JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

В данной статье подробно обогащение белков, ассоциированных с плазматической мембраны синаптической с помощью ультрацентрифугирования на разрывной градиенте сахарозы. Последующая подготовка постсинаптических белков плотности также описывается. Белковые препараты подходят для вестерн-блоттинга или анализа 2D ПГЛП.

Аннотация

Нейронные субклеточные методы фракционирования позволит количественно оценить белков, которые продают в и из синапса. Как первоначально описано в конце 1960-х, белки, ассоциированные с плазматической мембраны синаптической может быть выделен с помощью ультрацентрифугирования на градиенте плотности сахарозы. После того, как синаптических мембран изолированы, макромолекулярный комплекс известен как постсинаптической плотности может быть затем выделяют в связи с его нерастворимости моющего средства. Методы, используемые для изоляции синаптических мембран в плазме и пост-синаптические белки плотности остаются практически то же самое после 40 лет, и широко используются в современных исследованиях в области нейронаук. Эта статья подробно описывает фракционирование белков, связанных с синаптической мембраны плазмы и постсинаптического плотность с помощью прерывистой градиенте сахарозы. Полученные белковые препараты подходят для вестерн-блоттинга или анализа 2D ПГЛП.

Введение

Нейроны взаимодействуют через синапсов, и качество этой связи регулируется в значительной степени от изменений в составе белков в синапсах. В частности, белки, расположенные в постсинаптической плотности участие в нейронной связи путем тщательного лесов рецепторов нейромедиаторов с их системами передачи сигнала 1. Кроме того, длительные изменения в силе синаптической контролируются добавления или удаления рецепторов на постсинаптической плотности 1-6. Таким образом, изоляция и количественная оценка синаптических белков является необходимым и полезным методом, чтобы разобраться в путях, что нейроны реагируют на стимулы и изменять синаптическую эффективность 7. В этой статье описывается общий метод, чтобы изолировать синаптические белки из грызунов мозговой ткани ультрацентрифугированием на разрывных градиентах сахарозы. Синаптической плазмы мембранную фракцию можно обогатить и изолированных основеего плотность в сахарозе, которые были определены эмпирически, чтобы быть похожими на 1,2 М сахарозы.

В зависимости от биологической вопрос, субклеточные фракции могут быть разделены с помощью непрерывных или прерывистых градиентах сахарозы или любой перколлом. Непрерывные градиенты позволяют для разделения белков в нескольких фракций; это может быть особенно полезно, чтобы продемонстрировать совместную локализацию протеинов в пределах данного фракции 8. Тем не менее, получение непрерывных градиентов более трудоемким и не является необходимым для многих приложений. Разрывные градиенты сравнительно легче подготовить и может быть использован для разделения белков в несколько, как правило, определенных фракций. Разрывные градиенты, которые состоят из трех сахарозы слоев увеличением молярностью были широко использованы для выделения белков, связанных с синаптической мембране плазмы (СЗМ). Это синаптической плазмы мембранную фракцию может быть дополнительно обработан в постсинаптической плотности fractioN (PSD) путем обработки моющим средством и изоляции моющего средства нерастворимые фракции.

Когда этот процесс был впервые описан в 1960-х годах 9,10, электронную микроскопию использовали для демонстрации органеллы и мембраны, что примерно определяют синаптическую мембрану плазмы и пост-синаптические плотности фракции 9-14. Эти исследования показали, включение до и после синаптических мембран и синаптических пузырьков в СЗМ фракции; после моющего средства лечения, прежде всего, электронно-плотного, пост-синаптические плотности были видны. В процедуре, гипотоническая шок используется отщипнуть синаптические процессы от тела клетки 10. Этот шаг использует тот факт, что митохондрии являются более устойчивыми к осмотического шока и остался нетронутым, и поэтому они оседают на дне градиенте сахарозы (Рисунок 1).

Используя эту же технику по обогащению, СЗМ и PSD фракции были первые биохимическиопределяется с помощью электрофореза в полиакриламидном геле и последовательности основных белковых компонентов 15-17. Затем вестерн-блот анализ был использован для обнаружения и количественной оценки уровней синаптических белков и дальнейшего определения этих фракций (рисунок 2). Мы использовали эту технику в наших лабораториях для количественного изменения в синаптических уровней переносчика дофамина, которые происходят, когда локус Slc6a3 дублируется на мышах 18. Мы также использовали эту технику в рецепторных NMDA дефицитных мышей, чтобы раскрыть синапсов конкретных сокращений белков, которые являются частью DISC1 интерактома 19.

Как видно из Вестерн-блоттинга, что СЗМ фракции содержат синаптические везикулы мембранные белки, эндосоме маркеры, митохондриальные белки, мембранные связано синтетические ферменты и молекулы передачи сигнала, а также с составными элементами пост-синаптической плотности и синаптические плазменные мембраны 20-23. EVEN PSD фракции может иметь загрязнения с обильным митохондриальных белков и это может быть необходимо для выполнения второго градиента седиментации или дополнительных стадий очистки, чтобы удалить их 13. В последнее время количественный масс-спектрометрии предоставила список из более чем 100 белков в одиночку постсинаптической плотности, а также указание на относительное обилие этих компонентов 24,25.

протокол

Следующий протокол соответствует принципам канадского Совета уходу за животными и был одобрен факультета медицины и фармации Комитета по уходу за животными в Университете Торонто.

1 Подготовьте Требуемые реагенты, как описано в таблице 1

  1. Добавить протеазы и фосфатазы (при необходимости) ингибиторы ко всем растворов сахарозы, буферы и DDH 2 O в концентрациях, указанных в таблице 1. ВАЖНО: Выполните все шаги при 4 ° С и предварительно круто все реагенты и оборудование до начала эксперимента. Этикетка все трубы, в том числе Ультрацентрифуга труб, с постоянным маркером.

2 Рассечение оптимальных Brain области

  1. Жертвоприношение животного путем смещения шейных позвонков или обезглавливания. Дом и эвтаназии животных в соответствии с институциональными и государственной политики по уходу за животными.
  2. Быстро удалить йэ мозг из черепа и место на охлажденной рассечение блока.
  3. Проанализируйте соответствующую область мозга от свежей ткани и перейдите к шагу 3.

3 Tissue Усреднение Motor Driven Гласса-гомогенизаторе из тефлонового

  1. Поместите 50-100 мг (для СЗМ), или 100-200 мг (для PSD) из рассеченной ткани в меченого 13 мл полипропиленовую пробирку, содержащую 4 мл 0,32 М HEPES-буферном растворе сахарозы. Трансфер образца в 15 мл конической стекло-тефлон ткани мясорубки / гомогенизатор, установить привод мотора до 900 оборотов в минуту (установка 7) и гомогенизации образца с 12 ударов более периода 30 сек. Используйте другую стекло-тефлоновую гомогенизатора между образцами, или промойте гомогенизатора с холодной дистиллированной водой между образцами и вытрите насухо Kimwipe. Примечание: до 4 г ткани может быть гомогенизировали в 4 мл 0,32 М HEPES-буферным раствором сахарозы, однако желательно, чтобы использовать меньше ткани, чтобы обеспечить надлежащее фракционирования.
  2. Трансфер гомогенизированный образец обратно то том же 13 мл полипропиленовую трубку. Резервный 100 мкл гомогената и хранить при температуре -80 ° С для последующего количественного белка и Вестерн-блот-анализа общей белковой фракции.

4 низкоскоростного центрифугирования для удаления ядерного фракции (Урожайность Супернатант S1)

  1. Центрифуга гомогенат в ротор с фиксированным углом в 900 мкг в течение 10 мин при 4 ° С. Передача супернатант (S1) на новый, помечены 13 мл трубку и ресуспендируют ядерной фракции гранул (P1) в 500 мкл 0,32 М HEPES-буферном сахарозы. Примечание: (Р1) фракцию можно хранить при -80 ° С и использовали для Вестерн-блот-анализа ядерной фракции.

5 Обогащение Фракции Сырая синаптосомальные (Урожайность пеллет P2)

  1. Центрифуга супернатант (S1) при 10000 х г в течение 15 мин при 4 ° С. Удалить супернатант (S2) и резерв 500 мкл в микроцентрифужных трубки для хранения при -80 ° С для последующего кванта белкафикация и вестерн-блот анализ цитозольной / светло-мембранной фракции. Ресуспендируют Оставшийся неочищенный синаптосомальные фракции осадок (P2) в 1 мл 0,32 М HEPES-буферным раствором сахарозы, а затем добавить еще 3 мл 0,32 М HEPES-буферного раствора сахарозы.
  2. Центрифуга при 10000 х г в течение 15 мин при 4 ° С. Удалить супернатант (S2 ') и резервный 500 мкл в микроцентрифужных трубки для хранения при -80 ° С для последующего количественного белка и Вестерн-блот-анализа цитозольной / светло-мембранной фракции. Сохранить промытый сырой синаптосомальные осадок (P2 ') в полипропиленовую пробирку.

6 Lysing (гипоосмотическими Shock) из фракции сырой синаптосомальные

  1. Лизировать сырой Синаптосомальное осадок (Р2 ') в полипропиленовую пробирку на повторное суспендирование его в 1 мл DDH 2 O. Добавить еще 3 мл DDH 2 O, трансфер в тканевом гомогенизаторе стекло-тефлоновой, и гомогенизации вручную с 3 ударов. ПРИМЕЧАНИЕ: Важночтобы выполнить этот шаг как можно быстрее и быстрее перейти к шагу 6.2.
  2. Образцы трансфера из гомогенизатора обратно в том же 13 мл полипропиленовую трубку и быстро настроить образец обратно до 4 мм HEPES с 16 мкл 1 М раствора HEPES, инвертировать перемешать.
  3. Поворот образцов при 4 ° С в течение 30 мин, чтобы обеспечить полное лизиса.

7 Обогащение фракции Синаптосомальное мембраны (P3)

  1. Центрифуга при 25000 х г в течение 20 мин при 4 ° С. Снимите сырой везикулярного фракции супернатанта (S3) и оставляем его в 5 мл трубке для хранения при -80 ° С для последующего количественного белка и Вестерн-блоттинга. Ресуспендируют синаптосомальных мембранной фракции (С-3) в 1 мл 0,32 М HEPES-буферном растворе сахарозы.

8 Подготовка разрывным градиентом сахарозы

  1. Внесите точно 3,5 мл 1,2 М HEPES-буферном растворе сахарозы и точно 3,0 мл каждого из 1,0 М и 0,8 М HEPES-буферный раствор сахарозы в отдельные 6 мл оснастки крышки пробирки. ПРИМЕЧАНИЕ: Это делается для предварительного измерения объемов буферов, которые используются, чтобы сделать градиенте сахарозы. Точное измерение объемов важно обеспечить, чтобы в результате градиенты будет сбалансирован для ультрацентрифугирования.
  2. Используя стеклянную Пастера пипетки и колбы, передать 1,2 М HEPES-буферный раствор сахарозы к 12 мл polyallomer ультрацентрифуга труб. Тщательно слое 1,0 М HEPES-буферный раствор сахарозы в верхней части 1,2 М HEPES-буферном растворе сахарозы. И, наконец, слой с 0,8 М HEPES-буферный раствор сахарозы в верхней части 1,0 М HEPES-буферном растворе сахарозы. Используйте свежий Пастера пипетки для каждого раствора сахарозы и заботиться, чтобы не нарушить градиенте сахарозы. Вибрации от скамейке вихря или микроцентрифуги будет нарушать целостность градиента.
  3. С помощью пипетки Пастера, ресуспендировали слое синаптосомальные мембранную фракцию (P3) в верхней части приготовленной прерывистой градиенте сахарозы.Убедитесь, что градиенты уравновешиваются весом их в ведре ротора Бакет. Если ведра не сбалансированы, использовать P200 пипетки тщательно добавить 0,32 М HEPES-буферный сахарозы в начало градиента и балансировка ротора ведра.

9 Фракционирование Synaptic плазматической мембраны (SPM)

  1. Ультрацентрифуга в ведро ротора качающейся на 150000 мкг в течение 2 ч при 4 ° С. Осторожно снимите сахарозы градиенты от Ультрацентрифуга ведра. Использование 18 G иглу и шприц емкостью 1 мл, прокол трубки в нижней части 1,0 м / 1,2 М HEPES-буферном растворе сахарозы интерфазы и вывести на плазматической мембраны синаптической слой (SPM).
  2. Обратите внимание на объем, что каждый образец СПМ занимает в 1 мл шприца. Поместите собранную SPM слой в 3,5 мл толстостенных Ультрацентрифуга труб, добавить точно 2,5 объема 4мМ HEPES регулировать концентрацию сахарозы от 1,2 м до 0,32 М. После каждый образец был отрегулироватьред до 0,32 М сахарозы, сбалансировать трубки с 0,32 М HEPES-буферном растворе сахарозы.
  3. Ультрацентрифуга в роторе с фиксированным углом в 200 000 мкг в течение 30 мин при 4 ° С. Снимите и выбросьте супернатант. Ресуспендируют синаптическую плазматической мембраны гранул (СЗМ) в 300 мкл 50 мМ раствора HEPES / 2 мМ ЭДТА. Образцы хранить при температуре -80 ° С до использования для вестерн-блоттинга.

10. Подготовка постсинаптической плотности фракции (PSD)

  1. Оттепель образцы СПУ на льду.
  2. Сделать решения 0,54% Triton X-100 в 50 мМ раствора HEPES / 2 мМ ЭДТА.
  3. В 5 мл полистирола трубки, сочетают 2,7 мл Тритона Х-100 / HEPES / EDTA и раствора 300 мкл фракции СПУ и поворачивать образец в течение 15 мин при 4 ° C
  4. Образцы Трансфер в 3,5 мл толстостенных ультрацентрифуг труб и Центрифуга образцов при 32000 мкг в течение 20 мин при 4 ° С.
  5. Резервный супернатант (Тритон Х-100 растворимую фракцию [TS]) и хранить при -80; ° C. ПРИМЕЧАНИЕ: На этом этапе, осадок представляет собой "PSD-1T" фракции. Вторая обработка моющим средством будет производить "PSD-2Т" фракции. Если фракция PSD-1T желательно, перейдите к шагу 10,6.
    1. Для получения СДП-2T фракцию, ресуспендируют осадок в 3 мл 0,5% Тритон Х-100 в 50 мМ HEPES / 2 мМ раствора ЭДТА. Поворот образцов в течение 15 мин при 4 ° С. Центрифуга образцов при 32000 мкг в течение 20 мин при 4 ° С и перейдите к шагу 10,6.
  6. Жидкость над осадком сливают и вновь суспендируют в постсинаптической (PSD) гранул в 50 мМ раствор HEPES / 2 мМ ЭДТА. Примечание: Объем ресуспендирования может зависеть от размера гранул; Объем 50-75 мкл рекомендуется. Поскольку PSD фракция представляет собой моющее средство нерастворимые фракции, часто бывает необходимо добавить 1-2 мкл 0,5% SDS, чтобы обеспечить полное ресуспендирования белка. Образцы хранить при температуре -80 ° С до использования для вестерн-блоттинга.

Результаты

Получение градиента плотности сахарозы должно привести к четкого разделения трех молярных растворов сахарозы (0,8, 1,0 и 1,2 М сахарозы). Смотрите фиг.3А показан пример градиента до того, как образец белка добавляется. Если градиент готовят слишком много заранее, или, если он подгот...

Обсуждение

Есть несколько шагов, в порядке, которые важны для успешного исхода. В шаге 3, важно, чтобы соответствовать степени гомогенизации достигается для каждого образца. При гомогенизации ткани с приводом от двигателя гомогенизатор, константа скорости используется не только для вращения пест...

Раскрытие информации

The authors have no conflicts of interest to disclose.

Благодарности

The authors thank Dr. Mike Ehlers and his laboratory members for originally demonstrating the protocol for subcellular fractionation of synaptic plasma membranes. We also thank Wendy Horsfall for management of the mouse colonies. This work was supported by operating grants from CIHR (AJR and AS).

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
1 M HEPES, pH 7.4BioShopHEP003.100
HEPESBioShopHEP001.500 
Sucrose BioShopSUC507.1
EDTABioBasicEB0185
PMSFBioShopPMS123.5
AprotininBioShopAPR600.1
LeupeptinBioShopLEU001.1
PepstatinBioShopPEP605.5
BenzamidineBioShopBEN601.25
Sodium fluorideBioShopSFL001.100
Sodium pyrophosphateBioShopSPP310.100
Sodium orthovanadateBioShopSOV664.10
β-glycerophosphateBioShopGYP001.10
Triton X-100BioShopTRX506.500
18 G x 1 ½” needleBD305196
1 cc syringeBD309659
Glass Teflon homogenizer Kontes Duall 23VWRKT885450-0023
IKA Model RW 16 basic stirrerIKA Works2572100
Sorvall SM-24 fixed angle rotorThermoScientific29017
Sorvall RC 6 Plus centrifugeThermoScientific46910
Thinwall polyallomer tubes (13.2 ml)Beckman Coulter331372
SW 41 Ti rotor swinging bucketBeckman Coulter331362
Beckman L-80 floor ultracentrifugeBeckman Coulter
Thickwall polycarbonate tubes (3.5 ml)Beckman Coulter349622
TLA-100.3 fixed angle rotorBeckman Coulter349481
Beckman TL-100 tabletop ultracentrifugeBeckman Coulter

Ссылки

  1. Delint-Ramirez, I., et al. In vivo composition of NMDA receptor signaling complexes differs between membrane subdomains and is modulated by PSD-95 and PSD-93. The Journal of Neuroscience : the Official Journal of the Society for Neuroscience. 30, 8162-8170 (2010).
  2. Wang, Q., et al. The psychiatric disease risk factors DISC1 and TNIK interact to regulate synapse composition and function. Mol Psychiatry. 16, (2010).
  3. Ehlers, M. D. Reinsertion or degradation of AMPA receptors determined by activity-dependent endocytic sorting. Neuron. 28, 511-525 (2000).
  4. Tomita, S., Fukata, M., Nicoll, R. A., Bredt, D. S. Dynamic interaction of stargazin-like TARPs with cycling AMPA receptors at synapses. Science. 303, 1508-1511 (2004).
  5. Ehlers, M. D., Heine, M., Groc, L., Lee, M. C., Choquet, D. Diffusional trapping of GluR1 AMPA receptors by input-specific synaptic activity. Neuron. 54, 447-460 (2007).
  6. Bats, C., Groc, L., Choquet, D. The interaction between Stargazin and PSD-95 regulates AMPA receptor surface trafficking. Neuron. 53, 719-734 (2007).
  7. Ehlers, M. D. Activity level controls postsynaptic composition and signaling via the ubiquitin-proteasome system. Nat Neurosci. 6, 231-242 (2003).
  8. Cartier, E. A., et al. A biochemical and functional protein complex involving dopamine synthesis and transport into synaptic vesicles. J Biol Chem. 285, 1957-1966 (2010).
  9. Rodriguez de Lores, A., Alberici, M., De Robertis, E. Ultrastructural and enzymic studies of cholinergic and non-cholinergic synaptic membranes isolated from brain cortex. Journal of Neurochemistry. 14, 215-225 (1967).
  10. Gray, E. G., Whittaker, V. P. The isolation of nerve endings from brain: an electron-microscopic study of cell fragments derived by homogenization and centrifugation. J Anat. 96, 79-88 (1962).
  11. Cotman, C. W., Taylor, D. Isolation and structural studies on synaptic complexes from rat brain. J Cell Biol. 55, 696-711 (1972).
  12. Cotman, C. W., Banker, G., Churchill, L., Taylor, D. Isolation of postsynaptic densities from rat brain. The Journal of Cell Biology. 63, 441-455 (1974).
  13. Carlin, R. K., Grab, D. J., Cohen, R. S., Siekevitz, P. Isolation and characterization of postsynaptic densities from various brain regions: enrichment of different types of postsynaptic densities. The Journal of Cell Biology. 86, 831-845 (1980).
  14. Jones, D. H., Matus, A. I. Isolation of synaptic plasma membrane from brain by combined flotation-sedimentation density gradient centrifugation. Biochim Biophys Acta. 356, 276-287 (1974).
  15. Kennedy, M. B., Bennett, M. K., Erondu, N. E. Biochemical and immunochemical evidence that the "major postsynaptic density protein" is a subunit of a calmodulin-dependent protein kinase. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 80, 7357-7361 (1983).
  16. Moon, I. S., Apperson, M. L., Kennedy, M. B. The major tyrosine-phosphorylated protein in the postsynaptic density fraction is N-methyl-D-aspartate receptor subunit 2B. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 91, 3954-3958 (1994).
  17. Cho, K. O., Hunt, C. A., Kennedy, M. B. The rat brain postsynaptic density fraction contains a homolog of the Drosophila discs-large tumor suppressor protein. Neuron. 9, 929-942 (1992).
  18. Salahpour, A., et al. Increased amphetamine-induced hyperactivity and reward in mice overexpressing the dopamine transporter. Proc Natl Acad Sci U S A. 105, 4405-4410 (2008).
  19. Ma, D. K., et al. Neuronal activity-induced Gadd45b promotes epigenetic DNA demethylation and adult neurogenesis. Science. 323, 1074-1077 (2009).
  20. Budreck, E. C., Scheiffele, P. Neuroligin-3 is a neuronal adhesion protein at GABAergic and glutamatergic synapses. The European Journal of Neuroscience. 26, 1738-1748 (2007).
  21. Wu, J., et al. Arc/Arg3.1 regulates an endosomal pathway essential for activity-dependent beta-amyloid generation. Cell. 147, 615-628 (2011).
  22. Huttner, W. B., Schiebler, W., Greengard, P., De Camilli, P. Synapsin I (protein I), a nerve terminal-specific phosphoprotein. III. Its association with synaptic vesicles studied in a highly purified synaptic vesicle preparation. J Cell Biol. 96, 1374-1388 (1983).
  23. Nagy, A., Baker, R. R., Morris, S. J., Whittaker, V. P. The preparation and characterization of synaptic vesicles of high purity. Brain Res. 109, 285-309 (1976).
  24. Cheng, D., et al. Relative and absolute quantification of postsynaptic density proteome isolated from rat forebrain and cerebellum. Molecular & Cellular Proteomics : MCP. 5, 1158-1170 (2006).
  25. Sheng, M., Hoogenraad, C. C. The postsynaptic architecture of excitatory synapses: a more quantitative view. Annu Rev Biochem. 76, 823-847 (2007).
  26. Sambrook, J., Fritsch, E. F., Maniatis, T. . Molecular cloning : a Laboratory Manual. , (1989).
  27. Eggena, M., et al. Identification of histone H1 as a cognate antigen of the ulcerative colitis-associated marker antibody pANCA. J Autoimmun. 14, 83-97 (2000).
  28. Salahpour, A., et al. Homodimerization of the beta2-adrenergic receptor as a prerequisite for cell surface targeting. J Biol Chem. 279, 33390-33397 (2004).
  29. Bernocco, S., et al. Sequential detergent fractionation of primary neurons for proteomics studies. Proteomics. 8, 930-938 (2008).
  30. Grunewald, T. G., et al. Nuclear localization and cytosolic overexpression of LASP-1 correlates with tumor size and nodal-positivity of human breast carcinoma. BMC Cancer. 7, 198 (2007).
  31. Heimann, K., Percival, J. M., Weinberger, R., Gunning, P., Stow, J. L. Specific isoforms of actin-binding proteins on distinct populations of Golgi-derived vesicles. J Biol Chem. 274, 10743-10750 (1999).
  32. Neff, R. A., Gomez-Varela, D., Fernandes, C. C., Berg, D. K. Postsynaptic scaffolds for nicotinic receptors on neurons. Acta Pharmacol Sin. 30, 694-701 (2009).
  33. Cella, N., Cornejo-Uribe, R. R., Montes, G. S., Hynes, N. E., Chammas, R. The lysosomal-associated membrane protein LAMP-1 is a novel differentiation marker for HC11 mouse mammary epithelial cells. Differentiation. 61, 113-120 (1996).
  34. Otera, H., et al. Peroxisomal targeting signal receptor Pex5p interacts with cargoes and import machinery components in a spatiotemporally differentiated manner: conserved Pex5p WXXXF/Y motifs are critical for matrix protein import. Mol Cell Biol. 22, 1639-1655 (2002).
  35. Goubaeva, F., et al. Cardiac mitochondrial connexin 43 regulates apoptosis. Biochem Biophys Res Commun. 352, 97-103 (2007).
  36. Lamers, K. J., et al. Protein S-100B, neuron-specific enolase (NSE), myelin basic protein (MBP) and glial fibrillary acidic protein (GFAP) in cerebrospinal fluid (CSF) and blood of neurological patients. Brain Res Bull. 61, 261-264 (2003).
  37. Arunachalam, L., et al. Munc18-1 is critical for plasma membrane localization of syntaxin1 but not of SNAP-25 in PC12 cells. Mol Biol Cell. 19, 722-734 (2008).
  38. Brandstatter, J. H., Fletcher, E. L., Garner, C. C., Gundelfinger, E. D., Wassle, H. Differential expression of the presynaptic cytomatrix protein bassoon among ribbon synapses in the mammalian retina. Eur J Neurosci. 11, 3683-3693 (1999).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

91PSD

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены