JP reconhece o apoio financeiro do Conselho de Pesquisa em Ciências Naturais e Engenharia do Canadá e da Faculdade de Medicina da Universidade de Saskatchewan. A YD reconhece o apoio financeiro do Fundo de Inicialização da Faculdade de Medicina da Universidade de Saskatchewan, do Conselho de Pesquisa em Ciências Naturais e Engenharia do Canadá Discovery Grant (RGPIN-2023-03659), MS Canada Catalyst Grant (1019973), Saskatchewan Health Research Foundation Establishment Grant (6368) e Brain Canada Foundation Future Leaders in Canadian Brain Research Grant. A Figura 1A, a Figura 2A e a Figura 3A foram criadas com BioRender.com.

Todos os animais utilizados neste estudo foram alojados e manuseados com a aprovação do Comitê Universitário de Cuidados com Animais (UACC) da Universidade de Saskatchewan e do Conselho Canadense de Cuidados com Animais (CCAC). Dias pós-natais 0-2 camundongos CD1 machos e fêmeas e embriões embrionários dias 16-18 (E16-18) de camundongos CD1 prenhes foram usados para este estudo. Os detalhes dos reagentes e do equipamento utilizado estão listados na Tabela de Materiais.
1. Cultura primária da microglia
NOTA: É crucial cronometrar as culturas mistas de glia e neuronais para que a microglia esteja madura e pronta para a colheita dentro de 2 dias após os neurônios serem semeados em uma placa de 96 poços.
<ol><li>Preparação<ol><li>Meios de cultura completos pré-aquecidos da glia, que incluem o meio de águia modificado (DMEM) de Dulbecco com glicose alta suplementada com 10% de soro bovino fetal inativado pelo calor, 50 U/mL de penicilina/estreptomicina com 2,92 mg/mL de L-glutamina, 1mM de piruvato de sódio, 1x aminoácidos não essenciais e 20 mM de HEPES em banho-maria a 37 °C.</li>
		<li>Adicionar 5 ml de bromidrato de poli-L-ornitina (PO) a 10 μg/ml em cada balão T-75. Rode suavemente o balão para garantir que o PO cobre completamente o fundo do balão. Incubar a 37 °C em uma incubadora de CO5% 2 por pelo menos 1 h. NOTA: Esta etapa de revestimento é necessária para facilitar a adesão das células aos frascos T-75.</li>
	</ol></li>
	<li>Isolamento de cérebros de camundongos neonatais P0-P2 NOTA: Esterilize todas as ferramentas de dissecação e mantenha a esterilidade dos reagentes. Garanta a adesão às técnicas assépticas em todo o processo.<ol><li>Antes de iniciar a dissecação, borrife a bancada com etanol 70% ou spray desinfetante onde a dissecação ocorrerá. Configure o microscópio de dissecção e coloque a placa de Petri sob o microscópio. Despeje 20 mL do meio L-15 de Leibovitz na placa de Petri. Mantenha a tampa da placa de Petri colocada enquanto o microscópio não estiver em uso para reduzir a contaminação.</li>
		<li>Coloque várias camadas de papel toalha e borrife bem as toalhas de papel com etanol 70%. Prepare as ferramentas de dissecção (tesoura de dissecação, um par de micropinças e pinças de tecido) borrifando-as completamente com etanol a 70% e colocando as ferramentas sobre as toalhas de papel.</li>
		<li>Transfira os dias pós-parto 0-2 para as toalhas de papel e borrife bem o camundongo com etanol 70%. Decapite o camundongo usando uma tesoura de dissecção (seguindo protocolos aprovados institucionalmente).</li>
		<li>Enquanto segura suavemente a cabeça, crie uma incisão na linha média do crânio, começando do pescoço ao nariz. Descasque o crânio com uma pinça de tecido para revelar o cérebro.</li>
		<li>Usando uma pinça de tecido, retire suavemente o cérebro inserindo a pinça sob o cérebro e levante o cérebro da cabeça. Coloque imediatamente o cérebro na placa de Petri contendo 20 mL de meio L-15 de Leibovitz.</li>
		<li>Sob um microscópio de dissecação, remova cuidadosamente o tronco cerebral e as meninges usando um par de micropinças. Colete os cérebros em um tubo cônico de 50 mL contendo 5 mL de meio L-15 de Leibovitz.</li>
	</ol></li>
	<li>Dissociação cerebral, semeadura e manutenção de cultura de glia mista NOTA: Execute todas as etapas subsequentes em um gabinete de biossegurança.<ol><li>Pique os cérebros em pedaços de aproximadamente 1 mm2 com uma lâmina de bisturi descartável estéril. Transfira cuidadosamente os cérebros picados para um novo tubo estéril de 50 mL.</li>
		<li>Aos cérebros picados, adicione uma concentração final de tripsina a 0,25% e incube o tecido em banho-maria a 37 °C por 20 min. A cada 2-3 minutos, misture a solução invertendo suavemente o tubo para ajudar na dissociação do tecido.</li>
		<li>Da incubadora de CO5% 2 , transfira os frascos T-75 contendo 5 mL de PO para a cabine de biossegurança. Descarte o PO e enxágue os frascos 3 vezes com solução tampão fosfato 1x estéril (PBS). Certifique-se de enxaguar bem os frascos, pois o excesso de PO é tóxico para as células.</li>
		<li>Transferir o tecido digerido do banho-maria a 37 °C para a cabina de biossegurança. Adicione 5 mL de meios de cultura glia completos para neutralizar a tripsina. Misture suavemente a suspensão de tecido usando uma pipeta de 10 mL.</li>
		<li>Coloque um filtro de células de malha de nylon estéril de 70 μm em um tubo cônico estéril de 50 mL e molhe a malha despejando cerca de 5 mL de L-15. Transvase cuidadosamente a suspensão celular através do filtro celular. Remova o êmbolo de uma seringa estéril de 1 mL, triture o tecido na malha usando o êmbolo para se livrar dos aglomerados de tecido e gere uma suspensão celular homogeneizada.</li>
		<li>Periodicamente, despeje aproximadamente 5 mL do meio L-15 de Leibovitz na malha de náilon de 70 μm e continue triturando o tecido na malha com o êmbolo de seringa de 1 mL. Quando pouco ou nenhum tecido visível permanecer na tela, descarte a malha e deixe a suspensão celular de lado.</li>
		<li>Misture a suspensão celular pipetando suavemente para cima e para baixo. Em cada frasco, adicionar volumes iguais de suspensão celular contendo 1-2 cérebros com meios de cultura de glia até um volume final de 15 ml.</li>
		<li>Incubar as células a 37 °C numa incubadora de CO2 a 5% durante a noite. No dia seguinte, lave os frascos duas vezes com 1x PBS estéril para remover células soltas e detritos.</li>
		<li>Adicione 15 ml de meios de cultura de glia completos frescos à cultura e incube a 37 °C numa incubadora de CO2 a 5%. Após 3 dias, troque metade do meio por 10 mL de meio de cultura de glia fresco suplementado com 40 ng/mL de fator estimulador de colônias de macrófagos (MCSF). NOTA: Depois disso, metade do meio é substituído por 10 mL de meio de cultura de glia fresco suplementado com 40 ng/mL de MCSF a cada 3 dias. A cultura é mantida por 8 a 10 dias antes da colheita da micróglia.</li>
	</ol></li>
</ol>2. Cultura de neurônios primários
<ol><li>Preparação<ol><li>Descongele o suplemento B-27 plus do sistema de cultura neuronal B-27 plus. Pré-aqueça o meio neurobasal mais do sistema de cultura neuronal B-27 plus, 1x Hank's Balanced Salt Solution (HBSS) e soro fetal bovino inativado pelo calor (FBS) a 37 °C em banho-maria.</li>
		<li>Cobrir os balões T-25 com 5 ml de 10 μg/ml PO e incubar os balões durante, pelo menos, 1 hora a 37 °C. Prepare instrumentos e suprimentos para dissecação. NOTA: Esta etapa de revestimento facilita a adesão da célula aos frascos T-25.</li>
	</ol></li>
	<li>Isolamento cerebral de embriões de camundongos E16-E18 NOTA: Esterilize todas as ferramentas de dissecação e mantenha a esterilidade dos reagentes. Garanta a adesão às técnicas assépticas em todo o processo.<ol><li>Antes de iniciar a dissecação, borrife a bancada com etanol 70% ou spray desinfetante onde a dissecação ocorrerá. Configure o microscópio de dissecção e coloque a placa de Petri sob o microscópio. Despeje 20 mL de 1x HBSS na placa de Petri. Mantenha a tampa da placa de Petri colocada enquanto o microscópio não estiver em uso para reduzir a contaminação.</li>
		<li>Coloque várias camadas de papel toalha e borrife bem as toalhas de papel com etanol 70%. Prepare as ferramentas de dissecção (tesoura de mola, um par de micropinças e pinças de tecido) borrifando-as completamente com etanol a 70% e colocando as ferramentas sobre as toalhas de papel.</li>
		<li>Anestesiar um camundongo prenhe entre os dias 16-18 de gestação usando isoflurano e sacrificar o camundongo por luxação cervical (seguindo protocolos aprovados institucionalmente).</li>
		<li>Coloque o rato de costas em um pedaço de papel toalha embebido em etanol a 70%. Desinfete a área abdominal com etanol 70%. Levante a pele da parte inferior do abdômen com uma pinça de tecido e faça uma incisão em forma de V deste ponto até a caixa torácica inferior com uma tesoura de dissecação.</li>
		<li>Pegue os cornos uterinos contendo os embriões com uma pinça de tecido e remova suavemente os embriões da cavidade abdominal. Desinfete brevemente os cornos uterinos contendo embriões com etanol a 70%.</li>
		<li>Disseque um embrião de seu saco individual de cada vez. Usando uma tesoura de mola, crie uma incisão na linha média na parte superior do crânio, começando da nuca até o nariz. Em seguida, levante o crânio do local da incisão para revelar o cérebro. Retire suavemente o cérebro com uma pinça de tecido e transfira o cérebro para uma placa de Petri de 10 cm contendo 15 mL de 1x HBSS.</li>
		<li>Sob um microscópio de dissecação, remova cuidadosamente o tronco encefálico e as meninges em ambos os lados dos córtices cerebrais com um par de microfórceps. Transfira os córtices cerebrais para um tubo cônico de 50 mL contendo 10 mL de 1x HBSS e coloque no gelo.</li>
	</ol></li>
	<li>Dissociação cerebral e semeadura de neurônios corticais em cultura de células NOTA: Execute todas as etapas subsequentes em um gabinete de biossegurança.<ol><li>Pique os cérebros em aproximadamente 1 mm2 pedaços no tubo cônico de 50 mL com uma lâmina de bisturi descartável estéril. Transfira os cérebros picados para um novo tubo cônico estéril de 50 mL.</li>
		<li>Adicione tripsina ao tubo com uma concentração final de 0,25%. Mergulhe o tubo em banho-maria a 35-38 °C por 15 min e misture suavemente o tubo para homogeneizar o tecido a cada 2-3 min.</li>
		<li>Retire o tubo do banho-maria. Pipete suavemente a suspensão de tecido para cima e para baixo para dissociar ainda mais as células e, em seguida, adicione 0,5 mL de FBS inativado por calor à suspensão homogeneizada para neutralizar a atividade da tripsina. Evite bolhas de ar para minimizar a toxicidade para as células neuronais.</li>
		<li>Coloque um filtro de células de malha de náilon estéril de 70 μm em um tubo cônico estéril de 50 mL e molhe a malha adicionando cerca de 5 mL de meio neurobasal. Filtrar a suspensão celular através do filtro de células de malha de nylon de 70 μm. Usando um êmbolo de seringa de 1 mL, triture suavemente o tecido no filtro de células. Despeje periodicamente aproximadamente 5 mL de 1x HBSS enquanto continua a moer para lavar o filtro da célula.</li>
		<li>Centrifugar o tubo cónico a 300 x g durante 5 min a 4 °C. Durante esse período, dilua o suplemento B-27 plus em meio neurobasal plus até 1x a concentração final para usar como meio neurobasal completo.</li>
		<li>Descarte o PO nos frascos T-25 e lave os frascos três vezes com 5 mL de 1x PBS.</li>
		<li>Transvase cuidadosamente para remover o sobrenadante e ressuspender o pellet celular pipetando suavemente para cima e para baixo 2-3 mL de meio neurobasal completo. Determine a concentração celular e o número total de células com um hemocitômetro e azul de tripano. Espere até 1,0 x 107 células por embrião.</li>
		<li>Plaquear as células nos frascos T-25 revestidos com PO com aproximadamente 2,0 x 107 células por frasco em 5 ml de meio neurobasal completo. Incubar a cultura de células a 37 °C em uma incubadora de CO5% 2 .</li>
		<li>Realize uma meia troca de meio a cada 2-3 dias, substituindo 2,5 mL de meio do frasco de cultura por meio neurobasal completo recém-feito.</li>
	</ol></li>
</ol>3. Co-cultura de neurônios primários e microglia
NOTA: Todas as etapas subsequentes devem ser realizadas em um gabinete de biossegurança estéril.
<ol><li>Semeando neurônios em placas de 96 poços<ol><li>Adicionar 100 μL de 10 μg/ml PO por alvéolo e incubar os frascos durante, pelo menos, 1 h a 37 °C para revestir os alvéolos com PO. Lave a placa com 1x PBS 3 vezes antes de semear as células e aspire o líquido restante após a última lavagem.</li>
		<li>Os neurônios cultivados em frascos T-25 são colhidos para co-cultura após 2-5 dias em cultura. Substitua o meio por 5 mL de 1x solução Versene com 0,25% de tripsina e 1 mg/mL de DNase I para separar os neurônios do frasco. Coloque os frascos dentro da incubadora por 5-6 minutos para digestão e gire suavemente o frasco a cada 2-3 minutos para ajudar no descolamento celular.</li>
		<li>Retirar o balão da incubadora e verificar se as células estão separadas ao microscópio. Adicione 0,5 mL de FBS inativado por calor para neutralizar a tripsina e a DNase I. Transfira as células para um tubo cônico de 15 mL. Lave o frasco com 5 mL de meio neurobasal completo uma vez para maximizar os neurônios coletados. Colete todas as células no mesmo tubo cônico de 15 mL.</li>
		<li>Centrifugar a suspensão da célula a 300 x g durante 5 min a 4 °C. Descarte o sobrenadante e ressuspenda suavemente o pellet celular em 2-3 mL de meio neurobasal completo.</li>
		<li>Conte as células com um hemocitômetro e adicione meios neurobasais completos para atingir uma concentração final de 7,5 x 105 neurônios / mL. Semear 100 μL da suspensão celular para cada poço na placa de 96 poços revestida com PO para obter 7,5 x 104 neurônios / poço. Espera-se um rendimento de 5-6 milhões de neurônios por frasco.</li>
		<li>Incube os neurônios em uma placa de 96 poços durante a noite. Adicione 100 μL de meio neurobasal completo a cada poço no dia seguinte. NOTA: Uma vez que os neurônios exibem o crescimento apropriado do processo de neurite (por volta do dia 3-4 após a semeadura em placas de 96 poços), eles estão prontos para co-cultura com a microglia.</li>
	</ol></li>
	<li>Isolamento e co-cultura microglia-neuronal<ol><li>Entre 8 a 10 dias de cultivo de glia mista, colete a microglia lavando suavemente os frascos T-75 com meios de cultura de glia em cada frasco com uma pipeta de 10 mL e transfira as células e os meios para um tubo cônico estéril de 50 mL. Lave os frascos novamente com 10 mL de meio de cultura de glia fresco para separar microglia adicional dos frascos e coletar o meio. Espera-se um rendimento de 7,5 x 105 micróglias por frasco.</li>
		<li>Adicionar 20 ml de meios de cultura de glia frescos suplementados com 20 ng/ml de MCSF a cada frasco. A microglia pode ser colhida mais uma ou duas vezes se a cultura mista da glia for mantida.</li>
		<li>Centrifugar a recolha de células a 300 x g durante 5 min a 4 °C. Remova cuidadosamente o sobrenadante e ressuspenda suavemente o pellet em 2 mL de meio neurobasal completo.</li>
		<li>Conte as células com um hemocitômetro e azul de tripano. Adicione meios neurobasais completos a uma concentração final de 2,5 x 105 células / mL.</li>
		<li>Da placa de cultura neuronal de 96 poços, remova 100 μL de meio neurobasal e adicione 100 μL de suspensão de células 2,5 x 105 células/mL para semear 2,5 x 104 microglia por poço de 7,5 x 104 neurônios. Incubar a cultura durante a noite a 37 °C em uma incubadora de CO5% 2 para permitir que a microglia se assente. A co-cultura pode agora ser usada para experimentos a jusante.</li>
	</ol></li>
</ol>

 Protocolo de co-cultura primária de microglia e neurônio para estudos de interação do SNC

Os autores declaram não haver conflitos de interesse.

Este artigo descreve um protocolo para isolar e cultivar neurônios primários de camundongos e microglia primária, que são posteriormente usados para estabelecer uma co-cultura microglia-neuronal que pode ser usada para estudar como as interações entre microglia e neurônios regulam sua saúde e função celular. Essa abordagem relativamente simples e acessível pode fornecer insights críticos sobre os mecanismos e resultados funcionais das interações dos neurônios da microglia no SNC.
<p class="jove_content...

A microglia são macrófagos residentes no tecido que facilitam a imunovigilância e a homeostase no sistema nervoso central (SNC)1,2,3. Originam-se de células progenitoras eritromieloides do saco vitelino que colonizam o cérebro durante o desenvolvimento embrionário 4,5,6 e são mantidas ao longo da vida do organismo por meio da auto-renovação, que envolve proliferação e apoptose7. No estado estacionário, a microglia em repouso tem morfologia ramificada e se envolve na vigilância tecidual 8,9,10.
A micróglia expressa numerosos receptores de superfície celular, o que lhes permite responder rapidamente a alterações no SNC11,12 e promover respostas inflamatórias em caso de infecções ou lesão tecidual 12,13,14, bem como durante doenças neurodegenerativas 9,15, como a esclerose múltipla (EM)16,17. A microglia também expressa receptores para vários neurotransmissores e neuropeptídeos 18,19,20, o que sugere que eles também podem responder e regular a atividade neuronal21,22. De fato, a microglia e os neurônios interagem em várias formas de comunicação bidirecional 8,23, como interações diretas mediadas por proteínas de membrana ou interações indiretas por meio de fatores solúveis ou células intermediárias23,24.
Por exemplo, vários neurotransmissores secretados pelos neurônios podem modular a atividade neuroprotetora ou inflamatória da microglia 25,26,27. Além disso, as interações diretas entre neurônios e microglia ajudam a manter a microglia em um estado homeostático28. Por outro lado, as interações diretas da micróglia com os neurônios podem moldar os circuitos neuronais29 e influenciar a sinalização neuronal 30,31,32. Como as interrupções dessas interações induzem hiperexcitabilidade dos neurônios30 e reatividade da microglia33,34, as interações microglia-neuronais desreguladas são implicadas como um fator contribuinte para doenças neurológicas33,35. De fato, doenças psicóticas23,26 e neurodegenerativas foram descritas como exibindo interações microglia-neuronais disfuncionais33. Embora essas observações destaquem a importância da comunicação microglia-neuronal no SNC, mecanismos específicos de como essas interações regulam as funções microgliais e neuronais na saúde e na doença são relativamente desconhecidos.
Dentro de um ambiente complexo como o SNC, vários fatores ambientais podem influenciar as interações microglia-neuronal, o que limita a capacidade de estudar interações celulares transitórias in vivo. Aqui, apresentamos um sistema de co-cultura microglia-neuronal in vitro que pode ser usado para estudar interações celulares diretas entre microglia e neurônios. Este protocolo descreve a geração de micróglia primária e neurônios a partir dos córtices de camundongos neonatais entre os dias 0-2 pós-natais e os dias 16-18 de camundongos embrionários, respectivamente. Neurônios e microglia são então co-cultivados em placas de 96 poços para experimentos de alto rendimento a jusante. Anteriormente, usamos essa abordagem para demonstrar que a fagocitose da microglia protege os neurônios da morte celular mediada por fosfatidilcolina oxidada37, sugerindo que esse método pode ajudar a entender os papéis da microglia no contexto da neurodegeneração e da EM. Da mesma forma, as co-culturas microglia-neuronais também podem ser úteis para investigar o impacto da diafonia microglia-neuronal em outros contextos, como infecções virais38 ou lesão e reparo neuronal39. No geral, os sistemas de co-cultura microglia-neuronal in vitro permitem que os pesquisadores estudem as interações microglia-neuronais em um ambiente manipulável e controlado, que complementa os modelos in vivo.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>10 cm Petri dish&#160;</td>
			<td>Fisher&#160;</td>
			<td>07-202-011</td>
			<td>Sterile</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x Versene</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>15040-066</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>B-27 Plus Neuronal Culture System&#160;</td>
			<td>Gibco&#160;</td>
			<td>A3653401</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissection microscope</td>
			<td>VWR</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DNase I</td>
			<td>Roche</td>
			<td>11284932001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dulbecco&#8217;s Modified Eagle Medium (DMEM)</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>11960-044</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fetal Bovine Serum&#160;</td>
			<td>ThermoFisher Sci</td>
			<td>12483-020</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HBSS (10x)</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>14065-056</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hemacytometer</td>
			<td>Hausser Scientific</td>
			<td>1475</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HEPES&#160;</td>
			<td>ThermoFisher Sci</td>
			<td>15630080</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Leibovitz&#8217;s L-15 Medium (1x)</td>
			<td>Fisher Scientific&#160;</td>
			<td>21083027</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Macrophage colony stimulating factor&#160;</td>
			<td>Peprotech</td>
			<td>315-02</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro-Forceps</td>
			<td>RWD</td>
			<td>F11020-11</td>
			<td>Autoclaved/Sterile</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Non-essential amino acids</td>
			<td>Cytiva</td>
			<td>SH3023801</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PBS (10x)</td>
			<td>ThermoFisher Sci</td>
			<td>AM9625</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Penicillin Streptomycin Glutamine (100x)</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>103780-16</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Poly-L-ornithine hydrobromide&#160;</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P3655-100MG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium pyruvate (100 mM)</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>11360-070</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Spring scissors</td>
			<td>RWD</td>
			<td>S11008-42</td>
			<td>Autoclaved/Sterile</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical blade</td>
			<td>Feather</td>
			<td>08-916-5D</td>
			<td>Sterile</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>T-25 flasks</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>10-126-9</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>T-75 flasks&#160;</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>13-680-65</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tissue forceps</td>
			<td>Codman</td>
			<td>30-4218</td>
			<td>Autoclaved/Sterile</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tissue scissors</td>
			<td>RWD</td>
			<td>S12052-10</td>
			<td>Autoclaved/Sterile</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypan Blue&#160;</td>
			<td>Thermofisher Sci&#160;</td>
			<td>15250-061</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypsin (2.5%)</td>
			<td>ThermoFisher Sci</td>
			<td>15090046</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Widefield Immunofluorescence Microscope</td>
			<td>Zeiss</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

generating and co-culturing murine primary microglia and cortical neurons

A microglia são macrófagos residentes nos tecidos do sistema nervoso central (SNC), desempenhando inúmeras funções que apoiam a saúde neuronal e a homeostase do SNC. Eles são uma importante população de células imunes associadas à atividade da doença do SNC, adotando fenótipos reativos que potencialmente contribuem para a lesão neuronal durante doenças neurodegenerativas crônicas, como a esclerose múltipla (EM). Os mecanismos distintos pelos quais a microglia regula a função neuronal e a sobrevivência durante a saúde e a doença permanecem limitados devido aos desafios na resolução das complexas interações in vivo entre microglia, neurônios e outros fatores ambientais do SNC. Assim, a abordagem in vitro de co-cultura de microglia e neurônios continua sendo uma ferramenta valiosa para estudar as interações microglia-neuronais. Aqui, apresentamos um protocolo para gerar e co-cultura de micróglia primária e neurônios de camundongos. Especificamente, a microglia foi isolada após 9-10 dias in vitro de uma cultura mista de glia estabelecida a partir de homogeneizados cerebrais derivados de camundongos neonatais entre os dias pós-natais 0-2. As células neuronais foram isoladas do córtex cerebral de embriões de camundongos entre os dias embrionários 16-18. Após 4-5 dias in vitro, as células neuronais foram semeadas em placas de 96 poços, seguidas pela adição de microglia para formar a co-cultura. O tempo cuidadoso é fundamental para este protocolo, pois ambos os tipos de células precisam atingir a maturidade experimental para estabelecer a co-cultura. No geral, essa co-cultura pode ser útil para estudar as interações microglia-neurônio e pode fornecer várias leituras, incluindo microscopia de imunofluorescência, imagens ao vivo, bem como ensaios de RNA e proteínas.

Microglia are tissue-resident macrophages that facilitate immunosurveillance and homeostasis in the central nervous system (CNS)1,2,3. They originate from yolk sac erythromyeloid progenitor cells that colonize the brain during embryonic development4,5,6&#160;and are maintained throughout the organism&#39;s life span through self-renewal, which involves proliferation and apoptosis7. At steady-state, resting microglia have ramified morphology and engage in tissue surveillance8,9,10.
Microglia express numerous cell-surface receptors, which enables them to rapidly respond to changes in the CNS11,12 and to promote inflammatory responses in the event of infections or tissue injury12,13,14, as well as during neurodegenerative diseases9,15, such as&#160;multiple sclerosis (MS)16,17. Microglia also express receptors to various neurotransmitters and neuropeptides18,19,20, which suggests they may also respond to and regulate neuronal activity21,22. Indeed, microglia and neurons interact in various forms of bidirectional communication8,23 such as direct interactions mediated by membrane proteins or indirect interactions through soluble factors or intermediate cells23,24.
For instance, various neurotransmitters secreted by neurons can modulate the neuroprotective or inflammatory activity of microglia25,26,27. Additionally, direct interactions between neurons and microglia help to maintain microglia in a homeostatic state28. Conversely, direct interactions of microglia with neurons can shape neuronal circuitry29 and influence neuronal signaling30,31,32. As disruptions of these interactions induce hyperexcitability of neurons30 and&#160;microglia reactivity33,34, dysregulated microglia-neuronal interactions&#160;are implicated&#160;as a contributing factor to&#160;neurological diseases33,35. Indeed, psychotic23,26 and neurodegenerative diseases have been described to exhibit dysfunctional microglia-neuronal interactions33. While these observations highlight the importance of microglia-neuronal communication in the CNS, specific mechanisms of how these interactions regulate microglial and neuronal functions in health and disease are relatively unknown.
Within a complex milieu such as the CNS, multiple environmental factors can influence microglia-neuronal interactions, which limits the ability to study transient cellular interactions in vivo. Here, we present an in vitro microglia-neuronal co-culture system that can be used to study direct cellular interactions between microglia and neurons. This protocol describes the generation of primary microglia and neurons from the cortices of neonatal mice between post-natal days 0-2 and embryonic mice days 16-18, respectively. Neurons and microglia are then co-cultured in 96-well plates for downstream high-throughput experiments. We previously used this approach to demonstrate that microglia phagocytosis protects neurons from oxidized phosphatidylcholine mediated cell death37, suggesting that this method can help to understand the roles of microglia in the context of neurodegeneration and MS. Similarly, microglia-neuronal co-cultures may also be useful for investigating the impact of microglia-neuronal crosstalk in other contexts such as viral infections38 or neuronal injury and repair39. Overall, in vitro microglia-neuronal co-culture systems&#160;enable researchers to study microglia-neuronal interactions in a manipulatable and controlled environment, which complements in vivo models.

Autor em destaque: Modelo de co-cultura in vitro para estudar interações microglia-neuronais em condições de doença

Geração e co-cultura de microglia primária murina e neurônios corticais

Um fluxograma mostrando as principais etapas da cultura mista da glia para microglia é mostrado na Figura 1A. No geral, células esparsas e detritos celulares excessivos são esperados no dia 1 (Figura 1B). No dia 4, deve-se observar aumento do número de células, principalmente com a geração de astrócitos aderentes, conforme indicado por sua morfologia alongada (Figura 1C). Algumas micróglias podem ser observadas no topo dos ...

Este protocolo descreve uma co-cultura microglia-neuronal estabelecida a partir de células neuronais primárias isoladas de embriões de camundongos nos dias embrionários 15-16 e microglia primária gerada a partir dos cérebros de camundongos neonatais nos dias pós-natais 1-2.

Microglia are tissue-resident macrophages of the central nervous system (CNS), performing numerous functions that support neuronal health and CNS ...

generating-co-culturing-murine-primary-microglia-cortical

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Generating and Co-culturing Murine Primary Microglia and Cortical Neurons

845 visualizações.  University of Saskatchewan. Nossa pesquisa visa investigar as interações entre neurônios e microglia durante condições de doenças como a esclerose múltipla. Nosso objetivo é recapitular as interações neuronais da microglia in vitro para entender melhor sua importância funcional no SNC. Demonstramos anteriormente que a fagocitose da microglia protege os neurônios da morte celular mediada por fosfatidilcolina oxidada com essa co-cultura.Enquanto outros sistemas de co-cu...

Vídeo: Autor em destaque: Modelo de co-cultura in vitro para estudar interações microglia-neuronais em condições de doença

Microglia are tissue-resident macrophages of the central nervous system (CNS), performing numerous functions that support neuronal health and CNS homeostasis. They are a major population of immune cells associated with CNS disease activity, adopting&#160;reactive phenotypes that potentially contribute to neuronal injury during chronic neurodegenerative diseases such as multiple sclerosis (MS). The distinct mechanisms by which microglia regulate neuronal function and survival during health and disease remain limited due to challenges in resolving the complex in vivo interactions between microglia, neurons, and other CNS environmental factors. Thus, the in vitro approach of co-culturing microglia and neurons remains a valuable tool for studying microglia-neuronal interactions. Here, we present a protocol to generate and co-culture primary microglia and neurons from mice. Specifically, microglia were isolated after 9-10 days in vitro from a mixed glia culture established from brain homogenates derived from neonatal mice between post-natal days 0-2. Neuronal cells were isolated from brain cortices of mouse embryos between embryonic days 16-18. After 4-5 days in vitro, neuronal cells were seeded in 96-well plates, followed by the addition of microglia to form the co-culture. Careful timing is critical for this protocol as both cell types need to reach experimental maturity to establish the co-culture. Overall, this co-culture can be useful for studying microglia-neuron interactions and can provide multiple readouts, including immunofluorescence microscopy, live imaging, as well as RNA and protein assays.

This protocol describes a microglia-neuronal co-culture established from primary neuronal cells isolated from mouse embryos at embryonic days 15-16 and primary microglia generated from the brains of neonatal mice at post-natal days 1-2.