by+electrical+stimulation+of+the+brain+in+anesthetized+fishes.">Eye movements evoked by electrical stimulation of the brain in anesthetized fishes.</a> Brain Behav Evol. 11, 109-129 (1975).</li><li>Gioanni, H., Bennis, M., Sansonetti, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visual+and+vestibular+reflexes+that+stabilize+gaze+in+the+chameleon.">Visual and vestibular reflexes that stabilize gaze in the chameleon.</a> Vis Neurosci. 10, 947-956 (1993).</li><li>Straka, H., Dieringer, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Basic+organization+principles+of+the+VOR:+lessons+from+frogs.">Basic organization principles of the VOR: lessons from frogs.</a> Prog Neurobio. 73 (4), 259-309 (2004).</li><li>Voss, J., Bischof, H. -. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Eye+movements+of+laterally+eyed+birds+are+not+independent.">Eye movements of laterally eyed birds are not independent.</a> J Exp Biol. 212 (10), 1568-1575 (2009).</li><li>Ariel, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Independent+eye+movements+in+the+turtle.">Independent eye movements in the turtle.</a> Vis Neurosci. 5, 29-41 (1990).</li><li>Ariel, M., Rosenberg, A. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+synaptic+drugs+on+turtle+optokinetic+nystagmus+and+the+spike+responses+of+the+basal+optic+nucleus.">Effects of synaptic drugs on turtle optokinetic nystagmus and the spike responses of the basal optic nucleus.</a> Vis Neurosci. 7, 431-440 (1991).</li><li>Balaban, C. D., Ariel, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+"beat-to-beat"+interval+generator+for+optokinetic+nystagmus.">A "beat-to-beat" interval generator for optokinetic nystagmus.</a> Biol Cybern. 66, 203-216 (1992).</li><li>Keifer, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vitro+eye-blink+reflex+model:+Role+of+excitatory+amino+acid+receptors+and+labeling+of+network+activity+with+sulforhodamine.">In vitro eye-blink reflex model: Role of excitatory amino acid receptors and labeling of network activity with sulforhodamine.</a> Exp Brain Res. 97, 239-253 (1993).</li><li>Keifer, J., Armstrong, K. E., Houk, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vitro+classical+conditioning+of+abducens+nerve+discharge+in+turtles.">In vitro classical conditioning of abducens nerve discharge in turtles.</a> J Neurosci. 15, 5036-5048 (1995).</li><li>Rosenberg, A. F., Ariel, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+model+for+optokinetic+eye+movements+in+turtles+that+incorporates+properties+of+retinal+slip+neurons.">A model for optokinetic eye movements in turtles that incorporates properties of retinal slip neurons.</a> Vis Neurosci. 13, 375-383 (1996).</li><li>Ariel, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Open-loop+optokinetic+responses+of+the+turtle.">Open-loop optokinetic responses of the turtle.</a> Vis Res. 37, 925-933 (1997).</li><li>Anderson, C. W., Keifer, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Properties+of+conditioned+abducens+nerve+responses+in+a+highly+reduced+in+vitro+brainstem+preparation+from+the+turtle.">Properties of conditioned abducens nerve responses in a highly reduced in vitro brainstem preparation from the turtle.</a> J Neurophysiol. 81, 1242-1250 (1999).</li><li>Keifer, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vitro+classical+conditioning+of+the+turtle+eyeblink+reflex:+Approaching+cellular+mechanisms+of+acquisition.">In vitro classical conditioning of the turtle eyeblink reflex: Approaching cellular mechanisms of acquisition.</a> Cerebell. 2, 55-61 (2003).</li><li>Zhu, D., Keifer, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pathways+controlling+trigeminal+and+auditory+nerve-evoked+abducens+eyeblink+reflexes+in+pond+turtles.">Pathways controlling trigeminal and auditory nerve-evoked abducens eyeblink reflexes in pond turtles.</a> Brain Behav Evol. 64, 207-222 (2004).</li><li>Jones, M. S., Ariel, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effects+of+unilateral+eighth+nerve+block+on+fictive+VOR+in+the+turtle.">The effects of unilateral eighth nerve block on fictive VOR in the turtle.</a> Br Res. 1094, 149-162 (2006).</li><li>Jones, M. S., Ariel, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Morphology,+intrinsic+membrane+properties,+and+rotation-evoked+responses+of+trochlear+motoneurons+in+the+turtle.">Morphology, intrinsic membrane properties, and rotation-evoked responses of trochlear motoneurons in the turtle.</a> J Neurophysiol. 99 (3), 1187-1200 (2008).</li><li>Krenz, J. G., Naylor, G. J. P., Shaffer, H. B., Janzen, F. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+phylogenetics+and+evolution+of+turtles.">Molecular phylogenetics and evolution of turtles.</a> Mol Phylogenet Evol. 37 (1), 178-191 (2005).</li><li>Dearworth, J. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Role+of+the+trochlear+nerve+in+eye+abduction+and+frontal+vision+of+the+red-eared+slider+turtle+(Trachemys+scripta+elegans).">Role of the trochlear nerve in eye abduction and frontal vision of the red-eared slider turtle (Trachemys scripta elegans).</a> J Comp Neur. 52, 3464-3477 (2013).</li><li>Dearworth, J. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pupil+constriction+evoked+in+vitro+by+stimulation+of+the+oculomotor+nerve+in+the+turtle+(Trachemys+scripta+elegans).">Pupil constriction evoked in vitro by stimulation of the oculomotor nerve in the turtle (Trachemys scripta elegans).</a> Vis Neurosci. 26, 309-318 (2009).</li><li>Mead, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=IFEL+TOUR:+a+description+of+the+introduction+to+FUN+electrophysiology+labs+workshop+at+Bowdoin+College,+July+27-30,+and+the+resultant+faculty+learning+community.">IFEL TOUR: a description of the introduction to FUN electrophysiology labs workshop at Bowdoin College, July 27-30, and the resultant faculty learning community.</a> J Undergrad Neurosci Educ. 5, A42-A48 (2007).</li><li>Jackson, D. C., Ultsch, G. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Physiology+of+hibernation+under+the+ice+by+turtles+and+frogs.">Physiology of hibernation under the ice by turtles and frogs.</a> J Exp Zool A Ecol Genet Physiol. 313 (6), 311-327 (2010).</li><li>Romano, J. M., Dearworth, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pupil+constriction+evoked+by+stimulation+of+the+ciliary+nerve+in+the+red-eared+slider+turtle+(Trachemys+scripta+elegans).">Pupil constriction evoked by stimulation of the ciliary nerve in the red-eared slider turtle (Trachemys scripta elegans).</a> J Penns Acad Sci. 85, 4-8 (2011).</li><li>Miller, J. M., Robins, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Extraocular-muscle+forces+in+alert+monkey.">Extraocular-muscle forces in alert monkey.</a> Vis Res. 32, 1099-1113 (1992).</li><li>Gamlin, P. D., Miller, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Extraocular+muscle+motor+units+characterized+by+spike-triggered+averaging+in+alert+monkey.">Extraocular muscle motor units characterized by spike-triggered averaging in alert monkey.</a> J Neurosci Meth. 204, 159-167 (2011).</li><li>Quaia, C., Ying, H. S., Optican, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Viscoelastic+properties+of+passive+eye+muscle+in+primates.+III:+Force+elicited+by+natural+elongations.">The Viscoelastic properties of passive eye muscle in primates. III: Force elicited by natural elongations.</a> PLOS ONE. 5, A236-A254 (2010).</li><li>Anderson, S. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamics+of+primate+oculomotor+plant+revealed+by+effects+of+abducens+microstimulation.">Dynamics of primate oculomotor plant revealed by effects of abducens microstimulation.</a> J Neurophys. 101, 2907-2923 (2009).</li><li>Maxwell, J. H., Harless, M., Morlock, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anesthesia+and+surgery.">Anesthesia and surgery.</a> Turtles: Perspective and Research. , 127-152 (1979).</li><li>AVMA Panel on Euthanasia. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=American+Veterinary+Medical+Association.">American Veterinary Medical Association.</a> J Am Vet Med Assoc. 218 (5), 669-696 (2001).</li><li>Clarke, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Shaping+the+pupil's+response+to+light+in+the+hooded+rat.">Shaping the pupil's response to light in the hooded rat.</a> Exp Br Res. 176, 641-651 (2007).</li><li>Bennett, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+review+of+anesthesia+and+chemical+restraint+in+reptiles.">A review of anesthesia and chemical restraint in reptiles.</a> J Zoo Wild Med. 22 (3), 282-303 (1991).</li><li>Bickler, P. E., Buck, L. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hypoxia+Tolerance+in+Reptiles,+Amphibians,+and+Fishes:+Life+with+Variable+Oxygen+Availability.">Hypoxia Tolerance in Reptiles, Amphibians, and Fishes: Life with Variable Oxygen Availability.</a> Ann Rev Physiol. 69, 145-170 (2007).</li></ol>

Os autores não têm nada para divulgar.

Passos críticos:
Os passos críticos neste protocolo são os seguintes: 1) a dissecção e o cuidado de manter a viabilidade dos nervos necrosante; 2) a correspondência de tamanhos pelos eletrodos de sucção para os nervos cranianos para fornecer respostas consistentes; e 3) o posicionamento da cabeça no cardan para fornecer a calibração adequada das rotações do olho.
Solução de problemas:
A dissecação pode ser desafiador, mas depoi...

Justificativa para o uso de tartarugas-de-orelha-vermelha Slider em experimentos eletrofisiológicos:
Red-eared slider tartarugas (Trachemys scripta elegans), são considerados um dos piores espécies invasoras1 do mundo e pode indicar que um ecossistema está em apuros. A razão por que as tartarugas-de-orelha-vermelha deslizante são tão bem sucedidas é mal compreendida, mas pode ser em parte devido a sua fisiologia tolerante e posse dos tecidos nervosos que podem sobreviver sob condições de hipóxia,2,3,4 . Usá-los para experimentação não ameaçam seus números e com esforço mínimo, preparações eletrofisiológicas podem permanecer viáveis sobre durações estendidas, contanto que 18 horas5,6. O benefício é semelhante a vantagem de usar animais invertebrados como lagostas7, que também têm a capacidade de suportar níveis baixos de oxigênio8.
Técnicas para medir os movimentos oculares:
Abordagens para medir os movimentos oculares em animais frontal olhos usando primatas não-humanos têm sido bem desenvolvido9. O olho gira na órbita em torno de três eixos: horizontal, vertical e torção. O método de bobina de pesquisa magnética é geralmente considerado o mais confiável para a medição de rotações, mas é invasivo, exigindo pequenas bobinas para ser inserido nos scleras de animais10,11. Sistemas baseados em vídeo também podem medir rotações e tem a vantagem de ser não-invasivo. O desenvolvimento de melhores câmeras junto com processamento de imagem inovadoras melhoraram sua funcionalidade fazendo sistemas baseados em vídeo uma alternativa atraente para considerar12,13,14.
As técnicas desenvolvidas para medir os movimentos oculares em nonmammals foram muito menos significativas. Medidas são também baixa resolução ou descrevem apenas algumas das rotações15,16,17,18. A falta de desenvolvimento pode ser parcialmente culpada sobre a dificuldade de nonmammals de treinamento a seguir alvos visuais. Embora os movimentos oculares têm sido bem estudados em slider vermelho-eared tartarugas19,20,21,22,23,24,25 ,26,27,28,29,30, por causa do desafio em animais do treinamento para rastrear alvos, a precisa cinemática dos seus movimentos de olho é mal Entendido.
Tartarugas-de-orelha-vermelha deslizante são geralmente consideradas vertebrados lateral de olhos, mas porque eles totalmente podem retrair suas cabeças em sua concha31, oclusão significativa dos campos visual laterais por carapaça ocorre32. O resultado é que sua linha de visada visual é forçada em direção à frente, tornando-os se comportar mais como mamíferos olhos frontais. Portanto, seu uso como um modelo para o desenvolvimento de abordagens para medir os movimentos oculares também oferece uma perspectiva evolutiva única.
O protocolo descrito neste trabalho utiliza uma preparação cabeça em vitro isolado para identificar a cinemática do movimento de olho em tartarugas-de-orelha-vermelha deslizante. Cérebros são dissecados de crânios deixando os nervos cranianos intacta. Cabeças são colocadas em um giroscópio para calibrar os movimentos oculares e evocar respostas pela estimulação elétrica dos nervos cranianos que inervam os músculos oculares. Medidas de rotações pelos olhos são feitas por um sistema baseado em vídeo, usando algoritmos de software, que acompanhar a pupila escura e as marcas da íris. A preparação fornece a oportunidade de medir cinemática de ambos extra-oculares (i.e., horizontal, vertical e torcional rotações)32 e intra-ocular (ou seja, alterações de aluno)33 movimentos.
Modelo de sistema para análise de caminhos neurais eferentes:
Em geral, a abordagem fornece os investigadores a oportunidade de estudar os sinais neurais eferentes como gerar movimentos oculares quando os músculos começam de seus Estados descontraídos e na ausência de informações sensoriais integradas processadas pelo cérebro32, 33. Portanto, a cinemática do olho pode ser examinada em um sistema modelo no qual são tratados exclusivamente por via neural eferente, deixando o cérebro e synapsing para os músculos.

<table><tbody><tr><td>Red-eared slider turtles</td><td>Kons Scientific</td><td>&lt;em&gt;Trachemys scripta elegans&lt;/em&gt;</td><td>Large size (carapace length 15-20 cm)</td></tr><tr><td>Sodium chloride</td><td>Sigma-Aldrich Co. LLC.</td><td>S5886</td><td></td></tr><tr><td>Potassium chloride</td><td>Sigma-Aldrich Co. LLC.</td><td>P5405</td><td></td></tr><tr><td>Magnesium choride</td><td>Sigma-Aldrich Co. LLC.</td><td>M7304</td><td></td></tr><tr><td>Sodium bicarbonate</td><td>Sigma-Aldrich Co. LLC.</td><td>S5761</td><td></td></tr><tr><td>Dextrose</td><td>Sigma-Aldrich Co. LLC.</td><td>C5767</td><td></td></tr><tr><td>Concentrated hydrochloric acid</td><td>Sigma-Aldrich Co. LLC.</td><td>H7020</td><td></td></tr><tr><td>Calcium chloride</td><td>Sigma-Aldrich Co. LLC.</td><td>C7902</td><td></td></tr><tr><td>pH meter</td><td>Oakton</td><td>pH 6+</td><td></td></tr><tr><td>Suction stimulation electrode</td><td>A-M Systems</td><td>573000</td><td>Bipolar suction electrode. Note that 573000 has been replaced with 573050.</td></tr><tr><td>Capillary glass</td><td>A-M systems</td><td>626000</td><td>Single-barrel borosilicate capillary glass without microfilament, length 10 cm, outside diameter 1.0 mm, inner diameter 0.50 mm</td></tr><tr><td>Alternative suction stimulation electrode</td><td>A-M Systems</td><td>573050</td><td>Bipolar suction electrode. Requires larger diameter capillary glass: 627000, outside diameter 1.2 mm, inner diameter 0.68 mm</td></tr><tr><td>Stereoscope</td><td>Lieca</td><td>GZ7</td><td>Magnification range, 10x &amp;ndash; 70x</td></tr><tr><td>Fiber optic light source</td><td>Amscope</td><td>HL250-A</td><td>150W Fiber optical microscope illuminator light box</td></tr><tr><td>Rongeurs</td><td>Carolina Biological Supply Company</td><td>625654</td><td>stainless steel, straight spring, 5.25&quot;</td></tr><tr><td>Blunt dissection probe</td><td>Carolina Biological Supply Company</td><td>627405</td><td>Huber mall probe, double-ended probe and seeker, 6&quot;</td></tr><tr><td>Microscissors</td><td>Carolina Biological Supply Company</td><td>623555</td><td>Iris microdissecting scissors, stainless steel, 0.5&quot; blades, 4.75&quot; long</td></tr><tr><td>Fine forceps</td><td>Sigma-Aldrich Co. LLC.</td><td>F6521</td><td>Jewelers forceps, dumont No. 5, inox alloy, 4.25&quot;</td></tr><tr><td>Curved forceps</td><td>Sigma-Aldrich Co. LLC.</td><td>Z168696</td><td>Medium tip, curved forceps, stainless steel, 4&quot;</td></tr><tr><td>Scalpel handle</td><td>Sigma-Aldrich Co. LLC.</td><td>S2896</td><td>Scalpel handles, No. 3, stainless steel</td></tr><tr><td>Scalpel blade</td><td>Sigma-Aldrich Co. LLC.</td><td>S2771</td><td>Scalpel blades, No. 11, steel</td></tr><tr><td>Guillotine</td><td>Harvard Apparatus</td><td>73-1918</td><td>Kleine guillotine type 7575</td></tr><tr><td>Spatula</td><td>Sigma</td><td>Z648299</td><td>Micro spoon and spatula weighing set. Use small spatula: 5.9&amp;rdquo; long x 0.07&amp;rdquo; diameter handle with square end: 0.17&amp;rdquo; x 1.3&amp;rdquo; long, other end round: 0.17&amp;rdquo; x 1.27&amp;rdquo; long</td></tr><tr><td>Hook</td><td>Autozone</td><td>98069</td><td>SureBilt hook and pick set. Use grinder to dull sharp points of hook to prevent injury to animals mouth.</td></tr><tr><td>95/5% O&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;/CO&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;</td><td>Airgas, Inc.</td><td>X02OX95C2003102</td><td>5% Carbon dioxide balance oxygen certified standard gas mixture, size 200 Cylinder, CGA-296</td></tr><tr><td>Regulator</td><td>Airgas, Inc.</td><td>Y11244D296-AG</td><td>Single stage brass 0-100 psi analytical cylinder regulator CGA-296 with needle outlet. Use brass adjustable airline pipe valve to go from 3/8&quot;, inner diameter, vinyl airline tubing connected to regulator to a 3/16&quot;, inner diameter, airline connection going to airstone or glass pasteur pipette.</td></tr><tr><td>Adjustable airline pipe valve</td><td>Doctors Foster and Smith</td><td>CD-12061</td><td>Brass valve</td></tr><tr><td>Rigid table</td><td>Unknown</td><td>Unknown</td><td>Auto-clave door laid on top of a sturdy table. Nine 5&quot; diameter tennis balls isolate vibrations from the top surface of the table.</td></tr><tr><td>5&quot; tennis ball</td><td>Petco Animal Supplies, Inc.</td><td>712868</td><td>Petco Jumbo Pet Tennis Ball: balls are unsliced and held within an integrated frame on the underside part of the autoclave door.</td></tr><tr><td>Alternative vibration isolation table</td><td>Newport Corporation</td><td>INT1-36-6-N</td><td>Rigid vibration control system, integrity 1: Surface dimensions, 3&#039; x 6&#039;</td></tr><tr><td>Gimbal</td><td>ISI, International Scientific Instruments, Inc.</td><td>Stage from SUPER III-A Scanning EM</td><td>5-axis eucentric stage: X, Y, and Z linear movements, &amp;plusmn;20 mm, 0.1 mm precision; Rotations, vertical, &amp;plusmn;10&amp;deg;, and horizontal, &amp;plusmn;12.5&amp;deg;, with 1.25&amp;deg; precision. Note: from decommission instrument.</td></tr><tr><td>Chuck for gimbal</td><td>Unknown</td><td>Unknown</td><td>Chuck from an old microtome of unknown manufacture was machined to fit the shaft of the specimen holder of the Scanning EM stage</td></tr><tr><td>Alternative gimbal</td><td>ThorLabs, Inc.</td><td>GN2/M with MBT602/M</td><td>Dual-axis goniometer (GN2/M) mounted on 3-axis microblock stage with thumbscrew adjusters (MBT602/M): design a chuck to hold turtle head with eye at 12.7 mm above top surface of goniometer (distance to point of rotation)</td></tr><tr><td>Video-based eye tracking system</td><td>Arrington Research, Inc.</td><td>ViewPoint EyeTracker, PC-60</td><td>Tracking method: Infrared video by dark pupil; Black and white camera (Item BC02): 30 Hz, 640 x 480; System requirements: Windows 2000, XP, 7, 8, 8.1, 10; Visual range: Horizontal +/- 44&amp;deg;; vertical +/- 20&amp;deg;; Accuracy ~0.5&amp;deg;; Spatial resolution ~0.15&amp;deg;; Pupil size resolution ~0.03 mm; Eye data: X, Y position of gaze, pupil height and width, torsion, delta time, total time, and regions of interest (ROI); Real-time communication (Item 0022): 4-Channel AnalogOut with eight TTL input channels to mark codes into the data file</td></tr><tr><td>Multi-position magnetic base</td><td>Harbor Freight Tools</td><td>Pittsburg, item #5645</td><td>Magnetic holder reaches up to 12&quot; and produces 45 lbs. of magnetic pull. Use to position camera. Machine thread holes onto the end of the rod to mount cameras.</td></tr><tr><td>Micromanipulator</td><td>Kopf</td><td>900</td><td>5 axis manipulation for mount of suction electrode: X, Y, Z linear travel, 2 axis of rotation</td></tr><tr><td>Dissection scope on boom</td><td>Lieca</td><td>GZ6</td><td>Magnification range, 6.7x &amp;ndash; 40x</td></tr><tr><td>Nerve/muscle stimulator</td><td>Astro-Med Grass Telefactor</td><td>Grass S88</td><td>Dual pulse voltage stimulator: two output channels that can be operated independently or synchronized to generate non-isolated constant voltage pulses (10 mv to 150 V). Pulses can be single (10 &amp;mu;sec to 10 sec), repetitive (0.01 Hz to 1 KHz), and trains (1 ms to 10 s) and synchronized with TTL inputs and output. Send TTL outputs via the output channels of a DB25 connector to the TTL input channels of the ViewPoint EyeTracker. Note: Astro-Med Grass Telefactor is no longer in business.</td></tr><tr><td>Current isolation device</td><td>Astro-Med Grass Telefactor</td><td>PSIU6</td><td>Current stimulus isolation unit: enables safe delivery of constant currents by the S88 to the preparation. The PSIU6 connects by a BNC cable to one of the output channels of the S88. Multiplier switches on the PSIU6 allow the S88 to generate a wide array of current amplitudes ranging from 0.1 &amp;micro;A to 15 mA.</td></tr><tr><td>Alternative nerve/muscle stimulator with isolation</td><td>A-M Systems</td><td>2100</td><td>Isolated Pulse Stimulator: Unit has built-in isolator to produce constant currents.</td></tr></tbody></table>

ocular kinematics measured by in vitro stimulation of the cranial nerves in the turtle

Depois que os animais são sacrificados, os tecidos começam a morrer. Tartarugas oferecem uma vantagem por causa de um maior tempo de sobrevivência de seus tecidos, especialmente quando comparado com animais vertebrados de sangue quente. Por causa disso, experimentos em vitro em tartarugas podem ser executados por longos períodos de tempo para investigar os sinais neurais e controle de suas ações de alvo. Utilizando uma preparação de cabeça isolada, Nós medimos a cinemática dos movimentos oculares em tartarugas, e sua modulação por sinais elétricos transmitido por nervos cranianos. Depois que o cérebro foi removido do crânio, deixando os nervos cranianos intacto, a cabeça dissecada foi colocada em um giroscópio para calibrar os movimentos oculares. Eletrodos de vidro foram anexados aos nervos cranianos (oculomotor, troclear e abducente) e estimulados com correntes para evocar os movimentos oculares. Temos monitorado movimentos oculares com um vídeo infravermelho quantificadas rotações dos olhos e o sistema de rastreamento. Pulsos de corrente com uma gama de amplitudes, frequências, e durações de trem foram usadas para observar efeitos nas respostas. Porque a preparação é separada do cérebro, via eferente para alvos de músculo pode ser examinada isoladamente para investigar a sinalização neural na ausência de informação sensorial centralmente processada.

A Figura 1 mostra fotografias de imagens tiradas de um vídeo descrevendo a dissecação. Imagens fornecem lugares típicos dos nervos antes da corte do cérebro.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56864/56864fig1.jpg"> Figura 1: Stills de imagens capturadas do vídeo da dissecação para mostrar a localização do nervo óptico (nII), nervo oculomotor (nIII), nerv...

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Ocular Kinematics Measured by In Vitro Stimulation of the Cranial Nerves in the Turtle

Este protocolo descreve como usar uma em vitro isolado Tartaruga cabeça preparação para medir a cinemática dos seus movimentos do olho. Após a remoção do cérebro do crânio, nervos cranianos podem ser estimulados com correntes para quantificar as rotações do olho e alterações no tamanho da pupila.

Cinemática ocular medida na Vitro estimulação dos nervos cranianos na tartaruga

After animals are euthanized, their tissues begin to die. Turtles offer an advantage because of a longer survival time of their tissues, especially when ...

ocular-kinematics-measured-vitro-stimulation-cranial-nerves

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Ocular Kinematics Measured by In Vitro Stimulation of the Cranial Nerves in the Turtle

8.4K visualizações.  Lafayette College. Este protocolo descreve como usar uma em vitro isolado Tartaruga cabeça preparação para medir a cinemática dos seus movimentos do olho. Após a remoção do cérebro do crânio, nervos cranianos podem ser estimulados com correntes para quantificar as rotações do olho e alterações no tamanho da pupila.

Vídeo: Ocular Kinematics Measured by In Vitro Stimulation of the Cranial Nerves in the Turtle

VisioTracker, an Innovative Automated Approach to Oculomotor Analysis

Investigations into the visual system development and function necessitate quantifiable behavioral models of visual performance that are easy to elicit, robust, and simple to manipulate. A suitable model has been found in the optokinetic response (OKR), a reflexive behavior present in all vertebrates due to its high selection value. The OKR involves slow stimulus-following movements of eyes alternated with rapid resetting saccades. The measurement of this behavior is easily carried out in zebrafish larvae, due to its early and stable onset (fully developed after 96 hours post fertilization (hpf)), and benefitting from the thorough knowledge about zebrafish genetics, for decades one of the favored model organisms in this field. Meanwhile the analysis of similar mechanisms in adult fish has gained importance, particularly for pharmacological and toxicological applications.
Here we describe VisioTracker, a fully automated, high-throughput system for quantitative analysis of visual performance. The system is based on research carried out in the group of Prof. Stephan Neuhauss and was re-designed by TSE Systems. It consists of an immobilizing device for small fish monitored by a high-quality video camera equipped with a high-resolution zoom lens. The fish container is surrounded by a drum screen, upon which computer-generated stimulus patterns can be projected. Eye movements are recorded and automatically analyzed by the VisioTracker software package in real time.
Data analysis enables immediate recognition of parameters such as slow and fast phase duration, movement cycle frequency, slow-phase gain, visual acuity, and contrast sensitivity.
Typical results allow for example the rapid identification of visual system mutants that show no apparent alteration in wild type morphology, or the determination of quantitative effects of pharmacological or toxic and mutagenic agents on visual system performance.

The VisioTracker is an automated system for the quantitative analysis of visual performance of larval and small adult fish based on the recording of eye movements. It features full control over visual stimulus properties and real-time analysis, enabling high-throughput research in fields such as visual system development and function, pharmacology, neural circuit studies and sensorimotor integration.

VisioTracker, uma abordagem inovadora Automatizada de Análise Oculomotor

Investigations into the visual system development and function necessitate quantifiable behavioral models of visual performance that are easy to elicit, ...

Neurociência

Video-oculography in Mice

Eye movements are very important in order to track an object or to stabilize an image on the retina during movement. Animals without a fovea, such as the mouse, have a limited capacity to lock their eyes onto a target. In contrast to these target directed eye movements, compensatory ocular eye movements are easily elicited in afoveate animals1,2,3,4. Compensatory ocular movements are generated by processing vestibular and optokinetic information into a command signal that will drive the eye muscles. The processing of the vestibular and optokinetic information can be investigated separately and together, allowing the specification of a deficit in the oculomotor system. The oculomotor system can be tested by evoking an optokinetic reflex (OKR), vestibulo-ocular reflex (VOR) or a visually-enhanced vestibulo-ocular reflex (VVOR). The OKR is a reflex movement that compensates for "full-field" image movements on the retina, whereas the VOR is a reflex eye movement that compensates head movements. The VVOR is a reflex eye movement that uses both vestibular as well as optokinetic information to make the appropriate compensation. The cerebellum monitors and is able to adjust these compensatory eye movements. Therefore, oculography is a very powerful tool to investigate brain-behavior relationship under normal as well as under pathological conditions (f.e. of vestibular, ocular and/or cerebellar origin).
Testing the oculomotor system, as a behavioral paradigm, is interesting for several reasons. First, the oculomotor system is a well understood neural system5. Second, the oculomotor system is relative simple6; the amount of possible eye movement is limited by its ball-in-socket architecture ("single joint") and the three pairs of extra-ocular muscles7. Third, the behavioral output and sensory input can easily be measured, which makes this a highly accessible system for quantitative analysis8. Many behavioral tests lack this high level of quantitative power. And finally, both performance as well as plasticity of the oculomotor system can be tested, allowing research on learning and memory processes9.
Genetically modified mice are nowadays widely available and they form an important source for the exploration of brain functions at various levels10. In addition, they can be used as models to mimic human diseases. Applying oculography on normal, pharmacologically-treated or genetically modified mice is a powerful research tool to explore the underlying physiology of motor behaviors under normal and pathological conditions. Here, we describe how to measure video-oculography in mice8.

Video-oculography is a very quantitative method to investigate ocular motor performance as well as motor learning. Here, we describe how to measure video-oculography in mice. Applying this technique on normal, pharmacologically-treated or genetically modified mice is a powerful research tool to explore the underlying physiology of motor behaviors.

Vídeo oculografia-in Mice

Eye movements are very important in order to track an object or to stabilize an image on the retina during movement. Animals without a fovea, such as the ...

Three Dimensional Vestibular Ocular Reflex Testing Using a Six Degrees of Freedom Motion Platform

The vestibular organ is a sensor that measures angular and linear accelerations with six degrees of freedom (6DF). Complete or partial defects in the vestibular organ results in mild to severe equilibrium problems, such as vertigo, dizziness, oscillopsia, gait unsteadiness nausea and/or vomiting. A good and frequently used measure to quantify gaze stabilization is the gain, which is defined as the magnitude of compensatory eye movements with respect to imposed head movements. To test vestibular function more fully one has to realize that 3D VOR ideally generates compensatory ocular rotations not only with a magnitude (gain) equal and opposite to the head rotation but also about an axis that is co-linear with the head rotation axis (alignment). Abnormal vestibular function thus results in changes in gain and changes in alignment of the 3D VOR response.
Here we describe a method to measure 3D VOR using whole body rotation on a 6DF motion platform. Although the method also allows testing translation VOR responses 1, we limit ourselves to a discussion of the method to measure 3D angular VOR. In addition, we restrict ourselves here to description of data collected in healthy subjects in response to angular sinusoidal and impulse stimulation.
Subjects are sitting upright and receive whole-body small amplitude sinusoidal and constant acceleration impulses. Sinusoidal stimuli (f = 1 Hz, A = 4&deg;) were delivered about the vertical axis and about axes in the horizontal plane varying between roll and pitch at increments of 22.5&deg; in azimuth. Impulses were delivered in yaw, roll and pitch and in the vertical canal planes. Eye movements were measured using the scleral search coil technique 2. Search coil signals were sampled at a frequency of 1 kHz.
The input-output ratio (gain) and misalignment (co-linearity) of the 3D VOR were calculated from the eye coil signals 3.
Gain and co-linearity of 3D VOR depended on the orientation of the stimulus axis. Systematic deviations were found in particular during horizontal axis stimulation. In the light the eye rotation axis was properly aligned with the stimulus axis at orientations 0&deg; and 90&deg; azimuth, but gradually deviated more and more towards 45&deg; azimuth.
The systematic deviations in misalignment for intermediate axes can be explained by a low gain for torsion (X-axis or roll-axis rotation) and a high gain for vertical eye movements (Y-axis or pitch-axis rotation (see Figure 2). Because intermediate axis stimulation leads a compensatory response based on vector summation of the individual eye rotation components, the net response axis will deviate because the gain for X- and Y-axis are different.
In darkness the gain of all eye rotation components had lower values. The result was that the misalignment in darkness and for impulses had different peaks and troughs than in the light: its minimum value was reached for pitch axis stimulation and its maximum for roll axis stimulation.
Case Presentation
Nine subjects participated in the experiment. All subjects gave their informed consent. The experimental procedure was approved by the Medical Ethics Committee of Erasmus University Medical Center and adhered to the Declaration of Helsinki for research involving human subjects.
Six subjects served as controls. Three subjects had a unilateral vestibular impairment due to a vestibular schwannoma. The age of control subjects (six males and three females) ranged from 22 to 55 years. None of the controls had visual or vestibular complaints due to neurological, cardio vascular and ophthalmic disorders.
The age of the patients with schwannoma varied between 44 and 64 years (two males and one female). All schwannoma subjects were under medical surveillance and/or had received treatment by a multidisciplinary team consisting of an othorhinolaryngologist and a neurosurgeon of the Erasmus University Medical Center. Tested patients all had a right side vestibular schwannoma and underwent a wait and watch policy (Table 1; subjects N1-N3) after being diagnosed with vestibular schwannoma. Their tumors had been stabile for over 8-10 years on magnetic resonance imaging.

A method is described to measure three-dimensional vestibulo ocular reflexes (3D VOR) in humans using a six degrees of freedom (6DF) motion simulator. The gain and misalignment of the 3D angular VOR provide a direct measure of the quality of vestibular function. Representative data on healthy subjects are provided

Tridimensional Vestibular Ocular Teste Reflex Usando um Six Degrees of Platform Movimento Liberdade

The vestibular organ is a sensor that measures angular and linear accelerations with six degrees of freedom (6DF). Complete or partial defects in the ...

The Optokinetic Response as a Quantitative Measure of Visual Acuity in Zebrafish

Zebrafish are a proven model for vision research, however many of the earlier methods generally focused on larval fish or demonstrated a simple response. More recently adult visual behavior in zebrafish has become of interest, but methods to measure specific responses are new coming. To address this gap, we set out to develop a methodology to repeatedly and accurately utilize the optokinetic response (OKR) to measure visual acuity in adult zebrafish. Here we show that the adult zebrafish's visual acuity can be measured, including both binocular and monocular acuities. Because the fish is not harmed during the procedure, the visual acuity can be measured and compared over short or long periods of time. The visual acuity measurements described here can also be done quickly allowing for high throughput and for additional visual procedures if desired. This type of analysis is conducive to drug intervention studies or investigations of disease progression.

Zebrafish have been a valuable tool for many research areas. Here we demonstrate a method to elicit a visual response and calculate a functional visual acuity in the adult zebrafish.

A resposta optocinético como uma medida quantitativa da acuidade visual em Zebrafish

Zebrafish are a proven model for vision research, however many of the  earlier methods generally focused on larval fish or demonstrated a simple  ...

Using Optical Coherence Tomography and Optokinetic Response As Structural and Functional Visual System Readouts in Mice and Rats

Optical coherence tomography (OCT) is a fast, non-invasive, interferometric technique allowing high-resolution retinal imaging. It is an ideal tool for the investigation of processes of neurodegeneration, neuroprotection and neuro-repair involving the visual system, as these often correlate well with retinal changes. As a functional readout, visually evoked compensatory eye and head movements are commonly used in experimental models involving the visual function. Combining both techniques allows a quantitative in vivo investigation of structure and function, which can be used to investigate the pathological conditions or to evaluate the potential of novel therapeutics. A great benefit of the presented techniques is the possibility to perform longitudinal analyses allowing the investigation of dynamic processes, reducing variability and cuts down the number of animals needed for the experiments. The protocol described aims to provide a manual for acquisition and analysis of high quality retinal scans of mice and rats using a low cost customized holder with an option to deliver inhalational anesthesia. Additionally, the proposed guide is intended as an instructional manual for researchers using optokinetic response (OKR) analysis in rodents, which can be adapted to their specific needs and interests.

A detailed protocol for the assessment of structural and visual readouts in rodents by optical coherence tomography and optokinetic response is presented. The results provide valuable insights for ophthalmologic as well as neurologic research.

Usando a tomografia de coerência óptica e resposta Optokinetic como estrutural e funcional sistema Visual leituras em camundongos e ratos

Optical coherence tomography (OCT) is a fast, non-invasive, interferometric technique allowing high-resolution retinal imaging. It is an ideal tool for ...

In Vivo Methods to Assess Retinal Ganglion Cell and Optic Nerve Function and Structure in Large Animals

The optic nerve collects axons signals from the retinal ganglion cells and transmits visual signal to the brain. Large animal models of optic nerve injury are essential for translating novel therapeutic strategies from rodent models to clinical application due to their closer similarities to humans in size and anatomy. Here we describe some in vivo methods to evaluate the function and structure of the retinal ganglion cells (RGCs) and optic nerve (ON) in large animals, including visual evoked potential (VEP), pattern electroretinogram (PERG) and optical coherence tomography (OCT). Both goat and non-human primate were employed in this study. By presenting these in vivo methods step by step, we hope to increase experimental reproducibility among different labs and facilitate the usage of large animal models of optic neuropathies.

In Vivo Methods to Assess Retinal Ganglion Cell and Optic Nerve Function and Structure in Large Animals

Here we demostrate several in vivo tests (flash visual evoked potential, pattern electroretinogram and optic coherence tomography) in goat and rhesus macaque to understand the structure and function of the optic nerve and its neurons.

In vivo Métodos para avaliar a função e estrutura do gânglio de gânglios da retina e da estrutura em animais grandes

The optic nerve collects axons signals from the retinal ganglion cells and transmits visual signal to the brain. Large animal models of optic nerve injury ...

A New Optokinetic Testing Method to Measure Rat Vision

Optokinetic nystagmus (OKN) is a reflexive eye movement initiated by the motion of visual stimuli in the field of vision. The head-tracking movement associated with OKN is commonly used as a measure of visual function in rodents. To record OKN responses in normal and experimental rats, a simple and inexpensive apparatus has been developed. This setup uses two tablet screens to display the OKN visual stimulus consisting of high contrast black and white stripes generated using the OKN Stripes Visualization Web Application, a freely available software. The rat is placed inside a clear Plexiglass holder that limits&#160;movement so that the&#160;rat&#39;s head continuously faces the OKN display screen. The position of the rat holder can be changed to adjust the distance between the rat and the display screen. A micro-camera positioned above the rat holder is used to record the rat&#39;s visual activities. These recordings can be used for quantitative assessments. Based on the presence or absence of clear head-tracking, the OKN responses at different spatial frequencies can be determined. The collected data demonstrates a novel technique for reliable measurement of visual acuity in normal and retinal degenerate rats.

<meta charset="utf8"></head><body>Um novo método de teste optocinético para medir a visão de ratos

The Optokinetic Nystagmus (OKN) behavioral testing method is used for the assessment of visual acuity in rodents. Here a simple method is demonstrated that can be easily set up in research laboratories for a reliable assessment of visual function in both normal and experimental rats.

Um novo método de teste optocinético para medir a visão de ratos

Optokinetic nystagmus (OKN) is a reflexive eye movement initiated by the motion of visual stimuli in the field of vision. The head-tracking movement ...

Avaliação das respostas do reflexo optocinético em camundongos: um novo protocolo de alta precisão

Quantification of Visual Feature Selectivity of the Optokinetic Reflex in Mice

The optokinetic reflex (OKR) is an essential innate eye movement that is triggered by the global motion of the visual environment and serves to stabilize retinal images. Due to its importance and robustness, the OKR has been used to study visual-motor learning and to evaluate the visual functions of mice with different genetic backgrounds, ages, and drug treatments. Here, we introduce a procedure for evaluating OKR responses of head-fixed mice with high accuracy. Head fixation can rule out the contribution of vestibular stimulation on eye movements, making it possible to measure eye movements triggered only by visual motion. The OKR is elicited by a virtual drum system, in which a vertical grating presented on three computer monitors drifts horizontally in an oscillatory manner or unidirectionally at a constant velocity. With this virtual reality system, we can systematically change visual parameters like spatial frequency, temporal/oscillation frequency, contrast, luminance, and the direction of gratings, and quantify tuning curves of visual feature selectivity. High-speed infrared video-oculography ensures accurate measurement of the trajectory of eye movements. The eyes of individual mice are calibrated to provide opportunities to compare the OKRs between animals of different ages, genders, and genetic backgrounds. The quantitative power of this technique allows it to detect changes in the OKR when this behavior plastically adapts due to aging, sensory experience, or motor learning; thus, it makes this technique a valuable addition to the repertoire of tools used to investigate the plasticity of ocular behaviors.

Autor em destaque: uma abordagem precisa e quantitativa para estudar a seletividade de características visuais do reflexo optocinético em camundongos 

Here, we describe a standard protocol for quantifying the optokinetic reflex. It combines virtual drum stimulation and video-oculography, and thus allows precise evaluation of the feature selectivity of the behavior and its adaptive plasticity.

Quantificação da Seletividade Visual do Reflexo Optocinético em Camundongos

The optokinetic reflex (OKR) is an essential innate eye movement that is triggered by the global motion of the visual environment and serves to stabilize ...

Cinemática ocular medida na Vitro estimulação dos nervos cranianos na tartaruga

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VisioTracker, uma abordagem inovadora Automatizada de Análise Oculomotor

Vídeo oculografia-in Mice

Tridimensional Vestibular Ocular Teste Reflex Usando um Six Degrees of Platform Movimento Liberdade

A resposta optocinético como uma medida quantitativa da acuidade visual em Zebrafish

Usando a tomografia de coerência óptica e resposta Optokinetic como estrutural e funcional sistema Visual leituras em camundongos e ratos

In vivo Métodos para avaliar a função e estrutura do gânglio de gânglios da retina e da estrutura em animais grandes

Um novo método de teste optocinético para medir a visão de ratos

Um novo método de teste optocinético para medir a visão de ratos

Quantificação da Seletividade Visual do Reflexo Optocinético em Camundongos

Quantificação da Seletividade Visual do Reflexo Optocinético em Camundongos