JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Оценка двигательного восстановления остается эталонным показателем результатов в экспериментальных исследованиях периферических нервов. Изометрическое измерение тетановой силы передней мышцы большеберцовой кисти у крысы является бесценным инструментом для оценки функциональных результатов после реконструкции дефектов седалищного нерва. Методы и нюансы подробно описаны в этой статье.

Аннотация

Травматические повреждения нервов приводят к существенной функциональной потере, а дефекты сегментарных нервов часто требуют использования аутологичных интерпозиционных нервных трансплантатов. Из-за их ограниченной доступности и связанной с ними донорской заболеваемости многие исследования в области регенерации нервов сосредоточены на альтернативных методах преодоления сегментарной нервной щели. Чтобы исследовать результаты хирургических или фармакологических экспериментальных вариантов лечения, модель седалищного нерва крыс часто используется в качестве биоанализа. Существует множество измерений результатов, используемых в моделях крыс для определения степени регенерации нервов. Максимальная выходная сила мышцы-мишени остается наиболее релевантным результатом для клинического перевода экспериментальной терапии. Изометрическое измерение силы сокращения тетанических мышц ранее было описано как воспроизводимый и действительный метод оценки двигательного восстановления после повреждения или восстановления нервов как на крысах, так и на кроличьих моделях. В этом видео мы вернем пошаговую инструкцию этой бесценной процедуры оценки функционального восстановления передней мышцы большеберцовой кисти в модели дефекта седалищного нерва крысы с использованием оптимизированных параметров. Мы опишем необходимые предоперационные препараты помимо хирургического подхода и рассечения общего переднего мышечного нерва и сухожилия передней мышцы большеберцовой кисти. Будет подробно описана изометрическая техника измерения тетановой силы. Объяснение определения оптимальной длины мышц и частоты импульса стимула и демонстрация измерения максимального сокращения тетанической мышцы.

Введение

Потеря двигательной функции после травматического поражения периферических нервов оказывает существенное влияние на качество жизни и социально-экономический статус больных1,2,3. Прогноз этой популяции пациентов остается плохим из-за минимальных улучшений в хирургических методах за эти годы4. Прямой сквозной эпиневральный ремонт без натяжения образует золотой стандарт хирургической реконструкции. Однако в случаях с расширенными нервными промежутками интерпозиция аутологии нервного трансплантата оказалась превосходящей5,6. Связанная с донором заболеваемость сайтом и ограниченная доступность аутологических нервных трансплантатов наложили необходимость в альтернативных методах7,8.

Экспериментальные модели на животных были использованы для выяснения механизма регенерации периферических нервов и оценки результатов различных реконструктивных и фармакологических вариантовлечения 8,9. Модель седалищного нерва крысы является наиболее часто используемой животной моделью10. Их небольшой размер делает их легкими в обращении и домашнем обухоспеи. Из-за их превосходного нейрорегенеративного потенциала сокращение времени между вмешательством и оценкой результатов может привести к относительно более низким затратам11,12. Другие преимущества его использования включают морфологическое сходство с нервными волокнами человека и большое количество сравнительных/исторических исследований13. Хотя к последнему следует подходить осторожно, так как большое разнообразие различных показателей исхода между исследованиями затрудняет сравнение результатов14,15,16,17,18.

Показатели результатов для оценки регенерации нервов варьируются от электрофизиологии до гистоморфометрии, но эти методы подразумевают корреляцию, но не обязательно непосредственно измеряют возвращение двигательной функции14,15. Регенерируя нервные волокна могут не создавать соответствующих соединений, что может вызвать переоценку количества функциональных связей14,15,19,20. Лучшим и клинически наиболее значимым измерением для демонстрации правильной реиннервации конечных органов остается оценка мышечной функции21,22,23. Однако создание инструментов оценки двигательных функций для животных моделей является сложной задачей. Medinaceli et al. впервые описали анализ пешеходной дорожки, который с тех пор является наиболее часто используемым методом оценки функционального восстановления в экспериментальных исследованиях периферических нервов21,24,25,26,27,28. Анализ дорожки ходьбы количественно определяет функциональный индекс седалищного паралитического пара (SFI) на основе измерений отпечатков лап у ходячих крыс21,29. Основные ограничения анализа дорожки ходьбы, такие как контрактуры на носках, автоувыключение, размазывание отпечатка и плохая корреляция с другими показателями реиннервации, обусловили необходимость использования других параметров для количественной оценки функционального восстановления30,31.

В предыдущих исследованиях на крысах Льюиса32 и новозеландских кроликах33мы подтвердили измерение изометрической тетановой силы (ITF) для передней мышцы большеберцовой (ТА) и продемонстрировали его эффективность в оценке восстановления мышц после различных типов восстановления нервов34,35,36,37,38,39. Мышца ТА хорошо подходит из-за своих относительно больших размеров, иннервации перонеальной ветвью седалищного нерва и хорошо выясненных биохимических свойств40,41,42,43. При оптимизации длины мышц (силы преднатяг) и электрических параметров ITF обеспечивает вариабельность из стороны в сторону 4,4% и 7,5% у крыс32 и кроликов33соответственно.

В этой статье представлен подробный протокол измерения ITF в модели седалищного нерва крыс, включая подробное описание необходимого предоперационного планирования, хирургического подхода и рассечения общего перонеального нерва и дистального сухожилия мышцы ТА. Используя заранее определенные значения интенсивности и продолжительности стимула, будет определена оптимальная длина мышц и частота импульса стимула. С помощью этих четырех параметров МФТ впоследствии может быть последовательно и точно измерена.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

протокол

Все процедуры для животных были выполнены с одобрения Институционального комитета по уходу за животными и их использованию (IACUC A334818).

1. Калибровка преобразователя силы

  1. Убедитесь, что компьютер правильно подключен к многофункциональному устройству сбора данных ввода/вывода (DAQ) USB-6009, которое, в свою очередь, должно быть подключено к преобразователю силы.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Другим штаммам и видам крыс может потребоваться другой датчик силы тензодатчиков, поскольку следует ожидать более высоких сил 44.
  2. Прикрепите специальный зажим, изготовленный из модифицированного хирургического гемостата, к датчику силы, который установлен на регулируемом рычаге вакуумного основания.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Изготовленный на заказ зажим состоит из хирургического гемостата, модифицированного затягивающим винтом, который позволяет регулировать натяжение(рисунок 1).
  3. Расположите на столе изготовленную на заказ платформу для тестирования акрилового стекла, которая содержит два деревянных блока для фиксации задней конечности крысы.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Другие материалы, такие как уретан, также могут использоваться вместо дерева, если K-провода способны проникать и фиксироваться.
  4. Прикрепите зажим, датчик силы и регулируемую комбинацию рычага вертикально к испытательной платформе с помощью вакуумного основания.
  5. Прикрепить крючок или петлю к зажиму для калибровочных весов.
  6. Включите компьютер и откройте программное обеспечение (например, LabVIEW).
  7. После открытия программного обеспечения запустите изготовленный на заказ виртуальный инструмент (VI) для измерения ITF(рисунок 2).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Рисунок 2 содержит код LabVIEW в фрагменте VI. Этот фрагмент VI можно перетащить на блок-схему в LabVIEW. Он будет автоматически преобразован в графический код. Для этого эксперимента частота дискретизации была установлена на уровне 2000 Гц с 25 выборками для чтения для каждой итерации.
  8. Запустите VI, нажав белую стрелку в левом верхнем углу и выберите Новая калибровка. Откроется новое окно.
  9. Начните процесс калибровки с нулевым весом (только зажим с прикрепленным крючком или петлей) и нажмите OK.
  10. Последовательно добавьте 10, 20, 30 и 50 граммов веса и нажмите OK между каждым измерением веса.
  11. Как только все пять измерений будут собраны, нажмите «Процесс».
  12. Принимайте значения только в том случае, если график на VI отображает положительную линейную кривую(рисунок 3).
  13. Переставьте зажим, датчик силы и регулируемую комбинацию рычагов по горизонтали на испытательной платформе. Это будет позиция, используемая для измерения МФТ.
  14. Нажмите на Zero, и окно автоматически закроется.

2. Животные предметы

  1. Используйте самцов крыс Льюиса весом от 300 до 500 г.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для сравнения регенерации нервов необходимо использовать один и тот же штамм крыс как в контрольной, так и в экспериментальной группах, поскольку вес и частота аутотомии зависят от деформации и могут оказывать огромное влияние на результаты ITF10,32,45,46,47.

3. Хирургическая подготовка

  1. Подготовьте все необходимые хирургические инструменты передоперацией( Таблица материалов ).
  2. Взвесьте животных, чтобы определить необходимое количество анестезии.
  3. Индуцировать анестезию, помещая крысу в камеру, отравленную газом 3% изофлурана в кислороде.
  4. Глубоко обезболивайте крысу, используя коктейль из десяти частей кетамина (100 мг / мл) и одной части ксилазина (100 мг / мл) в дозировке 1 мл / кг массы тела с помощью внутрибрюшинной инъекции. Следите за глубиной анестезии на основе реакции на защемление носа и наблюдая за частотой дыхания.
  5. Примерно через 30 минут после первоначальной дозировки коктейля кетамин/ксилазин вводят дополнительную дозу 0,3-0,6 мл/кг массы тела только кетамина (100 мг/мл) внутрибрюшинно для поддержания адекватной анестезии на протяжении всей процедуры, что определяется как низкая частота дыхания и отсутствие реакции на защемление носкуса.
    ВНИМАНИЕ: Важно тщательно вводить необходимую анестезию, так как передозировка не может быть противопоставлена.
  6. Тщательно побрейте задние конечности крысы с помощью электрических клиперов.
  7. Поместите крысу в положение лежа на грелке, чтобы поддерживать температуру тела на уровне 37 °C. Опционально, температуру тела можно контролировать с помощью ректального термометра.
  8. Вводят 5 мл 0,9% хлорида натрия (NaCl) подкожно в дряблую кожу над шеей крысы, чтобы сохранить адекватный статус гидратации на протяжении всей процедуры.
  9. Из-за невыживляемого характера этой процедуры хирургическое поле и инструменты не должны быть стерильными. Хирург должен использовать средства индивидуальной защиты (СИЗ), а хирургические лупы рекомендуются для правильной визуализации анатомических структур.

4. Хирургический подход к общему многонеральному нерву

  1. Поместите крысу в правое или левое боковое лежачие положения в зависимости от того, какая сторона будет измерена первой.
  2. Создайте разрез 2-3 см в коже заднего бедра параллельно бедренной кости, начиная с большего трохантера, используя хирургическое лезвие No 15.
  3. Определите плоскость между мышцей бедра бицепса и большой ягодичной мышцей и мышцами vastus lateralis и выполните тупое рассечение с использованием ножниц тенотомии, чтобы отделить эти мышцы и обнажить нижележащего седалищного нерва.
  4. Найдите трифуркацию седалищного нерва и поместите втягиватель, чтобы получить лучший доступ. Три ветви седалищного нерва включают общий перонеальный нерв, большеберцовой нерв и суральный нерв.
  5. Изолируйте общую ветвь околотонечного нерва (обычно самую вентральную ветвь) седалищного нерва с помощью изогнутых микрохирургических щипцов.
    ПРИМЕЧАНИЕ: В случае неопределенности осторожно стимулируйте изолированный нерв хирургическим стимулятором нерва и наблюдайте за двигательным ответом. Стимуляция общего многотонного нерва приводит к дорсифлексии лапы.

5. Рассечение дистального сухожилия передней мышцы большеберцовой кисти

  1. Чтобы обнажить мышцу ТА и ее введение, разрезайте кожу в антеролатеральном аспекте голени, начиная с коленного сустава и спускаясь к посредственной стороне задней лапы.
  2. Рассектать дистальное сухожилие мышцы ТА от окружающих тканей с помощью скальпеля с хирургическим лезвием No15.
  3. Используя щипцы комара, тупо рассекли сухожилие мышцы ТА по направлению к введению и разрезайте сухожилие как можно более дистально. Оставьте проксимальную мышцу ТА нетронутой, сохранив нейрососудистую педикулу.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Регулярно (примерно каждые 5 минут) смазывайте мышцы ТА с нагретым 0,9% NaCl (37 ° C) для предотвращения охлаждения и высыхания.

6. Измерение изометрической тетанической силы

  1. Подключите биполярные электродные кабели и кабель заземления в соответствии с их цветом к устройству биполярного стимулятора.
  2. Прикрепите другой конец кабелей биполярного электрода к субминиатюрному электроду.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Опорный электрод (красный, анодный) должен быть размещен дистально, а активный электрод (черный, катод) проксимальный.
  3. Перенесите животное вместе с грелкой на испытательную платформу.
  4. Зафиксируйте заднюю конечность крысы на деревянном блоке с помощью двух проводов Киршнера 1 мм через лодыжку и боковой мыщелок дистальной бедренной кости, избегая заднего аспекта колена.
    ВНИМАНИЕ: Избегайте повреждения сосудов подколенной артерии и вен, которые расположены дорсально к мыщелку бедренной кости.
  5. Прикрепите держатель с пользовательским зажимом к испытательной платформе, используя его вакуумное основание.
  6. Закрепите дистальное сухожилие мышцы ТА на зажиме, прикрепленном к датчику силы.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Зажим и датчик силы должны быть расположены параллельно ходу мышцы ТА.
  7. Поместите ретрактор на заднее брюшко крысы, чтобы получить доступ к общему многобольшинного нерва.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Седалищный нерв и его ветви следует поддерживать влажным с нагретым 0,9% NaCl (37 ° C), чтобы предотвратить охлаждение и высыхание.
  8. Вставьте заземляющим трос в окружающие мышцы (например, мышцу vastus lateralis).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Стимулятор Grass SD9 требует заземляющего кабеля для уменьшения электрических артефактов. Новые стимуляторы могут не требовать дополнительного кабеля заземления.
  9. Прицепите общий многонезальный нерв к субминиатюрным электроду и зафиксируйте его положение с помощью держателя на платформе(рисунок 4).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что только общий малонеральный нерв подключен к субминиатюрным электроду.
  10. Оптимизация длины мышц
    1. Включите устройство биполярного стимулятора и настройте параметры следующим образом: квадратный монофазный импульс, задержка 2 мс, длительность импульса стимула 0,4 мс, интенсивность стимула 2 В.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Задержка определяет время между импульсом синхронизации и подачей переднего края импульса.
    2. Выберите Тест параметров и включите коллекцию Триггеров в VI.
    3. Увеличьте длину мышцы (преднагрузку) путем регулировки рычага, прикрепленного к преобразователю силы.
    4. Начните с 10 г преднатяг и используйте с шагом 10 г до тех пор, пока не будет определена максимальная активная мышечная сила.
    5. Для каждой преднатяга наносите два одиночных подергивания непосредственно друг за другом с помощью кнопки на биполярном стимулирующем устройстве. Выход будет виден на экране и крыса должна показать дорсифлексию лапы.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Прежде чем стимулировать нерв, всегда удаляйте любые излишки 0,9% NaCl, окружающие нерв, используя аппликаторы с хлопковыми наконечниками, чтобы гарантировать, что сигнал не проводится к окружающим тканям.
    6. Чтобы остановить измерение, снова нажмите Триггерная коллекция в VI.
    7. Если программа автоматически обнаруживает две пиковые выходные силы, нажмите кнопку Принять. В случае, если программа не выбирает автоматически эти выходные силы, нажмите Отклонить и выберите пики вручную. Две пиковые выходные силы будут усреднены до средней пиковой выходной силы(рисунок 5).
    8. Рассчитайте активную мышечную силу, вычитая преднагрузку из средней пиковой выходной силы.
    9. Запишите активную силу для каждой предзагрузки, чтобы визуализировать тренд и распознать максимальную активную силу(рисунок 6). Также можно использовать электронную таблицу.
  11. Измерение изометрической тетанической силы
    1. После определения идеальной длины мышцы дайте мышце отдохнуть при нулевой предварительной нагрузке в течение 5 минут до начала сокращений тетанических мышц.
    2. Между тем, переключитесь с теста параметров на частотный тест на VI и отрегулируйте интенсивность стимула до 10 В на устройстве биполярного стимулятора.
    3. Сохраняйте задержку и длительность импульса стимула на уровне 2 мс и 0,4 мс соответственно.
    4. Измерьте изометрическую тетаническую мышечную силу, используя увеличивающиеся частоты стимулов, начиная с 30 Гц с шагом 30 Гц, пока не будет наблюдаться максимальное плато силы.
    5. Нажмите на триггерную коллекцию и установите заранее определенную оптимальную длину мышц.
    6. Нажмите кнопку «Повторить» на устройстве биполярного стимулятора, чтобы вызвать тетаническую стимуляцию в течение максимум 5 секунд или до тех пор, пока не будет четко зафиксирован пик силы.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Прежде чем стимулировать нерв, всегда удаляйте любые излишки 0,9% NaCl, окружающие нерв, используя аппликаторы с хлопковыми наконечниками, чтобы гарантировать, что сигнал не проводится к окружающим тканям.
    7. Чтобы собрать данные, снова нажмите Триггер сбора и задокументируйте максимальное выходное усилие. В случае, если программа не определяет автоматически пиковую максимальную выходную силу, нажмите Кнопка и выберите пик вручную.
    8. Дайте мышце снова отдохнуть при нулевой предварительной нагрузке в течение 5 минут до начала следующих сокращений тетанических мышц.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Регулярно (примерно каждые 5 мин) смазывайте мышцу ТА с нагретым 0,9% NaCl (37 °C) для предотвращения охлаждения и высыхания.
    9. Продолжайте увеличивать частоту стимулов до тех пор, пока не будет достигнуто плато максимальной силы. Плато сил будет определяться как максимальная изометрическая тетаническая сила.
      ПРИМЕЧАНИЕ: После этого шага удалите K-провода, скрепите или зашомните кожу и повторите всю процедуру на контралатеральную заднюю конечность, начиная с шага 4.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Результаты

Для измерения измерения МФТ используются пять параметров. К ним относятся мышечное напряжение (сила предварительной нагрузки), интенсивность стимула (напряжение), частота импульса стимула, длительность стимула 0,4 мс и задержка 2 мс. Перед измерением ITF оптимальное мышечное напряжение д?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Обсуждение

Этот протокол описывает ранее проверенный метод получения точных максимальных измерений ITF мышцы ТА в моделикрыс 32. Восстановление максимальной силы после экспериментальных процедур реконструкции нерва представляет основной интерес в клинических условиях, поскольку до...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Исследование, о котором сообщается в этой публикации, было поддержано Национальным институтом неврологических расстройств и инсульта Национальных институтов здравоохранения под номером RO1 NS 102360. Содержание является исключительной ответственностью авторов и не обязательно отражает официальную точку зрения Национальных институтов здравоохранения.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
0.9% Sodium ChlorideBaxter Healthcare Corporation, Deerfield, IL, USAG130203
1 mm Kirshner wiresPfizer Howmedica, Rutherford, NJN/A
Adson Tissue ForcepsASSI, Westbury, NY, USAMTK-6801226
Bipolar electrode cablesGrass Instrument, Quincy, MAN/A
Bipolar stimulator deviceGrass SD9, Grass Instrument, Quincy, MAN/A
Cotton-tip ApplicatorsCardinal Health, Waukegan, IL, USAC15055-006
Curved Mosquito forcepsASSI, Westbury, NY, USAMTK-1201112
Force Transducer MDB-2.5Transducer Techniques, Temecula, CAN/A
Gauze Sponges 4x4Covidien, Mansfield, MA, USA2733
Ground cableGrass Instrument, Quincy, MAN/A
Isoflurane chamberN/AN/ACustom-made
KetamineKetalar, Par Pharmaceutical, Chestnut, NJ42023-115-10
LabView SoftwareNational Instruments, Austin, TX
LoopN/AN/ACustom-made
Microsurgical curved forcepsASSI, Westbury, NY, USAJFA-5B
Microsurgical scissorsASSI, Westbury, NY, USASAS-15R-8-18
Microsurgical straight forcepsASSI, Westbury, NY, USAJF-3
RetractorASSI, Westbury, NY, USAAG-124426
Scalpel Blade No. 15Bard-Parker, Aspen Surgical, Caledonia, MI, USA371115
Slim Body Skin StaplerCovidien, Mansfield, MA, USA8886803512
Subminiature electrodeHarvard Apparatus, Holliston, MAN/A
Surgical Nerve StimulatorCheckpoint Surgical LCC, Cleveland, OH, USA9094
Terrell IsofluranePiramal Critical Care Inc., Bethlehem, PA, USAH961J19A
Testing platformN/AN/ACustom-made
Tetontomy ScissorsASSI, Westbury, NY, USAASIM-187
Traceable Big-Digit Timer/StopwatchFisher Scientific, Waltham, MA, USAS407992
USB-6009 multifunctional I/O data acquisition (DAQ) deviceNational Instruments, Austin, TX779026-01
Vacuum Base HolderNoga Engineering & Technology Ltd., Shlomi, IsrealN/AAttached clamp is custom-made
Weight (10 g)Denver Instruments, Denver, CO, USA820010.4
Weight (20 g)Denver Instruments, Denver, CO, USA820020.4
Weight (50 g)Denver Instruments, Denver, CO, USA820050.4
XylazineXylamed, Bimeda MTC Animal Health, Cambridge, Canada1XYL002

Ссылки

  1. Taylor, C. A., Braza, D., Rice, J. B., Dillingham, T. The incidence of peripheral nerve injury in extremity trauma. American Journal of Physical Medicine & Rehabilitation. 87 (5), 381-385 (2008).
  2. Huckhagel, T., Nuchtern, J., Regelsberger, J., Lefering, R., TraumaRegister, D. G. U. Nerve injury in severe trauma with upper extremity involvement: evaluation of 49,382 patients from the TraumaRegister DGU(R) between 2002 and 2015. Scandinavian Journal of Trauma, Resuscitation and Emergency Medicine. 26 (1), 76(2018).
  3. Tapp, M., Wenzinger, E., Tarabishy, S., Ricci, J., Herrera, F. A. The Epidemiology of Upper Extremity Nerve Injuries and Associated Cost in the US Emergency Departments. Annals of Plastic Surgery. 83 (6), 676-680 (2019).
  4. Grinsell, D., Keating, C. P. Peripheral nerve reconstruction after injury: a review of clinical and experimental therapies. BioMed Research International. 2014, 698256(2014).
  5. Terzis, J., Faibisoff, B., Williams, B. The nerve gap: suture under tension vs. graft. Plastic and Reconstructive Surgery. 56 (2), 166-170 (1975).
  6. Millesi, H. Forty-two years of peripheral nerve surgery. Microsurgery. 14 (4), 228-233 (1993).
  7. Wood, M. D., Kemp, S. W., Weber, C., Borschel, G. H., Gordon, T. Outcome measures of peripheral nerve regeneration. Annals of Anatomy-Anatomischer Anzeiger. 193 (4), 321-333 (2011).
  8. Alvites, R., et al. Peripheral nerve injury and axonotmesis: State of the art and recent advances. Cogent Medicine. 5 (1), 1466404(2018).
  9. Diogo, C. C., et al. The use of sheep as a model for studying peripheral nerve regeneration following nerve injury: review of the literature. Journal of Neurology Research. 39 (10), 926-939 (2017).
  10. Irintchev, A. Potentials and limitations of peripheral nerve injury models in rodents with particular reference to the femoral nerve. Annals of Anatomy. 193 (4), 276-285 (2011).
  11. Brenner, M. J., et al. Role of timing in assessment of nerve regeneration. Microsurgery. 28 (4), 265-272 (2008).
  12. Vleggeert-Lankamp, C. L. The role of evaluation methods in the assessment of peripheral nerve regeneration through synthetic conduits: a systematic review. Laboratory investigation. Journal of Neurosurgery. 107 (6), 1168-1189 (2007).
  13. Deumens, R., Marinangeli, C., Bozkurt, A., Brook, G. A. Assessing motor outcome and functional recovery following nerve injury. Methods in Molecular Biology. 1162, 179-188 (2014).
  14. Dellon, A. L., Mackinnon, S. E. Selection of the appropriate parameter to measure neural regeneration. Annals of Plastic Surgery. 23 (3), 197-202 (1989).
  15. Munro, C. A., Szalai, J. P., Mackinnon, S. E., Midha, R. Lack of association between outcome measures of nerve regeneration. Muscle Nerve. 21 (8), 1095-1097 (1998).
  16. Varejao, A. S., Melo-Pinto, P., Meek, M. F., Filipe, V. M., Bulas-Cruz, J. Methods for the experimental functional assessment of rat sciatic nerve regeneration. Journal of Neurology Research. 26 (2), 186-194 (2004).
  17. Hadlock, T. A., Koka, R., Vacanti, J. P., Cheney, M. L. A comparison of assessments of functional recovery in the rat. Journal of the Peripheral Nervous System. 4 (3-4), 258-264 (1999).
  18. Kanaya, F., Firrell, J. C., Breidenbach, W. C. Sciatic function index, nerve conduction tests, muscle contraction, and axon morphometry as indicators of regeneration. Plastic and Reconstructive Surgery. 98 (7), 1264-1271 (1996).
  19. Nichols, C. M., et al. Choosing the correct functional assay: a comprehensive assessment of functional tests in the rat. Behavioural Brain Research. 163 (2), 143-158 (2005).
  20. Terzis, J. K., Smith, K. J. Repair of severed peripheral nerves: comparison of the "de Medinaceli" and standard microsuture methods. Experimental Neurology. 96 (3), 672-680 (1987).
  21. de Medinaceli, L., Freed, W. J., Wyatt, R. J. An index of the functional condition of rat sciatic nerve based on measurements made from walking tracks. Experimental Neurology. 77 (3), 634-643 (1982).
  22. Doi, K., Hattori, Y., Tan, S. H., Dhawan, V. Basic science behind functioning free muscle transplantation. Clinics in Plastic Surgery. 29 (4), (2002).
  23. Vathana, T., et al. An Anatomic study of the spinal accessory nerve: Extended harvest permits direct nerve transfer to distal plexus targets. Clinical Anatomy. 20 (8), 899-904 (2007).
  24. Chaiyasate, K., Schaffner, A., Jackson, I. T., Mittal, V. Comparing FK-506 with basic fibroblast growth factor (b-FGF) on the repair of a peripheral nerve defect using an autogenous vein bridge model. Journal of Investigative Surgery. 22 (6), 401-405 (2009).
  25. Lee, B. K., Kim, C. J., Shin, M. S., Cho, Y. S. Diosgenin improves functional recovery from sciatic crushed nerve injury in rats. Journal of Exercise Rehabilitation. 14 (4), 566-572 (2018).
  26. Lubiatowski, P., Unsal, F. M., Nair, D., Ozer, K., Siemionow, M. The epineural sleeve technique for nerve graft reconstruction enhances nerve recovery. Microsurgery. 28 (3), 160-167 (2008).
  27. Luis, A. L., et al. Use of PLGA 90:10 scaffolds enriched with in vitro-differentiated neural cells for repairing rat sciatic nerve defects. Tissue Engineering, Part A. 14 (6), 979-993 (2008).
  28. Shabeeb, D., et al. Histopathological and Functional Evaluation of Radiation-Induced Sciatic Nerve Damage: Melatonin as Radioprotector. Medicina. 55 (8), Kaunas. (2019).
  29. Bain, J. R., Mackinnon, S. E., Hunter, D. A. Functional evaluation of complete sciatic, peroneal, and posterior tibial nerve lesions in the rat. Plastic and Reconstructive Surgery. 83 (1), 129-138 (1989).
  30. Monte-Raso, V. V., Barbieri, C. H., Mazzer, N., Yamasita, A. C., Barbieri, G. Is the Sciatic Functional Index always reliable and reproducible. Journal of Neuroscience Methods. 170 (2), 255-261 (2008).
  31. Lee, J. Y., et al. Functional evaluation in the rat sciatic nerve defect model: a comparison of the sciatic functional index, ankle angles, and isometric tetanic force. Plastic and Reconstructive Surgery. 132 (5), 1173-1180 (2013).
  32. Shin, R. H., et al. Isometric tetanic force measurement method of the tibialis anterior in the rat. Microsurgery. 28 (6), 452-457 (2008).
  33. Giusti, G., et al. Description and validation of isometric tetanic muscle force test in rabbits. Microsurgery. 32 (1), 35-42 (2012).
  34. Bulstra, L. F., et al. Functional Outcome after Reconstruction of a Long Nerve Gap in Rabbits Using Optimized Decellularized Nerve Allografts. Plastic and Reconstructive Surgery. 145 (6), 1442-1450 (2020).
  35. Giusti, G., et al. The influence of vascularization of transplanted processed allograft nerve on return of motor function in rats. Microsurgery. 36 (2), 134-143 (2016).
  36. Giusti, G., et al. The influence of nerve conduits diameter in motor nerve recovery after segmental nerve repair. Microsurgery. 34 (8), 646-652 (2014).
  37. Hundepool, C. A., et al. Comparable functional motor outcomes after repair of peripheral nerve injury with an elastase-processed allograft in a rat sciatic nerve model. Microsurgery. 38 (7), 772-779 (2018).
  38. Lee, J. Y., et al. The effect of collagen nerve conduits filled with collagen-glycosaminoglycan matrix on peripheral motor nerve regeneration in a rat model. Journal of Bone and Joint Surgery. 94 (22), 2084-2091 (2012).
  39. Shin, R. H., Friedrich, P. F., Crum, B. A., Bishop, A. T., Shin, A. Y. Treatment of a segmental nerve defect in the rat with use of bioabsorbable synthetic nerve conduits: a comparison of commercially available conduits. Journal of Bone and Joint Surgery. 91 (9), 2194-2204 (2009).
  40. Coombes, J. S., et al. Effects of vitamin E deficiency on fatigue and muscle contractile properties. Eur J Appl Physiol. 87 (3), 272-277 (2002).
  41. Kauvar, D. S., Baer, D. G., Dubick, M. A., Walters, T. J. Effect of fluid resuscitation on acute skeletal muscle ischemia-reperfusion injury after hemorrhagic shock in rats. Journal of the American College of Surgeons. 202 (6), 888-896 (2006).
  42. Murlasits, Z., et al. Resistance training increases heat shock protein levels in skeletal muscle of young and old rats. Experimental Gerontology. 41 (4), 398-406 (2006).
  43. Zhou, Z., Cornelius, C. P., Eichner, M., Bornemann, A. Reinnervation-induced alterations in rat skeletal muscle. Neurobiology of Disease. 23 (3), 595-602 (2006).
  44. Schmoll, M., et al. In-situ measurements of tensile forces in the tibialis anterior tendon of the rat in concentric, isometric, and resisted co-contractions. Physiological Reports. 5 (8), (2017).
  45. Heinzel, J. C., Hercher, D., Redl, H. The course of recovery of locomotor function over a 10-week observation period in a rat model of femoral nerve resection and autograft repair. Brain and Behavior. 10 (4), 01580(2020).
  46. Kingery, W. S., Vallin, J. A. The development of chronic mechanical hyperalgesia, autotomy and collateral sprouting following sciatic nerve section in rat. Pain. 38 (3), 321-332 (1989).
  47. Weber, R. A., Proctor, W. H., Warner, M. R., Verheyden, C. N. Autotomy and the sciatic functional index. Microsurgery. 14 (5), 323-327 (1993).
  48. Kunst, G., Graf, B. M., Schreiner, R., Martin, E., Fink, R. H. Differential effects of sevoflurane, isoflurane, and halothane on Ca2+ release from the sarcoplasmic reticulum of skeletal muscle. Anesthesiology. 91 (1), 179-186 (1999).
  49. Schmoll, M., et al. A novel miniature in-line load-cell to measure in-situ tensile forces in the tibialis anterior tendon of rats. PLoS One. 12 (9), 0185209(2017).
  50. Paul, R. J. Cell Physiology Source Book (Fourth Edition). Sperelakis, N. , Academic Press. 801-821 (2012).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

172

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены