Modellazione delle metastasi cerebrali mediante iniezione interna di cellule tumorali nell'arteria carotide

Riepilogo

Le metastasi cerebrali sono una causa di grave morbilità e mortalità nei pazienti oncologici. La maggior parte dei modelli murini di metastasi cerebrali sono complicati da metastasi sistemiche che confondono l'analisi della mortalità e dei risultati dell'intervento terapeutico. Presentato qui è un protocollo per l'iniezione carotidea interna di cellule tumorali che produce tumori intracranici coerenti con tumori sistemici minimi.

Abstract

Le metastasi cerebrali sono una causa di grave morbilità e mortalità nei pazienti oncologici. Gli aspetti critici delle malattie metastatiche, come il complesso microambiente neurale e l'interazione delle cellule stromali, non possono essere completamente replicati con saggi in vitro ; Pertanto, i modelli animali sono fondamentali per studiare e comprendere gli effetti dell'intervento terapeutico. Tuttavia, la maggior parte dei metodi di xenotrapianto di tumori cerebrali non produce metastasi cerebrali in modo coerente in termini di lasso di tempo e carico tumorale. I modelli di metastasi cerebrali generati dall'iniezione intracardiaca di cellule tumorali possono provocare un carico tumorale extracranico non intenzionale e portare a morbilità e mortalità metastatiche non cerebrali. Sebbene l'iniezione intracranica di cellule tumorali possa limitare la formazione di tumori extracranici, ha diversi avvertimenti, come le cellule iniettate spesso formano una singola massa tumorale nel sito di iniezione, un elevato coinvolgimento leptomeningeo e danni alla vascolarizzazione cerebrale durante la penetrazione dell'ago. Questo protocollo descrive un modello murino di metastasi cerebrali generate dall'iniezione interna dell'arteria carotide. Questo metodo produce tumori intracranici in modo coerente senza il coinvolgimento di altri organi, consentendo la valutazione di agenti terapeutici per le metastasi cerebrali.

Introduzione

Le metastasi cerebrali sono un tumore maligno prevalente associato a una prognosi molto sfavorevole ^1,2. Lo standard di cura per i pazienti sottoposti a metastasi cerebrali è multimodale, costituito da neurochirurgia, radioterapia cerebrale completa e/o radiochirurgia stereotassica a seconda dello stato di salute generale dei pazienti, del carico di malattia extracranica e del numero e della posizione dei tumori nel cervello ^3,4. I pazienti con un massimo di tre lesioni intracraniche sono eleggibili per la resezione chirurgica o la radiochirurgia stereotassica, mentre la radioterapia dell'intero cervello è raccomandata per i pazienti con lesioni multiple per evitare il rischio di infezione correlata alla chirurgia ed edema⁵. Tuttavia, la radioterapia dell'intero cervello può infliggere danni alle strutture cerebrali radiosensibili, contribuendo alla scarsa qualità della vita⁶.

La terapia sistemica è un approccio logico alternativo e non invasivo per il trattamento di pazienti con lesioni multiple⁷. Tuttavia, è meno considerato a causa della nozione di lunga data che le terapie sistemiche hanno scarsa efficacia perché la somministrazione passiva di farmaci citotossici attraverso il flusso sanguigno non può raggiungere livelli terapeutici nel cervello senza il rischio di tossicità pericolosa⁸. Questo paradigma sta iniziando a cambiare con la terapia sistemica recentemente approvata dalla Food and Drug Administration (FDA) degli Stati Uniti (tucatinib con trastuzumab e capecitabina indicato per metastasi cerebrali del carcinoma mammario HER2+)9,10,11,12 e l'aggiornamento delle linee guida per il trattamento per includere la considerazione delle opzioni di terapia sistemica per i pazienti con metastasi cerebrali^13,14.

In questo contesto, gli sviluppi nel campo della terapia molecolare mirata, dell'immunoterapia e dei sistemi alternativi di somministrazione di farmaci, come un vettore di nanofarmaci mirato, possono potenzialmente superare le sfide del trattamento delle metastasi cerebrali^15,16,17,18. Inoltre, sono in fase di studio anche approcci chimici e meccanici per migliorare la somministrazione di farmaci attraverso la permeabilizzazione della barriera cervello-tumore^19,20. Per studiare e ottimizzare tali approcci in modo che siano adatti allo scopo, è fondamentale utilizzare modelli preclinici che non solo rispecchino la complessa fisiologia delle metastasi cerebrali, ma consentano anche un'analisi obiettiva della risposta intracranica ai farmaci.

In generale, gli attuali approcci per modellare le metastasi cerebrali in vivo coinvolgono l'iniezione intracardiaca (ventricolo sinistro), endovenosa (di solito vena della coda), intracranica o intracarotidea (arteria carotide comune) di cellule tumorali nei topi 21,22,23,24,25,26,27 . Oltre alle strategie di attecchimento tumorale, i modelli murini geneticamente modificati in cui la formazione del tumore è innescata dalla rimozione dei geni oncosoppressori o dall'attivazione di oncogeni sono utili per la modellazione del tumore. Tuttavia, solo pochi modelli murini geneticamente modificati sono segnalati per produrre tumori secondari e ancora meno che producono in modo affidabile metastasi cerebrali^28,29,30.

I metodi di attecchimento come l'iniezione intracardiaca (ventricolo sinistro) e endovenosa (di solito vena della coda) imitano la diffusione sistemica del cancro. Questi modelli producono tipicamente lesioni in più organi (ad esempio, cervello, polmoni, fegato, reni, milza) a seconda del letto capillare che intrappola la maggior parte delle cellule tumorali durante il loro "primo passaggio" circolatorio31. Tuttavia, tassi incoerenti di attecchimento cerebrale richiederanno più animali per raggiungere la dimensione del campione per la potenza statistica desiderata. Il numero di cellule tumorali che alla fine si stabiliscono nel cervello attraverso questi metodi di iniezione intracardiaca e endovenosa è variabile. Quindi, il carico tumorale delle metastasi cerebrali può variare tra gli animali e la differenza di progressione può rendere difficile standardizzare la tempistica sperimentale e l'interpretazione dei risultati. Il carico tumorale extracranico può portare alla mortalità per metastasi non cerebrali, rendendo questi modelli inadatti per valutare l'efficacia intracranica. Le linee cellulari cervello-tropico sono state stabilite utilizzando processi artificiali di selezione clonale per ridurre l'insediamento extracranico, ma i tassi di assunzione sono stati incoerenti e il processo di selezione clonale può ridurre l'eterogeneità normalmente riscontrata nei tumori umani³².

I metodi di attecchimento specifici del cervello come l'iniezione intracranica e intracarotidea consentono una modellazione delle metastasi cerebrali più coerente ed efficiente. Nel metodo intracranico³³, le cellule tumorali vengono tipicamente iniettate nella corteccia cerebrale frontale, che genera una crescita tumorale rapida e riproducibile con un basso coinvolgimento sistemico. Mentre la procedura è ben tollerata con bassa mortalità³³, le avvertenze sono che si tratta di un approccio relativamente grezzo che introduce rapidamente un bolo (localizzato) di cellule nel cervello e non modella la patogenesi precoce delle metastasi cerebrali. L'ago danneggia la vascolarizzazione del tessuto cerebrale, che quindi causa infiammazione localizzata ^5,34. Dall'esperienza, c'è una tendenza per l'iniezione di cellule tumorali al reflusso durante la rimozione dell'ago, portando al coinvolgimento leptomeningeo. In alternativa, il metodo intracarotideo trasporta le cellule nell'arteria carotide comune con microvascolarizzazione cerebrale come primo letto capillare da incontrare, modellando la sopravvivenza in circolazione, stravaso e colonizzazione²⁴. In accordo con altri²⁵, la nostra esperienza con questo metodo ha scoperto che può provocare tumori facciali a causa della consegna involontaria di cellule tumorali attraverso l'arteria carotide esterna ai letti capillari in questi tessuti (dati non pubblicati). È possibile prevenire i tumori facciali legando prima l'arteria carotide esterna prima dell'iniezione comune dell'arteria carotide (Figura 1). Nel resto dell'articolo, questo metodo è indicato come "iniezione interna di arteria carotide". Per esperienza, il metodo di iniezione dell'arteria carotidea interna genera costantemente metastasi cerebrali con pochissimi eventi sistemici e ha avuto successo nel generare modelli di metastasi cerebrali di diversi tumori primari (ad esempio, melanoma, mammella e tumori polmonari) (Figura 1). Gli svantaggi sono che è tecnicamente impegnativo, richiede tempo, invasivo e richiede un'attenta ottimizzazione del numero di celle e una tempistica di monitoraggio. In sintesi, entrambi i metodi di iniezione intracranica e interna dell'arteria carotide producono modelli murini adatti a valutare l'impatto terapeutico sul beneficio di sopravvivenza correlato al tumore cerebrale.

Questo protocollo descrive il metodo di iniezione dell'arteria carotide interna per produrre un modello murino di metastasi cerebrali con quasi nessun coinvolgimento sistemico e quindi adatto per la valutazione preclinica della distribuzione dei farmaci e dell'efficacia delle terapie sperimentali.

Figura 1: Rappresentazione schematica del protocollo di iniezione dell'arteria carotide interna per le metastasi cerebrali. L'iniezione interna dell'arteria carotide con legatura esterna dell'arteria carotide può produrre in modo affidabile un modello di metastasi cerebrale da vari tumori primari. In questo protocollo, tre legature sono posizionate sull'arteria carotide (annotate come L1-L3 nella figura). Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.

Protocollo

Tutti gli studi sono stati condotti all'interno delle linee guida del Comitato etico animale dell'Università del Queensland (UQCCR / 186 / 19) e del Codice australiano per la cura e l'uso degli animali per scopi scientifici.

1. Preparazione di cellule tumorali per iniezione

NOTA: In questo studio, è stata utilizzata la linea cellulare di cancro al seno umano, BT-474 (BT474). BT474 è stato coltivato in un terreno di coltura completo comprendente RPMI 1640 terreno integrato con il 10% di siero bovino fetale e l'1% di insulina. Le celle sono state mantenute in un incubatore a 37 ° C con il 5% di anidride carbonica nell'atmosfera dell'aria. Autenticare la linea cellulare tramite tandem satellitare ripete il test³⁵, confermare l'espressione della proteina reporter (ad esempio, luciferasi) se presente, e verificare l'infezione da micoplasma.

1. Seminare cellule tumorali BT474 ad una densità di semina di 2,0 x 10⁶ cellule in un matraccio T75 utilizzando 10 ml di terreno di coltura e coltura di crescita completi (a 37 °C con 5% di CO₂) fino al 70%-80% di confluenza prima dell'iniezione.
2. Il giorno dell'iniezione, scartare i terreni di crescita e lavare il monostrato cellulare con soluzione salina tamponata fosfato (PBS) due volte.
3. Aggiungere 5 mL di reagente di dissociazione per colture cellulari preriscaldato (vedere Tabella dei materiali) e incubare a 37 °C per 5 minuti o fino a quando le cellule non si sono staccate. Dopo 5 minuti, picchiettare delicatamente il pallone per favorire il distacco della cellula.
4. Aggiungere 5 ml di terreno di coltura completo contenente il 10% di siero fetale bovino per estinguere l'attività del reagente di dissociazione.
5. Risospendere delicatamente le cellule mediante pipettaggio per ridurre i grumi cellulari.
6. Trasferire la sospensione cellulare in un tubo da 50 mL e centrifugare a 180 x g per 3 minuti a temperatura ambiente.
7. Decantare il surnatante e risospendere il pellet cellulare in 10 ml di soluzione salina bilanciata di Hank (HBSS) senza calcio e magnesio per ridurre al minimo l'aggregazione cellulare.
8. Centrifugare la sospensione cellulare a 180 x g per 3 minuti a temperatura ambiente.
9. Decantare il surnatante per rimuovere il siero residuo/reagente di dissociazione e risospendere il pellet cellulare in 3 mL di HBSS.
10. Posizionare un filtro cellulare da 100 μm su un tubo conico fresco da 50 mL e passare la sospensione cellulare per rimuovere i grumi cellulari.
    NOTA: Una sospensione a singola cellula è essenziale per ridurre al minimo l'occlusione dei vasi sanguigni e il rischio di ictus durante l'iniezione.
11. Calcola il numero di cellule vitali utilizzando l'esclusione di Trypan Blue e un emocitometro con metodi standard.
12. Diluire la sospensione cellulare con HBSS ad una concentrazione cellulare di 2,5 x 10⁶ cellule/ml.
13. Tenere il tubo orizzontale sul ghiaccio e scuotere delicatamente il tubo periodicamente per ridurre al minimo l'aggregazione. La sospensione cellulare può essere conservata su ghiaccio per un massimo di 6 ore.
    NOTA: il dondolio è stato fatto manualmente, ma questo può anche essere fatto usando uno shaker a basso numero di giri.

2. Preparazione del mouse per la procedura

NOTA: In questo studio, sono stati utilizzati topi scid NOD di 4-5 settimane. Introdurre alimenti di recupero a dieta morbida (ad esempio, gel dietetico, idrogel, purè di topo) ai topi 3 giorni prima della procedura per incoraggiare l'alimentazione dopo la procedura.

1. Strumenti chirurgici per autoclave. Spruzzare e pulire l'area chirurgica e l'apparecchiatura con disinfettante per superfici, seguito da etanolo al 70%.
2. Posizionare un tappetino termico animale sotto la scheda chirurgica per prevenire l'ipotermia. Accendere questo 30 minuti prima dell'intervento chirurgico. Spruzzare e pulire la tavola chirurgica con disinfettante per superfici seguito da etanolo al 70%.
3. Preparare una gabbia pulita per gli animali e una piastra riscaldante calda per il recupero.
4. Indossare dispositivi di protezione individuale puliti (camice, maschera, retina per capelli e guanti). Mantenere la sterilità durante tutta la procedura utilizzando guanti da esame puliti e una tecnica "solo suggerimenti per strumenti".
5. Anestetizzare il mouse con una camera anestetica utilizzando isoflurano al 5% con un flusso di ossigeno di 2 L/min fino a quando il mouse perde il riflesso del pedale.
6. Estrarre l'animale dalla camera e metterlo in un cono nasale che eroga isoflurano al 2% con un flusso di ossigeno di 2 L/min per la procedura chirurgica rimanente.
7. Mouse con pugno all'orecchio per l'identificazione e utilizzare tagliacapelli elettrici per radere la pelliccia dalla regione del collo. Pulire i peli in eccesso dalla pelle esposta usando del nastro adesivo.
8. Pesare il mouse per calcolare le dosi di farmaci anestetici e analgesici richiesti. Somministrare buprenorfina e meloxicam rispettivamente a 50 μg/kg e 1 mg/kg tramite iniezione sottocutanea.
9. Trasferire il mouse su una tavola chirurgica calda e fissare il cono del naso con del nastro adesivo.
10. Applicare lubrificante oculare sugli occhi per prevenire l'essiccazione.
11. Fissare delicatamente il mouse agganciando prima i denti incisivi superiori usando un filo fissato alla scheda chirurgica, quindi nastrando le zampe anteriori e posteriori. Questo passaggio estende il corpo e mantiene il collo dritto durante la procedura.
12. Eseguire la preparazione preoperatoria della pelle come descritto di seguito.
    1. Pulire il collo con antisettico topico (povidone-iodio) per ridurre il carico della microflora cutanea e rimuovere i peli sciolti. Pulire dal centro della pelle, lavorando verso l'esterno per prevenire la ricontaminazione del sito di incisione. Ripetere il processo utilizzando etanolo al 70%. Eseguire tre cicli alternati di iodio ed etanolo per la disinfezione.
    2. Posare un drappo chirurgico sull'animale. Questo è tagliato e modellato da un pezzo di carta assorbente sterile o sacchetto per autoclave.
13. Stendere asciugamani di carta sterili o sacchetti per autoclave per strumenti chirurgici.
14. Verificare la presenza di riflessi tramite "Pinch test" per garantire un'anestesia sufficiente prima di continuare con la procedura.

3. Iniezione carotidea interna

NOTA: In questo esperimento, è stata utilizzata una cannula per infusione da 31 G e una configurazione del driver della siringa attivata dal piede per facilitare la procedura di iniezione (Figura supplementare 1). Questa configurazione è facoltativa e l'utente può utilizzare una siringa da insulina da 31 G e saltare i passaggi 3.11 e 3.12. Per preparare la cannula per infusione, tirare e separare la porzione dell'ago dalla porzione di montaggio della siringa di un ago da 31 G usando due paia di morsetti di sutura. Quindi, attaccare la porzione di ago a un'estremità di un tubo per infusione fine di circa 10 cm di lunghezza.

1. Posizionare il microscopio da dissezione sul mouse.
2. Usando le forbici, praticare un'incisione verticale di 15 mm lungo la linea mediana nella regione del collo partendo da 5 mm sotto la mascella fino all'ingresso toracico.
3. Utilizzando due paia di pinze angolate, separare la pelle e le ghiandole salivari sottostanti e applicare divaricatori per mantenere esposta la trachea. Il prossimo passo esporrà la guaina carotidea che si trova parallela alla trachea.
4. Utilizzando due paia di pinze ad angolo sottile, sezionare senza mezzi termini il muscolo e il tessuto adiposo adiacente alla trachea per esporre la guaina carotide destra. La guaina carotidea è lo strato fibroso che copre l'arteria carotide comune, la vena e il nervo vago, e questo fascio può essere visualizzato dall'arteria carotide comune rosso vivo. In questo studio, l'iniezione è stata eseguita sull'arteria carotide destra.
5. Cancellare un segmento dell'arteria carotide comune caudale alla biforcazione carotidea della fascia circostante e separarlo dal nervo vago e dalle vene.
6. Isolare e cancellare la biforcazione carotidea (la giunzione che unisce le arterie carotidi esterne e interne) dai nervi e dalla fascia circostanti. Posizionare una pinza fine sotto l'arteria carotide esterna e passare una sutura di seta (spessore 5-0) sotto l'arteria. Annodare e stringere la sutura e tagliare la linea in eccesso.
   NOTA: Questa legatura (L1) impedirà all'iniezione di transitare attraverso l'arteria carotide esterna.
7. Posizionare una pinza fine sotto l'arteria carotide comune e passare una sutura di seta (spessore 5-0) sotto l'arteria. Legare un nodo e stringere la sutura in una posizione prossimale al sito di iniezione proposto. Tagliare la sutura in eccesso lasciando circa 10 mm di linea.
   NOTA: Questa seconda legatura (L2) limiterà il flusso sanguigno e il sanguinamento dopo l'iniezione. Viene anche usato per posizionare e trattenere l'arteria carotide durante l'iniezione.
8. Tagliare e inumidire una striscia di tergicristalli monouso (autoclavati) (vedi Tabella dei materiali) di circa 10 mm x 5 mm. Piegare la striscia in 4 mm x 5 mm, 2-3 mm di spessore, e posizionarla sotto l'arteria carotide nel sito di iniezione proposto. Questo sosterrà la nave durante l'iniezione.
9. Sul rostrale comune dell'arteria carotide al sito di iniezione proposto, posizionare una terza legatura (L3) con un nodo allentato. Questo viene stretto solo dopo l'iniezione (al punto 3.16).
10. Agitare delicatamente la sospensione cellulare e aspirare 200 μL di sospensione cellulare in una siringa da insulina (con ago da 31 G).
11. Caricare la siringa nel driver della siringa collegato a un pedale attivante.
12. Attaccare una cannula fine con un ago da 31 G alla siringa e innescare la linea.
13. Controllare se l'arteria carotide è ben posizionata e pressurizzata.
14. Utilizzando due pinze ad angolo sottile, una delicatamente tesa sull'estremità della prima legatura e l'altra che tiene l'ago da 31 G, inserire lentamente l'ago con smussatura nel lume del vaso sanguigno facendo attenzione a non perforarlo.
15. Iniettare lentamente 100 μL di sospensione cellulare (dal punto 1.13) nell'arteria carotide comune a 10 μL/s. Questo fornirà 2,5 x 10⁵ cellule nel vaso sanguigno. L'iniezione di successo viene visualizzata tramite la pulizia del sangue dal vaso sanguigno carotideo.
16. Sollevare delicatamente e stringere la legatura sciolta (L3) (dal punto 3.9) immediatamente dopo aver ritirato l'ago per evitare il riflusso e il sanguinamento. Tagliare la sutura in eccesso.
    NOTA: È normale osservare una piccola quantità di sangue che sgorga dopo il ritiro dell'ago. Tuttavia, non ci deve essere alcun sanguinamento attivo dopo che la terza legatura è stata stretta.
17. Rimuovere il pezzo di tergicristalli monouso a basso contenuto di lanugine inumiditi.
18. Utilizzando una pipetta P200, sciacquare la cavità chirurgica due volte con 150-200 μL di acqua sterile o soluzione salina.
19. Controllare nuovamente il sanguinamento, quindi rimuovere i divaricatori.
20. Riposizionare i tessuti molli, le ghiandole salivari e la pelle sopra l'arteria carotide e la trachea.
21. Chiudere lo strato cutaneo dell'incisione utilizzando un supporto per ago da sutura, una pinza e una sutura monofilamento 6/0 assorbibile o non assorbibile in uno schema continuo.
22. Eliminare la siringa ad ago della cannula e preparare una nuova configurazione per il mouse successivo. L'uso di una nuova siringa assicurerà che il numero di cellule iniettate in ciascun topo sia coerente.
    NOTA: le istantanee rappresentative della procedura sono riportate nella figura supplementare 2. Se la nave viene perforata o strappata dall'ago, indicata dalla perdita di iniettare o sanguinamento, la procedura è considerata infruttuosa. Successivamente, l'ago deve essere ritirato e la terza legatura deve essere immediatamente serrata per evitare ulteriori sanguinamenti. Se il sanguinamento è persistente dopo il serraggio della sutura, l'animale deve essere eutanasia con pentobarbital.

4. Recupero post-iniezione

1. Iniettare buprenorfina (50 μg/kg) e meloxicam (1 mg/kg) tramite iniezione sottocutanea come sollievo dal dolore post-chirurgico.
2. Spostare l'animale in una gabbia calda e pulita per riprendersi dall'anestesia. È normale che un animale abbia un'attività sottomessa (rannicchiato e inattivo o che si muove lentamente) dopo il risveglio.
3. Dopo 30-45 minuti, trasferire i topi in una struttura di detenzione a lungo termine.
4. Fornire ai topi una dieta morbida (gel dietetico, idrogel, poltiglia) per almeno una settimana dopo l'intervento chirurgico e controllare quotidianamente lo stato fisico con particolare attenzione ai segni di ictus, infezione, sanguinamento intorno al sito della ferita.
5. Due giorni dopo l'intervento, è tipico che l'animale abbia un'attività ridotta, una leggera pelliccia arruffata e abbia perso il 15% del peso corporeo preoperatorio. Somministrare analgesico (meloxicam) ogni giorno per 2-3 giorni post-intervento chirurgico per gestire il dolore e aiutare il recupero.
6. Dal giorno 3 in poi, gli animali devono aver riacquistato attività, aumentato la frequenza di alimentazione e toelettatura e riacquistato peso. Eutanasia degli animali con deficit di condizione fisica persistente (dolore, rannicchiamento, inattività, perdita di peso) dopo 4 giorni dall'intervento iniettando pentobarbital di sodio a 200 mg/kg tramite iniezione intraperitoneale.
7. L'attecchimento e la progressione del tumore possono essere monitorati utilizzando l'anestesia e la modalità di imaging di scelta come l'imaging bioluminescente, la risonanza magnetica o la PET / MRI. Il requisito e la capacità di effettuare tale imaging dipenderanno intrinsecamente dagli obiettivi del progetto individuale e dalla struttura all'interno della quale viene intrapresa e, a seconda del tipo di tag del reporter, delle linee cellulari utilizzate, dell'accessibilità delle pertinenti strutture di radiochimica e di imaging nucleare^36,37
   NOTA: Alcuni animali potrebbero non rispondere bene e sperimentare un ictus nonostante una procedura di successo. Dopo la procedura, gli animali che presentano sintomi di sofferenza neurologica (girare la testa e tirare da un lato, comportamento circolare, rotolare, colpire, perdita della funzione motoria) devono essere immediatamente eutanasiati.

Risultati

Confronto tra l'iniezione dell'arteria carotide comune con o senza legatura esterna dell'arteria carotide
Quando le cellule tumorali sono state iniettate attraverso l'arteria carotide comune senza prima legare l'arteria carotide esterna²⁴, i tumori facciali sono stati trovati nel 77,8% dei topi trapiantati (n = 7/9 animali). Un esempio di tumore facciale è illustrato nella Figura supplementare 3. Il metodo descritto in questo protocollo previ...

Discussione

Le metastasi cerebrali sono un processo complesso di cellule tumorali che si diffondono dal loro sito primario al cervello. Sono disponibili diversi modelli animali che rispecchiano alcune fasi di questo processo a più fasi e ci sono considerazioni fisiologiche e pratiche per la progettazione di studi preclinici sulle metastasi^41,42. La maggior parte degli studi pubblicati che studiano l'uso della nanomedicina per il trattamento delle metastasi cerebrali hanno u...

Materiali

Name	Company	Catalog Number	Comments
100µm cell strainer	Corning	CLS431752
30G Microlance needle	BD	23748
31G Ultra-Fine II insulin syringe	BD	326103
Angled forceps	Proscitech	T67A-SS	Fine pointed, angled without serrations, 18mm tip, length 128 mm
Animal heat mat
Antibiotic and antimycotic	ThermoFisher Scientific	15240062
Autoclave bags
BT-474 (HTB-20) breast cancer cell line	ATCC	HTB-20
Buprenorphine (TEMGESIC)
Countess cell counter	ThermoFisher Scientific	C10227
Diet-76A	ClearH2O	72-07-5022
Dissection microscope
Ear puncher
Electric clippers
Fine angled forceps	Proscitech	DEF11063-07	Angled 45°, Tip smooth, Tip width: 0.4 mm, Tip dimension: 0.4 x 0.3 mm, length 9cm
Fine tubing for cannula, Tubing OD (in) 1/32, Tubing ID (in) 1/100in	Cole Parmer	EW-06419-00
Foetal bovine serum	ThermoFisher Scientific	26140079
Hank's Balanced Salt Solution without calcium and magnesium	ThermoFisher Scientific	14170120
Hydrogel	ClearH2O	70-01-5022
Isoflurane
Kimwipes Low lint disposable wipers	Kimberly Clark- Kimwipes	Z188964
Mashed mouse chow
Meloxicam (METACAM)
Nose cone			Fashioned out of a microfuge tube
PAA ocular lubricant (Carbomer 2mg/g)	Bausch and lomb
Povidone-iodine solution	Betadine	2505692
PPE (glove, mask, gown, hairnet)
Retractors	Kent Scientific	SURGI-5001
RPMI 1640 Media	ThermoFisher Scientific	11875093
Silk suture 13mm 5-0, P3, 45cm	Ethicon	JJ-640G
Sterile normal saline	ThermoFisher Scientific	TM4469
Sticky tape
Surgical board			A chopping board wrapped with autoclavable bag.
Surgical scissors	Proscitech	T104	Tip Dimensions (LxD): 38x7mm, Length 115mm
Suture forcep/ Curved Brophy forceps	Proscitech	T113C	Curved, Rounded narrow 2 mm tip, with serrations, length 165 mm
Suture needle holder (Olsen Hegar needle holder)	Proscitech	TC1322-180	length 190 mm, ratchet clamp
Syringe driver with foot pedal/ UMP3 Ultra micro pump	World Precision Instruments	UMP3-3
T75 tissue culture flask	ThermoFisher Scientific	156499
Thread
Trigene II surface disinfectant	Ceva
Trypan Blue and Cell Counting Chamber Slides	ThermoFisher Scientific	C10228
TrypLE Express dissociating medium	ThermoFisher Scientific	12605010