Криотравма модель для изучения инфаркта миокарда в мыши

Резюме

Эта статья демонстрирует модель для изучения сердечной ремоделирования после криотравмы миокарда у мышей.

Аннотация

Использование моделей животных имеет важное значение для разработки новых терапевтических стратегий для острого коронарного синдрома и его осложнений. В этой статье мы демонстрируем модель криотравмы криотравмы, которая генерирует точные размеры инфаркта с высокой воспроизводимостью и релицируемостью. Короче говоря, после интубации и стернотомии животного сердце поднимается из грудной клетки. Зонд портативной системы доставки жидкого азота наносится на стенку миокарда, чтобы вызвать криотравму. Нарушение функции желудочков и электрической проводимости можно контролировать с помощью эхокардиографии или оптического картирования. Переуральная миокардная ремоделирование инфарктной области характеризуется осаждением коллагена и потерей кардиомиоцитов. По сравнению с другими моделями (например, LAD-ligation), эта модель использует портативную систему доставки жидкого азота для создания более однородных размеров инфаркта.

Введение

Острый коронарный синдром (АКС) является ведущими причинами смерти в западном мире^1,2. Острая окклюзия коронарных артерий приводит к активации ишемического каскада и некроза пораженной сердечной ткани^3. Поврежденный миокард постепенно заменяется неконтрактной рубцовой тканью, которая клинически проявляется как сердечная недостаточность^4,5. Несмотря на последние достижения в лечении ACS, распространенность ACS и ACS связанных сердечной недостаточности растет, и терапевтические варианты ограничены^6,7. Поэтому разработка моделей животных для изучения ACS и его осложнений представляет огромный интерес.

На сегодняшний день наиболее широко используемой моделью животных для изучения ACS и ВЫЗВАННОй ACS миокарда ремоделирование является перевязка левой нисходящей коронарной артерии (LAD). Лигация ЛАД приводит к острой ишемии миокарда, подобно ткани миокарда человека во время АКС.  Тем не менее, непоследовательные нефарктные размеры остаются ахиллесовой пятой перевязки LAD. Хирургические вариации и анатомическая изменчивость LAD приводят к несовместимым недопустимым размерам и препятствуют воспроизводимости и релицируемости этой процедуры^8,9,10. Кроме того, лигация LAD имеет высокую внутрихирургическую и послеоперационную смертность. Несмотря на недавние усилия по улучшению воспроизводимости и снижению смертности^11,12, большое количество животных по-прежнему необходимо правильно оценить анти-ремоделирования терапии.

Альтернативные модели ACS были предложены и изучены в течение последних лет, в том числе радиочастоты¹³, тепловые¹⁴ или криогенных травм^15,16,17,18. Текущие методы криотравмы применяют металлический стержень, предварительно охлажденный в жидком азоте, чтобы повредить сердечную ткань субъекта^15,16. Тем не менее, эта процедура должна быть повторена несколько раз, чтобы создать достаточный размер инфаркта. Из-за высокой проводимости и низкой тепловой емкости стержня по сравнению с тканью, зонд нагревается быстро, и ткань охлаждается (и, таким образом, infarcted) неоднородно. Чтобы преодолеть эти ограничения, мы описываем здесь модель криоинфаркции с использованием ручной системы доставки жидкого азота. Эта модель воспроизводима, проста в исполнении и может быть установлена быстро и надежно. Генерируется воспроизводимое трансмурльное инфарктное утранжное, независимое от коронарной анатомии, что в конечном итоге приводит к сердечной недостаточности. Этот метод особенно подходит для изучения процесса реконструкции для оценки новых терапевтических фармакологических и тканевых инженерных стратегий.

протокол

Звери получили гуманную помощь в соответствии с Руководством по принципам лабораторных животных, подготовленным Институтом лабораторных ресурсов животных и опубликованном Национальными институтами здравоохранения. Все протоколы животных были одобрены ответственным местным органом власти (Калифорнийский университет в Сан-Франциско (UCSF) Институциональный комитет по уходу за животными и использованию).

1. Уход за животными

1. Получить мышей в возрасте 14 недель весом около 27 г (например, из Института лабораторных животных).
   ПРИМЕЧАНИЕ: BALB/c мышей используются для этой статьи.
2. Держите мышей в обычных условиях в вентилируемых шкафах, кормя их стандартными мышами чау и autoclaved воды объявление libitum.

2. Подготовка мыши

1. Используйте индукционную камеру для обезболания мыши с изофлюраном (3,5%).
2. Удалите волосы на груди и шее с помощью триммера волос.
3. Поместите мышь в положение на спине на подогревом площадку и поддерживать анестезию с маской, покрывающей рот и нос мыши.
4. Проверьте на достаточную глубину анестезии, щипая задние ноги и хвост, чтобы проверить отсутствие рефлексов.
5. Вводят подкожный бупренорфин (0,03 мг/кг) для обезболивания.
6. Распространение задних и передних конечностей и исправить их положение с помощью ленты.
7. С помощью повидона йода дезинфицировать бритую область, а затем очистки с 80% этанола. Повторите этот шаг дважды.
8. Используйте небольшой ножница, чтобы сделать разрез кожи средней линии от нижней трети грудины до подбородка.
9. Используйте изогнутые щипцы и тщательно отделить мышцы вокруг шеи, чтобы разоблачить трахеи.
10. Используйте микро-ножницы для выполнения трахеотомии между вторым и третьим кольцами хряща.
11. Установите вентилятор на частоту вентиляции 110/мин с приливным объемом 0,5 мл.
12. Снимите маску и вставьте пластиковую канюлю (20 G), подключенную к аппарату искусственной вентиляции легких, в трахею. Вентилат животное.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что вентиляционная канюля не вставляется слишком глубоко, подтверждая двустороннюю вентиляцию легких.
13. Используйте каутерию, чтобы отделить правую мышцу грудной клетки от ее кормового происхождения между третьим и седьмым ребрами.
14. Используйте боковые пружинные ножницы, чтобы сократить четвертое-шестое ребра как можно ближе к грудине.
15. При подожтении молочнойартерии, если кровотечение видно.
16. Снижение изолюрани до 2,5%.
17. Вскрыть основные соединительной ткани для получения четкого представления в грудной полости.
18. Используйте тупые щипцы, чтобы открыть перикард и разоблачить сердце.
19. Используйте мини-втягиватель Гольдштейна, чтобы распространить ребра и держать грудную полость открытой.
20. Поднимите сердце из грудной полости тупым стержнем.
21. Снижение напряжения втягивающего, чтобы уменьшить отверстие груди и сохранить сердце от падения назад.
22. Precool криозонд (3 мм в диаметре) для 10 с.
23. Применить криозонд на передней левой стенки желудочка и заморозить на 10 с для создания левого желудочкового крио-травмы инфаркта.
    ПРИМЕЧАНИЕ: криозонд может быть применен к различным стенкам сердца в зависимости от научного вопроса и необходимости.
24. Орошайте криозонд с солевым раствором комнатной температуры, чтобы отделить зонд от левой стенки желудочка.
25. Используйте ретрактор, чтобы увеличить отверстие груди.
26. Аккуратно верните сердце в грудную полость тупым стержнем.
27. Удалить втягиватель и соединить стернотомии с одним узелом с помощью 6-0 шов.
28. Закройте грудную полость, используя 6-0 бегущий шов. Используйте 10 мл шприца для эвакуации любого оставшегося воздуха из груди, прежде чем завязывать узел.
29. Адаптируйте кожу на каудальном краю и шов его до точки трахеи открытия с бегущим швом (5-0).
30. Установите изолюран до 1,5% и подождите, пока животное получит спонтанное дыхание.
31. Удалите трахеальный катетер и повторно нанесите маску на рот и нос животного для поддержания анестезии.
32. Закройте разрез трахеи одним 8-0 Шов.
33. Переложить брюшной мышцы шеи обратно в их положение, чтобы покрыть трахеи.
34. Завершите шов кожи.
35. Добавить метамизол в питьевую воду (50 мг метамизола на 100 мл) для обезболивательства в течение 3 дней и контролировать животное ежедневно.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Период наблюдения для этой модели составляет 8 недель. Не забудьте следовать рекомендациям вашего учреждения в отношении режима обезболивающее.

Результаты

Криотравма инфаркт модель подходит для изучения ACS и его осложнений. В этой модели наблюдается низкий уровень смертности и эффективное послеоперационное восстановление. Криотравма индуцированных повреждения миокарда приводит к снижению сердечной функции, электрическое разъединени?...

Обсуждение

В этой статье описывается модель криотравмы мыши для исследования ACS и связанных с ними фармакологических и терапевтических вариантов.

Наиболее важным шагом является применение криозонда на сердечной ткани. Длительность контакта должна жестко контролироваться, чтобы ?...

Материалы

Name	Company	Catalog Number	Comments
10 ml Syringe	Thermo Scientific	03-377-23
5-0 prolene suture	Ethicon	EH7229H
6-0 prolene suture	Ethicon	8706H
8-0 Ethilon suture	Ethicon	2808G
Absorption Spears	Fine Science Tools	18105-01
BALB/c	The Jackson Laboratory	Stock number 000651
Bepanthen Eye and Nose ointment	Bayer	1578675	Eye ointment
Betadine Solution	Betadine Purdue Pharma	NDC:67618-152
Blunt Forceps	Fine Science Tools	18025-10
Buprenex	Reckitt Benckiser	NDC Codes: 12496-0757-1, 12496-0757-5	Buprenorphine
Cryoprobe 3mm	Brymill Cryogenic Systems	Cry-AC-3 B-800
Ethanol 70%	Th. Geyer	2270
Forceps curved	S&T	00284
Forceps fine	Fine Science Tools	11251-20
Forceps standard	Fine Science Tools	11023-10
Gross Anatomy Probe	Fine Science Tools	10088-15
Hair clipper	WAHL	8786-451A ARCO SE
High temperature cautery kit	Bovie	18010-00
ISOFLURANE	Henry Schein Animal Health	029405
IV Catheter 20G	B. Braun	603028
Mini-Goldstein Retractor	Fine Science Tools	17002-02
NaCl 0.9%	B.Braun	PZN 06063042          Art. Nr.: 3570160	saline
Needle holder	Fine Science Tools	12075-14
Needle Holder, Curved	Harvard Apparatus	72-0146
Novaminsulfon	Ratiopharm	PZN 03530402	Metamizole
Operating Board	Braintree Scientific	39OP
Replaceable Fine Tip	Bovie	H101
Scissors	Fine Science Tools	14028-10
Small Animal Ventilator	Kent Scientific	RV-01
Spring Scissors - Angled to Side	Fine Science Tools	15006-09
Surgical microscope	Leica	M651
Transpore Surgical Tape	3M	1527-1
Vannas Spring Scissors	Fine Science Tools	15400-12
Vaporizer	Kent Scientific	VetFlo-1205S