Name: utilizing high resolution ultrasound to monitor tumor onset and growth in genetically engineered pancreatic cancer models
Uploaded: 2018-04-07T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 57 s
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Esta pesquisa foi apoiada pelo Deutsche Krebshilfe (grupo de Eder Max para AN: 110972), uma bolsa de tese de doutorado de DGVS (para SMB) e uma bolsa de Else Kröner Fresenius-Fundação- (para RGG) na Universidade Medical Center Goettingen. Agradecemos a Jutta Blumberg e Ulrike Wegner para assistência técnica especializada. Agradecemos também a todos os técnicos de animais nas instalações da Universidade Medical Center Goettingen para mouse mantendo animais. Todos os experimentos foram realizados de acordo com normas de bem-estar animal alemão.

Este protocolo está em conformidade com as orientações de cuidados com animais na universidade médica centro de Goettingen, Alemanha (33,9-42502-04-15/2056). Dependendo dos requisitos específicos de cada animal comissões de inquérito, algumas das etapas do protocolo podem ser modificadas em conformidade.
1. abdominal palpação dos ratos KPC
<ol><li>Para evitar exames desnecessários ultra-som, palpe o abdome do mouse para identificar os ratos que possivelmente podem suportar uma lesão intraabdominal e posteriormente devem ser submetidos a ecografia abdominal.<ol>
<li>Realize a palpação abdominal semanais a partir de 8 semanas de idade, no modelo do mouse KPC. Ultra-som de alta resolução também pode ser aplicada em modelos de tumor transplantado (por exemplo, orthotopics) ou outros modelos de rato geneticamente modificados. Nota: Dependendo do tumor cinética e estudo objetivo (estudo de prevenção, estudo de intervenção terapêutica), detecção de tumores muito pequenos (1-2 mm) é viável para o aparecimento de tumor do monitor antes de tumores podem ser palpados.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Coloque o mouse sobre a grade da gaiola e delicadamente Levante o mouse pela cauda e palpar o abdome suavemente indo para cima e para baixo com índice e o polegar da mão não-fixação (Figura 1).</li>
	<li>Se o mouse tolera palpação suave, vá aumentando lentamente a pressão. Uma maior resistência pode ser facilmente detectada no abdômen superior e inferior. Às vezes, difícil fezes podem ser erroneamente interpretadas como um tumor em massa.</li>
</ol>2. preparação do espaço de trabalho
<ol><li>Proporcionar espaço pelo menos três unidades de trabalho diferentes: área de pré-digitalização, digitalização gaiola de palco e recuperação. Material necessário são representados na Figura 2.</li>
	<li>Limpe a placa principal de trabalho (por exemplo, com 70% etanol) e ligue a plataforma de aquecimento antes da digitalização (Figura 3). Certifique-se que é atingida a temperatura de alvo de 38-40 ° C, antes do primeiro mouse é transferido.</li>
	<li>Ligue a máquina de ultra-som e criar uma nova pasta para os dados adquiridos (Figura 4). A configuração de modo-B é aplicada para a imagem latente abdominal. Além disso, certifique-se que o transdutor abdominal está conectado a porta ativa da máquina. Fixe a cabeça do transdutor na parte superior da fase de trabalho usando o transdutor de sistema de montagem.</li>
	<li>Preparar uma gaiola de recuperação em uma placa de aquecimento ou esteira térmica (ou lâmpada de aquecimento de uso) para garantir a termorregulação pós-processual e a rápida recuperação dos ratos digitalizados. Coloque uma camada fina de tecido como almofada no fundo da jaula para evitar a aspiração do fundamento com o risco de asfixia (Figura 5).</li>
</ol>3. anestesia por inalação
<ol><li>Proceda ao colocar um rato na câmara de indução. Abra a válvula de fluxo do gás portador (1 L/min de oxigênio ou ar) e definir a concentração de isoflurano para 4%, permitindo uma lentamente crescente saturação da câmara de indução. Certifique-se que isoflurano adequado eliminação (filtragem de passivo ou ativo) está no lugar. Após cerca de 2-4 min o mouse será geralmente sob sedação profunda.<ol>
<li>Manter a sedação através da administração de 2% de isoflurano através do cone de nariz na fase de trabalho.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Transferi com cuidado o animal da câmara de indução para a fase de trabalho. Verifique se o cone de nariz para um fluxo constante de gás. Colocar o focinho de rato no nariz cone de saída de linha de anestesia. A posição normal para a digitalização inicial é a posição supina. O mouse também pode ser colocado de lado esquerdo ou direito para aumentar a visibilidade da cabeça do pâncreas ou tumores da cauda (Figura 6).</li>
	<li>Embora ecografia abdominal não é doloroso por si, realize o teste do beliscão de pé como um indicador para uma condição livre de dor e estado profundamente anestésico. Se o mouse é ainda ativo ou movimentando-se ativamente, retransferência o animal de volta na câmara de indução para indução repetida e prolongada.</li>
	<li>Use pomada de proteção para evitar lesões da córnea devido a perda de líquidos.</li>
	<li>Durante a anestesia, use um sistema de monitoramento. No entanto, as ECG e temperatura retal não é regularmente usado para digitalização de ecografia abdominal. Importante, ratos perdem a capacidade de termorregulação sob anestesia. Portanto, observe de perto os sinais clínicos para hipotermia ou respiratória como ofegante ou apneia do sono. Se qualquer sintoma é óbvio paragem isoflurano e lugar o rato na gaiola recuperação imediatamente.</li>
</ol>4. o ultra-som configurações
<ol><li>Ligue o sistema de ultra-som, como descrito por instruções do fabricante. Verifique se que a configuração principal é colocada na imagem geral com o pacote abdominal ativado. Normalmente B-modo-imagem é usado para aquisição de dados como um padrão.</li>
	<li>Obter uma qualidade de imagem otimizada com os seguintes parâmetros: frequência de 40 MHz, 2D-ganho 25-30 dB, profundidade de 10 mm, 10 mm, largura da imagem da imagem 3 zonas focais com centro entre 3 a 6 mm.</li>
</ol>5. Mouse preparação
<ol><li>Fixe a extremidade superior e inferior, usando fita adesiva. Ser tão cuidadoso quanto possível para evitar qualquer prejuízo ao animal devido a fixação (Figura 7).</li>
	<li>Remova todas as peles abdominal usando eletrônicas tosquiadeiras do animal de estimação. Devido a textura da pele, comece da parte inferior do abdome até a caixa torácica. Cuide ao processus xiphoideus para evitar lesões de pele nesta área. Nota: Pelo de rato reflete ondas de ultra-som e diminui a visibilidade.</li>
	<li>Use creme depilatório para realizar uma preparação de pele otimizada e completa remoção de pelo. Administre uma fina camada de creme sobre o abdômen depilado usando pontas de algodão (Figura 8). Retire o creme de leite (após 30 s ou mais tarde, dependendo do creme usado) com tecidos secos, seguidos de muita água para remover completamente todos os remanescentes (Figura 9, Figura 10, Figura 11). Restos de creme podem causar irritações de pele e mucosa após o ultra-som e, portanto, podem afetar a saúde.</li>
	<li>Para garantir a adequada verificação condições aplicam-se abundância de gel de ultra-som para o abdômen (Figura 12). Geralmente, gel de ultra-som quente é usado para minimizar a hipotermia para o mouse.</li>
	<li>Manualmente, aplique uma camada fina de gel de ultra-som na cabeça do transdutor. Execute um teste tocando na ponta do transdutor com o entalhe. Na tela de um sinal no lado superior esquerdo pode ser visto se o transdutor é posicionado corretamente.</li>
</ol>6. abdominal ultra-som
<ol><li>Ajuste o transdutor sobre o abdômen, usando a pressão firme. Compactação pesada do abdômen do mouse pode levar a comprometimento respiratório ou circulatório e deve ser evitada.</li>
	<li>Varredura para cima e para baixo. Ajuste o quadro de plataforma de trabalho e as rodas para os eixos x e y.</li>
	<li>Como o primeiro passo identifica ambos os rins. Geralmente aparecem como estruturas homogêneas de hyperechogenic na parte inferior do abdome. O conectado renalis veia pode ser facilmente encontrado que leva ainda mais para a veia cava inferior (Figura 13).</li>
	<li>Use o lienalis veia serve como embarcação de Marco para o pâncreas. Tentativa de distinguir entre renalis veia e veia lienalis. A detecção da veia lienalis o pâncreas pode ser localizado exatamente. O pâncreas normal é bastante uma membrana que se propagam através da cavidade abdominal do que uma estrutura sólida (Figura 14 e Figura 15).</li>
</ol>7. no pâncreas Tumor deteção e avaliação de Volume
<ol><li>Identifica lesões no pâncreas de todas as estruturas circundantes. Eles geralmente aparecem como massas de tecido não-homogênea de redondas ou alongadas Hipoecoica (Figura 16). O tumor é geralmente firme e dificilmente pode ser comprimido pela cabeça de varredura. Nota, de vez em quando pode ser difícil de distinguir claramente entre um tumor e um loop de intestino. Preste atenção para o peristaltismo intestinal que não deve ser observada em tumores pancreáticos.</li>
	<li>Tela de deteção de tumor acima e para baixo para obter uma impressão do tamanho total e medir o diâmetro maior usando o compasso de calibre de ultra-som. Uma vez que encontra-se uma imagem adequada, congelar a tela e use a ferramenta ' medida ' para determinar com precisão o tamanho do tumor. Nota, para uso posterior, será importante diferenciar se um tumor é localizado na cabeça do pâncreas, corpo ou cauda.</li>
	<li>Antes de mudar de volta para o modo de viver, certifique-se de salvar fotos para registrar o trabalho. Observe, enquanto a congelar a imagem, que é possível que a roda de ajuste é liberada, e a sonda de ultra-som é ainda mais pressionada no abdômen de rato. Portanto, corrigi o ajuste da compressão antes de alterar o modo para congelar.</li>
	<li>Depois de terminar a medição do primeiro avião gire a cabeça de varredura de 90º em posição longitudinal (Figura 17), ou vire o mouse para o lado, para detectar a expansão longitudinal dos tumores. Alguns tumores podem exigir mudando a posição do mouse para visibilidade adequada. Para tumores da cauda do pâncreas, o mouse pode ser colocado de lado direito (Figura 10 e Figura 19), de tumores pancreáticos de cabeça no seu lado esquerdo (Figura 11 e Figura 20).</li>
</ol>8. quantificação do Volume do Tumor
Nota: Um dos objectivos principal de todos os esforços é a correta determinação do volume do tumor. Embora existam várias técnicas disponíveis um método de cálculo, incluindo a fórmula de um elipsoide é preferencial para a Universidade Medical Center Goettingen.
<ol><li>Equipado com todos os três diâmetros anteriormente obtidos, calcule o volume aproximado do tumor correspondente (Figura 21).</li>
	<li>Alternativamente, use um sistema de motor da cabeça de varredura para realizar uma verificação automatizada da região com o cálculo dos volumes subsequentes e 3-D-reconstrução de tumor.</li>
</ol>9. recuperação
<ol><li>Após a digitalização, remova com cuidado a fita adesiva de todos e cuidadosamente remover todo o gel ultrasom com pano seco.</li>
	<li>Transferi com cuidado o mouse para a gaiola de recuperação ( Figura 21). Evite qualquer tecido cobrindo o rosto de mouse´s que pode causar deficiência respiratória. Uma posição de lado para recuperação deve ser preferida.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Kersten, K., de Visser, K. E., van Miltenburg, M. H., Jonkers, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetically+engineered+mouse+models+in+oncology+research+and+cancer+medicine.">Genetically engineered mouse models in oncology research and cancer medicine.</a> EMBO Molecular Medicine. 9 (2), 137-153 (2017).</li><li>Olive, K. P., Politi, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Translational therapeutics in genetically engineered mouse models of cancer. (2), 131-143 (2014).</li><li>Westphalen, C. B., Olive, K. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetically+engineered+mouse+models+of+pancreatic+cancer.">Genetically engineered mouse models of pancreatic cancer.</a> The Cancer Journal. 18 (6), 502-510 (2012).</li><li>Hingorani, S. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Trp53R172H+and+KrasG12D+cooperate+to+promote+chromosomal+instability+and+widely+metastatic+pancreatic+ductal+adenocarcinoma+in+mice.">Trp53R172H and KrasG12D cooperate to promote chromosomal instability and widely metastatic pancreatic ductal adenocarcinoma in mice.</a> Cancer Cell. 7 (5), 469-483 (2005).</li><li>Frese, K. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=nab-Paclitaxel+potentiates+gemcitabine+activity+by+reducing+cytidine+deaminase+levels+in+a+mouse+model+of+pancreatic+cancer.">nab-Paclitaxel potentiates gemcitabine activity by reducing cytidine deaminase levels in a mouse model of pancreatic cancer.</a> Cancer Discovery. 2 (3), 260-269 (2012).</li><li>Paredes, J. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+non-invasive+method+of+quantifying+pancreatic+volume+in+mice+using+micro-MRI.">A non-invasive method of quantifying pancreatic volume in mice using micro-MRI.</a> PLoS One. 9 (3), e92263 (2014).</li><li>Boj, S. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organoid+models+of+human+and+mouse+ductal+pancreatic+cancer.">Organoid models of human and mouse ductal pancreatic cancer.</a> Cell. 160 (1-2), 324-338 (2015).</li><li>Aung, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Immunotargeting+of+Integrin+alpha6beta4+for+Single-Photon+Emission+Computed+Tomography+and+Near-Infrared+Fluorescence+Imaging+in+a+Pancreatic+Cancer+Model.">Immunotargeting of Integrin alpha6beta4 for Single-Photon Emission Computed Tomography and Near-Infrared Fluorescence Imaging in a Pancreatic Cancer Model.</a> Molecular Imaging. 15, (2016).</li><li>Akladios, C. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Contribution+of+microCT+structural+imaging+to+preclinical+evaluation+of+hepatocellular+carcinoma+chemotherapeutics+on+orthotopic+graft+in+ACI+rats.">Contribution of microCT structural imaging to preclinical evaluation of hepatocellular carcinoma chemotherapeutics on orthotopic graft in ACI rats.</a> Bulletin du Cancer. 98 (2), 120-132 (2011).</li><li>Neesse, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CTGF+antagonism+with+mAb+FG-3019+enhances+chemotherapy+response+without+increasing+drug+delivery+in+murine+ductal+pancreas+cancer.">CTGF antagonism with mAb FG-3019 enhances chemotherapy response without increasing drug delivery in murine ductal pancreas cancer.</a> Proceedings of the National Academy of Science USA. 110 (30), 12325-12330 (2013).</li><li>Sastra, S. A., Olive, K. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantification+of+murine+pancreatic+tumors+by+high-resolution+ultrasound.">Quantification of murine pancreatic tumors by high-resolution ultrasound.</a> Methods in Molecular Biology. 980, 249-266 (2013).</li></ol>

Os autores não têm nada para divulgar.

Com este protocolo, é fornecida uma descrição detalhada para quantificação dos tumores pancreáticos, utilizando imagens de ultra-som abdominal de alta resolução em modelos do rato geneticamente modificados. Recentemente, Sastra et al . publicaram uma descrição detalhada como quantificar tumores pancreáticos em modelos do rato, mas não visualizadas instruções sobre a preparação e manipulação como pré-requisito para todos os novos passos foram mostrados11. O objetivo gera...

Modelos de rato geneticamente ganharam uma importância crescente em pesquisa de câncer, devido à sua capacidade intimamente recapitular a natureza complexa de carcinogênese humana1,2,3. Um dos mais frequentemente usados modelos para estudar o desenvolvimento de câncer no pâncreas, progressão e resposta terapêutica é caracterizada por uma mutação ativando o oncogene Kras combinado com uma inativação do tumor supressor p534. Este LSL-Kras G12D / +; LSL-Trp53R172H / +; PDX-1-Cre modelo de mouse (KPC) imita a progressão por etapas de lesões pre-invasoras de neoplasia intra-epitelial pancreática (PanIN) para carcinoma invasivo. Fenotipicamente, quase todos os ratos desenvolvem PDAC dentro os primeiros seis meses após o nascimento. No entanto, em comparação com modelos transplantados, o modelo KPC revela um início de tumor altamente variável de 8 semanas a vários meses4. Uma vez que tumores pancreáticos alcança um certo tamanho (5-9 mm de diâmetro), rapidamente acelera o crescimento do tumor e ratos terá que estar matriculado em ensaios pré-clínicos5. Portanto, a detecção exata do aparecimento do tumor e o tamanho do tumor é um pré-requisito essencial para estudos pré-clínicos logística e monitoramento de terapia. Em geral, várias abordagens como ressonância magnética (MRI)6, computadorizada, digitalização7,8,9 ou ultra-som de alta resolução pode ser empregada para realizar triagem de tumor e terapia de10. Cada técnica tem suas vantagens e desvantagens. Apesar de MRI- ou tomografia computadorizada (CT)-imagem permite a aquisição de dados de alta resolução, assim como o cálculo de volumes precisos, tempo prolongado exame sob sedação geral, e um equipamento muito caro é necessário e não permite frequente digitalização por um longo período de tempo. Em contraste, o pequena animal ultra-sonografia é um método estabelecido que pode ser empregado para a tela para patologias abdominais em ratos11. Vantagens deste método de imagem são curtas de digitalização vezes, alta resolução, e a possibilidade de utilizar ultra-som doppler ou contraste aprimorado ultra-som (CEUS) para visualizar a perfusão dos órgãos em paralelo. No entanto, conhecimento anatômico, imaginação 3D e exaustivo treinamento prático são necessários para a interpretação correta da imagem.
No artigo a seguir, é fornecido um protocolo detalhado para a utilização de ultra-som de alta resolução no modelo KPC. Além disso, imagens de ultra-som padrão são retratadas e rotuladas com estruturas do órgão para facilitar a orientação para o investigador.

<table><tbody><tr><td>Visual Sonics Vevo2100 High Resolution Ultrasound System, including imaging stage and anesthesia line</td><td>FUJIFILM VisualSonics Inc, Canada</td><td>VS-11945</td><td></td></tr><tr><td>Vevo 2100 MicroScan Transducer MS-550-D (22-55MHz)</td><td>FUJIFILM VisualSonics Inc, Canada</td><td>VS-11874</td><td></td></tr><tr><td>Vevo Anesthesia System (anesthesia induction chamber with fresh and waste gas inlet)</td><td>FUJIFILM VisualSonics Inc, Canada</td><td>SA-12055</td><td></td></tr><tr><td>Vevo Imaging Station (working stage with nose cone for anesthesia supply)</td><td>FUJIFILM VisualSonics Inc, Canada</td><td>SA-11982</td><td></td></tr><tr><td>&amp;nbsp;electronic pet clippers</td><td>Panasonic Marketing Europe, Germany</td><td>5025232484324</td><td>Panasonic ER-PA10-s</td></tr><tr><td>Labotect Hot plate</td><td>Labor tech G&amp;ouml;ttingen, Germany</td><td>13854</td><td></td></tr><tr><td>eye cream (ophthalmic ointment)</td><td>Sch&amp;uuml;lke&amp;amp;Mayr, Germany</td><td>9080249</td><td></td></tr><tr><td>veterinary isoflurane</td><td>Abbvie, Germany</td><td>4831867</td><td></td></tr><tr><td>depilatory cream</td><td>RB healthcare UK, United Kingdom</td><td>8218535</td><td></td></tr><tr><td>70% ethanol (v/v) in distilled water</td><td>TH. Geyer, Germany</td><td>22941000</td><td></td></tr><tr><td>ultrasound gel</td><td>Asmuth, Germany</td><td>13477</td><td></td></tr><tr><td>tissue wipes</td><td>Kimberly-Clark Germany, Germany</td><td>7558</td><td></td></tr><tr><td>cotton tips</td><td>Meditrade, Germany</td><td>75481116</td><td></td></tr><tr><td>glass bowl for ultrasound gel</td><td>ARC France, France</td><td>H1149</td><td></td></tr><tr><td>water bowl</td><td>W &amp;amp; P Trading Co., USA</td><td>B00K2P6PLQ</td><td></td></tr><tr><td>gauze sponges</td><td>Fuhrmann, Germany</td><td>960504</td><td></td></tr></tbody></table>

utilizing high resolution ultrasound to monitor tumor onset and growth in genetically engineered pancreatic cancer models

O LSL-Kras G12D / +; LSL-Trp53R172H / +; PDX-1-Cre modelo de mouse (KPC) representa um modelo transgênico estabelecido e usado com frequência para avaliar novas terapias em câncer pancreático. Aparecimento de tumor é variável no modelo KPC entre 8 semanas e vários meses. Portanto, ferramentas de imagem não-invasivos são obrigadas a tela para o aparecimento de tumor e monitor para resposta ao tratamento. Para resolver esse problema, diferentes abordagens têm surgido nos últimos anos. Ultra-som de alta resolução tem grandes vantagens como não-invasividade, tempos de sessão rápida e uma alta resolução de imagem sem exposição à radiação. No entanto, ultra-som em ratos não é trivial e suficiente conhecimento anatômico e habilidades práticas são necessárias para executar com êxito o ultra-som de alta resolução em modelos pré-clínicos de câncer pancreático. Com o artigo a seguir, é apresentado um guia detalhado de hands-on para ecografia abdominal em murino modelos com um foco particular em modelos de câncer no pâncreas endógeno. Além disso, é fornecido um resumo dos erros comuns e como evitá-los.

Ecografia é uma técnica não-invasiva e versátil que é usada para resolver vários problemas em murino modelos de doenças humanas. Em comparação com todos os outras de imagem abordagens principais vantagens são eficiência alta produtividade, custo, tempo curto de aquisição e geração de imagens em tempo real. No entanto, esta ferramenta precisa de expertise para gerar imagens precisas e de alta qualidade. Particularmente no caso de artefatos indesejados pelo menos alguma exper...

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Utilizing High Resolution Ultrasound to Monitor Tumor Onset and Growth in Genetically Engineered Pancreatic Cancer Models

Este artigo descreve a utilização de ultra-som de alta resolução em camundongos geneticamente modificados câncer pancreático. O objetivo principal é fornecer uma instrução detalhada para detecção e avaliação de tumores pancreáticos endógenas.

Utilizando o ultra-som de alta resolução para o aparecimento de Tumor de Monitor e crescimento em modelos de câncer pancreático geneticamente modificados

The LSL-KrasG12D/+; LSL-Trp53R172H/+; Pdx-1-Cre (KPC) mouse model represents an established and frequently used transgenic model to evaluate novel ...

utilizing-high-resolution-ultrasound-to-monitor-tumor-onset-growth

Research

JoVE Journal

Cancer Research

10.7K visualizações.  University Medical Center Goettingen. Este artigo descreve a utilização de ultra-som de alta resolução em camundongos geneticamente modificados câncer pancreático. O objetivo principal é fornecer uma instrução detalhada para detecção e avaliação de tumores pancreáticos endógenas.

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Fluorescent Orthotopic Mouse Model of Pancreatic Cancer

Pancreatic cancer remains one of the cancers for which survival has not improved substantially in the last few decades. Only 7% of diagnosed patients will survive longer than five years. In order to understand and mimic the microenvironment of pancreatic tumors, we utilized a murine orthotopic model of pancreatic cancer that allows non-invasive imaging of tumor progression in real time. Pancreatic cancer cells expressing green fluorescent protein (PANC-1 GFP) were suspended in basement membrane matrix, high concentration, (e.g., Matrigel HC) with serum-free media and then injected into the tail of the pancreas via laparotomy. The cell suspension in the high concentration basement membrane matrix becomes a gel-like substance once it reaches room temperature; therefore, it gels when it comes in contact with the pancreas, creating a seal at the injection site and preventing any cell leakage. Tumor growth and metastasis to other organs are monitored in live animals by using fluorescence. It is critical to use the appropriate filters for excitation and emission of GFP. The steps for the orthotopic implantation are detailed in this article so researchers can easily replicate the procedure in nude mice. The main steps of this protocol are preparation of the cell suspension, surgical implantation, and whole body fluorescent in vivo imaging. This orthotopic model is designed to investigate the efficacy of novel therapeutics on primary and metastatic tumors.

A procedure to implant green fluorescent protein-expressing pancreatic cancer cells (PANC-1 GFP) orthotopically into the pancreas of Balb-c Ola Hsd-Fox1nu mice to assess tumor progression and metastasis is presented here.

Fluorescente modelo de camundongo ortotópico de câncer de pâncreas

Pancreatic cancer remains one of the cancers for which survival has not improved substantially in the last few decades. Only 7% of diagnosed patients will ...

Pesquisa do câncer

Ultrasound-Guided Orthotopic Implantation of Murine Pancreatic Ductal Adenocarcinoma

The recent success of immune checkpoint blockade in melanoma and lung adenocarcinoma has galvanized the field of immuno-oncology as well as revealed the limitations of current treatments, as the majority of patients do not respond to immunotherapy. Development of accurate preclinical models to quickly identify novel and effective therapeutic combinations are critical to address this unmet clinical need. Pancreatic ductal adenocarcinoma (PDA) is a canonical example of an immune checkpoint blockade resistant tumor with only 2% of patients responding to immunotherapy. The genetically engineered KrasG12D+/-;Trp53R172H+/-;Pdx-1 Cre (KPC) mouse model of PDA recapitulates human disease and is a valuable tool for assessing therapies for immunotherapy resistant in the preclinical setting, but time to tumor onset is highly variable. Surgical orthotopic tumor implantation models of PDA maintain the immunobiological hallmarks of the KPC tissue-specific tumor microenvironment (TME) but require a time-intensive procedure and introduce aberrant inflammation. Here, we use an ultrasound-guided orthotopic tumor implantation model (UG-OTIM) to non-invasively inject KPC-derived PDA cell lines directly into the mouse pancreas. UG-OTIM tumors grow in the endogenous tissue site, faithfully recapitulate histological features of the PDA TME, and reach enrollment-sized tumors for preclinical studies by four weeks after injection with minimal seeding on the peritoneal wall. The UG-OTIM system described here is a rapid and reproducible tumor model that may allow for high throughput analysis of novel therapeutic combinations in the murine PDA TME.

We describe a protocol for the ultrasound guided implantation of murine-derived pancreatic ductal adenocarcinoma cell lines directly into the native tumor site. This approach resulted in pancreatic tumors detectable by ultrasound scanning within 2-4 weeks of injection, and significantly reduced the proportion tumor cell seeding on the peritoneal wall as compared to surgical orthotopic implantation.

Implantação ortotópica guiada por ultrassom do Adenocarcinoma Ductal Pancreático murine

The recent success of immune checkpoint blockade in melanoma and lung adenocarcinoma has galvanized the field of immuno-oncology as well as revealed the ...

Detection of Lung Tumor Progression in Mice by Ultrasound Imaging

With ~1.6 million victims per year, lung cancer contributes tremendously to the worldwide burden of cancer. Lung cancer is partly driven by genetic alterations in oncogenes such as the KRAS oncogene, which constitutes ~25% of lung cancer cases. The difficulty in therapeutically targeting KRAS-driven lung cancer partly stems from having poor models that can mimic the progression of the disease in the lab. We describe a method that permits the relative quantification of primary KRAS lung tumors in a Cre-inducible LSL-KRAS G12D mouse model via ultrasound imaging. This method relies on brightness (B)-mode acquisition of the lung parenchyma. Tumors that are initially formed in this model are visualized as B-lines and can be quantified by counting the number of B-lines present in the acquired images. These would represent the relative tumor number formed on the surface of the mouse lung. As the formed tumors develop with time, they are perceived as deep clefts within the lung parenchyma. Since the circumference of the formed tumor is well-defined, calculating the relative tumor volume is achieved by measuring the length and width of the tumor and applying them in the formula used for tumor caliper measurements. Ultrasound imaging is a non-invasive, fast and user-friendly technique that is often used for tumor quantifications in mice. Although artifacts may appear when obtaining ultrasound images, it has been shown that this imaging technique is more advantageous for tumor quantifications in mice compared to other imaging techniques such as computed tomography (CT) imaging and bioluminescence imaging (BLI). Researchers can investigate novel therapeutic targets using this technique by comparing lung tumor initiation and progression between different groups of mice.

This protocol describes the steps taken to induce KRAS lung tumors in mice as well as the quantification of formed tumors by ultrasound imaging. Small tumors are visualized in early timepoints as B-lines. At later timepoints, relative tumor volume measurements are achieved by the measurement tool in the ultrasound software.

Detecção de Progressão do Tumor Pulmonar em Camundongos por ultrassom

With ~1.6 million victims per year, lung cancer contributes tremendously to the worldwide burden of cancer. Lung cancer is partly driven by genetic ...

Bioluminescent Orthotopic Model of Pancreatic Cancer Progression

Pancreatic cancer has an extremely poor five-year survival rate of 4-6%. New therapeutic options are critically needed and depend on improved understanding of pancreatic cancer biology. To better understand the interaction of cancer cells with the pancreatic microenvironment, we demonstrate an orthotopic model of pancreatic cancer that permits non-invasive monitoring of cancer progression. Luciferase-tagged pancreatic cancer cells are resuspended in Matrigel and delivered into the pancreatic tail during laparotomy. Matrigel solidifies at body temperature to prevent leakage of cancer cells during injection. Primary tumor growth and metastasis to distant organs are monitored following injection of the luciferase substrate luciferin, using in vivo imaging of bioluminescence emission from the cancer cells. In vivo imaging also may be used to track primary tumor recurrence after resection. This orthotopic model is suited to both syngeneic and xenograft models and may be used in pre-clinical trials to investigate the impact of novel anti-cancer therapeutics on the growth of the primary pancreatic tumor and metastasis.

Improved understanding of pancreatic cancer biology is critically needed to enable the development of better therapeutic options to treat pancreatic cancer. To address this need, we demonstrate an orthotopic model of pancreatic cancer that permits non-invasive monitoring of cancer progression using in vivo bioluminescence imaging.

Modelo ortotópico bioluminescente de progressão do câncer de pâncreas

Pancreatic cancer has an extremely poor five-year survival rate of 4-6%.  New therapeutic options are critically needed and depend on improved ...

Medicina

Generation of an Orthotopic Xenograft of Pancreatic Cancer Cells by Ultrasound-Guided Injection

Pancreatic cancer (PCa) represents one of the deadliest cancer types worldwide. The reasons for PCa malignancy mainly rely on its intrinsic malignant behavior and high resistance to therapeutic treatments. Indeed, despite many efforts, both standard chemotherapy and innovative target therapies have substantially failed when moved from preclinical evaluation to the clinical setting. In this scenario, the development of preclinical mouse models better mimicking in vivo characteristics of PCa is urgently needed to test newly developed drugs. The present protocol describes a method to generate a mouse model of PCa, represented by an orthotopic xenograft obtained by ultrasound-guided injection of human pancreatic tumor cells. Using such a reliable and minimally invasive protocol, we also provide evidence of in vivo engraftment and development of tumor masses, which can be monitored by ultrasound (US) imaging. A noteworthy aspect of the PCa model described here is the slow development of the tumor masses over time, which allows precise identification of the starting point for pharmacological treatments and better monitoring of the effects of therapeutic interventions. Moreover, the technique described here is an example of implementation of the 3Rs principles since it minimizes pain and suffering and directly improves the welfare of animals in research.

We present a protocol to generate a minimally invasive orthotopic pancreatic cancer model by ultrasound-guided injection of human pancreatic cancer cells and the subsequent monitoring of tumor growth in vivo by ultrasound imaging.

Geração de um xenoenxerto ortotópico de células cancerígenas pancreáticas por injeção guiada por ultrassom

Pancreatic cancer (PCa) represents one of the deadliest cancer types worldwide. The reasons for PCa malignancy mainly rely on its intrinsic malignant ...

High-Resolution Ultrasonography for the Analysis of Orthotopic ATC Tumors in a Genetically Engineered Mouse Model

Anaplastic thyroid carcinoma (ATC) is associated with a poor prognosis and short median survival time, but no effective treatment improves the outcomes significantly. Genetically engineered murine models that mimic ATC&#39;s progression may help researchers to study treatments for this disease. Crossing three different genotypes of mice, a TPO-cre/ERT2; BrafCA/wt; Trp53&#916;ex2-10/&#916;ex2-10&#160;transgenic ATC model was developed. The ATC murine model was induced by an intraperitoneal injection of tamoxifen with overexpression of BrafV600E and deletion of Trp53, and the tumors were generated within about 1 month. High-resolution ultrasound was applied to investigate the tumor initiation and progression, and the dynamic growth curve was obtained by measuring the tumor sizes. Compared to magnetic resonance imaging (MRI) and computed tomography scanning, ultrasound has advantages in observing the ATC murine model, such as being noninvasive, portable, in real-time, and without radiation exposure. High-resolution ultrasound is suitable for dynamic and multiple measurements. However, ultrasonographic examination of the thyroid in mice requires relevant anatomical knowledge and experience. This article provides a detailed procedure for utilizing high-resolution ultrasound to scan tumors in the transgenic ATC model. Meanwhile, ultrasonic parameter adjustment, ultrasound scanning skills, anesthesia and recovery of the animals, and other elements that need attention during the process are listed.

The present protocol describes high-frequency ultrasonography for visualizing the entire mouse thyroid gland and monitoring the growth of anaplastic thyroid carcinoma.

Ultrassonografia de Alta Resolução na Análise de Tumores Ortotópicos ATC em Modelo de Camundongo Geneticamente Modificado

Anaplastic thyroid carcinoma (ATC) is associated with a poor prognosis and short median survival time, but no effective treatment improves the outcomes ...

Imagem pancreática murina usando janela estabilizada implantada

Stabilized Window for Intravital Imaging of the Murine Pancreas

The physiology and pathophysiology of the pancreas are complex. Diseases of the pancreas, such as pancreatitis and pancreatic adenocarcinoma (PDAC) have high morbidity and mortality. Intravital imaging (IVI) is a powerful technique enabling the high-resolution imaging of tissues in both healthy and diseased states, allowing for real-time observation of cell dynamics. IVI of the murine pancreas presents significant challenges due to the deep visceral and compliant nature of the organ, which make it highly prone to damage and motion artifacts. 
Described here is the process of implantation of the Stabilized Window for Intravital imaging of the murine Pancreas (SWIP). The SWIP allows IVI of the murine pancreas in normal healthy states, during the transformation from the healthy pancreas to acute pancreatitis induced by cerulein, and in malignant states such as pancreatic tumors. In conjunction with genetically labeled cells or the administration of fluorescent dyes, the SWIP enables the measurement of single-cell and subcellular dynamics (including single-cell and collective migration) as well as serial imaging of the same region of interest over multiple days. 
The ability to capture tumor cell migration is of particular importance as the primary cause of cancer-related mortality in PDAC is the overwhelming metastatic burden. Understanding the physiological dynamics of metastasis in PDAC is a critical unmet need and crucial for improving patient prognosis. Overall, the SWIP provides improved imaging stability and expands the application of IVI in the healthy pancreas and malignant pancreas diseases.

Autor em destaque: Revolucionando a compreensão da doença pancreática por meio de imagens intravitais avançadas 

We present a protocol for the surgical implantation of a stabilized indwelling optical window for subcellular-resolution imaging of the murine pancreas, allowing serial and longitudinal studies of the healthy and diseased pancreas.

Janela estabilizada para imagem intravital do pâncreas murino

The physiology and pathophysiology of the pancreas are complex. Diseases of the pancreas, such as pancreatitis and pancreatic adenocarcinoma (PDAC) have ...

Dynamic Contrast Enhanced Magnetic Resonance Imaging of an Orthotopic Pancreatic Cancer Mouse Model

Dynamic contrast enhanced magnetic resonance imaging (DCE-MRI) has been limitedly used for orthotopic pancreatic tumor xenografts due to severe respiratory motion artifact in the abdominal area. Orthotopic tumor models offer advantages over subcutaneous ones, because those can reflect the primary tumor microenvironment affecting blood supply, neovascularization, and tumor cell invasion. We have recently established a protocol of DCE-MRI of orthotopic pancreatic tumor xenografts in mouse models by securing tumors with an orthogonally bent plastic board to prevent motion transfer from the chest region during imaging. The pressure by this board was localized on the abdominal area, and has not resulted in respiratory difficulty of the animals. This article demonstrates the detailed procedure of orthotopic pancreatic tumor modeling using small animals and DCE-MRI of the tumor xenografts. Quantification method of pharmacokinetic parameters in DCE-MRI is also introduced. The procedure described in this article will assist investigators to apply DCE-MRI for orthotopic gastrointestinal cancer mouse models.

The goal of this protocol is to apply dynamic contrast enhanced magnetic resonance imaging (DCE-MRI) for orthotopic pancreatic tumor xenografts in mice. DCE-MRI is a non-invasive method to analyze microvasculature in a target tissue, and useful to assess vascular response in a tumor following a novel therapy.

Utilizando o ultra-som de alta resolução para o aparecimento de Tumor de Monitor e crescimento em modelos de câncer pancreático geneticamente modificados

Resumo

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Capítulos neste vídeo

Fluorescente modelo de camundongo ortotópico de câncer de pâncreas

Implantação ortotópica guiada por ultrassom do Adenocarcinoma Ductal Pancreático murine

Detecção de Progressão do Tumor Pulmonar em Camundongos por ultrassom

Modelo ortotópico bioluminescente de progressão do câncer de pâncreas

Geração de um xenoenxerto ortotópico de células cancerígenas pancreáticas por injeção guiada por ultrassom

Ultrassonografia de Alta Resolução na Análise de Tumores Ortotópicos ATC em Modelo de Camundongo Geneticamente Modificado

Janela estabilizada para imagem intravital do pâncreas murino

Janela estabilizada para imagem intravital do pâncreas murino

Janela estabilizada para imagem intravital do pâncreas murino

Contraste Dinâmico aprimorada Ressonância Magnética de um Modelo de câncer de pâncreas Orthotopic Rato