Non-запретительный EEG радиотелеметрии: Эпидуральная и Deep Внутримозговое стереотаксическая EEG Электрод Размещение

Резюме

Non-запретительный EEG радиотелеметрии является ценным методологический подход к регистрации в естественных условиях долгосрочных электроэнцефалограммы свободно движущихся грызунов. Этот подробный протокол описывает стереотаксической эпидуральную и глубокую внутримозговое расположение электродов в различных областях мозга, для того, чтобы получить достоверные записи ритмично- ЦНС и связанных с ЦНС поведенческих этапов.

Аннотация

Имплантируемый EEG радиотелеметрии имеет центральное значение в неврологической характеристике трансгенных мышах психоневрологических и нейродегенеративных заболеваний, а также эпилепсией. Этот мощный метод не только дает ценную информацию о лежащих в основе патофизиологических механизмов, то есть., Этиопатогенез связанных ЦНС заболеваний, он также способствует развитию новых поступательной, то есть., Терапевтические подходы. В то время как конкурирующие методы, которые делают использование систем самописцев, используемых в куртках или привязных систем страдают от их нефизиологической сдерживанием к полу-запретительного характера, радиотелеметрическая записи ЭЭГ преодолеть эти недостатки. Технически, имплантируемые EEG радиотелеметрии позволяет точно и высокочувствительного измерения эпидуральной и глубоких внутримозговых ЭЭГ при различных физиологических и патофизиологических условиях. Во-первых, мы представляем подробный протокол прямо вперед, успешным,быстрый и эффективный метод для записи эпидуральной (поверхность) ЭЭГ в результате высококачественных electrocorticograms. Во- вторых, мы покажем , как имплантировать глубокие, внутримозговые EEG электродов, например, в гиппокампе (electrohippocampogram). Для обоих подходов, используется компьютеризированная 3D стереотаксической системы электродов имплантации. Радиочастотный передатчик сам имплантируется в подкожный мешок у мышей и крыс. Особое внимание должно быть уделено пре-, пери- и послеоперационное лечение экспериментальных животных. Предоперационной подготовки мышей и крыс, подходящих анестезии, а также послеоперационная управления лечение и боли описаны подробно.

Введение

Радиотелеметрии является наиболее ценным методологический подход для измерения различных поведенческих и физиологических параметров в сознании, необузданных животных разных размеров, в частности , в контексте ЭЭГ, ЭКГ, ЭМГ, артериального давления, температуры тела или измерений активности ^1-7. Теоретически любой разновидности могут быть проанализированы с помощью имплантируемого EEG радиотелеметрические от лабораторных грызунов , таких как мыши и крысы на кошек, собак, свиней и приматов ^3,8. Даже рыбы, рептилии и амфибии подлежат радиотелеметрическая расследования ^9. За последние два десятилетия, имплантируемые EEG радиотелеметрии доказала свою ценность в характеристике различных трансгенных животных моделях заболеваний человека, таких как эпилепсией, нарушения сна, нейродегенеративных и психоневрологических расстройств ^7,10-12. В прошлом многочисленные методологические подходы сбор физиологических данных, включая биопотенциалов от мышей и крыс были убываниеribed. Изношенные в самописцев системах куртка, удерживающих физических методов, не-имплантированных радиопередатчиков и привязных систем получили основное внимание в прошлом ^13,14. В настоящее время, различные системы для радиотелеметрическая имплантации являются коммерчески доступными. Тем не менее, экран литературы также показал 29 публикаций, описывающих развитие самодельных радиотелеметрических систем ^15-40. В то время как домашние системы, вероятно, будут менее дорогими и более удобной для пользователей адаптированы, коммерчески доступные системы прямо вперед, относительно проста в установке и может быть настроен быстро.

Имплантируемый EEG радиотелеметрии имеет ряд преимуществ по сравнению с конкурирующими технологиями, такими как физические методы усмирения, которые носят в системах пиджака или тросовых подходов. Последнее является сдерживающими по определению, то есть., Животное не может двигаться или его нормальное поведение ухудшается. Это может быть даже необходимо обезболить животное для приобретения повторногоподверженными данных. Современные привязные системы, однако, вероятно, будут менее сдерживающим, но это должно быть подтверждено с научной точки зрения. Радиотелеметрические с другой стороны , позволяет животным проявлять их полный репертуар поведения без ограничений пространственно - временных и , таким образом, как полагают, превосходит сдерживая подходы и более предсказанием результатов , которые могут быть приобретены у человека ^1,3. Он известен довольно долгое время , что запретительные подходы могут кардинально изменить основные физиологические параметры, например., Прием пищи, температура тела, кровяное давление и частоту сердечных сокращений и физической активности, например , ^3. На привязи системы представляют собой один до сих пор широко используется классический запретительный подход ^13,14. Электроды, которые либо эпидуральной или глубокие электроды, как правило, подключены к миниатюрному гнезду, который прикрепляется к черепу. Само гнездо подвергается для крепления кабеля, что позволяет относительно свободное передвижение животного. ALTHв настоящее время привязные тельное системы стали чрезвычайно филигранная и высокой гибкостью, одним из главных ее недостатков является то, что он все еще полу-запретительный. Кроме того, может возникнуть риск заражения на месте имплантации электрода, как животные, как правило, манипулировать все внешние устройства, исходящие от тела (голова). Хотя беспроводная технология радиотелеметрии у различных видов уже описано в конце 60 - х годов и , таким образом , существовала в течение многих десятилетий, она только недавно стала доступной, надежной и относительно простой в использовании ^10,41,42, особенно в мелких лабораторных грызунов , таких как мыши и крысы. Малые, миниатюрные имплантируемые передатчики EEG теперь коммерчески доступны и могут быть имплантированы в мышей более 20 г (~ 10 недель). Таким образом, электрофизиологические характеристика трансгенных моделей мышей, в частности, стала преобладающей областью применения имплантируемого EEG радиотелеметрии в эти дни. Размер животного не больше не является абсолютным экспериментальной ОГРАНИЧЕНИЯМИции в то время как продолжительности жизни батареи передатчиков "на самом деле является. Несмотря на ограниченность времени жизни, имплантируемые системы передатчика способны свести к минимуму большинство недостатков, связанных с потенциальной записи ассоциированного стресса сдерживая систем. Грызуны могут представить их полный арсенал физиологического поведения , включая отдых, двигательную активность (разведка) и сна (REM, медленного сна) ^43,44. Важно отметить, что имплантируемый радиотелеметрии может сильно уменьшить использование животных ^3. В настоящее время существует интенсивное обсуждение вопроса о том, как ограничить количество экспериментальных животных в науке и уменьшить их страдания. Ясно, что эксперименты на животных и животных моделей заболеваний человека и животных имеют важное значение для нашего понимания снизу линии патофизиологии и последующего прогресса в терапии. Кроме того, эксперименты на животных имеют важное значение в области исследований и разработки лекарственных средств. Они вносят существенный вклад в доклинических / токсикологических исследований в области лицензирования лекарственных средствТаким образом, совершая как для человека и животных ухода. Стоит отметить, что в настоящее время нет альтернативы пока отсутствуют для исследований на животных, чтобы понять сложные патофизиологические механизмы, которые были бы в противном случае невозможно быть вызвана. В то же время, 3R, то есть., Замена, восстановление и стратегия уточнения в ЕС и США настоятельно рекомендует исследований в дополнительных и альтернативных методов. Радиотелеметрии является важным примером успешной стратегии 3R, поскольку это может сократить количество экспериментальных животных и их страдания по сравнению с другими методами.

Здесь мы предлагаем детальный и непрерывный шаг за шагом, чтобы выполнить подкожный мешок имплантации передатчика радиочастотным у мышей и крыс. Эта первая последовательность сопровождается описанием стереотаксической эпидуральную и глубокой внутримозговой позиционирования электрода ЭЭГ. Особое внимание уделяется жилищных условий, анестезии, пери- и послеоперационной болиуправление и возможно антибактериальное лечение. Основное внимание уделяется компьютеризированной 3D стереотаксической подход надежно предназначаться эпидуральную и глубоких внутримозговых структур. Мы также прокомментировать частых экспериментальных подводных камней в электродной имплантации ЭЭГ и стратегий по снижению травм и оптимизации лечения боли во время послеоперационного восстановления. И, наконец, примеры поверхностных и глубоких записей ЭЭГ представлены.

протокол

Заявление по этике: Все эксперименты на животных проводили в соответствии с руководящими принципами местного и организационного совета по уходу за животными (Боннский университет, BfArM, LANUV, Германия). Кроме того, все эксперименты на животных проводили в соответствии с законодательством вышестоящего, например., Директива Европейских сообществ Совета от 24 ноября 1986 года (86/609 / EEC) или отдельного регионального или национального законодательства. Конкретные усилия для минимизации количества животных, используемых и их страданий.

1. Экспериментальные животные

1. Выбор экспериментальных животных и видов
   1. Выполните радиотелеметрическая исследования у грызунов, то есть., Мыши и крысы , которые удовлетворяют требованиям гомологии, изоморфизма и предсказуемости , связанных с конкретным заболеванием человека ^7,9,45,46.
      Примечание: Разное мыши и крысы штаммы, доступные могут серьезно отличаться в основных физиологических и патофизиологических characteristИКС ^47-49.
   2. Рассмотрим или оценивать физиологические и патофизиологические характеристики штаммов мышей / крыс перед выполнением последующих электрофизиологических экспериментов, например, ответ на применимые дозировки анестетиков, архитектуры сна и припадков восприимчивости ^50,51.
   3. Обратите внимание специфические гендерные особенности в дизайне исследования. Цикл течки может сильно влиять на центральный ритмичность, его циркадный зависимость, сна и судорожной активности ^52-54. Таким образом, проводить специфический гендерный анализ.
      Примечание: Если финансовые и экспериментальные возможности ограничены, ограничение на мышей-самцов рекомендуется.
2. Содержание животных и обработка
   1. домовых мышей и крыс в фильтре верхних клетках или даже лучше в индивидуально вентилируемых клетках.
   2. Передача мышей из вивария в вентилируемых шкафах , размещенных в специальных лабораторных помещениях исключительно посвященных имплантированных животных и их последующей записи (рис1).
   3. Для акклиматизации после наземного транспорта, место животных в течение одной недели в вентилируемом шкафу в стандартных условиях, т.е. 21 ± 2 ° C при температуре окружающей среды, 50 -. 60% относительной влажности, а также обычный 12 ч свет / темнота цикла.
   4. До хирургической имплантации, домовые мыши в группах по 3 - 4 в прозрачный поликарбонат садках типа II (26,7 см х 20,7 см х 14,0 см, площадь 410 см ²⁾ с вволю доступ к питьевой воде и стандартных пищевых гранул. Используйте прозрачный поликарбонат клетями типа III (42,5 см х 26,6 см х 18,5 см, площадь 800 см ²⁾ для крыс.
   5. Не отделяйте / изолировать животных на данном этапе, как изоляция может вызвать стресс, влияющий экспериментальные результаты в дальнейшем. Тем не менее, после хирургического инструментария, домашние животные отдельно, как животные, как правило, манипулировать раневые stiches / шовные материалы или металлические зажимы (см ниже).
   6. Избегайте открытых жилищных условий, поскольку они оцениваются неподходящими для множества Sаучные вопросы, например., исследования сна.
   7. Используйте мышь и специальное оборудование крысы, так что ни мышей, ни крыс могут чувствовать присутствие друг друга, так как это создает дополнительный стресс для животных.

2. Система радиотелеметрии EEG

Примечание: Протокол , описанный основан на использовании коммерчески доступных телеметрических системах , используемых для поверхностных и глубоких внутримозговых записей ЭЭГ (рисунок 2).

1. Используйте телеметрическую имплантат радиочастотная , пригодный для имплантации у мышей и крыс, например., Передатчик один канал или передатчик двухканальный.
   Примечание:. Оба передатчика способны измерять различные биопотенциалов, т.е. электроэнцефалограммы (ЭЭГ), электрокардиограммы (ЭКГ), электромиограммы (ЭМГ), но и физической активности и температуры. Они имеют магнитно приводимых в действие механизм включения-выключения. Провода передатчика и датчики предусмотрены стерильными. Если передатчикчтобы быть повторно использованы следовать инструкциям производителя для повторной стерилизации.
2. Для гамма-анализа высокочастотных (до 500 Гц), например, выбрать передатчики с более высокой номинальной частотой дискретизации (F, до 5000 Гц) и пропускной способности передатчика (B, до 500 Гц). В частности, рассмотрим предел выборки Найквиста-Шеннона, то есть., Данные ЭЭГ могут быть проанализированы с точностью до абсолютного максимума F / 2, но не за его пределами. Для надежного анализа частот, ширина полосы частот (В) F / 10 - рекомендуется F / 5.
   Примечание: Научный вопрос, которые необходимо решить, должны отвечать техническим спецификациям передатчика.

3. Анестезия и управление Боль

1. Используйте изофлуран ингаляционного наркоза.
   1. Поместите животное в "индукционной камере" , заполненной 4 - 5% изофлуран и 0,8 - 1% кислорода или карбогена (5% CO ₂ и 95% O ₂₎ л / мин. Поддержания желаемой глубины анестезии с силиконовым лицевая маска обеспечения потока 1,5- 3,0% изофлуран и 0,8 - 1% кислорода или карбогена л / мин (Фиг.3А).
      Примечание: Соответствующая изофлуран концентрация варьируется в зависимости от массы тела (объем распределения), возраст, пол и генетический фон животного. Если газ анестезии оборудование не доступно, то есть "индукционная камера", карбогена или подачи кислорода, расходомер, изофлуран испаритель, система очистки, смотри раздел 3.2. Выбывшего системой всасывания (поглощающие системы, Рисунок 3A) должен быть установлен , чтобы избежать изофлуран воздействия экспериментатора (трубка не показана на видео документа для демонстрации).
2. При ингаляции aneesthetics не вариант, выполнить анестезию инъецируемых анестетиков. Готовят сочетание гидрохлорида esketamine (лекарственную грызун 100 мг / кг) и гидрохлорида ксилазина (грызун дозировка 10 мг / кг) в 0,9% -ном растворе NaCl и вводят животному внутрибрюшинно на основе его массы тела.
3. Соблюдайте животные CAREFULLу для глубины анестезии с помощью хвоста щепотку, ноги и щепотку контролируя частоту дыхания (мыши 150 - 220 вдохов / мин; крысы 70 - 115 вдохов / мин). Проверить возможность задыхаясь.
   Примечание: Различные мыши и крысы линии могут проявлять различную чувствительность к анестезии. То же самое справедливо и для трансгенных моделей мышей.
   Примечание: Интубация трахеи не обязательно у грызунов. На самом деле, трахеи увеличивает риск повреждения трахеи.

4. Хирургические инструменты - Общие аспекты

1. Применить дополнительное тепло во время и после операции с использованием рециркуляцию теплой водой одеяла, электрические плиты, согревающие лампы высокой температуры, вынуждены теплого воздуха единицы или карманные грелки для поддержания температуры тела. Поддержание последнего в 36,5 - 38,0 ° C (98,6 - 100,4 ° F).
   Примечание: Мелкие грызуны предрасположены к гипотермии из - за их высокого соотношения поверхности тела (мышь, 10,5 х (вес в г) ^2/3; крысы, 10,5 х (вес в г) ^2/3)к объему тела.
2. Избегайте высыхание роговицы и покрывают глаза с нефтяной основе искусственного мази слезоточивого или декспантенола (см видеодокумент) в течение всего процесса имплантации и восстановления на раннем этапе, пока мигает рефлекс не полностью восстанавливается.
3. Автоклавы хирургические инструменты (см Таблицу материалов) для стерилизации или поместить их в дезинфектантов.
   Примечание: Элегантный и быстрый способ является использование тепла на базе хирургического инструмента стерилизатор со стеклянными шариками.
4. Наличие бинокулярного хирургического увеличения микроскопа и холодный источник света, доступное для интенсивного освещения с помощью гибких или самонесущими, подвижных световодов.
5. Носите чистую лабораторный халат, маску, крышку головки и стерильные перчатки.
   Примечание: Оптимальные расходные материалы и инструменты могут отличаться в зависимости от лаборатории к лаборатории и лаборатории должны соответствовать конкретным и институциональные требования.

5. Хирургия - Передатчик Размещение

1. Удалить тело Хайг от кожи головы от полностью анестезированных мышей / крыс с помощью бритвы. Очистите бритой области с использованием дезинфицирующих средств, например, 70% этанола и на основе скраба йода. Избегайте раздражение кожи или воспаление из-за чрезмерного воздействия. Поместите животное в положении лежа на одеяло отопления для поддержания температуры тела во время анестезии.
2. Используя скальпель, сделайте срединный разрез на кожу головы от лба (так что брегма краниометрических ориентир становится видимым) на шее (так что трапеции мышца становится видимым). Начиная с затылочной участка разреза и с помощью хирургического ножничные откройте подкожного мешочек вдоль боковой стороне животных путем отслаивания.
3. Вводят 1 мл 0,9% NaCl в подкожной сумке. Поместите передатчик с воспринимающих выводами ориентированных краниально внутри подкожный карман на фланге близко к вентральной области живота. Если передатчик имеет вкладку шовный, закрепить передатчик на дорсальном / боковой кожи с помощью одного или нескольких STIчес (более-и-более швами).
   Обратите внимание, что фиксация передатчика не является обязательным. Обратите особое внимание на предотвращение загрязнения хирургического участка и передатчика имплантата. Портьеры следует использовать, чтобы правильно изолировать стерильный из нестерильных областей.
4. Для послеоперационного ухода и лечения боли, смотрите раздел 8.

6. Стереотаксическая поверхности электрода Имплантация

1. Поместите животное на стереотаксической рамы под наркозом и тщательно позиционировать головку с помощью стержней и зажима носа , так что темени и лямбда craniometrics ориентиры черепа находятся на том же уровне (рис 3B). Не повредите внутреннее ухо с помощью уха баров. Крышка уха брусков с ватными шариками, если это необходимо. Это меры предосторожности позволяет жесткой фиксации головы внутри стереотаксической рамы.
2. Очистите надкостницу с хлопковыми наконечниками без повреждения височных и затылочных мышц. Предварительная обработка поверхностный тонкий слойчереп с 0,3% H ₂ O ₂ для мыши черепа и 3% H ₂ O ₂ для черепа крысы. Эта процедура явно подвергает черепных шовные и craniometrics достопримечательности , такие как темени и лямбда (рис 4B, C).
3. Используйте специальный, полностью оборудованная стереотаксической установки для мышей и крыс, в том числе стереотаксической рамы с уха баров и зажим носа размер адаптированный для мышей и крыс, соответственно. Убедитесь в том, что стереотаксической рамы включает в себя газовую маску с анестезирующим связями с изофлуран испарителя и изофлурановым модуля мусорщика.
   Примечание: Компьютеризированная установка 3D стереотаксической с конкретной мыши и крысы мозга координат программного обеспечения, включая пользовательский интерфейс для навигации и 3D-атлас, позволяя осевые, корональной и сагиттальной видом рекомендуется.
4. Установите прецизионный сверло на вертикальное плечо стереотаксической рамы. С помощью смонтированного карандаш или ручку на вертикальной руке оставляя крошечные отметки в координатах выбора на верхней части черепа, еслинет компьютеризированной стереотаксической система не доступна.
5. Просверлите отверстия тщательно принимая во внимание, что мыши и крысы сильно отличаются в neurocranial толщины кости. Кроме того, обратите внимание , что толщина мышиных костей черепа сильно зависит от локализации, например, у мышей, О. С. Frontale: срединный участок: 320-390 мкм, боковая секция: 300 - 430 мкм; Os parietale: срединный участок: 210 - 250 мкм, боковая секция: 200 - 210 мкм; ОС occipitale: срединный участок: 600 - 730 мкм, боковая секция: 380 - 420 мкм).
6. Просверлите отверстия под давлением, при максимальной скорости.
   Примечание: Это позволяет избежать тонизирующее аппланационной черепа, что может привести к внезапному прорыву буровой головки и потенциального повреждения в основном в кортикальной области. Для краниотомии, настоятельно рекомендуется нейрохирургической высокоскоростной системы буровой мотор точности.
7. Дрель заусенцев отверстия в координатах выбора с диаметром типичной буровой головки0,3 - 0,5 мм.
   Примечание: Диаметр отверстий может быть меньше, в зависимости от диаметра электрода. Как правило, чем меньше диаметр, тем меньше повреждений производится.
8. Согните кончик чувствительного свинца передатчиков ", который служит в качестве эпидуральной электрода и поместите его непосредственно на твердую мозговую оболочку в отверстие в координатах выбора. В качестве альтернативы, используйте корковых винты и механически прикрепить их к чувствительному выводов измерительного преобразователя (рис 4A).
9. . Для записей с поверхности, например, мышиное моторной коры M1 / M2, положение электрода, например, по адресу: черепной 1 мм, боковые 1,5 мм (левое полушарие). Поместите эпидуральную электрод сравнения на коре мозжечка: брегма -6 мм, боковые из брегма 1 мм (левое полушарие) или темени -6 мм, боковые из брегма 1 мм (правое полушарие) (рис 4D).
   Примечание: Мозжечок служит в качестве ссылки, как это электроэнцефалографически молчит область. Stereotaxic координаты могут быть получены из стандартных стереотаксических атласов для мышей и крыс.
10. Закрепить электроды с стеклоиономерным зубным цементом (на водной основе), что чрезвычайно трудно и дает сильную адгезию к нижележащей неврокраниума.
    Примечание: Если используется Стеклоиономерные стоматологический цемент, никакие крепежные винты не требуются для закрепления электродов.
11. Оставьте цемент, чтобы высушить в течение 5 мин. Закройте кожу головы с помощью более-и-более швами с нерассасывающегося 5-0 / 6-0 шовного материала. В качестве альтернативы, клей кожа может быть использован. Внимательно следить за качество записи ЭЭГ на основе сайта электрода имплантации. Примечание: Оссификация из просверленных отверстий может случиться так, что имеет возможность поднять до электродов со временем. Это может привести к ухудшению качества EEG из-за загрязнения ЭМГ и ЭКГ и может, таким образом, ограничивает оптимальную продолжительность записи.
12. Для послеоперационного ухода и лечения боли, смотрите раздел 8.
13. Проверка электрода ЭЭГ положение аутопсии.
    1. Для эвтаназии, Поместите животное (ы) в инкубационной камере и ввести 100% двуокиси углерода. Используйте скорость заполнения 10% - 30% от объема камеры в минуту с диоксидом углерода добавляется к существующему воздуха в инкубационной камере. Это целесообразно, чтобы добиться быстрого безсознательное с минимальным дистресс к животным.
       Примечание: Во избежание внезапного воздействия сознательных животных концентраций диоксида углерода> 70%, как это было показано, что многострадальный.
    2. Обратите внимание на каждую мышь / крыса из-за отсутствия дыхания и выцветшие глаза. Поддержание потока СО ₂ в течение как минимум 1 минут после остановки дыхания. Ожидаемое время до потери сознания, как правило, в течение 2 до 3 мин.
    3. Если наблюдаются оба знака, а затем удалить грызуны из клетки; в противном случае продолжать подвергая их CO _2. Если потеря сознания не произошло в течение 2 до 3 минут, проверьте скорость заполнения камеры.
    4. Для проверки правильности размещения электрода, вытравить мозги послеубойную, например., После CO _{2 эвтаназии и зафиксировать их в 4% параформальдегид в PBS (рН 7,4) в течение ночи. В качестве альтернативы, выполнять сердечной перфузии животных с использованием ледяной фосфатно-солевого буфера (PBS, рН 7,4), а затем раствор 4% параформальдегида (PFA), растворенного в PBS.}
    5. Постфиксные мозги 2 - 4 часа в 4% PFA при комнатной температуре с последующим криозащиты в 30% сахарозы в PBS и хранить мозге при температуре 4 ° С до дальнейшей обработки.
    6. Используя образец матрицы для криостата секционирования, замерзают мозги на стереотаксической блок и сократить 60 мкм корональные срезы с помощью криостата. Mount ломтика на стеклах, воздух сухой, и пятна с Нисслю синим, используя стандартные методы, чтобы визуализировать ветви канала и прежнее положение электрода.
       Примечание: Этот подход также показывает, были ли поверхностные электроды были помещены в глубокие случайно оставив незначительную соударения на верхней части коры головного мозга.

7. стереотаксическая Deep Внутримозговое EEG Электрод имплантатион

1. Предварительно обработайте кожу головы и череп животного, как описано в разделах 6.1 - 6.2. Выберите тип глубоких электродов тщательно, принимая во внимание его характеристики материала, например., Диаметр и сопротивление и возможно подключение к зондированию проводов датчика.
   Примечание: сталь с покрытием Parylene и вольфрамовые электроды обычно используются. Электродные характеристики должны соответствовать индивидуальным потребностям эксперимента. Если электроды не предусмотрены стерильные, они должны быть инкубировали в 70% этаноле перед использованием. По мере того как электроды с покрытием для этой экспериментальной целью тепловой стерилизации на основе не применяется.
2. Сверлить отверстия в координатах выбора, как описано в разделе 6 с использованием стереотаксической системы. Чтобы настроить таргетинг на мышиную СА1, например, который служит в качестве интенсивно исследуемой области мозга, поместите дифференциальный электрод по следующим координатам со ссылкой на темени: хвостового 2 мм, боковой 1,5 мм (правое полушарие)и дорсовентральный (глубина) мм 2. Поместите эпидуральный электрод сравнения на коре мозжечка, например., Брегма -6 мм, боковая от брегма 1 мм (левого или правого полушария) (рис 4D, Е).
   Примечание: мозжечковой электрод служит псевдокэлеровой электрод на тихой области мозжечка. Стереотаксической координаты могут быть получены из стандартных стереотаксических атласов для мышей и крыс.
3. Укоротить глубокие электроды до требуемой длины в зависимости от того, насколько глубоко в мозг, они будут вставлены. Подключите внечерепные часть электрода к спирали из нержавеющей стали из передатчика свинца путем сгибания обеих секций под углом 90 ° между ними.
4. Клип глубокий электрод к чувствительному проводу передатчика механически. Не паять, когда это возможно, так как это может вызвать значительный шум в записи ЭЭГ. Проэкспонируйте спиралью из нержавеющей стали передатчика свинца путем удаления короткий участок внешней изоляции силикона на кончикепередатчик свинец, используя стерильный скальпель лезвием.
5. Rewire ведущую роль передатчика к глубокому электроду мозга. Обеспечить подходящее и стабильное соединение обоих компонентов (рис 4F). Приложить имплантированный электрод (который механически соединен с передатчиком свинца) в вертикальное плечо стереотаксической устройства.
6. Закрепить электрод с стеклоиономерным зубным цементом (на водной основе), что чрезвычайно трудно и дает сильную адгезию к нижележащей неврокраниума. Оставьте цемент, чтобы высушить в течение 5 мин. Закройте кожу головы с помощью более-и-более швами с нерассасывающегося 5-0 / 6-0 шовного материала. В качестве альтернативы, клей кожа может быть использован.
7. Внимательно следить за качеством записи ЭЭГ, основанные на стороне электрода имплантации.
   Примечание: Оссификация из просверленных отверстий может случиться так, что имеет возможность поднять до электродов со временем. Это может привести к снижению качества EEG из-за загрязнения ЭМГ и ЭКГ и может, таким образом, ограничивает оптимальную ЗАППродолжительность Ording. Это имеет особое значение для глубокого размещения электродов.
8. Для послеоперационного ухода и лечения боли, смотрите раздел 8.
9. Проверка EEG расположение электродов послеубойную, как описано в разделе 6.13.

8. Послеоперационный уход и Послеоперационный Боль управления

1. Не оставляйте животное без присмотра, пока он не пришел в сознание достаточное для поддержания грудины лежачее.
2. Не возвращать животное, которое перенес операцию на компании других животных, пока полностью не выздоровел.
3. Для послеоперационного лечения боли, выбрать препарат одной из следующих групп: наркотические опиаты, опиоидные агонисты / антагонисты, альфа ₂ агонисты, местная анестезия и нестероидные противовоспалительные препараты (НПВП) ^55-60 Обратите внимание , что из - за. тяжесть операции лечение анальгетик 3 день рекомендуется.
   1. При использовании бупренорфин, администрирование следующей дозы: мышь: 0.05- 0,1 мг / кг, внутрибрюшинно, подкожно каждые 6 - 12 ч; Крыса: 0,01 - 0,05 мг / кг, внутрибрюшинно, подкожно, через каждые 8 ​​- 12 ч.
   2. При использовании Буторфанол администрирования следующую дозу: мыши: 1,0 - 5,0 мг / кг, подкожно, через каждые 4 ч; крыса: 2,0 - 2,5 мг / кг, подкожно, через каждые 4 часа.
   3. При использовании трамадол, администрирование следующей дозы: мышь, крыса: 10 - 30 мг / кг, внутрибрюшинно
   4. При использовании Flunixin, администрирование следующей дозы: мыши: 2,5 мг / кг, подкожно, через каждые 12 ч; крыса: 1,1 мг / кг, подкожно, через каждые 12 ч.
   5. При использовании кетопрофен, администрирование следующей дозы: мыши: 5 мг / кг, подкожно, через каждые 12 - 24 часа в сутки; крыса: 5 мг / кг, подкожно, через каждые 12 - 24 часа в сутки.
   6. При использовании метамизол, администрирование следующей дозы: мышь, крыса: 100 мг / кг, внутрибрюшинно, каждые 8 ​​ч.
   7. При использовании мелоксикама, администрирование следующей дозы: мыши, крысы: 1 мг / кг подкожно, каждые 24 ч.
   8. При использовании карпрофен, администрирование следующей дозы: мыши: 5-10 мг / кг, подкожно каждые 12 - 24 ч; крыса: 2,5 - 5,0 мг / кг, подкожно, через каждые 12 - 24 часа в сутки.
   9. При использовании acetaminophen, администрирование следующей дозы: мыши: 300 мг / кг, перорально, через каждые 4 ч; крыса: 100 - 300 мг / кг, каждые 4 часа.
   10. При использовании лидокаина (в качестве адъюнкт анальгетик), администрирование следующей дозы: мыши, крысы: 1 - 4 мг / кг подкожно
4. При использовании карпрофен (доза грызун 5 - 10 мг / кг подкожно, разведенного в 0,9% NaCl) для длительной послеоперационной боли, выполняют первоначальной инъекции 10 - 15 мин до окончания хирургического инструментария и повторить в течение двух последующих дней один раз в день.
5. В послеоперационном периоде, корма, смоченным гранул, с тем чтобы облегчить поглощение пищи. Тщательно соблюдайте пищу (~ 15 г / 100 г / сут; ~ 5 г / 24 ч) и воду (~ 15 мл / 100 г / сут; ~ 5 мл / 24 ч) расход.
6. Монитор животных тесно для возвращения их нормальной позы и поведения.
   Примечание: Системное введение антибиотиков, таких как энрофлоксацину или триметоприм-сульфаниламиды часто рекомендуется, но не абсолютной необходимостью, если воспалительных признаков менингита или энцефалита в гообнаружены электронные сайты имплантаций.
7. Дайте мышам по крайней мере, от 10 до 14 дополнительных дней, чтобы полностью восстановиться перед началом записи для EEG дальнейшего анализа.
   Примечание: Конкретные экспериментальные задачи может потребоваться более длительный период восстановления.
8. Последующая деятельность по итогам послеоперационного восстановления после имплантации путем оценки послеоперационный развития массы тела. Максимальное снижение массы тела, как правило, наблюдается примерно день 4 - 5 после операции с последующим легким, но стабильное увеличение веса в течение 10 - восстановительный период 14 дней.

Результаты

В этом разделе приведены примеры, полученные из поверхностных и глубоких внутримозговых записи ЭЭГ. Изначально следует отметить , что базовый уровень записи в физиологических условиях являются обязательными до последующих записей следующих например, медикамен...

Обсуждение

Имплантируемый EEG радиотелеметрии имеет центральное отношение , как это метод , не сдерживающая позволяя экспериментальных животных выполнять их полный репертуар поведения ^1,3. Это представляет большой интерес как телеметрическая подход позволяет не только записи спонтанной ЭЭ?...

Материалы

Name	Company	Catalog Number	Comments
Carprofen (Rimadyl VET - InjektionA2:D43slösung)	Pfizer	PZN 0110208	20 ml
binocular surgical magnification microscope	Zeiss Stemi 2000	0000001003877, 4355400000000, 0000001063306, 4170530000000, 4170959255000, 4551820000000, 4170959040000, 4170959050000
bulldog serrefine	F.S.T.	18051-28	28mm
cages (Macrolon)	Techniplast	1264C, 1290D
cold light source	Schott KL2500 LCD	9.705 202	ordered at Th.Geyer
cotton tip applicators (sterile)	Carl Roth	EH12.1
Dexpanthenole (Bepanthen Wund- und Heilsalbe)	Bayer	PZN: 1578818
drapes (sterile)	Hartmann	PZN 0366787
70% ethanol	Carl Roth	9065.5
0.3% / 3% hydrogene peroxide solution	Sigma	95321	30% stock solution
gloves (sterile)	Unigloves	1570
dental glas ionomer cement	KentDental /NORDENTA	957 321
2% glutaraldehyde solution	Sigma	G6257
Graefe Forceps-curved, serrated	F.S.T.	11052-10
Halsey Micro Needle Holder-Tungsten Carbide	F.S.T.	12500-12	12.5 cm
heat-based surgical instrument sterilizer	F.S.T.	18000-50
heating pad	AEG HK5510	520010	ordered at myToolStore
high-speed dental drill	Adeor	SI-1708
Iris scissors extra thin	F.S.T.	14058-09	9 cm
Inhalation narcotic system (isoflurane)	Harvard Apparatus GmbH	34-1352, 10-1340, 34-0422, 34-1041, 34-0401, 34-1067, 72-3044, 34-0426, 34-0387, 34-0415, 69-0230
Isoflurane	Baxter 250 ml	PZN 6497131
Ketamine	Pfizer	PZN 07506004
lactated Ringer’s solution (sterile)	Braun	L7502
Lexar-Baby Scissors-straight, 10 cm	F.S.T.	14078-10	10 cm
Nissl staining solution	Armin Baack	BAA31712159
non-absorbable suture material 5-0/6-0 (sterile)	SABANA (Sabafil)	N-63123-45
	Covidien (Sofsilk)	S1172, S1173
Halsey Needle Holder	F.S.T.	12001-13	13 cm
pads (sterile)	ReWa Krankenhausbedarf	2003/01
0.9% saline (NaCl, sterile)	Braun	PZN:8609255
scalpel blades with handle (sterile)	propraxis	2029/10
Standard Pattern Forceps	F.S.T.	11000-12, 11000-14	12 cm and 14.5 cm length
Steel and tungsten electrodes parylene coated	FHC Inc., USA)	UEWLGESEANND
stereotaxic frame	Neurostar	51730M	ordered at Stoelting
(Stereo Drive-New Motorized Stereotaxic)
tapes (sterile)	BSN medical GmbH & Co. KG	626225
TA10ETA-F20	DSI	270-0042-001X	Radiofrequency transmitter 3.9 g,  3.9 g, 1.9 cc, input voltage range ± 2.5 mV, channel bandwidth (B) 1-200 Hz,  nominal sampling rate (f) 1000 Hz (f = 5B) temperature operating range 34-41 °C warranted battery life 4 months
TL11M2-F20EET	DSI	270-0124-001X	Radiofrequency transmitter  3.9 g, 1.9 cc, input voltage range ± 1.25 mV, channel bandwidth (B) 1-50 Hz,  nominal sampling rate (f) 250 Hz (f = 5B) temperature operating range 34-41 °C warranted battery life 1.5 months
Tissue Forceps- 1x2 Teeth 12 cm	F.S.T.	11021-12	12 cm length
Tungsten carbide iris scissors	F.S.T.	14558-11	11.5 cm
Vibroslicer 5000 MZ	Electron Microscopy Sciences	5000-005
Xylazine (Rompun)	Bayer	PZN: 1320422