Este trabalho foi apoiado por R01 HL163065 e W81XWH1810518. Estendemos nossa gratidão à equipe dedicada do Animal Research Core. Também desejamos expressar nossa gratidão a Carmen Arsuaga por sua inestimável experiência e cuidado vigilante durante todo o estudo.

O protocolo do estudo foi aprovado pelo Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais do Nationwide Children's Hospital Abigail Wexner Research Institute (AR22-0004). Todos os animais receberam cuidados humanitários em conformidade com o Guia para o Cuidado e Uso de Animais de Laboratório, publicado pelo National Institutes of Health.
1. Preparação animal
<ol><li>Peça a uma equipe veterinária que avalie as ovelhas 1 semana antes do cateterismo, incluindo um exame físico e análise dos sinais vitais, para garantir que o animal possa receber anestesia com segurança.</li>
	<li>Jejue o animal durante a noite, ou até 12 h antes do procedimento, para limitar o risco de aspiração do conteúdo estomacal após a indução da anestesia.</li>
	<li>Pressione o botão liga / desliga no painel de controle para ligar o arco cirúrgico e o sistema de angiografia 3D (Figura 1A). Aguarde até que o sistema esteja totalmente carregado. NOTA: Certifique-se de que a fluoroscopia esteja pausada até que esteja pronta para a imagem e que todo o pessoal esteja usando chumbo protetor.</li>
	<li>Prepare a solução salina heparinizada para uso no procedimento adicionando 1 mL de heparina (concentração de 1.000 unidades USP/mL) a 1.000 mL de solução salina a 0,9%.</li>
	<li>Raspe o lado esquerdo do pescoço e esfregue com álcool. Administre sedação injetando uma combinação de cetamina (4 mg / kg), butorfanol (0,1 mg / kg) e diazepam (0,5 mg / kg) na veia jugular esquerda.</li>
	<li>Coloque a ovelha sedada em uma cama de hospital e posicione-a em decúbito esternal para intubação. Intubar com um tubo endotraqueal (TE) de 9-14 mm, com base no tamanho da ovelha, pressionando a língua e a epiglote com um laringoscópio e inserindo o tubo ET na traqueia.</li>
	<li>Posicione as ovelhas em uma posição lateral direita. Conecte o tubo ET a um ventilador e ventile mecanicamente com oxigênio a 100% a 1-3 L/min.</li>
	<li>Mantenha a anestesia com isoflurano inalado a 1-3%. Defina a frequência respiratória em 15-30 respirações/min e o volume corrente final em 8-10 mL/kg.</li>
	<li>Coloque o equipamento de monitoramento padrão, incluindo um manguito de pressão arterial na perna dianteira direita, um clipe de orelha para monitorar a saturação de oxigênio na orelha direita, uma sonda de temperatura no esôfago e um monitor de CO2 expirado no tubo ET. Raspe a lã do aspecto caudal de cada casco entre os ergôs e o calcanhar. Coloque os nódulos de eletrocardiograma (ECG) e prenda os nódulos de ECG com fita adesiva.</li>
	<li>Lubrifique os dois olhos aplicando pomada oftálmica e insira um tubo orogástrico para garantir a evacuação de gases e alimentos.</li>
	<li>Estabeleça uma linha IV na VJI esquerda para permitir a administração de infusão de taxa constante de propofol (IRC) (20-40 mg∙kg-1∙h-1), fluidos de manutenção (10 mL∙kg-1∙h-1) e o bolus salino.</li>
	<li>Posicione as ovelhas em decúbito lateral esquerdo. Raspe o lado direito do pescoço para ter acesso ao local do cateterismo (Figura 2A). Limpe a área com clorexidina e álcool.</li>
	<li>Desconecte-se do equipamento de monitoramento e do ventilador e mova as ovelhas para a mesa do laboratório de cateterismo. Novamente, posicione o animal em decúbito lateral esquerdo (Figura 3A).</li>
	<li>Reconecte ao ventilador e ao equipamento de monitoramento (eletrodos de ECG, sonda de temperatura, manguito de pressão arterial, oxímetro de pulso).</li>
	<li>Mantenha a anestesia durante o procedimento administrando isoflurano inalatório a 1-3% com 100% de O2 e/ou propofol CRI (20-40 mg∙kg-1∙h-1). NOTA: Avalie o plano da anestesia medindo o movimento do animal, a resposta a estímulos dolorosos, a frequência respiratória, a frequência cardíaca e a pressão arterial. Faça ajustes na sedação conforme apropriado, como usar um bolus de 5-10 mL de propofol para induzir um plano mais profundo de anestesia.</li>
	<li>Meça a largura da ovelha na área do coração usando paquímetros grandes. Divida a largura por 2 para definir o transdutor de pressão.</li>
	<li>Limpe assepticamente o local da cirurgia e drapeje-o de forma estéril (Figura 2B, C).</li>
</ol>2. Cateterismo
<ol><li>Mova o arco cirúrgico da posição estacionada para o baú da ovelha e levante a mesa conforme necessário. Pressione os botões 7 e 3 no painel de controle e, em seguida, segure o botão Iniciar para usar as configurações pré-programadas para posicionar automaticamente a mesa e o arco cirúrgico no lado esquerdo da mesa (Figura 1A).</li>
	<li>Acesse o IJV direito usando uma agulha de micropunção de 21 G e uma seringa Luer Slip de 10 cc; acessar a VJI na direção cranial/caudal através da pele enquanto puxa o êmbolo da seringa para trás. Certifique-se de que o sangue seja aspirado para confirmar que a agulha está no vaso (Figura 2A, B).</li>
	<li>Desconecte cuidadosamente a seringa enquanto segura a agulha com firmeza.</li>
	<li>Insira um guia de fio de aço inoxidável (SS) de 0.018 polegadas através da agulha no recipiente aproximadamente na metade. Remova a agulha sobre o fio SS.</li>
	<li>Coloque um dilatador de 5 French (Fr) sobre o fio SS e no recipiente. Remova a parte interna do dilatador e do fio SS. Passe um fio-guia de 0,038 polegada através do dilatador até a metade e remova o dilatador.</li>
	<li>Use um bisturi de 11 lâminas para cortar a pele acima da veia por onde o fio entra. Passe uma bainha de 9 Fr sobre o fio-guia e no recipiente. Remova a seção interna da bainha e o fio-guia.</li>
	<li>Confirme a colocação adequada da bainha aspirando sangue e, em seguida, lavando a bainha com solução salina heparinizada.</li>
	<li>Repita as etapas 2.2-2.7 para que haja duas bainhas de 9-Fr no IJV direito.</li>
	<li>Administre 150 U/kg de heparina através do IV para evitar a coagulação.</li>
	<li>Use o pedal para iniciar a fluoroscopia (Figura 1B). Insira um cateter Judkins Right (JR) através da bainha, seguindo a VCI torácica através do diafragma até a VCI abdominal.</li>
	<li>Passe um fio de Rosen pelo cateter JR até atingir a VCI abdominal e a ponta emergir do cateter JR. Enquanto segura o fio Rosen no lugar, remova cuidadosamente o cateter JR.</li>
	<li>Repita as etapas 2.10-2.11 com a segunda bainha.</li>
	<li>Passe um cateter Multitrack de 7 Fr sobre cada fio Rosen.</li>
	<li>Sob orientação de fluoroscopia, coloque um cateter angiográfico multipista na VCI abdominal para injeção de contraste.</li>
	<li>Usando fluoroscopia, coloque outro cateter angiográfico multipista na região específica de interesse (por exemplo, o centro do enxerto) para medição da pressão (Figura 2C).</li>
</ol><img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66724/66724fig01.jpg"> Figura 1: Painel de controle. (A) Painel de controle do sistema de angiografia 3D (B) Pedais de fluoroscopia <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66724/66724fig01large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66724/66724fig02v3.jpg"> Figura 2: Cateterismo animal. (A) O principal local cirúrgico, preparado para o cateterismo. (B) Técnica para visualização da veia jugular interna direita (setas pretas). (C) Dois cateteres angiográficos multipistas são colocados através da veia jugular interna direita (seta azul: medida da pressão no enxerto; seta vermelha: injeção de contraste na VCI abdominal; seta branca: fios rígidos). Abreviatura: IVC = veia cava inferior. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66724/66724fig02largev2.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
3. Reunindo os pré-dados
<ol><li>Conecte o multipista centralizado na região de interesse ao transdutor de pressão usando uma torneira de três vias. Com a torneira aberta para a multipista, puxe para trás com uma seringa de 10 mL até que as bolhas de ar sejam removidas e o sangue seja visto.</li>
	<li>Com a seringa de 10 mL virada de cabeça para baixo, devolva o sangue às ovelhas com cuidado para não empurrar o ar de volta para a multipista. Lave o multitrack com solução salina heparinizada.</li>
	<li>Vire a posição desligada da torneira para a seringa de modo que o transdutor de pressão e o multitrack fiquem abertos um para o outro.</li>
	<li>Prepare o injetor de contraste adicionando um agente de contraste. O volume mínimo para uma angiografia 3D é de 60 mL e o contraste total não pode exceder 5 mL/kg ou 250 mL.</li>
	<li>Conecte o injetor de contraste ao multitrack centralizado na VCI abdominal. Usando o injetor de contraste, gire o botão no sentido anti-horário lentamente para puxar as bolhas de ar do multitrack até que o sangue seja visto. Gire o botão no sentido horário para empurrar o contraste lentamente para a frente no multitrack.</li>
	<li>Use fluoroscopia para confirmar quando o contraste atingiu a ponta do multitrack.</li>
	<li>Pegue o contraste total usado para o angiograma 3D e divida por 5 para obter mL / s. Defina o aumento da taxa para 0 e 600 psi.</li>
	<li>Defina o arco cirúrgico para o modo pré-programado clicando no botão Programa na parte superior direita da tela e no botão 3D DSA 110 8'' (Angiografia 3D com SID de 110 cm e Field View em 8 polegadas).</li>
	<li>Afaste todos os objetos e pessoas da frente ou dos lados da mesa. Inicie o programa C-Arm clicando no botão número 3 no painel de controle. Posicione a região alvo (por exemplo, enxerto médio) no centro do plano xy (Figura 3A-C).</li>
	<li>Avance para o segundo programa clicando no botão numerado 4 no painel de controle. Ajuste a altura da mesa de acordo com o centro da região de interesse.</li>
	<li>Pressione o botão numerado 5 e tire a imagem de teste.</li>
	<li>Pré-teste a amplitude de movimento do arco cirúrgico clicando no botão Confirmar condições | Início (Figura 3D,E).</li>
	<li>Peça ao anestesiologista para manter a ventilação e fazer uma angiografia rotacional 3D com injeção de contraste, iniciando o programa com o pedal de aquisição do meio. Medir e registrar simultaneamente a pressão média da região alvo.</li>
</ol><img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66724/66724fig03.jpg"> Figura 3: Posicionamento do braço em C e amplitude de movimento. (A) Posicionamento das ovelhas para o início do procedimento (B) Primeira posição para o programa de angiografia 3D (C) Arco C movido no eixo xy (D) Braço C movido no eixo z (E) Arco C completando o teste de giro com amplitude total de movimento. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66724/66724fig03large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
4. Administração do bolo salino e coleta de dados
<ol><li>Prepare 20 mL/kg de soro fisiológico a 0,9%.</li>
	<li>Para preparar a bolsa pressurizada em bolus, adicione uma bolsa de 1.000 mL de solução salina a 0,9% em uma unidade de bolsa pressurizada. Use uma segunda unidade, se necessário, para atingir o volume total a ser administrado.</li>
	<li>Aperte o bulbo de enchimento até que o manômetro suba para a zona verde, imediatamente antes da linha vermelha (pressão 250-300 mmHg). Lave a solução salina através da linha e remova as bolhas de ar.</li>
	<li>Conecte a bolsa salina pressurizada a uma bainha de 9 Fr e mantenha 250-300 mmHg para manter uma velocidade constante do bolus. Deixar fluir até que os ovinos tenham recebido um bolo alimentar equivalente a 20 ml/kg ou a pressão média atinja 15 mmHg.</li>
	<li>Enquanto o bolo está fluindo, registre as pressões intravasculares da região-alvo a cada minuto.</li>
	<li>Tenha o arco cirúrgico pronto para uma segunda angiografia rotacional 3D repetindo as etapas 3.9-3.12. Assim que o bolo terminar, antes que a pressão comece a cair, faça a segunda angiografia 3D e a medição simultânea da pressão intravascular iniciando conforme descrito na etapa 3.13.</li>
</ol>5. Recuperação
<ol><li>Após a conclusão da imagem, coloque o arco cirúrgico de volta na posição estacionada pré-programada digitando o número 77 e segurando o botão Iniciar até que o arco cirúrgico se posicione.</li>
	<li>Remova os cateteres de angiografia multipista e os fios de Rosen.</li>
	<li>Remova ambas as bainhas enquanto aplica pressão direta sobre os locais de inserção com um adesivo de hemostasia por pelo menos 7 min para parar o sangramento.</li>
	<li>Enrole um rolo estéril de gaze ao redor dos adesivos e do pescoço, de modo que o envoltório fique seguro para manter a pressão, mas não muito apertado para correr o risco de cortar a circulação ou impedir a respiração.</li>
	<li>Desligue os anestésicos (isoflurano e/ou propofol CRI).</li>
	<li>Mantenha as ovelhas no ventilador com 100% de O2 até que respirem consistentemente por conta própria. NOTA: Os sinais de que a ovelha está acordando incluem movimento, piscar, resposta a estímulos dolorosos, tônus da mandíbula ou tentativas de mastigar e respirar sem a ajuda de um ventilador.</li>
	<li>Assim que a ovelha for capaz de respirar por conta própria, extube (remova o tubo ET) e remova o tubo orogástrico.</li>
	<li>Remova todo o equipamento de monitoramento e transfira as ovelhas para uma cama de hospital. Mova-o de volta para a sala de alojamento.</li>
	<li>Ajude as ovelhas a permanecerem em decúbito esternal ou ao tentar ficar em pé até que as ovelhas consigam manter o equilíbrio por conta própria. Evite que eles batam nas paredes.</li>
	<li>Quando eles parecerem acordados o suficiente, dê pequenas quantidades de feno ou grãos.</li>
</ol>6. Análise dos dados
<ol><li>Exporte os dados brutos originais de angiografia 3D do software de imagem de angiografia no formato de arquivo DICOM.</li>
	<li>Inicie o software DICOM viewer. Arraste e solte o arquivo de angiografia 3D no visualizador para abrir (Figura 4A).</li>
	<li>No software DICOM viewer, selecione a ferramenta 3D MPR (Multi-Planar Reconstruction) para gerar uma visão reconstruída em 3D dos dados da angiografia. Isso apresentará três vistas 2D distintas de três ângulos diferentes: planos axial, sagital (Figura 4B) e coronal (Figura 4C).</li>
	<li>Ajuste o posicionamento e a orientação da região-alvo nos planos sagital e coronal para obter a posição vertical desejada, colocando a região-alvo no centro e girando a direção das linhas de referência em cada plano com uma ferramenta manual (Figura 4D).</li>
	<li>Utilize a ferramenta lápis no visualizador DICOM para delinear a parede do vaso na visualização axial da região alvo (Figura 4E). O software calcula e mostra automaticamente a área e o perímetro (Circunferência) da região no meio da vista axial.</li>
	<li>Utilize a equação (1) para calcular a complacência, onde A é a área da seção transversal (cm2) e P é a pressão (mmHg): <img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/66724/66724eq01.jpg" style="margin: auto;">Características (1)</li>
	<li>Empregue a equação (2) para calcular a extensibilidade onde C é a circunferência (cm) e P é a pressão (mmHg): <img alt="Equation 2" src="/files/ftp_upload/66724/66724eq02.jpg" style="margin: auto;">(2)</li>
</ol><img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66724/66724fig04.jpg"> Figura 4: Análise de dados no visualizador DICOM. (A) Dados brutos do angiograma 3D carregados no visualizador DICOM. (B) A seção sagital do enxerto. (C) A seção coronal. (D) Uma seção transversal verdadeira é visualizada após o ajuste do ângulo nas seções sagital e coronal. (E) A ferramenta lápis é usada para delinear o vaso alvo para fazer medições da circunferência e da área da seção transversal. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66724/66724fig04large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>

Angiografia 3D para Avaliação da Complacência Venosa em Ovinos

<ol>
	<li>Hagler, D. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fate+of+the+Fontan+connection:+Mechanisms+of+stenosis+and+management.">Fate of the Fontan connection: Mechanisms of stenosis and management.</a> Congenit Heart Dis. 14 (4), 571-581 (2019).</li><li>Nezerati, R. M., Eifert, M. B., Dempsey, D. K., Cosgriff-Hernandez, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrospun+vascular+grafts+with+improved+compliance+matching+to+native+vessels.">Electrospun vascular grafts with improved compliance matching to native vessels.</a> J Biomed Mater Res B Appl Biomater. 103 (2), 313-323 (2015).</li><li>Bates, O., Semple, T., Krupickova, S., Bautisa-Rodriguez, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Case+report+of+a+Gore-Tex+TCPC+conduit+dissection+causing+severe+stenosis.">Case report of a Gore-Tex TCPC conduit dissection causing severe stenosis.</a> Eur Heart J Case Rep. 5 (11), 1-6 (2021).</li><li>Sathananthan, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Clinical+importance+of+Fontan+Circuit+thrombus+in+the+adult+population:+Significant+association+with+increased+risk+of+cardiovascular+events.">Clinical importance of Fontan Circuit thrombus in the adult population: Significant association with increased risk of cardiovascular events.</a> Can J Cardiol. 35 (12), 1807-1814 (2019).</li><li>Kumar, P., Bhatia, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Computed+tomography+in+the+evaluation+of+Fontan+Circulation.">Computed tomography in the evaluation of Fontan Circulation.</a> J Cardiovasc Imaging. 29 (2), 108-122 (2021).</li><li>Abbott, W. M., Megerman, J., Hasson, J. E., L'Italien, G., Warnock, D. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+compliance+mismatch+on+graft+patency.">Effect of compliance mismatch on graft patency.</a> J Vasc Surg. 5 (2), 376-382 (1987).</li><li>Weston, M. W., Rhee, K., Tarbell, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Compliance+and+diameter+mismatch+affect+the+wall+shear+rate+distribution+near+an+end-to-end+anastomosis.">Compliance and diameter mismatch affect the wall shear rate distribution near an end-to-end anastomosis.</a> J Biomech. 29 (2), 187-198 (1996).</li><li>Ballyk, P. D., Walsh, C., Butany, J., Ojha, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Compliance+mismatch+may+promote+graft-artery+intimal+hyperplasia+by+altering+suture-line+stress.">Compliance mismatch may promote graft-artery intimal hyperplasia by altering suture-line stress.</a> J Biomech. 31 (3), 229-237 (1997).</li><li>Lemson, M. S., Tordoir, J. H. M., Daemen, M. J. A. P., Kitslaar, P. J. E. H. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intimal+hyperplasia+in+vascular+grafts.">Intimal hyperplasia in vascular grafts.</a> Eur J Vasc Endovasc Surg. 19 (4), 336-350 (2000).</li><li>Blum, K. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue+engineered+vascular+grafts+transform+into+autologous+neovessels+capable+of+native+function+and+growth.">Tissue engineered vascular grafts transform into autologous neovessels capable of native function and growth.</a> Commun Med. 2, 3 (2022).</li><li>Turner, M. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue+engineered+vascular+grafts+are+resistant+to+the+formation+of+dystrophic+calcification.">Tissue engineered vascular grafts are resistant to the formation of dystrophic calcification.</a> Nat Commun. 15, 2187 (2024).</li></ol>

Este estudo foi patrocinado em parte pela Gunze Ltd.

A complacência e a distensibilidade são propriedades-chave para a função dos vasos sanguíneos, servindo como indicadores de possíveis complicações e intervenções. Quantificar e comparar com precisão as alterações nesses parâmetros é importante para avaliar a eficácia do enxerto. Nosso método in vivo supera as limitações da análise ex vivo e mantém resultados comparáveis. Comparando nossos dados in vivo com os dados ex vivo apresentados por Blum et al., ambos os m?...

Pacientes com anomalias cardíacas críticas requerem cirurgia reconstrutiva. A maioria das operações reconstrutivas requer o uso de materiais protéticos, incluindo enxertos vasculares. Os possíveis canais para preencher esse espaço incluem materiais sintéticos ou biológicos. Inicialmente, os homoenxertos foram usados como conduto de Fontan, mas desde então foram abandonados devido à alta incidência de calcificação e incidentes de fase aguda1. Atualmente, são utilizados enxertos vasculares sintéticos derivados de polímeros inorgânicos. Permanece o desafio de que esses enxertos sejam menos complacentes do que o vaso nativo no qual são implantados e tenham complicações a longo prazo, como estenose, oclusão e calcificação 1,2,3,4,5.
A estrutura dos enxertos vasculares sintéticos se presta à resistência à tração mecânica, levando à sua complacência invariavelmente menor em comparação com o tecido nativo2. A complacência vascular, que define a mudança de volume do vaso sobre uma mudança na pressão, serve como um indicador da capacidade de resposta de um vaso a cargas mecânicas. A diferença entre o material do enxerto e as propriedades do vaso nativo cria uma incompatibilidade de complacência, que demonstrou interromper os padrões de fluxo sanguíneo, resultando em áreas de recirculação e separação de fluxo 2,6,7,8,9. Esse fenômeno altera a tensão de cisalhamento na parede endotelial e induz hiperplasia intimal 2,7,8,9. Tais respostas podem levar a complicações relacionadas ao enxerto, necessitando de substituição ou reintervenção do enxerto6.
Como a complacência vascular assume um papel fundamental na determinação dos resultados do enxerto, a medição precisa dessa propriedade é essencial. O padrão-ouro atual para medir a complacência vascular é o teste mecânico biaxial tubular ex vivo . Este método envolve a excisão de um enxerto ou vaso de interesse, conectando-o a tubos de látex e pressurizando-o para avaliar o comportamento circunferencial de estiramento por estresse em várias pressões. A conformidade é determinada comparando a pressão com uma medição do diâmetro interno10. No entanto, os métodos ex vivo têm algumas desvantagens. Ao avaliar a funcionalidade dos enxertos implantados pelo método ex vivo , é necessário sacrificar os animais e explantar os enxertos, impossibilitando a realização de exames prolongados. Portanto, desenvolvemos um protocolo de medição de conformidade in vivo .
Nosso grupo se concentra no desenvolvimento de enxertos vasculares de engenharia de tecidos (TEVGs) para uso na cirurgia de Fontan para melhorar a síndrome do coração esquerdo hipoplásico congênito (SHCE). Desenvolvimentos recentes no campo da cirurgia cardíaca congênita melhoraram os resultados pós-operatórios, levando a uma expectativa de vida mais longa. Isso torna as propriedades de longo prazo e o sucesso do conduto vascular implantado cada vez mais cruciais. Atualmente, não existe nenhum modelo animal de SHCE, portanto, avaliamos nossos enxertos em um modelo acelerado de enxerto de interposição de veia cava inferior (VCI) de grandes animais. Embora este modelo não tente criar o fluxo da circulação de Fontan, ele efetivamente recapitula as condições hemodinâmicas únicas. Nosso uso recente deste protocolo in vivo demonstrou diferenças significativas na adesão do enxerto entre nosso TEVG e enxertos convencionais de politetrafluoretileno expandido (PTFE)11. Como este estudo anterior não se concentrou na metodologia, realizamos experimentos adicionais detalhando este novo método in vivo .
Implantamos o enxerto sintético atualmente servindo como padrão de tratamento, composto de politetrafluoretileno expandido (PTFE), em animais de estudo de ovinos Dorset e o comparamos com a VCI nativa em animais controle virgens de cirurgia. Este protocolo foi realizado no grupo PTFE 5-7 anos após o implante de um tubo de PTFE e animais controle não operados de idades variadas. Assim, nas seções subsequentes que descrevem o protocolo e os resultados representativos, ocasionalmente nos referiremos à região de interesse como, por exemplo, o meio da região do enxerto (enxerto médio) do enxerto de interposição da VCI.
Este protocolo nos permite analisar a complacência in vivo do tubo de PTFE, sabidamente não compatível em um ponto de tempo de longo prazo, com o veio nativo. Optou-se por comparar o material padrão clínico, PTFE, com a veia nativa não operada. Selecionamos um ponto de tempo de longo prazo porque o conduíte de PTFE é conhecido por permanecer não compatível e propenso a calcificar, reduzindo ainda mais sua conformidade11. Optou-se por realizar todas as comparações in vivo, pois as alterações hemodinâmicas sistêmicas são refletidas com precisão nas medidas obtidas por meio de métodos in vivo. A partir dessa comparação, verificamos que esse protocolo é capaz de confirmar a não conformidade do PTFE e obter medidas de complacência venosa in vivo de forma segura e reprodutível. Este método foi implementado com sucesso em um estudo publicado para demonstrar diferenças estatisticamente significativas entre condutos de PTFE e enxertos vasculares de engenharia de tecidos (TEVGs) in vivo11.
O objetivo geral deste protocolo é calcular a complacência e a extensibilidade da VCI torácica em um modelo animal ovino de grande porte usando medições in vivo de um procedimento de sobrevivência. Para tanto, visualizamos e medimos as mudanças na circunferência e na área de secção transversa da VCI torácica para um bolo de fluido. Medimos simultaneamente a mudança intravascular na pressão e usamos essas medidas para calcular a complacência e a distensibilidade. O uso de imagens de angiografia 3D nos permite várias vantagens, incluindo a capacidade de ajustar a visualização da imagem após a captura para garantir que nossas medições sejam feitas a partir de uma seção transversal da veia, além de nos permitir medir vários locais ao longo do vaso. As três áreas de interesse neste estudo foram a região do enxerto médio, bem como os dois locais de anastomose adjacentes do enxerto de PTFE e as áreas comparáveis na VCI nativa. Ao realizar experimentos in vivo, há vantagens em avaliar a funcionalidade dos enxertos dentro do fluxo real de sangue e cercados por tecidos e órgãos. Acredita-se que as medições obtidas por meio desse método reflitam a funcionalidade real dos enxertos em um organismo vivo.
O protocolo é dividido em seis seções principais, incluindo preparação pré-procedimento das ovelhas, cateterismo, coleta de dados pré-bolus de linha de base, coleta de dados do estudo, recuperação de animais e análise de dados. Na seção de preparação animal, discutimos sedação, início da anestesia e colocação de equipamentos de monitoramento usados durante o procedimento de cateterismo. Na segunda seção, explicamos o processo de colocação das duas bainhas de cateter necessárias para a aquisição de dados. Para este protocolo, ambas as bainhas são colocadas na veia jugular interna direita (IJV) para permitir que dois cateteres multipista sejam introduzidos no vaso. Um será posicionado na região de interesse para registrar a mudança na pressão e o outro será colocado mais abaixo na veia para injeção de contraste. Uma vez que os cateteres são colocados, um angiógrafo 3D pré-bolus basal é feito para comparação. A coleta de dados do estudo começa com a preparação do bolus salino em um sistema de bolsa pressurizada para administração, fornecendo o bolus salino com registro de pressões intravasculares e fazendo o angiógrafo 3D pós-bolus. Em seguida, descrevemos o processo para facilitar a recuperação dos ovinos após o protocolo. Por fim, discutimos o método para obter as imagens adequadas e medidas transversais para análise e comparação estatística.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>0.035&#34; x 260 cm Rosen Curved Wire Guide</td>
			<td>Cook Medical</td>
			<td>G01253</td>
			<td>Guide for holding placement swapping caths (Multi-track, IVUS, etc)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.035&#34;x 150 cm Glidewire</td>
			<td>Terumo</td>
			<td>GR3507</td>
			<td>Guide for JR cath</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.9% Sodium Chloride Saline</td>
			<td>Baxter Healthcare Corporation</td>
			<td>NCH pharmacy</td>
			<td>For diluting norepinpherine, pressure monitoring</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10.0 Endotracheal tube</td>
			<td>Coviden</td>
			<td>86117</td>
			<td>To secure airway</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>16 G IV catheter</td>
			<td>BD</td>
			<td>382259</td>
			<td>To administer fluids and anesthetic drugs</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>22 G IV catheter</td>
			<td>BD</td>
			<td>381423</td>
			<td>For invasive blood pressure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5Fr x .35&#34; JR2.5</td>
			<td>Cook Medical&#160;</td>
			<td>G05035</td>
			<td>Guide for rosen wire</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>70% isopropyl alcohol</td>
			<td>Aspen Vet</td>
			<td>11795782</td>
			<td>Topical cleaning solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>7Fr x 100 cm Multi-track</td>
			<td>B. Braun</td>
			<td>615001</td>
			<td>Collecting pressure, Administering contrast to specific intravascular location</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>9Fr Introducer sheath</td>
			<td>Terumo</td>
			<td>RSS901</td>
			<td>Access catheter through skin into vessel for wires to pass through</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ACT cartridge</td>
			<td>Abbot Diagnostics</td>
			<td>03P86-25</td>
			<td>Activated Clotting Time</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Angiographic syringe w/ filling spike</td>
			<td>Guerbet</td>
			<td>900103S</td>
			<td>For contrast injector</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bag decanter</td>
			<td>Advance Medical Designs, LLC</td>
			<td>10-102</td>
			<td>Punctures saline bag to pour and fill sterile bowl with saline</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Butorphanol</td>
			<td>Zoetis</td>
			<td>NCH pharmacy</td>
			<td>Sedation drug: Concentration 10 mg/mL, Dosage 0.1 mg/kg</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cath Research Pack</td>
			<td>Cardinal Health</td>
			<td>SAN33RTCH6</td>
			<td>Cath pack with misc. supplies</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cetacaine</td>
			<td>Cetylite</td>
			<td>220</td>
			<td>Topical anesthetic spray</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chloraprep</td>
			<td>BD</td>
			<td>930825</td>
			<td>Topical cleaning solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chlorhexidine 2% solution</td>
			<td>Vedco INC</td>
			<td>VINV-CLOR-SOLN</td>
			<td>Topical cleaning solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Conform stretch bandage</td>
			<td>Coviden</td>
			<td>2232</td>
			<td>Neck wrap to prevent bleeding</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Connection tubing</td>
			<td>Deroyal</td>
			<td>77-301713</td>
			<td>Connects t-port to fluid/drug lines</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Diazepam</td>
			<td>Hospira Pharmaceuticals</td>
			<td>NCH pharmacy</td>
			<td>Sedation drug: Concentration 5 mg/mL, Dosage 0.5 mg/kg</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EKG monitoring dots</td>
			<td>3M</td>
			<td>2570</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fluid administration set</td>
			<td>Alaris</td>
			<td>2420-0007</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fluid warming set</td>
			<td>Carefusion</td>
			<td>50056</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hemcon Patch</td>
			<td>Tricol Biomedical</td>
			<td>1102</td>
			<td>Patch for hemostasis</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin</td>
			<td>Hospira, Inc</td>
			<td>NCH pharmacy</td>
			<td>Angicoagulant: 1,000 USP units/mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Infinix-i INFX-8000C</td>
			<td>Toshiba Medical Systems</td>
			<td>2B308-124EN*E</td>
			<td>Interventional angiography system</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Invasive pressure transducer</td>
			<td>Medline</td>
			<td>23DBB538</td>
			<td>For invasive blood pressure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>Baxter Healthcare Corporation</td>
			<td>NCH pharmacy</td>
			<td>Anesthetic used in prep room</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamine</td>
			<td>Hospira Pharmaceuticals</td>
			<td>NCH pharmacy</td>
			<td>Sedation drug: Concentration 100 mg/mL, Dosage 4 mg/kg</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lubricating Jelly</td>
			<td>MedLine</td>
			<td>MDS0322273Z</td>
			<td>ET tube lubricant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micropuncture Introducer Set</td>
			<td>Cook Medical</td>
			<td>G47945</td>
			<td>Access through skin into vessel</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needle &#38; syringes</td>
			<td>Cardinal Health</td>
			<td>309604</td>
			<td>For sedation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Norepinpherine Bitartrate Injection, USP</td>
			<td>Baxter Healthcare Corporation</td>
			<td>NCH pharmacy</td>
			<td>1 mg/mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Optiray 320</td>
			<td>Liebel-Flarsheim Company, LLC</td>
			<td>NCH pharmacy</td>
			<td>Contrast&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Optixcare</td>
			<td>Aventix</td>
			<td>OPX-4252</td>
			<td>Corneal lubricant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>OsiriX MD</td>
			<td>Pixmeo SARL</td>
			<td>-</td>
			<td>DICOM Viewer and Analysis software</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pressure infusor bag</td>
			<td>Carefusion</td>
			<td>64-10029</td>
			<td>To maintain invasive blood pressure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Propofol</td>
			<td>Fresenius Kabi</td>
			<td>NCH pharmacy</td>
			<td>Anesthetic drug: Concentration 10 mg/mL, Dosage 20-45 mg&#183;kg-1&#183;h-1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silk suture 3-0</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>C013D</td>
			<td>To secure IV catheter&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SoftCarry Stretcher</td>
			<td>Four Flags Over Aspen</td>
			<td>SSTR-4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stomach tube</td>
			<td>Jorgensen Lab, INC</td>
			<td>J0348R</td>
			<td>To release gastric juices and gas and prevent bloat</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>T-port</td>
			<td>Medline</td>
			<td>DYNDTN0001</td>
			<td>Connects to IV catheter</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Urine drainage bag</td>
			<td>Coviden</td>
			<td>3512</td>
			<td>Connects to stomach tube to collect gastric juices</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Warming blanket</td>
			<td>Jorgensen Lab, INC</td>
			<td>J1034B</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

quantifying inferior vena cava compliance and distensibility in an in vivo ovine model using 3d angiography

Os enxertos vasculares sintéticos superam alguns desafios de aloenxertos, autoenxertos e xenoenxertos, mas geralmente são mais rígidos e menos complacentes do que o vaso nativo no qual são implantados. A correspondência de complacência com o vaso nativo está emergindo como uma propriedade fundamental para o sucesso do enxerto. O padrão ouro atual para avaliar a conformidade do vaso envolve a excisão do vaso e o teste mecânico biaxial ex vivo . Desenvolvemos um método in vivo para avaliar a complacência e a distensibilidade venosa que reflete melhor a fisiologia natural e leva em consideração o impacto de uma mudança de pressão causada pelo fluxo sanguíneo e por quaisquer alterações morfológicas presentes. 
Este método é projetado como um procedimento de sobrevivência, facilitando estudos longitudinais e potencialmente reduzindo a necessidade de uso de animais. Nosso método envolve a injeção de um bolus de soro fisiológico de 20 mL/kg na vasculatura venosa, seguida da aquisição de angiografias 3D pré e pós-bolus para observar alterações induzidas pelo bolus, concomitantemente com medidas de pressão intravascular nas regiões-alvo. Podemos então medir a circunferência e a área da seção transversal do vaso pré e pós-bolo. 
Com esses dados e a pressão intravascular, podemos calcular a complacência e a distensibilidade com equações específicas. Este método foi usado para comparar a complacência e a distensibilidade da veia cava inferior em ovinos nativos não operados com o conduto de ovinos implantados com enxerto de politetrafluoretileno expandido (PTFE) de longo prazo. O vaso nativo mostrou-se mais complacente e distensível do que o enxerto de PTFE em todos os locais medidos. Concluímos que este método fornece com segurança medidas in vivo de complacência e distensibilidade venosa.

Patients with critical cardiac anomalies require reconstructive surgery. Most reconstructive operations require the use of prosthetic materials, including vascular grafts. Potential conduits to bridge this space include synthetic or biologic materials. Initially, homografts were used as the Fontan conduit but have since been abandoned due to a high incidence of calcification and acute phase incidents1. Currently, synthetic vascular grafts derived from inorganic polymers are used. There remains a challenge that these grafts are less compliant than the native vessel into which they are implanted and have long-term complications, such as stenosis, occlusion, and calcification1,2,3,4,5.
The structure of synthetic vascular grafts lends itself to mechanical tensile strength, leading to their invariably lower compliance compared to native tissue2. Vascular compliance, which defines the vessel&#39;s change in volume over a change in pressure, serves as an indicator of a vessel&#39;s responsiveness to mechanical loads. The difference between the graft material and native vessel properties creates a compliance mismatch, which has been demonstrated to disrupt blood flow patterns, resulting in areas of recirculation and flow separation2,6,7,8,9. This phenomenon alters the shear stress on the endothelial wall and induces intimal hyperplasia2,7,8,9. Such responses can lead to graft-related complications, necessitating graft replacement or re-intervention6.
As vascular compliance assumes a key role in determining graft outcomes, the accurate measurement of this property is essential. The current gold standard for measuring vascular compliance is ex vivo tubular biaxial mechanical testing. This method involves excising a graft or vessel of interest, connecting it to latex tubes, and pressurizing it to assess circumferential stress-stretch behavior across various pressures. Compliance is determined by comparing the pressure with a measurement of the inner diameter10. However, ex vivo methods have some disadvantages. When evaluating the functionality of implanted grafts using the ex vivo method, sacrificing the animals and explanting the grafts are necessary, making it impossible to conduct prolonged examinations. Therefore, we have developed an in vivo compliance measurement protocol.
Our group focuses on developing tissue-engineered vascular grafts (TEVGs) for use in the Fontan surgery to ameliorate the congenital heart defect hypoplastic left heart syndrome (HLHS). Recent developments in the field of congenital heart surgery have improved postoperative outcomes, leading to longer life expectancies. This makes the long-term properties and success of the implanted vascular conduit increasingly crucial. Currently, no animal model of HLHS exists so we evaluate our grafts in an accelerated large animal inferior vena cava (IVC) interposition graft model. While this model does not attempt to create the flow of the Fontan circulation, it effectively recapitulates the unique hemodynamic conditions. Our recent use of this in vivo protocol demonstrated significant differences in graft compliance between our TEVG and conventional expanded polytetrafluoroethylene (PTFE) grafts11. As this previous study did not focus on methodology, we have conducted additional experiments detailing this novel in vivo method.
We implanted the synthetic graft currently serving as the standard of care, comprised of expanded polytetrafluoroethylene (PTFE), in Dorset sheep study animals and compared it to the native IVC in surgically na&#239;ve control animals. This protocol was performed on the PTFE group 5-7 years postimplantation of a PTFE conduit and unoperated control animals of varying ages. Thus, in subsequent sections describing the protocol and representative results, we will occasionally refer to the region of interest as, for example, the middle of the graft (midgraft) region of the IVC interposition graft.
This protocol allows us to analyze the in vivo compliance of the PTFE conduit, known to be non-compliant at a long-term time point, with the native vein. We chose to compare the clinical standard material, PTFE, with the native unoperated vein. We selected a long-term time point because the PTFE conduit is known to remain non-compliant and is prone to calcify, further reducing its compliance11. We opted to conduct all comparisons in vivo as systemic hemodynamic changes are accurately reflected in measurements obtained through in vivo methods. From this comparison, we found that this protocol is able to confirm the non-compliance of PTFE and obtain measurements of in vivo venous compliance in a safe and reproducible manner. This method has been successfully implemented in a published study to demonstrate statistically significant differences between PTFE conduits and tissue-engineered vascular grafts (TEVGs) in vivo11.
The overall goal of this protocol is to calculate compliance and distensibility of the thoracic IVC in an ovine large animal model using in vivo measurements from a survival procedure. To this end, we visualized and measured the changes in circumference and cross-sectional area of thoracic IVC to a fluid bolus. We simultaneously measured the intravascular change in pressure and used these measurements to calculate compliance and distensibility. Using 3D angiography imaging allows us multiple advantages, including the ability to adjust the view of the image post capture to ensure our measurements are taken from a cross-section of the vein, as well as allow us to measure multiple locations along the vessel. The three areas of interest in this study were the midgraft region, as well as the two adjacent anastomosis sites of the PTFE graft, and the comparable areas in the native IVC. By conducting experiments in vivo, there are advantages in evaluating the functionality of grafts within the actual flow of blood and surrounded by tissues and organs. The measurements obtained through this method are believed to reflect the actual functionality of the grafts in a living organism.
The protocol is divided into six main sections including preprocedure preparation of the sheep, catheterization, collection of baseline pre bolus data, collection of study data, animal recovery, and data analysis. In the animal preparation section, we discuss sedation, initiating anesthesia, and the placement of monitoring equipment used during the catheterization procedure. In the second section, we explain the process of placing the two catheter sheaths needed for data acquisition. For this protocol, both sheaths are placed in the right internal jugular vein (IJV) to allow two multitrack catheters to be introduced into the vessel. One will be positioned in the region of interest to record the change in pressure, and the other will be placed lower in the vein for contrast injection. Once the catheters are placed, a baseline pre bolus 3D angiograph is taken for comparison. Study data collection begins with preparing the saline bolus in a pressurized bag system for administration, providing the saline bolus with recording intravascular pressures, and taking the post bolus 3D angiograph. We then describe the process to facilitate the recovery of the sheep after the protocol. Lastly, we discuss the method to obtain the proper images and cross-sectional measurements for analysis and statistical comparison.

Autor em destaque: Imagem aprimorada para desenvolvimento neovascular na pesquisa de doenças cardíacas congênitas

Quantificando a complacência e a distensibilidade da veia cava inferior em um modelo ovino in vivo usando angiografia 3D

We aim to improve long-term outcomes for congenital-heart-disease patients using a regenerative medicine approach. Our tissue-engineered vascular graft develops into a neo vessel comprised of the patient's own cells. Our goal is to make comparisons between our graft, the native vein, and the clinical standard polytetrafluoroethylene or PTFE.We have established that our neo vessel displays growth capacity and that it approaches native vessel functionality. Using this method, we've also recently demonstrated that the neo vessel retains compliance and distensibility at a long-term time point, and is resistant to the formation of dystrophic calcification. Using 3D angiography allows us to image the entire path of the thoracic inferior vena cava in our ovine large-animal model.In addition to allowing us to view the morphology of the vessel, it also allows for post-capture orientation adjustments to ensure we're obtaining measurements from a true cross-section. Our in-vivo method allows us to determine the capacity for vessel compliance and distensibility in its native context. Additionally, it allows us to take longitudinal measurements of the same study animal, which is necessary to track changes in neo-vessel development and remodeling.

Realizamos com sucesso este procedimento com mais de 25 ovelhas. É importante ressaltar que não houve casos de morbidade e mortalidade relacionados a esse procedimento. Todas as ovelhas exibiram recuperações sem complicações. Esses resultados representativos foram obtidos de três ovelhas implantadas com enxertos de PTFE e três ovelhas nativas não operadas. A Figura 5 fornece as medidas de pressão intravascular realizadas em ambos os grupos de animais do estudo durante o protocolo. ...

Read this Scientific Article Protocol about Author Spotlight: Improved Imaging for Neovascular Development in Congenital Heart Disease Research at JoVE.com

Este protocolo permite a quantificação in vivo da complacência venosa e da distensibilidade usando cateterismo e angiografia 3D como procedimento de sobrevida, permitindo uma variedade de aplicações potenciais.

Synthetic vascular grafts overcome some challenges of allografts, autografts, and xenografts but are often more rigid and less compliant than the native ...

quantifying-inferior-vena-cava-compliance-distensibility-an-vivo

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Quantifying Inferior Vena Cava Compliance and Distensibility in an In Vivo Ovine Model Using 3D Angiography

365 visualizações.  Nationwide Children's Hospital. Nosso objetivo é melhorar os resultados a longo prazo para pacientes com cardiopatia congênita usando uma abordagem de medicina regenerativa. Nosso enxerto vascular de engenharia de tecidos se desenvolve em um neovaso composto pelas próprias células do paciente. Nosso objetivo é fazer comparações entre nosso enxerto, a veia nativa e o padrão clínico politetrafluoretileno ou PTFE.Estabelecemos que nossa embarcação neo apresenta capacidade de ...

Vídeo: Autor em destaque: Imagem aprimorada para desenvolvimento neovascular na pesquisa de doenças cardíacas congênitas

Synthetic vascular grafts overcome some challenges of allografts, autografts, and xenografts but are often more rigid and less compliant than the native vessel into which they are implanted. Compliance matching with the native vessel is emerging as a key property for graft success. The current gold standard for assessing vessel compliance involves the vessel's excision and ex vivo biaxial mechanical testing. We developed an in vivo method to assess venous compliance and distensibility that better reflects natural physiology and takes into consideration the impact of a pressure change caused by flowing blood and by any morphologic changes present. 
This method is designed as a survival procedure, facilitating longitudinal studies while potentially reducing the need for animal use. Our method involves injecting a 20 mL/kg saline bolus into the venous vasculature, followed by the acquisition of pre and post bolus 3D angiograms to observe alterations induced by the bolus, concurrently with intravascular pressure measurements in target regions. We are then able to measure the circumference and the cross-sectional area of the vessel pre and post bolus. 
With these data and the intravascular pressure, we are able to calculate the compliance and distensibility with specific equations. This method was used to compare the inferior vena cava's compliance and distensibility in native unoperated sheep to the conduit of sheep implanted with a long-term expanded polytetrafluorethylene (PTFE) graft. The native vessel was found to be more compliant and distensible than the PTFE graft at all measured locations. We conclude that this method safely provides in vivo measurements of vein compliance and distensibility.

This protocol allows for the in vivo quantification of venous compliance and distensibility using catheterization and 3D angiography as a survival procedure allowing for a variety of potential applications.

Bioengenharia

Catheterization of an Anesthetized Sheep for 3D Angiogram Analysis

To begin, place a sedated sheep in the left lateral recumbency position on the catheterization table. Press buttons 7 and 3 on the control panel to move the C-arm to the sheep and adjust the table. Then auto-position the C-arm towards the left side of the table.Next, use a 21-gauge puncture needle on a 10-cubic centimeter Luer syringe to access the internal jugular vein. Carefully disconnect the syringe while holding the needle steady. Now insert a 0.018-inch stainless steel wire guide through the needle into the vessel.Remove the needle from over the wire. Place a 5 French dilator over the wire and into the vessel. After removing the inner piece of the dilator and wire, feed a 0.038-inch guide wire through the dilator into the vessel and remove the dilator.With an 11 blade scalpel, cut the skin above the vein just where the wire enters. Feed a 9 French sheath over the guide wire and into the vessel. Then remove the inner sheath section and guide wire.Aspirate the blood to confirm sheath placement. Flush the sheath with heparinized saline. After inserting two 9 French sheaths in the right internal jugular vein, inject 150 units per kilogram of heparin through the IV to prevent clotting.Now, use the foot pedal to start fluoroscopy. Insert a JR catheter through the sheath, following the thoracic IVC across the diaphragm into the abdominal IVC. Thread a Rosen wire through the JR catheter until it reaches the abdominal IVC and the tip emerges from the JR catheter.While holding the Rosen wire in place, gently remove the JR catheter. When the second sheath has similarly been inserted, thread a 7 French multi-track catheter over each Rosen wire. Now place one multi-track angiographic catheter in the abdominal IVC for contrast injection.Place another multi-track angiographic catheter into the specific region of interest for pressure measurement.

Cateterismo de uma ovelha anestesiada para análise de angiografia 3D

Acquisition of  Pre&#45;and Post&#45;Bolus 3D Angiograms and Intravascular Pressure from a Catheterized Sheep for Measurement of the Vessel Circumference

To begin, connect a multi-track angiographic catheter in the region of interest of an anesthetized catheterized sheep to a pressure transducer with a three-way stopcock. Then flush the multi-track with heparinized saline. Flip the off position on the stopcock to the syringe so that the pressure transducer and the multi-track are open to each other.Connect the contrast injector to the multi-track centered in the abdominal IVC. Turn the knob of the contrast injector counterclockwise slowly to pull air bubbles from the multi-track until blood is seen. Then turn the knob clockwise to push contrast forward slowly into the multi-track.Confirm when the contrast has reached the tip of the multi-track with a fluoroscope. Divide the total contrast used for the 3D angiogram by five to obtain the rate of injection in milliliters per second. Then set the rate rise to 0 in 600 pounds per square inch.Next, to set the C-arm to the pre-programmed mode, click the Program button, then press the 3D-110 8"button. Move all objects and people away from the front or sides of the table. Click on button 3 on the control panel to initiate the C-arm.Position the target at the center of the xy plane. Click button 4 on the control panel to move onto the second program. Then adjust the height of the table to center the region of interest.Next, press button 5 to take the test image. click on the Confirm Conditions icon, followed by Start to pretest the C-arm's range of motion. Use the middle acquisition pedal to initiate the program and take a 3D rotational angiogram.Simultaneously, measure and record the mean pressure of the target region. Connect a pressurized saline bag to a 9 French sheath. Allow it to flow until the sheep has received a bolus equivalent to 20 milliliters per kilogram.Record the intravascular pressures of the target region every minute while the bolus is flowing. Perform the second 3D angiography with concurrent intravascular pressure measurement. Once imaging is complete, press the number 77 and hold the Start button to place the C-arm back in its pre-programmed to position.Remove the multi-track angiography catheters and Rosen wires from the sheep. Then remove both sheaths. Apply pressure with a hemostasis patch over the insertion sites for at least seven minutes to control bleeding.For data analysis, export the original raw 3D angiography data from the angiography imaging software in a DICOM file format. Launch the DICOM Viewer software. Then drag and drop the 3D angiography file into the Viewer to open.Select the 3D Multiplanar Reconstruction tool to generate a 3D reconstructed view of the angiography data. Three distinct 2D views from the axial, sagittal, and coronal planes can now be seen. Now adjust the placement and orientation of the target region in the sagittal and coronal planes to place the target region at the center.Use the Hand tool to rotate the direction of the reference lines on each page. With the Pencil tool, outline the vessel wall in the axial view of the target region. The software will automatically calculate and show both the area and perimeter of the region in the middle of the axial view.The intravascular pressures of sheep with and without PTFE grafts were obtained. A change in circumference was seen in the native sheep in response to bolus. The native sheep vessels were more compliant and distensible than the PTFE grafts.