АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Метастазы в мозг являются причиной тяжелой заболеваемости и смертности у онкологических больных. Большинство моделей метастазирования в мозг у мышей осложняются системными метастазами, смешивающими анализ смертности и результатов терапевтического вмешательства. Здесь представлен протокол внутренней каротидной инъекции раковых клеток, который продуцирует последовательные внутричерепные опухоли с минимальными системными опухолями.

Аннотация

Метастазы в мозг являются причиной тяжелой заболеваемости и смертности у онкологических больных. Критические аспекты метастатических заболеваний, такие как сложное нервное микроокружение и взаимодействие стромальных клеток, не могут быть полностью воспроизведены с помощью анализов in vitro ; таким образом, животные модели имеют решающее значение для исследования и понимания эффектов терапевтического вмешательства. Тем не менее, большинство методов ксенотрансплантации опухолей головного мозга не производят метастазы в мозг последовательно с точки зрения временных рамок и опухолевой нагрузки. Модели метастазирования в мозг, генерируемые внутрисердечной инъекцией раковых клеток, могут привести к непреднамеренной экстракраниальной опухолевой нагрузке и привести к метастатической заболеваемости и смертности вне мозга. Хотя внутричерепная инъекция раковых клеток может ограничить образование экстракраниальной опухоли, она имеет несколько предостережений, таких как введенные клетки часто образуют единичную опухолевую массу в месте инъекции, высокое поражение лептоменингеала и повреждение сосудистой системы мозга во время проникновения иглы. Этот протокол описывает мышиную модель метастазирования в мозг, генерируемого инъекцией внутренней сонной артерии. Этот метод последовательно продуцирует внутричерепные опухоли без участия других органов, что позволяет оценить терапевтические агенты для метастазирования в мозг.

Введение

Метастазирование в мозг является распространенным злокачественным новообразованием, связанным с очень плохим прогнозом 1,2. Стандартом лечения пациентов с метастазами в мозг является мультимодальный подход, состоящий из нейрохирургии, лучевой терапии всего мозга и / или стереотаксической радиохирургии в зависимости от общего состояния здоровья пациентов, бремени экстракраниальных заболеваний, а также количества и расположения опухолей в головном мозге 3,4. Пациенты с тремя внутричерепными поражениями имеют право на хирургическую резекцию или стереотаксическую радиохирургию, в то время как лучевая терапия всего мозга рекомендуется для пациентов с множественными поражениями, чтобы избежать риска инфекции, связанной с хирургическим вмешательством, и отека5. Однако лучевая терапия всего мозга может нанести ущерб радиочувствительным структурам мозга, способствуя низкому качеству жизни6.

Системная терапия является неинвазивным альтернативным и логическим подходом к лечению пациентов с множественными поражениями7. Тем не менее, это менее рассматривается из-за давнего представления о том, что системная терапия имеет низкую эффективность, потому что пассивная доставка цитотоксических препаратов через кровоток не может достичь терапевтических уровней в мозге без риска небезопасной токсичности8. Эта парадигма начинает меняться с недавно одобренной Управлением по контролю за продуктами и лекарствами США (FDA) системной терапией (тукатиниб с трастузумабом и капецитабином, показанным для метастатического метастазирования рака молочной железы HER2 + в мозг)9,10,11,12 и обновлением руководящих принципов лечения, чтобы включить рассмотрение вариантов системной терапии для пациентов с метастазами в мозг13,14.

В этом контексте разработки в области молекулярной таргетной терапии, иммунотерапии и альтернативных систем доставки лекарств, таких как целевой нанопрепарат, могут потенциально преодолеть проблемы лечения метастазов в мозг 15,16,17,18. Кроме того, химические и механические подходы к улучшению доставки лекарств путем пермеабилизации барьера опухоли головного мозга также исследуются19,20. Чтобы изучить и оптимизировать такие подходы, чтобы они соответствовали цели, крайне важно использовать доклинические модели, которые не только отражают сложную физиологию метастазирования в мозг, но и позволяют объективно анализировать внутричерепную реакцию на лекарства.

В целом, современные подходы к моделированию метастазирования в мозг in vivo включают внутрисердечную (левый желудочек), внутривенную (обычно хвостовую вену), внутричерепную или внутрикаротидную (общая сонная артерия) инъекцию раковых клеток у мышей 21,22,23,24,25,26,27 . Помимо стратегий приживления опухоли, генетически модифицированные мышиные модели, где образование опухоли запускается удалением генов-супрессоров опухолей или активацией онкогенов, полезны для моделирования опухолей. Тем не менее, только несколько генетически модифицированных моделей мышей, как сообщается, производят вторичные опухоли и еще меньше, которые надежно производят метастазы в мозг 28,29,30.

Методы приживления, такие как внутрисердечная (левый желудочек) и внутривенная (обычно хвостовая вена) инъекции, имитируют системную диссеминацию рака. Эти модели обычно вызывают поражения в нескольких органах (например, мозге, легких, печени, почках, селезенке) в зависимости от капиллярного русла, которое захватывает большинство опухолевых клеток во время их циркуляторного «первого прохода»31. Однако непоследовательные темпы приживления мозга потребуют большего количества животных для достижения размера выборки для желаемой статистической мощности. Количество опухолевых клеток, которые в конечном итоге устанавливаются в мозге с помощью этих внутрисердечных и внутривенных методов инъекций, варьируется. Следовательно, метастазна в мозг опухолевая нагрузка может варьироваться между животными, и разница в прогрессировании может сделать стандартизацию экспериментальной временной шкалы и интерпретацию результатов проблемой. Экстракраниальная опухолевая нагрузка может привести к смертности от метастазов вне мозга, что делает эти модели непригодными для оценки внутричерепной эффективности. Линии клеток мозг-тропики были установлены с использованием искусственных процессов клонального отбора для уменьшения экстракраниального учреждения, но показатели приема были непоследовательными, и процесс клонального отбора может уменьшить гетерогенность, обычно встречающуюся в опухолях человека32.

Специфические для мозга методы приживления, такие как внутричерепная и внутрикаротидная инъекция, позволяют более последовательно и эффективно моделировать метастазы в мозг. В внутричерепном методе33 раковые клетки обычно вводят в лобную кору головного мозга, которая генерирует быстрый и воспроизводимый рост опухоли с низким системным участием. Хотя процедура хорошо переносится с низкой смертностью33, предостережения заключаются в том, что это относительно грубый подход, который быстро вводит (локализованный) болюс клеток в мозг и не моделирует патогенез ранних метастазов в мозг. Игла повреждает сосудистую ткань мозга, что затем вызывает локализованное воспаление 5,34. По опыту, существует тенденция к инъекции опухолевых клеток к рефлюксу во время удаления иглы, что приводит к лептоменингеальному вовлечению. Альтернативно, внутрикаротидный метод доставляет клетки в общую сонную артерию с микроциркуляторным руслом мозга в качестве первого капиллярного русла, с которым можно столкнуться, моделируя выживание в циркуляции, экстравазацию и колонизацию24. В соответствии с другими25, наш опыт работы с этим методом показал, что он может привести к опухолям лица из-за непреднамеренной доставки раковых клеток через наружную сонную артерию в капиллярные ложа в этих тканях (неопубликованные данные). Предотвратить опухоли лица можно, предварительно перевязав наружную сонную артерию перед инъекцией общей сонной артерии (рисунок 1). В остальной части статьи этот метод упоминается как «инъекция внутренней сонной артерии». Исходя из опыта, метод инъекции внутренней сонной артерии последовательно генерирует метастазы в мозг с очень небольшим количеством системных событий и был успешным в создании моделей метастазирования в мозг различных первичных видов рака (например, меланомы, рака молочной железы и легких) (рисунок 1). Недостатки заключаются в том, что это технически сложно, трудоемко, инвазивно и требует тщательной оптимизации количества клеток и графика мониторинга. Таким образом, как внутричерепные, так и внутренние методы инъекций сонной артерии создают мышиные модели, подходящие для оценки терапевтического воздействия на выживаемость, связанную с опухолью головного мозга.

Этот протокол описывает метод инъекции внутренней сонной артерии для получения мышиной модели метастазирования в мозг почти без системного участия и, следовательно, подходит для доклинической оценки распределения лекарств и эффективности экспериментальных терапевтических средств.

figure-introduction-8439
Рисунок 1: Схематическое изображение протокола инъекции внутренней сонной артерии для метастазирования в мозг. Инъекция внутренней сонной артерии с перевязкой наружной сонной артерии может надежно производить модель метастазирования в мозг от различных первичных видов рака. В этом протоколе три лигатуры помещаются на сонную артерию (на рисунке аннотируется как L1-L3). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

протокол

Все исследования проводились в соответствии с руководящими принципами Комитета по этике животных Университета Квинсленда (UQCCR/186/19) и Австралийским кодексом по уходу за животными и их использованию в научных целях.

1. Подготовка раковых клеток к инъекциям

ПРИМЕЧАНИЕ: В этом исследовании использовалась клеточная линия рака молочной железы человека, BT-474 (BT474). BT474 культивировали в полной питательной среде, содержащей среду RPMI 1640, дополненную 10% фетальной бычьей сывороткой и 1% инсулином. Клетки поддерживали в инкубаторе при 37 °C с 5% углекислого газа в атмосфере воздуха. Аутентифицировать клеточную линию с помощью спутникового тандема повторяет тестирование35, подтвердить экспрессию репортерного белка (например, люциферазы), если таковой имеется, и проверить на микоплазменную инфекцию.

  1. Семена раковых клеток BT474 при плотности посева 2,0 х 106 клеток в колбу T75 с использованием 10 мл полной питательной среды и культуры (при 37 °C с 5% CO2) до 70%-80% конфлюции до инъекции.
  2. В день инъекции отбросьте питательную среду и дважды промывайте клеточный монослой фосфатно-буферным физиологическим раствором (PBS).
  3. Добавляют 5 мл реагента диссоциации предварительной клеточной культуры (см. Таблицу материалов) и инкубируют при 37 °C в течение 5 мин или до тех пор, пока клетки не отделятся. Через 5 минут осторожно постучите по колбе, чтобы помочь отсоединению клеток.
  4. Добавьте 5 мл полной питательной среды, содержащей 10% фетальной бычьей сыворотки, чтобы погасить активность реагента диссоциации.
  5. Осторожно повторно суспендируйте клетки путем пипетирования, чтобы уменьшить сгустки клеток.
  6. Переложите клеточную суспензию в пробирку объемом 50 мл и центрифугу при 180 х г в течение 3 мин при комнатной температуре.
  7. Декантируйте супернатант и повторно суспендируйте гранулу клетки в 10 мл сбалансированного раствора соли Хэнка (HBSS) без кальция и магния, чтобы свести к минимуму слипание клеток.
  8. Центрифугируют клеточную суспензию при 180 х г в течение 3 мин при комнатной температуре.
  9. Декантировать супернатант для удаления остаточного реагента сыворотки/диссоциации и повторного суспендирования клеточной гранулы в 3 мл HBSS.
  10. Поместите клеточный ситечко 100 мкм на свежую коническую трубку объемом 50 мл и пропустите клеточную суспензию, чтобы удалить клеточные сгустки.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Одноклеточная суспензия необходима для минимизации окклюзии кровеносных сосудов и риска инсульта при инъекции.
  11. Рассчитайте количество жизнеспособных клеток с помощью исключения Trypan Blue и гемоцитометра стандартными методами.
  12. Разбавляют клеточную суспензию HBSS до клеточной концентрации 2,5 х 106 клеток/мл.
  13. Держите трубку горизонтально на льду и осторожно периодически раскачивайте трубку, чтобы свести к минимуму слипание. Клеточная суспензия может храниться на льду не более 6 ч.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Раскачивание было сделано вручную, но это также может быть сделано с помощью шейкера на низких оборотах.

2. Подготовка мыши к процедуре

ПРИМЕЧАНИЕ: В этом исследовании в возрасте 4-5 недель использовались самки мышей NOD scid. Введите мягкую диетическую восстановительную пищу (например, диетический гель, гидрогель, пюре из мышиного чау) мышам за 3 дня до процедуры, чтобы стимулировать кормление после процедуры.

  1. Автоклавные хирургические инструменты. Распылите и протрите хирургическую область и оборудование дезинфицирующим средством для поверхности, а затем 70% этанолом.
  2. Поместите тепловой коврик животного под хирургическую доску, чтобы предотвратить переохлаждение. Включите его за 30 минут до операции. Распылите и протрите хирургическую доску дезинфицирующим средством для поверхности, а затем 70% этанолом.
  3. Подготовьте чистую клетку для содержания животных и теплую грелку для восстановления.
  4. Наденьте чистые средства индивидуальной защиты (халат, маску, сетку для волос, перчатки). Поддерживайте стерильность на протяжении всей процедуры, используя чистые смотровые перчатки и технику «только наконечники инструментов».
  5. Обезболивают мышь анестезирующей камерой с использованием 5% изофлурана с потоком кислорода 2 л/мин до тех пор, пока мышь не потеряет педальный рефлекс.
  6. Выньте животное из камеры и поместите его в носовой конус, доставляющий 2% изофлурана при потоке кислорода 2 л /мин для оставшейся хирургической процедуры.
  7. Ушной перфоратор мыши для идентификации и использования электрических кусачек для бритья меха из области шеи. Очистите лишние волосы от открытой кожи с помощью ленты.
  8. Взвесьте мышь для расчета необходимых доз анестетика и анальгетика. Вводят бупренорфин и мелоксикам по 50 мкг/кг и 1 мг/кг соответственно через подкожную инъекцию.
  9. Перенесите мышь на теплую хирургическую доску и закрепите носовой конус скотчем.
  10. Нанесите глазную смазку на глаза, чтобы предотвратить пересыхание.
  11. Осторожно закрепите мышь, сначала зацепив верхние резцовые зубы с помощью резьбы, приклеенной к хирургической доске, а затем заклеив передние и задние ноги. Этот шаг расширяет тело и держит шею прямой во время процедуры.
  12. Выполните предоперационную подготовку кожи, как описано ниже.
    1. Протрите шею местным антисептиком (повидон-йод) для снижения нагрузки микрофлоры кожи и удаления распущенных волос. Очищайте от центра кожи, действуя наружу, чтобы предотвратить повторное загрязнение места разреза. Повторите процесс, используя 70% этанола. Выполните три чередующихся раунда йода и этанола для дезинфекции.
    2. Наложите хирургическую драпировку на животное. Это вырезано и изготовлено из куска стерильного бумажного полотенца или автоклавного пакета.
  13. Разложите стерильные бумажные полотенца или автоклавные пакеты для хирургических инструментов.
  14. Проверьте рефлекс с помощью «Пинч-теста», чтобы обеспечить достаточную анестезию перед продолжением процедуры.

3. Внутренний впрыск сонной артерии

ПРИМЕЧАНИЕ: В этом эксперименте для облегчения процедуры инъекции использовалась инфузионная канюля весом 31 г и активированная ногами установка драйвера шприца (дополнительный рисунок 1). Эта настройка является необязательной, и пользователь может использовать шприц инсулина 31 G и пропустить шаги 3.11 и 3.12. Чтобы приготовить инфузионную канюлю, потяните и отделите часть иглы от шприцевой части иглы весом 31 г с помощью двух пар шовных зажимов. Затем прикрепите часть иглы к одному концу тонкой инфузионной трубки длиной около 10 см.

  1. Поместите рассеченный микроскоп над мышью.
  2. С помощью ножниц сделайте вертикальный разрез 15 мм вдоль средней линии в области шеи, начиная с 5 мм ниже челюсти до грудного входа.
  3. Используя две пары угловых щипцов, разделите кожу и подлежащие слюнные железы и нанесите ретракторы, чтобы держать трахею открытой. Следующим шагом будет обнажена сонная оболочка, которая лежит параллельно трахее.
  4. Используя две пары тонкоугольных щипцов, тупо рассекают мышечную и жировую ткань, прилегающую к трахее, чтобы обнажить правую сонную оболочку. Сонная оболочка представляет собой фиброзный слой, покрывающий общую сонную артерию, вену и блуждающий нерв, и этот пучок можно визуализировать ярко-красной общей сонной артерией. В этом исследовании инъекция выполнялась в правую сонную артерию.
  5. Очистите сегмент общей сонной артерии каудально до каротидной бифуркации окружающей фасции и отделите ее от блуждающего нерва и вен.
  6. Изолируют и очищают бифуркацию сонной артерии (соединение, которое соединяет наружные и внутренние сонные артерии) от окружающих нервов и фасций. Расположите тонкие щипцы под наружной сонной артерией и проведите шелковый шов (5-0 толщины) под артерией. Завяжите узел и затяните шов и отрежьте лишнюю линию.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Эта лигатура (L1) предотвратит прохождение инъекции через наружную сонную артерию.
  7. Расположите тонкие щипцы под общей сонной артерией и пройдите шелковым швом (5-0 толщины) под артерией. Завяжите узел и затяните шов в положении, близком к предполагаемому месту инъекции. Отрежьте лишний шов, оставив около 10 мм линии.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Эта вторая лигатура (L2) будет ограничивать кровоток и кровотечение после инъекции. Он также используется для позиционирования и удержания сонной артерии во время инъекции.
  8. Вырежьте и смочите полоску (автоклавных) низковорсовых одноразовых стеклоочистителей (см. Таблицу материалов) размером около 10 мм х 5 мм. Сложите полоску в 4 мм х 5 мм, толщиной 2-3 мм, и поместите ее под сонную артерию в предполагаемом месте инъекции. Это будет поддерживать сосуд во время инъекции.
  9. На ростральную к предполагаемому месту инъекции общую сонную артерию поместить третью перевязку (L3) со рыхлым узлом. Это затягивается только после инъекции (на шаге 3.16).
  10. Осторожно перемешайте клеточную суспензию и втяните 200 мкл клеточной суспензии в инсулиновый шприц (с иглой 31 г).
  11. Загрузите шприц в драйвер шприца, который подключен к активирующей ножной педали.
  12. Прикрепите к шприцу тонкую канюлю с иглой 31 G и загрунтуйте линию.
  13. Проверьте, хорошо ли расположена сонная артерия и находится под давлением.
  14. Используя два тонкоугольных щипца, один из которых мягко натягивается на конец первой лигатуры, а другой удерживает иглу 31 G, медленно вставьте иглу со скосом вверх в просвет кровеносного сосуда, стараясь не проколоть ее.
  15. Медленно вводят 100 мкл клеточной суспензии (со стадии 1.13) в общую сонную артерию со скоростью 10 мкл/с. Это доставит 2,5 х 105 клеток в кровеносный сосуд. Успешная инъекция визуализируется через очистку крови от сонного кровеносного сосуда.
  16. Осторожно поднимите и затяните свободную лигатуру (L3) (с шага 3.9) сразу после извлечения иглы, чтобы предотвратить обратный поток и кровотечение. Обрежьте лишний шов.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Нормально наблюдать небольшое количество брызг крови после снятия иглы. Тем не менее, не должно быть никакого активного кровотечения после того, как третья лигатура будет подтянута.
  17. Снимите кусок увлажненных низковорсовых одноразовых стеклоочистителей.
  18. Используя пипетку P200, дважды промойте хирургическую полость 150-200 мкл стерильной воды или физиологического раствора.
  19. Проверьте еще раз кровотечение, а затем удалите втягивающие устройства.
  20. Перепозиция мягких тканей, слюнных желез и кожи над сонной артерией и трахеей.
  21. Закройте слой кожи разреза с помощью держателя шовной иглы, щипцов и рассасывающегося или нерассасывающегося монофиламентного шва 6/0 в непрерывном режиме.
  22. Выбросьте шприц из иглы канюли и подготовьте новую установку для следующей мыши. Использование нового шприца гарантирует, что количество клеток, вводимых в каждую мышь, будет постоянным.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Репрезентативные снимки процедуры приведены на дополнительном рисунке 2. Если сосуд проколот или разорван иглой, о чем свидетельствует утечка инъекционного препарата или кровотечение, процедура считается неудачной. После этого иглу необходимо изъять, а третью лигатуру немедленно подтянуть, чтобы предотвратить дальнейшее кровотечение. Если кровотечение является стойким после затягивания шва, животное необходимо усыпить пентобарбиталом.

4. Восстановление после инъекции

  1. Инъекции бупренорфина (50 мкг/кг) и мелоксикама (1 мг/кг) через подкожную инъекцию в качестве послеоперационного обезболивания.
  2. Переместите животное в теплую и чистую клетку, чтобы восстановиться после анестезии. Для животного нормально иметь приглушенную активность (сгрудившуюся и неактивную или медленно перемещающуюся) после пробуждения.
  3. Через 30-45 мин переведите мышей в учреждение длительного содержания.
  4. Обеспечьте мышам мягкую диету (диетический гель, гидрогель, пюре) в течение не менее недели после операции и ежедневно проверяйте физическое состояние с особым вниманием на наличие признаков инсульта, инфекции, кровотечения вокруг места раны.
  5. Через два дня после операции для животного характерно снижение активности, легкая взъерошенная шерсть и потеря 15% предоперационной массы тела. Вводите анальгетик (мелоксикам) ежедневно в течение 2-3 дней после операции, чтобы справиться с болью и помочь восстановлению.
  6. Начиная с 3-го дня, животные должны восстановить активность, увеличить частоту кормления и ухода, а также восстановить вес. Усыпляйте животных с сохраняющимся дефицитом физического состояния (боль, сгрудивание, неактивность, потеря веса) через 4 дня после операции путем введения пентобарбитала натрия в 200 мг / кг через внутрибрюшинную инъекцию.
  7. Приживление и прогрессирование опухоли можно контролировать с помощью анестезии и методов визуализации по выбору, таких как биолюминесцентная визуализация, МРТ или ПЭТ / МРТ. Потребность и способность проводить такую визуализацию будут по своей сути зависеть от индивидуальных целей проекта и объекта, в рамках которого она осуществляется, и в зависимости от типа репортерной метки используемых клеточных линий, доступности соответствующих установок радиохимии и ядерной визуализации36,37
    ПРИМЕЧАНИЕ: Некоторые животные могут плохо реагировать и испытывать инсульт, несмотря на успешную процедуру. После процедуры животные, у которых присутствуют какие-либо симптомы неврологического дистресса (поворот головы и потягивание в одну сторону, круговое поведение, перекатывание, метание, потеря двигательной функции), должны быть немедленно усыплены.

Результаты

Сравнение общей инъекции сонной артерии с перевязкой наружной сонной артерии или без нее
Когда раковые клетки вводили через общую сонную артерию без предварительного перевязки наружной сонной артерии24, опухоли лица были обнаружены у 77,8% трансплантированн...

Обсуждение

Метастазирование в мозг представляет собой сложный процесс распространения раковых клеток от их первичного участка к мозгу. Доступны различные модели на животных, которые отражают определенные этапы этого многоступенчатого процесса, и существуют физиологические и практические сооб...

Раскрытие информации

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов. Спонсоры не играли никакой роли в разработке исследования; в сборе, анализе или интерпретации данных; при написании рукописи или при принятии решения о публикации статьи.

Благодарности

Это исследование финансировалось Австралийским национальным советом по здравоохранению и медицинским исследованиям (NHMRC), номер гранта APP1162560. ML финансировался исследовательской стипендией UQ для аспирантов. Мы хотели бы поблагодарить всех, кто помогал с животноводством и визуализацией животных in vivo . Мы благодарим Королевскую брисбенскую и женскую больницу за пожертвование аликвот циркония для этого исследования.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
100µm cell strainerCorningCLS431752
30G Microlance needleBD23748
31G Ultra-Fine II insulin syringeBD326103
Angled forcepsProscitechT67A-SSFine pointed, angled without serrations, 18mm tip, length 128 mm
Animal heat mat
Antibiotic and antimycoticThermoFisher Scientific15240062
Autoclave bags
BT-474 (HTB-20) breast cancer cell lineATCCHTB-20
Buprenorphine (TEMGESIC)
Countess cell counterThermoFisher ScientificC10227
Diet-76AClearH2O72-07-5022
Dissection microscope
Ear puncher
Electric clippers
Fine angled forcepsProscitechDEF11063-07Angled 45°, Tip smooth, Tip width: 0.4 mm, Tip dimension: 0.4 x 0.3 mm, length 9cm
Fine tubing for cannula, Tubing OD (in) 1/32, Tubing ID (in) 1/100inCole ParmerEW-06419-00
Foetal bovine serumThermoFisher Scientific26140079
Hank's Balanced Salt Solution without calcium and magnesiumThermoFisher Scientific14170120
HydrogelClearH2O70-01-5022
Isoflurane
Kimwipes Low lint disposable wipersKimberly Clark- KimwipesZ188964
Mashed mouse chow
Meloxicam (METACAM)
Nose coneFashioned out of a microfuge tube
PAA ocular lubricant (Carbomer 2mg/g) Bausch and lomb
Povidone-iodine solutionBetadine2505692
PPE (glove, mask, gown, hairnet)
RetractorsKent ScientificSURGI-5001
RPMI 1640 MediaThermoFisher Scientific11875093
Silk suture 13mm 5-0, P3, 45cmEthiconJJ-640G
Sterile normal salineThermoFisher ScientificTM4469
Sticky tape
Surgical boardA chopping board wrapped with autoclavable bag.
Surgical scissorsProscitechT104Tip Dimensions (LxD): 38x7mm, Length 115mm
Suture forcep/ Curved Brophy forcepsProscitechT113CCurved, Rounded narrow 2 mm tip, with serrations, length 165 mm
Suture needle holder (Olsen Hegar needle holder)ProscitechTC1322-180length 190 mm, ratchet clamp
Syringe driver with foot pedal/ UMP3 Ultra micro pumpWorld Precision InstrumentsUMP3-3
T75 tissue culture flaskThermoFisher Scientific156499
Thread
Trigene II surface disinfectantCeva
Trypan Blue and Cell Counting Chamber SlidesThermoFisher ScientificC10228
TrypLE Express dissociating mediumThermoFisher Scientific12605010

Ссылки

  1. Nayak, L., Lee, E. Q., Wen, P. Y. Epidemiology of brain metastases. Current Oncology Reports. 14 (1), 48-54 (2012).
  2. . Australian Institute of Health and Welfare. Cancer in Australia. , (2017).
  3. Maher, E. A., Mietz, J., Arteaga, C. L., DePinho, R. A., Mohla, S. Brain metastasis: opportunities in basic and translational research. Cancer Research. 69 (15), 6015-6020 (2009).
  4. Lin, N. U. Breast cancer brain metastases: new directions in systemic therapy. Ecancermedicalscience. 7, (2013).
  5. Zimmer, A. S., Van Swearingen, A. E. D., Anders, C. K. HER2-positive breast cancer brain metastasis: A new and exciting landscape. Cancer Reports. 5 (4), (2020).
  6. Brown, P. D., et al. Postoperative stereotactic radiosurgery compared with whole brain radiotherapy for resected metastatic brain disease (NCCTG N107C/CEC·3): a multicentre, randomised, controlled, phase 3 trial. Lancet Oncology. 18 (8), 1049-1060 (2017).
  7. Murrell, J., Board, R. The use of systemic therapies for the treatment of brain metastases in metastatic melanoma: Opportunities and unanswered questions. Cancer Treatment Reviews. 39 (8), 833-838 (2013).
  8. Stemmler, H. J., et al. Ratio of trastuzumab levels in serum and cerebrospinal fluid is altered in HER2-positive breast cancer patients with brain metastases and impairment of blood-brain barrier. Anticancer Drugs. 18 (1), 23-28 (2007).
  9. Venur, V. A., Leone, J. P. Targeted therapies for brain metastases from breast cancer. International Journal of Molecular Sciences. 17 (9), 1543 (2016).
  10. Murthy, R., et al. Tucatinib with capecitabine and trastuzumab in advanced HER2-positive metastatic breast cancer with and without brain metastases: a non-randomised, open-label, phase 1b study. The Lancet Oncology. 19 (7), 880-888 (2018).
  11. Murthy, R. K., et al. trastuzumab, and capecitabine for HER2-positive metastatic breast cancer. New England Journal of Medicine. 382 (7), 597-609 (2019).
  12. Shah, M., et al. FDA approval summary: Tucatinib for the treatment of patients with advanced or metastatic HER2-positive breast cancer. Clinical Cancer Research. 27 (5), 1220-1226 (2021).
  13. Vogelbaum, M. A., et al. Treatment for brain metastases: ASCO-SNO-ASTRO guideline. Journal of Clinical Oncology. 40 (5), 492-516 (2021).
  14. Ramakrishna, N., et al. Management of advanced human epidermal growth factor receptor 2-positive breast cancer and brain metastases: ASCO guideline update. Journal of Clinical Oncology. 10, (2022).
  15. Li, J., et al. A multifunctional polymeric nanotheranostic system delivers doxorubicin and imaging agents across the blood-brain barrier targeting brain metastases of breast cancer. ACS Nano. 8 (10), 9925-9940 (2014).
  16. Mittapalli, R. K., et al. Paclitaxel-hyaluronic nanoconjugates prolong overall survival in a preclinical brain metastases of breast cancer model. Molecular Cancer Therapeutics. 12 (11), 2389-2399 (2013).
  17. Hamilton, A. M., et al. Nanoparticles coated with the tumor-penetrating peptide iRGD reduce experimental breast cancer metastasis in the brain. Journal of Molecular Medicine. 93 (9), 991-1001 (2015).
  18. Patil, R., et al. MRI virtual biopsy and treatment of brain metastatic tumors with targeted nanobioconjugates: nanoclinic in the brain. ACS Nano. 9 (5), 5594-5608 (2015).
  19. Brighi, C., et al. MR-guided focused ultrasound increases antibody delivery to non-enhancing high-grade glioma. Neuro-Oncology Advances. 2 (1), (2020).
  20. Inamura, T., Black, K. L. Bradykinin selectively opens blood-tumor barrier in experimental brain tumors. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 14 (5), 862-870 (1994).
  21. Priego, N., et al. Abstract 2746: Stat3 labels a subpopulation of reactive astrocytes required for brain metastasis. Cancer Research. 79, 2746 (2019).
  22. Wyatt, E. A., Davis, M. E. Method of establishing breast cancer brain metastases affects brain uptake and efficacy of targeted, therapeutic nanoparticles. Bioengineering & Translational Medicine. 4 (1), 30-37 (2018).
  23. Nakayama, J., et al. The in vivo selection method in breast cancer metastasis. International Journal of Molecular Sciences. 22 (4), 1886 (2021).
  24. Zhang, C., Lowery, F. J., Yu, D. Intracarotid cancer cell injection to produce mouse models of brain metastasis. Journal of Visualized Experiments. 120, 55085 (2017).
  25. Liu, Z., et al. Improving orthotopic mouse models of patient-derived breast cancer brain metastases by a modified intracarotid injection method. Scientific Reports. 9 (1), 622 (2019).
  26. Bos, P. D., et al. Genes that mediate breast cancer metastasis to the brain. Nature. 459, 1005-1009 (2009).
  27. Hu, X., Villodre, E. S., Woodward, W. A., Debeb, B. G. Modeling brain metastasis via tail-vein injection of inflammatory breast cancer cells. Journal of Visualized Experiments. 168, (2021).
  28. Cho, J. H., et al. AKT1 activation promotes development of melanoma metastases. Cell Reports. 13 (5), 898-905 (2015).
  29. Meuwissen, R., et al. Induction of small cell lung cancer by somatic inactivation of both Trp53 and Rb1 in a conditional mouse model. Cancer Cell. 4 (3), 181-189 (2003).
  30. Kato, M., et al. Transgenic mouse model for skin malignant melanoma. Oncogene. 17 (14), 1885-1888 (1998).
  31. Khanna, C., Hunter, K. Modeling metastasis in vivo. Carcinogenesis. 26 (3), 513-523 (2005).
  32. Sulaiman, A., Wang, L. Bridging the divide: preclinical research discrepancies between triple-negative breast cancer cell lines and patient tumors. Oncotarget. 8 (68), 113269-113281 (2017).
  33. Pierce, A. M., Keating, A. K. Creating anatomically accurate and reproducible intracranial xenografts of human brain tumors. Journal of Visualized Experiments. 91, 52017 (2014).
  34. Geisler, J. A., et al. Modeling brain metastases through intracranial injection and magnetic resonance imaging. Journal of Visualized Experiments. 160, (2020).
  35. Reid, Y., Storts, D., Riss, T., Minor, L., et al. . in Assay Guidance Manual. eds Markossian, S. et al.) Eli Lilly & Company and the National Center for Advancing Translational Sciences. , (2004).
  36. Janowicz, P. W., et al. Understanding nanomedicine treatment in an aggressive spontaneous brain cancer model at the stage of early blood brain barrier disruption. Biomaterials. , 283 (2022).
  37. Houston, Z. H., et al. Understanding the Uptake of Nanomedicines at Different Stages of Brain Cancer Using a Modular Nanocarrier Platform and Precision Bispecific Antibodies. ACS Cent Sci. 6 (5), 727-738 (2020).
  38. Matsumura, Y., Maeda, H. A new concept for macromolecular therapeutics in cancer chemotherapy: mechanism of tumoritropic accumulation of proteins and the antitumor agent smancs. Cancer Research. 46, 6387-6392 (1986).
  39. Clemons, T. D., et al. Distinction between active and passive targeting of nanoparticles dictate their overall therapeutic efficacy. Langmuir. 34 (50), 15343-15349 (2018).
  40. Wu, J., et al. Transcardiac perfusion of the mouse for brain tissue dissection and fixation. Bio-Protocol. 11 (5), (2021).
  41. Masmudi-Martín, M., et al. Brain metastasis models: What should we aim to achieve better treatments. Advanced Drug Delivery Reviews. 169 (20), 79-99 (2021).
  42. Carney, C. P., et al. Harnessing nanomedicine for enhanced immunotherapy for breast cancer brain metastases. Drug Delivery and Translational Research. 11 (6), 2344-2370 (2021).
  43. Hamilton, A. M., et al. Nanoparticles coated with the tumor-penetrating peptide iRGD reduce experimental breast cancer metastasis in the brain. Journal of Molecular Medicine. 93 (9), 991-1001 (2015).
  44. Bao, Y., et al. Synergistic chemotherapy for breast cancer and breast cancer brain metastases via paclitaxel-loaded oleanolic acid nanoparticles. Molecular Pharmaceutics. 17 (4), 1343-1351 (2020).
  45. Kotb, S., et al. Gadolinium-based nanoparticles and radiation therapy for multiple brain melanoma metastases: Proof of concept before phase I trial. Theranostics. 6 (3), 418-427 (2016).
  46. Zhang, T., et al. Multitargeted nanoparticles deliver synergistic drugs across the blood-brain barrier to brain metastases of triple negative breast cancer cells and tumor-associated macrophages. Advanced Healthcare Materials. 8 (18), 1900543 (2019).
  47. He, C., et al. Blood-brain barrier-penetrating amphiphilic polymer nanoparticles deliver docetaxel for the treatment of brain metastases of triple negative breast cancer. Journal of Controlled Release. 246, 98-109 (2017).
  48. Wang, X., et al. Enhanced anti-brain metastasis from non-small cell lung cancer of osimertinib and doxorubicin co-delivery targeted nanocarrier. International Journal of Nanomedicine. 15, 5491-5501 (2020).
  49. Gries, M., et al. Multiscale selectivity and in vivo biodistribution of NRP-1-targeted theranostic AGuIX nanoparticles for PDT of glioblastoma. International Journal of Nanomedicine. 15, 8739-8758 (2020).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

186

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены