Agradecemos aos membros do laboratório Gross pela leitura crítica do manuscrito e seus comentários e conselhos. Agradecemos ao Caenorhabditis Genetics Center (CGC), que é financiado pelo National Institutes of Health Office of Research Infrastructure Programs (P40 OD010440), por fornecer algumas das cepas. Esta pesquisa foi apoiada por uma bolsa da Vitalunga Ltd e da Israel Science Foundation (processo nº 989/19). A figura do resumo gráfico (Figura 1) foi gerada com BioRender.com.

NOTA: Para maior comodidade dos leitores, dividimos o protocolo em duas partes: uma enfoca o protocolo de medição de mitofagia em C. elegans, e a outra foca o protocolo de medição de mitofagia em células hepáticas. A lista de materiais pode ser encontrada na Tabela de Materiais fornecidos.
1. O protocolo de C. elegans
<ol><li>Preparo das placas de meio de cultura do nematoide (NGM) e do estoque bacteriano OP50 de Escherichia coli OBS: A título de esclarecimento, embora tenhamos seguido protocolos padronizados para a preparação das placas NGM e estoque bacteriano OP5025,26, reconhecemos que pode haver variações nesses protocolos entre diferentes laboratórios. Portanto, incluímos os protocolos completos para garantir a replicação precisa do experimento.<ol><li>Fazer um tampão fosfato de potássio 1 M, pH 6, adicionando ~150 mL de 1 M K 2 HPO 4 a 500 mL de 1 M KH2PO4 solução até atingir pH 6. Esterilize o tampão passando-o através de um filtro/sistema de armazenamento a vácuo de 0,22 μm.</li>
		<li>Fabricar 0,1 M de cloreto de cálcio (CaCl 2) e sulfato de magnésio (MgSO4) e esterilizá-los com um filtro de seringa de0,2 μm.</li>
		<li>Preparar 5 mg/mL de colesterol em etanol absoluto. NOTA: Como o colesterol é preparado em etanol, não o filtre.</li>
		<li>Preparar NGM-ágar dissolvendo 1,5 g de cloreto de sódio (NaCl), 1,25 g de peptona e 8,5 g de ágar em 500 mL de água bidestilada (DDW). Autoclave e deixe esfriar até ~55 °C.</li>
		<li>Em condições estéreis, adicionar 12,5 mL de tampão fosfato de potássio (pH 6), 0,5 mL de CaCl2 0,1 M, 0,5 mL de MgSO4 0,1 M e 1 mL de colesterol 5 mg/mL. Misture bem após cada adição.</li>
		<li>Adicionar 4 mL do ágar-NGM fundido a cada placa de 35 mm. Deixe os pratos durante a noite para solidificar à temperatura ambiente (RT, ~21 °C).</li>
		<li>Para fazer placas de ágar Luria-Bertani (LB), dissolver 5 g de NaCl, 5 g de triptona, 2,5 g de extrato de levedura e 7,5 g de ágar em 400 mL de água destilada e deionizada (DDW), ajustar o pH da solução para 7,0, levar o volume até 500 mL com DDW e autoclave. Uma vez arrefecida a solução a 55 °C, deite 25 ml da mistura em cada placa de Petri de 90 mm e deixe secar as placas durante 2 dias à temperatura ambiente. Em seguida, estique as bactérias OP50 nas placas de LB secas do estoque de glicerol e incube a 37 °C durante a noite para obter colônias únicas.</li>
		<li>Preparar 2x triptona de levedura (YT) dissolvendo 8 g de triptona, 5 g de extrato de levedura e 2,5 g de cloreto de sódio (NaCl) em 0,5 L de DDW. Ajuste o pH para 7 e autoclave.</li>
		<li>Após o resfriamento, inocular uma colônia de bactérias OP50 da placa LB recém-estriada em 50 mL de meio 2x YT em um frasco de Erlenmeyer de 250 mL. Agitar a 37 °C e 250 rpm até uma densidade óptica (OD600) de aproximadamente 0,6.</li>
	</ol></li>
	<li>Preparação do veículo e das placas experimentais<ol><li>Adicionar 100 μL de bactérias OP50 ao centro de cada placa de ágar-NGM de 35 mm. Secar durante a noite em RT (temperatura ambiente, 21 °C).</li>
		<li>Preparar 0,5 M VL-850 em DMSO e diluir para 10 mM VL-850 usando tampão M9 (22 mM KH 2 PO 4, 42 mM Na2HPO 4, 86 mM NaCl, pH 7e 1 mM MgSO 4)26. Confirme se o pH é 7,0 (caso contrário, titular com HCl 0,1 M) e filtre e esterilize a solução com um filtro de seringa de 0,22 μm. Prepare o veículo como descrito acima, mas sem a droga (neste caso, VL-850). Fazer FCCP 50 mM em DMSO, diluir para FCCP 1 mM com tampão M9 e filtrar-esterilizar a solução com um filtro de seringa de 0,22 μm.</li>
		<li>Adicionar 25 μL de veículo (controle negativo), FCCP (controle positivo; 5 μM) ou VL-850 (tratamento experimental; 62,5 μM) às placas NGM semeadas separadamente no gramado bacteriano.</li>
		<li>Cubra as placas com papel alumínio e deixe-as secar em RT (temperatura ambiente, 21 °C). Use as placas após ~16 h.</li>
	</ol></li>
	<li>Obtenção sincronizada de adultos jovens hermafroditas de C. elegans<ol><li>Faça 1 L de tampão M9 com 22 mM KH 2 PO 4, 42 mM Na2HPO4 e 86 mM NaCl. Esterilizar em autoclave e deixar esfriar. Uma vez resfriado, adicionar 1 mL de 1 mM de MgSO4 (0,22 μm esterilizado por filtro).</li>
		<li>Misturar 0,8 ml de hidróxido de sódio a 2,5 N e 1 ml de uma solução a 5% de hipoclorito de sódio com 2,2 ml de DDW para criar 4 ml de solução alcalina de hipoclorito (concentração final de 0,5 N para hidróxido de sódio e 1,25% para hipoclorito de sódio).</li>
		<li>Coletar os vermes (hermafroditas gravídicos) em um tubo cônico de 15 mL lavando as placas de NGM com 1 mL de tampão M9 3x para garantir que todas as mães tenham sido coletadas no tubo.</li>
		<li>Sedimentar os vermes por centrifugação a 500 × g por 1 min e descartar o sobrenadante até restar um volume de 1 mL.</li>
		<li>Adicionar 1 mL de solução alcalina de hipoclorito e misturar invertendo o tubo 5x. Vórtice suavemente o tubo por 3 minutos para auxiliar a liberação de ovos e observe o estado dos vermes sob um estereoscópio dissecante.</li>
		<li>Quando aproximadamente 50% dos vermes estiverem quebrados, adicionar 5 mL de tampão M9 e sedimentar imediatamente os ovos centrifugando por 1 min a 500 × g.</li>
		<li>Retire o sobrenadante cuidadosamente sem perturbar o pellet. Adicionar 5 mL de tampão M9 e repetir o procedimento de lavagem 2x.</li>
		<li>Remova o sobrenadante até restar 2 mL e gire o tubo (rotação de 360°) a 20 rpm por ~16 h (TR, 21 °C) para obter larvas L1 sincronizadas. A partir deste tubo, pegue uma gota de 5 μL em uma lâmina de vidro, conte o número de larvas sob um estereoscópio, repita este passo 3x, faça uma média das três contagens e estime o número de vermes por microlitro (μL). Com base nesses cálculos, adicione ~200 larvas por placa NGM semeada com bactérias OP50.</li>
		<li>Cultivar as larvas L1 a 21 °C por ~48 h até a fase adulta jovem.</li>
	</ol></li>
	<li>Tratamento medicamentoso e procedimento microscópico<ol><li>Coloque 100 vermes em cada uma das placas experimentais ou de controle. Certifique-se de que as placas negativas, positivas e experimentais contenham o veículo, 5 μM FCCP e 62,5 μM VL-850, respectivamente. Incubar a 21 °C durante 6 h.</li>
		<li>Use 1 mL de tampão M9 para lavar os vermes de cada placa em um tubo de microcentrífuga de 1,7 mL. Gire o tubo brevemente (~3 s) em uma minicentrífuga. Em seguida, descarte o sobrenadante pipetando o tampão M9 suavemente sem perturbar a pelota de verme. Repita este passo de lavagem 2x e, em seguida, remova suavemente o sobrenadante sem perturbar a pastilha de minhoca.</li>
		<li>Adicionar 200 μL de tampão M9, que contém 0,1% v/v Poloxamer 188, 0,1% v/v Pluronic F127 e 2 μL do reagente do kit de coloração, à pastilha de minhoca. Deixe a mistura girar a 20 rpm (rotação de 360°) por 1 h em RT (temperatura ambiente, 21 °C). Para proteger os corantes da luz, cubra os tubos com papel alumínio.</li>
		<li>Gire os vermes suavemente, conforme descrito na etapa 1.3.4. Em seguida, remova a solução de coloração sem perturbar a pastilha de verme. Em seguida, lave as minhocas conforme descrito na etapa 1.3.2 e transfira-as para uma placa de ágar-NGM semeada contendo o tratamento adequado - por exemplo, as minhocas tratadas com FCCP são transferidas para uma placa contendo FCCP. Cubra as placas com papel alumínio porque o reagente de coloração é sensível à luz. OBS: Transferimos os vermes para placas de cultura contendo bactérias e o agente de tratamento correspondente para minimizar o ruído de fundo devido ao excesso de corante. Por exemplo, vermes tratados com FCCP foram transferidos para placas suplementadas com FCCP, e assim por diante.</li>
		<li>Lave as minhocas das placas em tubos de microcentrífuga frescos usando 1 mL de tampão M9; Lave as minhocas da mesma maneira 2x. Em seguida, fixar os vermes com formol a 1% no gelo por 30 min e lavar os vermes com 1 mL de tampão M9 3x para remover o formaldeído residual. Após as lavagens, gire os vermes até um pellet e aspirar a quantidade máxima de sobrenadante, mantendo o pellet de verme intacto em 10 μL de M9.</li>
		<li>Para preparar a agarose a 2,5%, pesar 0,125 g de agarose num tubo de ensaio de vidro borossilicato de 10 ml, adicionar 5 ml de tampão M9 e dissolver a agarose aquecendo suavemente o tubo com um queimador de Bunsen. Transfira a agarose derretida para um banho seco regulado a 75 °C e, com uma ponta de 1 mL, coloque 100 μL da agarose derretida em um vidro de cobertura do microscópio Deckgläser (24 mm x 60 mm). Imediatamente, coloque outra lâmina perpendicularmente sobre a gota de agarose, formando uma forma de cruz. Aguarde ~2 min, e separe suavemente as lâminas empurrando (suavemente) o vidro da tampa superior, deixando assim a almofada de agarose na tampa inferior. NOTA: Tenha cuidado ao aquecer a agarose no tubo e certifique-se de que o tubo é mantido longe do corpo. Cortar a borda da ponta de 1 mL para minimizar a coagulação da agarose.</li>
		<li>Transfira os vermes para a almofada de agarose com uma pipeta de vidro Pasteur (ou seja, toda a quantidade no tubo, ~10 μL). Retire o excesso de líquido com um pavio feito de um lenço de laboratório e, em seguida, cubra as minhocas com uma lâmina de cobertura menor (24 mm x 40 mm). Aplique esmalte transparente na periferia da lâmina de cobertura menor para evitar a evaporação. Coloque o slide em uma caixa escura para protegê-lo da luz.</li>
		<li>Use um microscópio confocal para obter imagens dos vermes dentro de 24 h nos comprimentos de onda apropriados (veja abaixo) usando uma lente de aumento de 60x.<ol><li>Coloque a lâmina no palco do microscópio.</li>
			<li>Abra o software de imagem e clique com o botão direito do mouse na área cinza do software. Aquisição Aberta | Almofada Completa Ti2 | Aquisição ND | LUTs clicando nas opções no pop-up que surge como resultado do clique direito.</li>
			<li>Em Ti2 Full Pad, selecione 60x.</li>
			<li>Em Aquisição, selecione Ocular DIA e coloque os vermes em foco usando o botão de foco fino do microscópio. Em Aquisição, selecione Disco giratório e escolha a opção 16 bits - Sem binning. Para cada filtro de fluorescência, defina o Tempo de exposição para 500 ms e 20 ms para Brightfield. Depois que esses parâmetros estiverem definidos, selecione Executar agora e aguarde até que a imagem de saída seja gerada como um arquivo ND2. NOTA: O tempo de exposição precisa ser determinado experimentalmente, pois diferentes configurações de imagem têm características diferentes. Use tabelas de pesquisa (LUTs) para examinar a intensidade de fluorescência para cada comprimento de onda.</li>
		</ol></li>
	</ol></li>
	<li>Análise das imagens<ol><li>Abra as imagens confocais (aqui, arquivos Nikon ND2) no ImageJ27 com o plugin de colocalização. Cada arquivo ND contém planos de imagem obtidos em três comprimentos de onda (usando filtros DAPI, GFP/FITC [verde] e Texas Red [vermelho]) e luz visível. Para acessar essas imagens, abra o arquivo ND no servidor ImageJ e selecione Dividir imagens na caixa de diálogo. Trabalhe com imagens de campo brilhante (BF), canal verde e canal vermelho.</li>
		<li>Gere duplicatas dessas imagens para manter a imagem original intocada clicando em Imagem | Duplique ou use o atalho de teclado Shift + D.</li>
		<li>Para reduzir o plano de fundo, gere outra duplicata da imagem, como mencionado acima. Subtraia o plano de fundo com um raio de rolagem de 100 e selecione a opção Criar plano de fundo (não subtrair) para gerar uma imagem com o plano de fundo da imagem fornecida. Em seguida, vá para Processo | Calculadora de Imagem e subtraia a primeira imagem duplicada da segunda imagem duplicada. Use as imagens resultantes para a análise de colocalização.</li>
		<li>Para usar o plugin de colocalização, converta as imagens do canal verde e vermelho em 8 bits. Para isso, clique em Imagem | Tipo | 8 bits.</li>
		<li>Clique em Plugins | Colocalização. Para medir a colocalização de mitocôndrias e sinais lisossômicos usando o plugin de colocalização (veja acima), use os seguintes parâmetros: Razão = 75%, Canal vermelho limiar = 80,0, Canal verde limiar = 50,0. A saída é uma imagem binária de 8 bits contendo puncta colocalizado e uma combinação das três imagens de 8 bits (verde, vermelho e a imagem colocalizada) em uma imagem RGB.</li>
		<li>Concentre-se na puncta no músculo da parede do corpo da cabeça dos vermes selecionando manualmente esta área e criando uma máscara clicando em Editar | Seleção | Create Mask, que seleciona a região de interesse (Figura 2A, B). Remova seletivamente outras entidades coradas (por exemplo, os músculos faríngeos) para analisar a região muscular da parede do corpo da cabeça.</li>
		<li>Para selecionar as partículas na região de interesse (ROI), selecione as imagens de 8 bits e máscara colocalizadas usando a calculadora de imagens. Em seguida, use a operação AND (Figura 3A) para selecionar o ponto na ROI. Isso gera uma imagem com pontos na ROI (Figura 3B).</li>
		<li>Para analisar a área das mitocôndrias e lisossomos colocalizados, selecione Analisar | Analise as partículas e meça a soma dos pontos entre 0,1625 μm 2 e 4 μm2.</li>
	</ol></li>
</ol>2. O protocolo de células cancerosas Hep-3B
<ol><li>Preparando a solução estoque de medicamentos<ol><li>Preparar 100 mM VL-850 em DMSO. Diluir a 5 mM com tampão HEPES 0,5 M, pH 7,3, e esterilizar a solução com filtro de seringa de 0,22 μm. Em seguida, prepare o veículo como descrito anteriormente, mas sem a droga (neste caso, VL-850).</li>
	</ol></li>
	<li>Cultura de células Hep-3B para experimento, tratamento medicamentoso e procedimento de microscopia<ol><li>Cultivar células Hep-3B em placas de cultura de tecidos de 10 cm contendo o meio de águia modificado de Dulbecco (DMEM) suplementado com 10% de soro fetal bovino (FBS) inativado pelo calor, 2% de L-glutamina e 1% de tetraciclina (doravante denominada DMEM completo). Incubar as células a 37 °C e 5% de CO2.</li>
		<li>Escolha uma placa de células Hep-3B que exiba 70%-80% de confluência celular (fase logarítmica de crescimento), remova o meio e lave a placa com 5 mL de solução salina tamponada com fosfato (PBS) pré-aquecida. Remover o PBS e incubar as células com 1 mL de tripsina 0,25% pré-aquecida/EDTA 0,02% por ~3 min a 37 °C; observar as células ao microscópio de cultura de tecidos (10x). Pare a digestão de tripsina quando as células se tornam redondas e comece a dissociar-se da placa adicionando 5 mL de DMEM completo. Centrifugar as células a 1.000 × g por 5 min, remover o sobrenadante e ressuspender as células em 5 mL de DMEM completo.</li>
		<li>Determine a concentração celular. Misturar 50 μL da suspensão celular com 50 μL de azul de tripano. Conte as células usando um contador de células automatizado ou usando um hemocitômetro 5x, e faça uma média dessas contagens para garantir a precisão das contagens.</li>
		<li>Semeando 42.000 células Hep3G em cada lâmina de μ de 8 poços em 400 μL de DMEM completo (conforme descrito acima). Incubar as células durante 24 h a 37 °C e 5% CO2.</li>
		<li>Após 24 h com ~80%-85% de confluência, remova 250 μL de meio de cada um dos poços e adicione 50 μL de meio com o tratamento ou veículo apropriado. Para seguir este protocolo, tratar as células com 100 μM VL-850, 5 μM FCCP e um veículo como controle.</li>
		<li>Após 6 h de incubação com os compostos, adicionar 50 μL de meio a cada poço contendo o reagente corante (0,5 μL de corante para 250 μL em cada poço). Incubar as células com o corante durante 30 min a 37 °C e 5% de CO2. NOTA: Como o reagente de coloração é sensível à luz, minimize a exposição à luz cobrindo as amostras com papel alumínio e trabalhando em um ambiente de pouca luz (se possível).</li>
		<li>Usando uma pipeta de 200 μL, remova suavemente todo o meio (250 μL) de cada poço e, em seguida, lave as células com 200 μL de PBS pré-aquecido.</li>
		<li>Fixar as células com 200 μL de solução fixadora contendo formaldeído a 4% e glutaraldeído a 2,5% preparada em PBS por 15 min em TR.</li>
		<li>Decantar a solução fixadora e lavar brevemente com 200 μL de PBS.</li>
		<li>Adicionar 200 μL de PBS, manter as células cobertas e protegidas da luz a 4 °C e imagem dentro de 24 h. OBS: Utilizamos o microscópio confocal de disco giratório em quatro canais, incluindo DIC, TRITC, FITC e DAPI, conforme passo 1.4.8. Obtivemos imagens de ~300 células por tratamento.</li>
	</ol></li>
	<li>Análise das imagens<ol><li>Execute as etapas 1.5.1-1.5.5. Para obter a ROI das células, gere uma imagem que destaque a área das células. Para isso, escolha uma imagem de pontos colocalizados (RGB) (Figura 4A). Para selecionar toda a área da célula, selecione Processo | Binário | Crie Mask para obter uma imagem binária (Figura 4B). Para analisar a área da célula, selecione Analisar | Analise partículas e meça todas as partículas na imagem de 0 ao infinito, que é a configuração padrão para Analisar partículas.</li>
		<li>Para analisar a área das mitocôndrias e lisossomos colocalizados, selecione uma imagem colocalizada de 8 bits, converta-a em binária selecionando Processo | Binário | Tornar binário, selecione Analisar | Analise as partículas e meça a soma dos pontos entre 0,1625 μm 2 e 4 μm2. Para medir os pontos colocalizados, divida a área das mitocôndrias e lisossomos colocalizados pela área celular total.</li>
	</ol></li>
</ol>

Quantificando a mitofagia em C. elegans e uma linha celular de câncer de fígado

<ol>
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Y., Mizushima, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lysosome+biology+in+autophagy.">Lysosome biology in autophagy.</a> Cell Discovery. 6, 6 (2020).</li><li>Katayama, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visualizing+and+modulating+mitophagy+for+therapeutic+studies+of+neurodegeneration.">Visualizing and modulating mitophagy for therapeutic studies of neurodegeneration.</a> Cell. 181 (5), 1176-1187 (2020).</li><li>Shpilka, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=UPR(mt)+scales+mitochondrial+network+expansion+with+protein+synthesis+via+mitochondrial+import+in+Caenorhabditis+elegans.">UPR(mt) scales mitochondrial network expansion with protein synthesis via mitochondrial import in Caenorhabditis elegans.</a> Nature Communications. 12, 479 (2021).</li><li>Liao, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+degradation+of+TMEM166+by+autophagy+promotes+AMPK+activation+to+protect+SH-SY5Y+cells+exposed+to+MPP().">The degradation of TMEM166 by autophagy promotes AMPK activation to protect SH-SY5Y cells exposed to MPP().</a> Cells. 11 (17), 2706 (2022).</li><li>Srivastava, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distinct+designer+diamines+promote+mitophagy,+and+thereby+enhance+healthspan+in+C.+elegans+and+protect+human+cells+against+oxidative+damage.">Distinct designer diamines promote mitophagy, and thereby enhance healthspan in C. elegans and protect human cells against oxidative damage.</a> Autophagy. 19 (2), 474-504 (2022).</li><li>Georgakopoulos, N. D., Wells, G., Campanella, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+pharmacological+regulation+of+cellular+mitophagy.">The pharmacological regulation of cellular mitophagy.</a> Nature Chemical Biology. 13 (2), 136-146 (2017).</li><li>Porta-de-la-Riva, M., Fontrodona, L., Villanueva, A., Cer&#243;n, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Basic+Caenorhabditis+elegans+methods:+Synchronization+and+observation.">Basic Caenorhabditis elegans methods: Synchronization and observation.</a> Journal of Visualized Experiments. (64), e4019 (2012).</li><li>Wood, W. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Nematode Caenorhabditis Elegans. , (1988).</li><li>Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=NIH+Image+to+ImageJ:+25+years+of+image+analysis.">NIH Image to ImageJ: 25 years of image analysis.</a> Nature Methods. 9 (7), 671-675 (2012).</li><li>Knowles, B. B., Howe, C. C., Aden, D. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Human+hepatocellular+carcinoma+cell+lines+secrete+the+major+plasma+proteins+and+hepatitis+B+surface+antigen.">Human hepatocellular carcinoma cell lines secrete the major plasma proteins and hepatitis B surface antigen.</a> Science. 209 (4455), 497-499 (1980).</li><li>Ant&#243;n, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Human+Atg8-cardiolipin+interactions+in+mitophagy:+Specific+properties+of+LC3B,+GABARAPL2+and+GABARAP.">Human Atg8-cardiolipin interactions in mitophagy: Specific properties of LC3B, GABARAPL2 and GABARAP.</a> Autophagy. 12 (12), 2386-2403 (2016).</li></ol>

Os autores declaram não haver conflitos de interesse.

Múltiplas vias de mitofagia envolvem várias proteínas e biomoléculas (por exemplo, cardiolipina29). Entretanto, o desfecho dessas vias é semelhante, a degradação das mitocôndrias por enzimas lisossômicas12,13. De fato, vários métodos utilizam esse desfecho para quantificar a mitofagia. No entanto, alguns métodos, como a microscopia eletrônica, exigem acesso a equipamentos caros, especialistas treinados e um tempo de preparaç?...

As mitocôndrias são essenciais para todos os animais aeróbicos, incluindo os seres humanos. Eles convertem a energia química das biomoléculas em trifosfato de adenosina (ATP) via fosforilação oxidativa1, sintetizam heme2, degradam ácidos graxos através da oxidação β3, regulam a homeostase do cálcio4 e ferro5, controlam a morte celular pela apoptose6 e geram espécies reativas de oxigênio (EROs), que desempenham um papel vital na homeostase redox7. Dois processos complementares e opostos mantêm a integridade e o bom funcionamento das mitocôndrias: a síntese de novos componentes mitocondriais (biogênese) e a remoção seletiva dos danificados através da autofagia mitocondrial (i.e., mitofagia)8.
Várias vias mitofágicas são mediadas por enzimas, como PINK1/Parkin, e receptores, incluindo FUNDC1, FKBP8 e BNIP/NIX 9,10. Notadamente, a degradação seletiva de componentes mitocondriais pode ocorrer independentemente da maquinaria autofagossomal (isto é, através de vesículas derivadas da mitocôndria)11. No entanto, os desfechos das diferentes vias de mitofagia seletiva são semelhantes (i.e., degradação mitocondrial por enzimas lisossômicas)12,13. Por essa razão, vários métodos de identificação e mensuração da mitofagia dependem da colocalização de marcadores mitocondriais e lisossômicos 14,15,16,17 e diminuição dos níveis de proteínas mitocondriais/DNA mitocondrial 18.
A seguir, uma descrição concisa das metodologias experimentais existentes para medir a mitofagia em células animais usando microscopia de fluorescência, enfatizando a fase final da mitofagia.
Biossensores de mitofagia A degradação mitocondrial ocorre no ambiente ácido do lisossomo19. Portanto, os componentes mitocondriais, incluindo proteínas, experimentam uma mudança de um pH neutro para um pH ácido no final do processo de mitofagia. Esse padrão sustenta o mecanismo de ação de vários biossensores mitofágicos, incluindo mito-Rosella18 e mCherry-GFP-FIS1 em tandem114. Esses sensores contêm uma proteína de fluorescência verde sensível ao pH (GFP) e uma proteína de fluorescência vermelha (RFP) insensível ao pH. Portanto, no final da mitofagia, a razão de fluorescência verde-vermelho cai significativamente devido à extinção do fluoróforo GFP. As principais limitações desses sensores são (1) possível transferência de energia de ressonância de Förster (FRET) entre os fluoróforos; (2) a taxa de maturação diferencial de GFP e RFP; (3) dissociação entre GFP e RFP devido à clivagem proteolítica do polipeptídeo que as conecta; (4) sobreposição de fluorescência-emissão; e (5) brilho diferencial do fluoróforo e têmpera15,16.
Um sensor que supera algumas dessas limitações é o sensor mitocondrialKeima17. O sensor mt-Keima (derivado da proteína coral Keima) exibe um único pico de emissão (620 nm). No entanto, seus picos de excitação são sensíveis ao pH. Como resultado, há uma transição de uma excitação verde (440 nm) para uma excitação vermelha (586 nm) ao mudar de um pH elevado para um pH ácido16,17. Um sensor de mitofagia mais recente, o Mito-SRAI, tem avançado o campo ao permitir medições em amostras biológicas fixas20. No entanto, apesar das muitas vantagens dos sensores genéticos, como a capacidade de expressá-los em tecidos/células específicos e direcioná-los para compartimentos mitocondriais distintos, eles também apresentam limitações. Uma limitação é que os sensores genéticos precisam ser expressos em células ou animais, o que pode ser demorado e intensivo em recursos.
Além disso, a expressão dos sensores dentro das próprias mitocôndrias pode influenciar a função mitocondrial. Por exemplo, a expressão de GFP mitocondrial (mtGFP) nos músculos da parede do corpo do verme C. elegans expande a rede mitocondrial21. Esse fenótipo depende da função do fator de transcrição ativado por estresse ATFS-1, que desempenha um papel essencial na ativação da resposta proteica desdobrada na mitocôndria (UPRmt)21. Portanto, embora os biossensores mitocondria/mitofagia codificados geneticamente sejam extremamente úteis para monitorar a homeostase mitocondrial in vivo, eles podem afetar o próprio processo que são projetados para medir.
Anticorpos e corantes mitocondria/lisossomos específicos Outra estratégia para testar a colocalização mitocondrial/lisossomal é a utilização de anticorpos contra proteínas mitocondriais/lisossomais, como a proteína de membrana externa mitocondrial TOM20 e a proteína de membrana associada lisossomal 1 (LAMP1)22. Na maioria dos casos, anticorpos secundários que são conjugados a um fluoróforo são usados para detectar o sinal de fluorescência via microscopia. Outra estratégia é combinar construções genéticas com corantes mitocondriais/lisossomais, como expressar uma fusão LAMP1::GFP em células enquanto as cora com um corante mitocondrial vermelho (por exemplo, Mitotracker Red)16. Essas metodologias, embora eficazes, requerem anticorpos específicos e muitas vezes envolvem o trabalho com espécimes fixos ou a geração de células/animais transgênicos expressando mitocôndrias/lisossomos marcados fluorescentemente.
Neste artigo, descrevemos a utilização de um kit comercial de coloração lisossomos/mitocôndrias/nucleares para avaliar as propriedades ativadoras da mitofagia da diamina sintética O,O (octano-1,8-diil)bis(hidroxilamina), doravante denominada VL-85023, em vermes de C. elegans e na linhagem de células cancerígenas humanas Hep-3B (Figura 1). O kit de coloração contém uma mistura de corantes lisossômicos/mitocondriais/nuclear-direcionados que coram especificamente essas organelas23. Utilizamos previamente este kit para demonstrar a atividade mitofágica de 1,8 diaminooctano (doravante denominada VL-004) em C. elegans23. É importante ressaltar que validamos os resultados do kit de coloração com o biossensor mito-Rosella e medidas de qPCR do conteúdo de DNA mitocondrial:nuclear23. Este kit de coloração oferece as seguintes vantagens. Primeiro, não há necessidade de gerar animais transgênicos ou células expressando um biossensor mitocondrial. Portanto, podemos estudar animais ou células selvagens não modificados e, assim, economizar muito tempo, dinheiro e trabalho. Além disso, como mencionado, a expressão de biossensores mitocondriais pode alterar a função mitocondrial. Em segundo lugar, o kit é econômico, fácil de usar e rápido. Terceiro, embora demonstremos o método em células de C. elegans e humanas, ele poderia ser modificado para outros tipos celulares e organismos.
Dito isso, como qualquer método, o protocolo do kit de coloração tem desvantagens. Por exemplo, a incubação dos vermes com o reagente é realizada na ausência de alimento (vimos que mesmo bactérias mortas diminuem significativamente a eficiência de coloração). Embora o tempo de incubação seja relativamente curto, é possível que, mesmo nesse período de tempo, as respostas homeostáticas possam estar alteradas, incluindo a mitofagia. Além disso, a ligação dos corantes às proteínas ER/mitocondriais/nucleares e outras biomoléculas pode afetar as atividades dessas organelas. Além disso, ao contrário da medição da mitofagia com sensores genéticos, trabalhamos com vermes e células que sofreram fixação química. Portanto, é impossível continuar monitorando os mesmos vermes/células em momentos diferentes. Assim, recomenda-se a combinação de diferentes metodologias para validar a função da mitofagia em um determinado processo fisiológico. A seguir, apresentamos novos dados demonstrando que o VL-850 induz mitofagia robusta em vermes C. elegans e células Hep-3B. Portanto, esses dados apoiam ainda mais a hipótese de que o VL-850 estende a vida útil de C. elegans e protege C. elegans de danos oxidativos através da indução de mitofagia saudável . Utilizamos o ionóforo de prótons carbonil cianeto 4-(trifluorometoxi)fenilhidrazona (FCCP), que é um potente indutor de mitofagia24, como controle positivo.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Reagent or resource</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Analytical balance</td>
			<td>Mettler-Toledo</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bacto Agar</td>
			<td>BD-Difco</td>
			<td>214010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bacto Peptone</td>
			<td>BD-Difco</td>
			<td>211677</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bacto Tryptone</td>
			<td>BD-Difco</td>
			<td>211705</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bacto Yeast extract</td>
			<td>BD-Difco</td>
			<td>212750</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Calcium chloride</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>C1016</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Carbonyl cyanide 4-(trifluoromethoxy)phenylhydrazone (FCCP)</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>C2920</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chemicals</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cholestrol</td>
			<td>Thermo Fisher</td>
			<td>C/5360/48</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMEM high glucose</td>
			<td>Biological Industries</td>
			<td>01-055-1A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Double distilled water (DDW)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dulbecco&#39;s Phosphate Buffered Saline (PBS)</td>
			<td>Biological Industries</td>
			<td>02-023-1A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FBS heat inactivated</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>M7514</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gluteradehyde (25%)</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>G5882</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HEPES Buffer 1 M</td>
			<td>Biological Industries</td>
			<td>03-025-1B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L-gluatamine</td>
			<td>Biological Industries</td>
			<td>03-020-1B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lysosome/Mitochondria/Nuclear Staining Cytopainter Reagent</td>
			<td>Abcam</td>
			<td>ab139487</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Magnesium Sulfate</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>M7506</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nonidet P 40</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>74385</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paraformalydehyde (16%)</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences</td>
			<td>15720</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Poloxamer 188 Solution</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P5556</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium dihydrogen phosphate</td>
			<td>Millipore</td>
			<td>1.04873.1000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium phosphate dibasic</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P3786</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SeaKem LE Agarose</td>
			<td>Lonza</td>
			<td>50004</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Chloride</td>
			<td>Bio-Lab</td>
			<td>1903059100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Hydroxide</td>
			<td>Gadot</td>
			<td>1310732</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium phosphate dibasic dodecahydrate</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>4273</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tetracycline hydrochloride</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>87128-25G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypsin-EDTA</td>
			<td>Biological Industries</td>
			<td>03-052-1A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>VL-850: 1,8-diaminooxy-octane</td>
			<td>Patented</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass/Plastic Disposables</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.22 &#956;m syringe filter</td>
			<td>Millex GV</td>
			<td>SLGV033RS</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1.7 mL Micro Centrifuge Tubes</td>
			<td>Lifegene</td>
			<td>LMCT1.7B-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 cm Petri plates</td>
			<td>Corning</td>
			<td>430167</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1,000 mL Erlenmeyer Flask</td>
			<td>IsoLab, Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>15 mL Sterile Polypropylene tube</td>
			<td>Lifegene</td>
			<td>LTB15-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>35 mm Petri dishes</td>
			<td>Bar Naor</td>
			<td>BN9015810</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>500&#160;mL vacuum filter/storage bottle system, 0.22&#160;&#956;m</td>
			<td>Lifegene</td>
			<td>LG-FPE205500S</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50 mL Sterile Polypropylene tube</td>
			<td>Lifegene</td>
			<td>LTB50-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Deckgl&#228;ser Microscope cover glass 24 x 60 mm</td>
			<td>Marienfeld</td>
			<td>101152</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass test tubes (10 mL- 13 x 100 mm) Borosilicate glass</td>
			<td>Pyrex</td>
			<td>99445-13</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>iBiDi 8 well &#956;-slides</td>
			<td>iBiDi</td>
			<td>80826</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope cover glass 24 x 40 mm</td>
			<td>Bar Naor</td>
			<td>BN1052421ECALN</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Platinum iridium 0.25 mM wire</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>PT1002</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Instruments</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cell counter CellDrop BF</td>
			<td>DeNovix</td>
			<td>CellDrop BF-UNLTD</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microspin FV-2400</td>
			<td>Biosan</td>
			<td>BS-010201-AAA</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nikon Yokogawa W1 Spinning Disk confocal microscope with DAPI, FITC, and TRITC filters and bright-field, with a 60x CFI Plan-Apochromat Lambda type lens (air lens) and NIS-Elements software</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>CSU-W1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Olympus SZ61 stereo microscope</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>SZ61</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pH meter</td>
			<td>Mettler-Toledo</td>
			<td>MT30019032</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Revolver Adjustable Lab Rotator</td>
			<td>Labnet</td>
			<td>H5600</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

detection of mitophagy in caenorhabditis elegans and mammalian cells using organelle-specific dyes

As mitocôndrias são essenciais para várias funções biológicas, incluindo produção de energia, metabolismo lipídico, homeostase do cálcio, biossíntese do heme, morte celular regulada e geração de espécies reativas de oxigênio (EROs). As ROS são vitais para os principais processos biológicos. No entanto, quando não controladas, podem levar a lesões oxidativas, incluindo danos mitocondriais. As mitocôndrias danificadas liberam mais EROs, intensificando assim a lesão celular e o estado da doença. Um processo homeostático chamado autofagia mitocondrial (mitofagia) remove seletivamente as mitocôndrias danificadas, que são então substituídas por novas. Existem múltiplas vias de mitofagia, com o objetivo comum sendo a quebra das mitocôndrias danificadas nos lisossomos. 
Várias metodologias, incluindo sensores genéticos, imunofluorescência de anticorpos e microscopia eletrônica, usam esse desfecho para quantificar a mitofagia. Cada método para examinar a mitofagia tem suas vantagens, como o direcionamento específico de tecido/célula (com sensores genéticos) e grande detalhe (com microscopia eletrônica). No entanto, esses métodos geralmente exigem recursos caros, pessoal treinado e um longo tempo de preparação antes do experimento real, como para a criação de animais transgênicos. Aqui, apresentamos uma alternativa custo-efetiva para medir mitofagia usando corantes fluorescentes comercialmente disponíveis visando mitocôndrias e lisossomos. Este método mede efetivamente a mitofagia no nematoide Caenorhabditis elegans e em células hepáticas humanas, o que indica sua potencial eficiência em outros sistemas modelo.

Mitochondria are essential for all aerobic animals, including humans. They convert the chemical energy of biomolecules to adenosine triphosphate (ATP) via oxidative phosphorylation1, synthesize heme2, degrade fatty acids through &#946; oxidation3, regulate calcium4 and iron5 homeostasis, control cell death by apoptosis6, and generate reactive oxygen species (ROS), which play a vital role in redox homeostasis7. Two complementary and opposite processes maintain the integrity and proper function of the mitochondria: the synthesis of new mitochondrial components (biogenesis) and the selective removal of damaged ones through mitochondrial autophagy (i.e., mitophagy)8.
Several mitophagy pathways are mediated by enzymes, such as PINK1/Parkin, and receptors, including FUNDC1, FKBP8, and BNIP/NIX9,10. Notably, the selective degradation of mitochondrial components can occur independently of the autophagosome machinery (i.e., through mitochondrial-derived vesicles)11. However, the endpoints of the different selective mitophagy pathways are similar&#160;(i.e.,mitochondrial degradation by lysosomal enzymes)12,13. For this reason, various methods for identifying and measuring mitophagy rely on the colocalization of mitochondrial and lysosomal markers14,15,16,17 and decreased levels of mitochondrial proteins/mitochondrial DNA18.
Below is a concise description of the existing experimental methodologies for measuring mitophagy in animal cells using fluorescence microscopy, emphasizing the mitophagy endpoint phase.
Mitophagy biosensors 
Mitochondrial degradation occurs within the acidic environment of the lysosome19. Therefore, mitochondrial components, including proteins, experience a shift from a neutral to an acidic pH at the endpoint of the mitophagy process. This pattern underpins the mechanism of action of several mitophagy biosensors, including mito-Rosella18 and tandem mCherry-GFP-FIS114. These sensors contain a pH-sensitive green fluorescence protein (GFP) and a pH-insensitive red fluorescence protein (RFP). Therefore, at the endpoint of mitophagy, the green-to-red fluorescence ratio drops significantly due to the quenching of the GFP fluorophore. The major limitations of these sensors are (1) possible F&#246;rster resonance energy transfer (FRET) between the fluorophores; (2) the differential maturation rate of GFP and RFP; (3) dissociation between the GFP and RFP due to proteolytic cleavage of the polypeptide that connects them; (4) fluorescence-emission overlap; and (5) differential fluorophore brightness and quenching15,16.
A sensor that overcomes some of these limitations is the Keima mitochondrial sensor17. The mt-Keima sensor (derived from the coral protein Keima) displays a single emission peak (620 nm). However, its excitation peaks are pH-sensitive. As a result, there is a transition from a green excitation (440 nm) to a red one (586 nm) when shifting from a high pH to an acidic pH16,17. A more recent mitophagy sensor, Mito-SRAI, has advanced the field by allowing for measurements in fixed biological samples20. However, despite the many advantages of genetic sensors, such as the ability to express them in specific tissues/cells and target them to distinct mitochondrial compartments, they also have limitations. One limitation is that the genetic sensors need to be expressed in cells or animals, which can be time-consuming and resource-intensive.
Additionally, the expression of the sensors within mitochondria themselves may influence the mitochondrial function. For example, expressing mitochondrial GFP (mtGFP) in the C. elegans worm body wall muscles expands the mitochondrial network21. This phenotype depends on the function of the stress-activated transcription factor ATFS-1, which plays an essential role in the activation of unfolded protein response in mitochondria (UPRmt)21. Therefore, although genetically encoded mitochondria/mitophagy biosensors are extremely useful for monitoring mitochondria homeostasis in vivo, they may affect the very process they are designed to measure.
Mitochondria/lysosome-specific antibodies and dyes 
Another strategy for testing mitochondrial/lysosome colocalization is to use antibodies against mitochondrial/lysosomal proteins, such as the mitochondrial outer membrane protein TOM20 and lysosomal-associated membrane protein 1 (LAMP1)22. In most cases, secondary antibodies that are conjugated to a fluorophore are used to detect the fluorescence signal via microscopy. Another strategy is to combine genetic constructs with mitochondrial/lysosomal dyes, such as expressing a LAMP1::GFP fusion construct in cells while staining them with a red mitochondrial dye (e.g., Mitotracker Red)16. These methodologies, while effective, require specific antibodies and often involve working with fixed specimens or generating cells/transgenic animals expressing fluorescently labeled mitochondria/lysosomes.
Here, we outline the utilization of a commercial lysosome/mitochondria/nuclear staining kit for assessing the mitophagy-activating properties of synthetic diamine O,O (octane-1,8-diyl)bis(hydroxylamine), hereafter referred to as VL-85023, in C. elegans worms and the human cancer cell line Hep-3B (Figure 1). The staining kit contains a mixture of lysosomal/mitochondrial/nuclear-targeted dyes that specifically stain these organelles23. We previously used this kit to demonstrate the mitophagy activity of 1,8 diaminooctane (hereafter referred to as VL-004) in C. elegans23. Importantly, we validated the staining kit results with the mito-Rosella biosensor and qPCR measurements of the mitochondrial:nuclear DNA content23. This staining kit offers the following advantages. First, there is no need to generate transgenic animals or cells expressing a mitochondrial biosensor. Therefore, we can study unmodified wild-type animals or cells and, thus, save much time, money, and labor. Moreover, as mentioned, expressing mitochondrial biosensors can change the mitochondrial function. Second, the kit is cost-effective, easy to use, and fast. Third, although we demonstrate the method in C. elegans and human cells, it could be modified for other cell types and organisms.
With that said, like any method, the staining kit protocol has drawbacks. For example, the incubation of the worms with the reagent is carried out in the absence of food (we have seen that even dead bacteria significantly decrease the staining efficiency). Although the incubation time is relatively short, it is possible that even in this time frame, homeostatic responses may be altered, including mitophagy. In addition, the binding of the dyes to the ER/mitochondrial/nuclear proteins and other biomolecules may affect the activities of these organelles. Moreover, unlike mitophagy measurement with genetic sensors, we work with worms and cells that have undergone chemical fixation. Therefore, it is impossible to continue monitoring the same worms/cells at different times. Hence, we recommend combining different methodologies to validate the function of mitophagy in a particular physiological process. Below, we present new data demonstrating that VL-850 induces robust mitophagy in C. elegans worms and Hep-3B cells. Therefore, these data further support the hypothesis that VL-850 extends the lifespan of C. elegans and protects C. elegans from oxidative damage through the induction of healthy mitophagy. We have used the proton ionophore carbonyl cyanide 4-(trifluoromethoxy)phenylhydrazone (FCCP), which is a potent mitophagy inducer24, as a positive control.

Autor em destaque: Detecção de mitofagia em Caenorhabditis elegans e células de mamíferos usando corantes específicos de organelas  

Detecção de Mitofagia em Caenorhabditis elegans e Células de Mamíferos Usando Corantes Organel-Específicos

Degradation of damaged mitochondria by mitophagy is essential for the function of the mitochondrial network. Unfortunately, this process declines with age. We develop and use drugs that activate mitophagy, thereby promoting healthy aging to understand the function of mitophagy in aging and age-related diseases, including Alzheimer's.One of the biggest challenges is to measure the mitophagy process without affecting it. Recent studies have shown that GFP expression in the mitochondria of muscle cells induces stress that is MT UPR. Therefore, using dyes in non-transgenic animals or cells is essential and complements genetic technologies.Our protocol has three main advantages. First, there is no need to generate transgenic animals or cells expressing mitophagy biosensors. Second, no need for expensive infrastructure and expertise such as in case of electron microscopy.And third, the organelle dye cocktail is commercially available and the protocol is simple and fast. The new mitophagy-activating compound VL-850 induces robust mitophagy, and in this way protects from oxidative stress and promote lifespan. Now the big question is to determine the underlying mechanism of action.We explored the mechanism at multiple levels, from the cellular to the organismal using C.elegans and mammalian cells.

Indução de uma resposta robusta de mitofagia em vermes C. elegans e células Hep-3B com VL-850 O VL-850 protege vermes C. elegans e queratinócitos humanos (células HaCaT) do estresse oxidativo23. Para explorar melhor seu mecanismo de ação, examinamos se o VL-850 induz mitofagia em C. elegans e outras células humanas. Para testar isso, expomos vermes C. elegans (adultos jovens, 3 dias pós-L1) a 62,5 μM VL-850, 5 μM FCCP (controle pos...

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Explorar a mitofagia por meio de microscopia eletrônica, sensores genéticos e imunofluorescência requer equipamentos caros, pessoal qualificado e um investimento de tempo significativo. Aqui, demonstramos a eficácia de um kit comercial de corante de fluorescência na quantificação do processo de mitofagia em ambos Caenorhabditis elegans e uma linhagem celular de câncer de fígado.

Mitochondria are essential for various biological functions, including energy production, lipid metabolism, calcium homeostasis, heme biosynthesis, ...

A degradação das mitocôndrias danificadas pela mitofagia é essencial para o funcionamento da rede mitocondrial. Infelizmente, esse processo diminui com a idade. Desenvolvemos e utilizamos fármacos que ativam a mitofagia, promovendo assim o envelhecimento saudável para compreender a função da mitofagia no envelhecimento e em doenças relacionadas com a idade, incluindo a doença de Alzheimer.Um dos maiores desafios é medir o processo mitofágico sem afetá-lo. Estudos recentes têm demonstrado que a expressão de GFP nas mitocôndrias das células musculares induz estresse, ou seja, MT UPR. Portanto, o uso de corantes em animais ou células não transgênicas é essencial e complementa as tecnologias genéticas.Nosso protocolo tem três vantagens principais. Primeiro, não há necessidade de gerar animais transgênicos ou células que expressem biossensores de mitofagia. Em segundo lugar, não há necessidade de infraestrutura e experiência caras, como no caso da microscopia eletrônica.E terceiro, o coquetel de corante organela está disponível comercialmente e o protocolo é simples e rápido. O novo composto ativador de mitofagia VL-850 induz mitofagia robusta e, desta forma, protege do estresse oxidativo e promove a vida útil. Agora, a grande questão é determinar o mecanismo de ação subjacente.Exploramos o mecanismo em vários níveis, do celular ao organismo, usando C.elegans e células de mamíferos.

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Research

JoVE Journal

Biology

Detection of Mitophagy in Caenorhabditis elegans and Mammalian Cells Using Organelle-Specific Dyes

1.5K visualizações.  The Hebrew University of Jerusalem. A degradação das mitocôndrias danificadas pela mitofagia é essencial para o funcionamento da rede mitocondrial. Infelizmente, esse processo diminui com a idade. Desenvolvemos e utilizamos fármacos que ativam a mitofagia, promovendo assim o envelhecimento saudável para compreender a função da mitofagia no envelhecimento e em doenças relacionadas com a idade, incluindo a doença de Alzheimer.Um dos maiores desafios é medir o processo mitofágico sem afetá-lo. Estudos recentes ...

Vídeo: Autor em destaque: Detecção de mitofagia em Caenorhabditis elegans e células de mamíferos usando corantes específicos de organelas  

Mitochondria are essential for various biological functions, including energy production, lipid metabolism, calcium homeostasis, heme biosynthesis, regulated cell death, and the generation of reactive oxygen species (ROS). ROS are vital for key biological processes. However, when uncontrolled, they can lead to oxidative injury, including mitochondrial damage. Damaged mitochondria release more ROS, thereby intensifying cellular injury and the disease state. A homeostatic process named mitochondrial autophagy (mitophagy) selectively removes damaged mitochondria, which are then replaced by new ones. There are multiple mitophagy pathways, with the common endpoint being the breakdown of the damaged mitochondria in lysosomes. 
Several methodologies, including genetic sensors, antibody immunofluorescence, and electron microscopy, use this endpoint to quantify mitophagy. Each method for examining mitophagy has its advantages, such as specific tissue/cell targeting (with genetic sensors) and great detail (with electron microscopy). However, these methods often require expensive resources, trained personnel, and a lengthy preparation time before the actual experiment, such as for creating transgenic animals. Here, we present a cost-effective alternative for measuring mitophagy using commercially available fluorescent dyes targeting mitochondria and lysosomes. This method effectively measures mitophagy in the nematode Caenorhabditis elegans and human liver cells, which indicates its potential efficiency in other model systems.

Exploring mitophagy through electron microscopy, genetic sensors, and immunofluorescence requires costly equipment, skilled personnel, and a significant time investment. Here, we demonstrate the efficacy of a commercial fluorescence dye kit in quantifying the mitophagy process in both Caenorhabditis elegans and a liver cancer cell line.

Biologia

Protocol for Measuring Mitophagy in Caenorhabditis elegans

Protocol for Measuring Mitophagy in Caenorhabditis elegans  

To begin, take the synchronized young adult C.Elegans hermaphrodites in a micro centrifuge tube. Add 200 microliters of M9 buffer, containing Poloxamer 188, Pluronic F127, and two microliters of the staining kit reagent to the worm pellet. Cover the tubes with aluminum foil to protect the dyes from light.Let the mixture rotate at 20 RPM for one hour at room temperature. Then spin the worms at 500 G for one minute. After that, remove the staining solution without disturbing the worm pellet.Wash the worms with M9 buffer thrice and transfer them into a seeded NGM agar plate containing the appropriate treatment. Wash the worms off the plates into fresh micro centrifuge tubes with one milliliter of M9 buffer. Afterward, fix the worms with 1%formaldehyde on ice for 30 minutes.And wash the worms with one milliliter of M9 buffer thrice to remove any residual formaldehyde. After pelleting the worms, aspirate the maximum amount of supernatant, keeping the pellet intact in 10 microliters of M9.Next, to prepare 2.5%agarose, weigh 0.125 grams of agarose into a 10 milliliter borosilicate glass test tube. Add five milliliters of M9 buffer and dissolve the agarose by gently heating the tube with a bunsen burner.Transfer the melted agarose to a dry bath set at 75 degrees Celsius. Add 100 microliters of the melted agarose onto a deck glosser microscope cover glass using a one milliliter tip. Immediately, put another slide perpendicularly on the agarose drop forming a cross shape.After two minutes, gently separate the slides by pushing the upper cover glass leaving the agarose pad on the bottom cover slide. Transfer the worms onto the agarose pad with a Pasteur glass pipette. Use a wick made of a laboratory wipe to remove excess liquid.Then cover the worms with a smaller cover slip and apply transparent nail polish to the periphery to prevent evaporation. Place the slide in a dark box to protect it from light. Use a confocal microscope to image the worms within 24 hours at the appropriate wavelengths using a 60 times magnification lens.Next, open the imaging software and right click on the gray area. From the popup that appears, select acquisition. Ti2 full pad.ND acquisition, and lookup tables. Under Ti2 full pad, select 60 times and adjust the microscope fine focus knob to bring the worms into focus. Then select spinning disc and choose the 16 bit-no binning option.For each fluorescence filter, set the exposure time to 500 milliseconds and 20 milliseconds for bright field. Once these parameters are set, select run now and wait for the output image to be generated as an ND2 file.

Protocolo para Medição de Mitofagia em Caenorhabditis elegans

Analyzing the Images of Caenorhabditis elegans after Drug Treatment

Analyzing the Images of Caenorhabditis elegans after Drug Treatment  

After imaging the drug-treated C.elegane, open the ND file in the image J server with the colocalization plugin and select the split images option in the dialogue box. Each ND file contains image planes taken at three wavelengths and visible light. Work with brightfield, green, and red images.Generate duplicates of these images to keep the original image untouched by clicking on image and selecting duplicate or using the keyboard shortcut shift plus D.Then reduce the background by generating another image duplicate as demonstrated earlier. Subtract the background with a rolling radius of 100 and select the create background option to generate an image with the given image's Background. Now go to process, click image calculator and subtract the first duplicated image from the second duplicated image.Use the resulting images for the colocalization analysis. To use the colocalization plugin, convert the green and red channel images to eight bit by clicking image, selecting type, followed by eight bit. Next, click on plugins and select colocalization.To measure the colocalization of mitochondria and lysosome signals, set the ratio to 75%the threshold red channel to 80.0, and the threshold green channel to 50.0. An eight bit binary image containing colocalized puncta and combining the three eight bit images in an RGB image is generated as output. Next, focus on the puncta in the head body wall muscle of the worms by manually selecting the area and creating a mask by clicking edit, selection, and create mask to select the region of interest.To select the particles in the region of interest, use the image calculator to select the colocalized eight bit and masked images. Utilize the operation and to select the puncta in the region of interest generating an image with puncta in the region of interest. Finally, to analyze the area of the colocalized mitochondria and lysosomes, select analyze, followed by analyze particles and measure the summation of the puncta between 0.1625 square micrometers and four square micrometers.The confocal images of the head body wall muscles of worms showed colocalization of mitochondria and lysosomes. VL-850 induced robust mitophagy in the worm's head body wall muscles, indicating a potent mitophagy inducer. The mitophagy potency of VL-850 was similar to that of FCCP.

Analisando as imagens de Caenorhabditis elegans após o tratamento medicamentoso

Protocol for Measuring Mitophagy in Hep-3B Cancer Cells 17

To begin, take 70 to 80%confluent Hep-3B cells. Remove 250 microliters of medium from each of the wells and add 50 microliters of medium with the appropriate treatment or vehicle. Add 50 microliters of medium to each well containing the staining reagent, and incubate the cells with the dye.After removing the medium and washing the cells with pre-warmed PBS, fix the cells with 200 microliters of fixing solution for 15 minutes at room temperature. Afterward, decant the fixative solution and wash briefly with 200 microliters of PBS. Finally, add 200 microliters of PBS.Keep the cells covered and protected from light at four degrees Celsius, and image within 24 hours.

Protocolo para Medição de Mitofagia em Células Cancerosas Hep-3B 17

Image Analysis of  Hep-3B Cells after Drug Treatment

After imaging the drug treated Hep-3B cells, open the confocal images in image J with the colocalization plugin. Open the ND file in the image J server and select the split channels option in the dialogue box. Work with green and red images.Generate duplicates of these images to keep the original image untouched by clicking on image and selecting duplicate or using the keyboard shortcut shift plus D.To reduce the background, generate another image duplicate, subtract the background with a rolling radius of 100, and select the create background option to generate an image with the given images background. Then, go to process. Click image calculator and subtract the first duplicated image from the second duplicated image.Utilize the resulting images for the colocalization analysis. To use the colocalization plugin, convert the green and red channel images to 8 bit by clicking image, selecting type, followed by 8 bit. Next, click on plugins and select colocalization.To measure the colocalization of mitochondria and lysosome signals, set the ratio to 75%the threshold red channel to 80.0, and the threshold green channel to 50.0. An 8 bit binary image containing colocalized puncta and combining the three 8 bit images in an RGB image will be generated. Convert these images to 8 bit images.To obtain the region of interest of the cells, generate an image that highlights the area of cells by selecting a colocalized point's image. To select the entire cell area, select the resultant colocalized points image and click on image, adjust threshold, and set threshold to ensure all the cell area is highlighted. To analyze the area of the cell, select analyze, click analyze particles, and measure all the particles in the image from zero to infinity, the default setting for analyze particles.To analyze the area of the colocalized mitochondria and lysosomes, select the colocalized 8 bit image. Then, select analyze. Click analyze particles and measure the summation of puncta between 0.1625 square micrometers and four square micrometers.Divide the area of the colocalized mitochondria and lysosomes by the total cell area to measure the colocalized puncta. The confocal images of Hep-3B cells displayed colocalization of mitochondria and lysosomes. VL 850 and FCCP induced significant mitophagy in the Hep-3B cells.